Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
Asthme allergique dans le modèle souris : Etude des mécanismes d’activation et évaluation de molécules à visée thérapeutique
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
Ce projet est la suite d’un précédent projet qui vise à étudier les mécanismes qui participent à la mise en place de la réponse immunitaire pulmonaire en réponse à des allergènes et causant l'asthme allergique sur des modèles murins. L’objectif est d’étudier le rôle des acteurs immunologiques qui participent à la réponse inflammatoire pulmonaire suite à une exposition à un allergène et qui peuvent conduire au développement de pathologies irréversibles comme l'asthme allergique et la difficulté respiratoire et de tester des composés à visée thérapeutique. L'asthme allergique est une maladie complexe caractérisée par une inflammation des voies respiratoires, une obstruction variable du flux d'air et une hyperréactivité bronchique, souvent influencée par des facteurs génétiques, environnementaux et immunologiques. Il se manifeste à travers des crises durant lesquelles il existe une gêne respiratoire (dyspnée) et des sifflements liés à une inflammation chronique associée à des perturbations locales du tissu respiratoire. Selon l’OMS, d’ici 2050, une personne sur deux dans le monde sera allergique, contre trois sur dix aujourd’hui. L’asthme allergique touche environ 300 millions d’individus dans le monde dont 4 millions de personnes en France et est associé à plus de 60 000 hospitalisations et près de 900 décès par an. A ce jour, aucun médicament ne permet d’en guérir d’où la nécessité de continuer à étudier les mécanismes moléculaires impliqués. L’objectif est d’étudier le rôle des cellules, cytokines, récepteurs ou voies de signalisation impliqués dans la réponse immunitaire de l'hôte afin de participer à l’amélioration de nos connaissances et développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Dans un second temps, une fois que des cibles thérapeutiques auront été identifiées, nous testerons ces composés à visée thérapeutique pour voir l’évolution sur la pathologie.
Bénéfices attendus
Ce projet s’inscrit dans la continuité d’un précédent projet autorisé dont les résultats ont donné lieu à 4 publications scientifiques. Nous avons pu montrer l’implication de certaines voies de signalisation dans la réponse inflammatoire pulmonaire suite à l’exposition aux allergènes. Nous avons également pu montrer le rôle des voies d’activation des récepteurs d’acides nucléiques cGAS-STING suggérant une nouvelle approche pour identifier des cibles thérapeutiques. L’utilisation des souris déficientes en certains gènes a permis de valider la contribution des gènes correspondants et donc des voies de signalisation ou cytokines impliquées dans ces mécanismes pathologiques. Nous poursuivons nos investigations pour tester l’implication de ces voies en utilisant des agonistes et inhibiteurs de ces voies de signalisation et des voies annexes qui ont pu être identifiées grâce à nos travaux. Une fois validées, ces molécules représentent des cibles thérapeutiques potentielles dont la pertinence sera vérifiée par l’utilisation d’inhibiteurs spécifiques. Ces travaux feront l’objet de publications scientifiques.
Procédures
Un prélèvement sanguin unique sous anesthésie gazeuse sur tous les animaux utilisés dans la partie A et B du projet pourra être effectué. Les administrations d’allergène se feront par voie intranasale, intratrachéale, sous anesthésie ou par voie sous-cutanée ou intrapéritonéale. 3 administrations maximales/semaine espacées de 24 h pour les procédures 4 à 6 auront lieu. Les administrations de « candidat médicament » pourront se faire par voie intranasale/intratrachéale, intrapéritonéale, sous-cutanée, sublinguale ou intragastrique. Le traitement pourra commencer jusqu’à 1 semaine avant l’administration d'allergènes ou au moins 1h après induction et se prolonger pendant toute la durée de l’expérience pour assurer un effet optimal. A noter que certains traitements (notamment ceux administrés par voie intragastrique) pourront être réalisés 2x par jour durant toute la période d’expérimentation, soit au maximum 50 administrations par animal. Les administrations sont de courte durée maximum 2min/souris.
Impact sur les animaux
Ce modèle induit des douleurs inflammatoires chez l'animal liées au développement de la pathologie. La douleur pourra générer une perte de poids. L’administration de traitement par injections répétées pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. La contention de l'animal ainsi que la piqûre de l'aiguille pour l'injection des traitements entraînent une douleur légère, de courte durée (quelques secondes) et du stress. Pour les traitements en intragastrique, aucune douleur n'est attendue mis à part un léger stress (quelques secondes) lié à la contention des animaux. Les effets secondaires liés aux molécules à visée thérapeutique ne sont pas attendus. Certaines lignées utilisées sont immunodéficientes, cependant, les phénotypes ne s’expriment pas dans nos conditions d’élevage en portoir ventilé.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort afin d'effectuer des prélèvements qui permettront d’analyser différents paramètres immunologiques et histologiques nécessaires à l'évaluation des mécanismes de l'asthme allergique et l’analyse de l’effet des différentes molécules et thérapies testées.
Remplacement
Nous menons des études in vitro sur des cellules épithéliales et immunitaires murines qui nous permettent d’évaluer la toxicité des molécules utilisées. Nous évaluons l’efficacité potentielle de ces molécules en mesurant la sécrétion de molécules de l’inflammation (cytokine pro-inflammatoire par exemple). Bien que nous conduisons en parallèle ces études in vitro, l’inflammation et l’asthme allergique sont des pathologies globales qui ne peuvent être étudiées de façon complète que sur des animaux entiers avec leur physiologie et les différents échanges inter-organes. Le modèle animal reste indispensable afin d’examiner la réponse de l’organisme dans son ensemble. Aucun modèle expérimental in vitro n’est à même de remplacer l’animal entier pour étudier la réponse et les inter-relations entre les différents acteurs cellulaires et moléculaires des réponses immunitaires innées et acquises. C’est le seul moyen d’analyser les interactions entre les différents types cellulaires au niveau du poumon et d’examiner la pathologie au niveau histologique, aspects qui ne peuvent pas être développés in vitro ou in silico.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure de mettre en évidence des résultats statistiquement pertinents et reproductibles, sur les paramètres étudiés. Il ressort ainsi que 10 animaux maximum /groupe seront nécessaires. Ce nombre d'animaux par groupe permet de réduire la répétition des expériences car les résultats sont moins variables. Nous optimisons chaque expérience en termes de prélèvements effectués et de paramètres mesurés.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement pour s’assurer de leur bien-être et pour détecter la douleur au moment de l’expérimentation. De plus, si des animaux présentent des signes de souffrance au cours de l'étude, un analgésique sera administré et des croquettes humides seront ajoutés dans les cages. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués. Dans le cas d'une analyse de la capacité pulmonaire, la pléthysmographie sera effectuée sous anesthésie générale avec administration d'un analgésique et anesthésique local. La température corporelle sera maintenue constante entre 37 et 38°C par un tapis chauffant.
Choix des espèces
Le choix de la souris pour la réalisation des expériences envisagées se justifie scientifiquement : -La souris est un mammifère qui présente une architecture anatomique et fonctionnelle comparable à l’espèce humaine. -La souris est l’un des seuls modèles de mammifères permettant de telles modifications génétiques de précision cellulaire. -La souris reste l’animal modèle de référence dans la communauté scientifique pour étudier expérimentalement les mécanismes immunitaires pulmonaires. En particulier, des modèles de maladies pulmonaires chez la souris ont été développés dans différents laboratoires dont le nôtre depuis plusieurs années, ce qui nous permet de maitriser ces modèles.
Etude du r?le de m?tabolites de la flore microbienne intestinale dans le traitement de l’ob?sit? du diab?te et de l’asthme chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
Ce projet vise ? mieux comprendre comment les bact?ries pr?sentes dans l?intestin influencent certaines maladies chroniques fr?quentes, comme l?ob?sit?, le diab?te de type 2 et l?asthme. Ces maladies sont souvent li?es entre elles et partagent des m?canismes communs, notamment une inflammation persistante de l?organisme et un d?s?quilibre du microbiote intestinal (ensemble des bact?ries vivant dans l?intestin). Certaines bact?ries intestinales produisent naturellement des substances appel?es m?tabolites, qui peuvent avoir des effets b?n?fiques sur la sant?. L?un de ces m?tabolite, est produit uniquement par la flore intestinale, mais son r?le exact dans ces maladies reste encore mal connu. L?objectif de ce projet est d??tudier comment ce m?tabolite d'int?r?t et les bact?ries le produisant, influence le m?tabolisme du glucose et des lipides, ainsi que l?inflammation des voies respiratoires. Pour cela, nous utiliserons des mod?les de souris pr?sentant des caract?ristiques proches de celles observ?es chez l?Homme dans l?ob?sit?, le diab?te et l?asthme. Les effets de ce m?tabolite seront ?tudi?s sur le contr?le de la glyc?mie, la prise de poids, l?accumulation des graisses au niveau du foie et l?inflammation des poumons. Ce projet, men? sur cinq ans, respectera strictement les r?gles ?thiques et le bien-?tre animal. Les r?sultats attendus pourraient contribuer au d?veloppement de nouvelles approches pr?ventives ou th?rapeutiques bas?es sur le microbiote intestinal.
Bénéfices attendus
Ce projet de recherche ouvre des perspectives prometteuses pour le d?veloppement de nouvelles strat?gies th?rapeutiques chez l?Homme fond?es sur des produits probiotiques. L?enrichissement cibl? en bact?ries productrices de m?tabolites b?n?fiques, comme le 4-cr?sol, pourrait non seulement am?liorer l?hom?ostasie glucidique et lipidique, mais aussi att?nuer l?inflammation syst?mique impliqu?e dans l?ob?sit?, le diab?te de type 2 et l?asthme allergique. Le brevet sur lequel ce projet se fonde (Compounds for the prevention and treatment of glucose intolerance related conditions and obesity. Patent Ref. EP 17306326.4 -1466, filed 4 October 2017), et les essais cliniques en cours pour ?valuer l?efficacit? de produits probiotiques, en particulier pour le traitement de la maladie de Crohn, illustrent l?importance des applications th?rapeutiques potentielles des r?sultats des proc?dures exp?rimentales. Les m?canismes sous-jacents, impliquant des interactions complexes entre le microbiote, l'h?te et son environnement, font l'objet de recherches intensives. Bien que des d?fis persistent concernant la s?lection des souches, le dosage ou la variabilit? interindividuelle, ce projet pourrait contribuer ? l??mergence de th?rapies probiotiques de nouvelle g?n?ration en compl?ment ou en alternative aux traitements actuels.
Procédures
Proc?dure 1 Les animaux sont soumis ? des interventions non chirurgicales, r?alis?es chez des animaux vigiles ou sous anesth?sie l?g?re. Ils re?oivent un traitement antibiotique dans l?eau de boisson pendant 11 jours, suivi d?un enrichissement de la flore intestinale par inoculation de bact?ries non pathog?nes, comprenant un gavage oral trois fois par semaine chez l?animal vigile (contention < 30 s) et une inoculation rectale une fois par semaine sous anesth?sie l?g?re ? l?isoflurane. Le poids et la glyc?mie sont mesur?s une fois/semaine ? partir d?une goutte de sang pr?lev?e ? la queue. Un premier test de tol?rance au glucose par voie intrap?riton?ale (IPGTT, dur?e ? 2 h) est r?alis? ? J15, avec 6 pr?l?vements glyc?miques (< 3 ?l) aux temps 0, 15, 30, 60, 90 et 120 minutes, et 4 pr?l?vements sanguins suppl?mentaires (10?15 ?l) aux temps 0, 15, 30 et 90 minutes pour le dosage de l?insuline. Un second IPGTT est r?alis? deux mois apr?s le d?but des inoculations. Un test de tol?rance au pyruvate (PTT, ? 2 h) est r?alis? ? J30 avec 7 pr?l?vements glyc?miques (0, 15, 30, 45, 60, 90, 120 min). Un test de tol?rance ? l?insuline (ITT, ? 2 h) est r?alis? ? J45 avec 7 pr?l?vements glyc?miques selon le m?me sch?ma temporel. Proc?dure 2 Les animaux subissent une proc?dure chirurgicale unique correspondant ? l?implantation sous-cutan?e dorsale d?une minipompe osmotique, r?alis?e sous anesth?sie ? l?isoflurane et analg?sie pr?ventive. Cette intervention de courte dur?e (? 10 min) permet une perfusion continue de solution saline ou de 4-cr?sol pendant 6 semaines. Deux semaines apr?s l?implantation, les animaux sont soumis ? 4 administrations intranasales d?extraits d?acariens ou de solution saline (J0, J11, J12, J13), r?alis?es chez des animaux vigiles et de tr?s courte dur?e (< 1 min). Proc?dure 3 Les animaux sont soumis ? des interventions non chirurgicales. Ils re?oivent un traitement antibiotique pendant 11 jours, suivi d?un enrichissement de la flore intestinale par gavage oral r?p?t? trois fois par semaine chez l?animal vigile et une inoculation rectale hebdomadaire sous anesth?sie l?g?re ? l?isoflurane. Un suivi clinique hebdomadaire (poids, glyc?mie) est r?alis?. Les animaux sont ?galement soumis ? 4 administrations intranasales d?extraits d?acariens ou de solution saline (J0, J11, J12, J13), chacune de courte dur?e et sans proc?dure chirurgicale.
Impact sur les animaux
Compte tenu de notre exp?rience dans les proc?dures mises en ?uvre dans ce projet, toutes optimis?es et publi?es, nous ne pr?voyons pas de nuisances ou d?effets ind?sirables conduisant ? une mise ? mort anticip?e. Induction de l?ob?sit? et du diab?te par r?gime HFD (Proc?dure?1) : l?ob?sit? induite reste mod?r?e et n?entrave ni les mouvements ni l?acc?s ? la nourriture ; les troubles associ?s correspondent ? une nuisance l?g?re. Enrichissement de la flore par des bact?ries productrices de 4?cr?sol (Proc?dures?1&3) : l?inoculation par gavage, n?cessitant une contention br?ve (10?% avec diarrh?e, une injection sous-cutan?e de s?rum physiologique est r?alis?e. Tests de tol?rance au glucose et ? l?insuline (Proc?dure?1) : les volumes sanguins pr?lev?s sont minimes et espac?s d?une semaine. La micro-coupure distale de la queue induit une douleur mod?r?e ? cicatrisation rapide (nuisance mod?r?e). Administration chronique de 4?cr?sol par minipompes osmotiques (Proc?dure?2) : l?implantation sous?cutan?e dorsale est r?alis?e sous analg?sie par bupr?norphine (0,03?mg/ml, vol. = poids ??6, i.p.) et 30 min plus tard sous isoflurane 3,5?% induction, 1,5?% maintien. Cette proc?dure induit une nuisance mod?r?e avec douleur postop?ratoire transitoire, soulag?e par m?loxicam (5 mg/kg). Les minipompes implant?es pendant 6?semaines sont bien tol?r?es, sans rejet ni infection, et n?entravent ni les mouvements ni l?acc?s ? la nourriture (Brial et al., Cell Reports?2020 ; Gut?2021). Induction de l?asthme par administration intranasale d?extrait d?acariens (HDM) (Proc?dures?2&3) : l?administration intranasale est peu invasive et induit une nuisance l?g?re et transitoire. Les administrations aux jours 0, 11, 12 et 13 (Wypych et al., Nature Immunology, 2021) conduisent ? l?installation progressive d?un mod?le d?asthme allergique exp?rimental avec inflammation des voies a?riennes, sans crise aigu? imm?diate, correspondant ? une nuisance mod?r?e. Les animaux peuvent pr?senter une respiration l?g?rement plus rapide ou superficielle mais conservent activit? normale et acc?s ? nourriture et eau. Une surveillance quotidienne (respiration, activit?, poids) est r?alis?e, et toute aggravation s?v?re, notamment perte de poids >15?%, entra?nera une mise ? mort anticip?e.
Devenir
Les 688 animaux de la proc?dure seront euthanasi?s ? la fin de la proc?dure.
Remplacement
Le contr?le du m?tabolisme fait intervenir de nombreux organes (foie, intestin, cerveau, muscles, tissus adipeux) qui communiquent entre eux, avec la contribution de produits du microbiote intestinal, en permanence pour informer l'organisme des besoins ?nerg?tiques et contr?ler les flux ?nerg?tiques en fonction des besoins. Il est tr?s difficile de mimer in vitro toutes ces interactions et c'est pour cela que l'utilisation des mod?les animaux vivants est encore n?cessaire.
Réduction
Pour r?duire le nombre d'animaux, nous avons effectu? un travail en amont qui nous a permis d'identifier les bact?ries, non virulentes et qui peuvent cro?tre dans des conditions compatibles ? la souris, gr?ce ? des analyses in vitro et in silico. Ainsi cette s?lection, effectu?e en partenariat avec l'?quipe de microbiologie, a abouti ? ne retenir que les bact?ries candidates les plus fiables et ce sont elles qui seront test?es in vivo, r?duisant ainsi le nombre d'animaux n?cessaires ? l'?tude. Les ?chantillons pr?lev?s chez chaque animal permettront de g?n?rer un grand nombre d?informations sur des marqueurs mol?culaires. De plus, nous avons estim? la taille des ?chantillons (n=8) permettant une analyse statistique efficace gr?ce aux donn?es de la litt?rature.
Raffinement
Les animaux feront l?objet d?une observation quotidienne durant les phases d?induction exp?rimentale, notamment lors de l?induction de l?asthme allergique. Un suivi du poids corporel sera ensuite r?alis? trois fois par semaine afin de d?tecter pr?cocement tout signe de mal-?tre ou de d?tresse respiratoire. Toute souris atteignant un point limite pr?d?fini, notamment une perte de poids sup?rieure ? 15 % ou des signes respiratoires s?v?res, sera imm?diatement euthanasi?e conform?ment aux proc?dures en vigueur. Afin de r?duire le stress et l?inconfort, l?enrichissement de la flore intestinale par voie rectale sera r?alis? sous anesth?sie l?g?re apr?s induction ? l?isoflurane. Les sondes utilis?es seront souples et de diam?tre adapt? ? la taille de l?animal afin d??viter toute l?sion. L?inoculation par voie orale sera r?alis?e chez l?animal vigile, cette m?thode ?tant mieux tol?r?e et ne n?cessitant qu?une contention de courte dur?e. Lors des tests de tol?rance au glucose, le volume de sang pr?lev? sera strictement limit? au minimum n?cessaire au dosage de l?insuline (5 ?l de plasma), afin de r?duire la contrainte li?e aux pr?l?vements r?p?t?s. Apr?s l?implantation des minipompes osmotiques, les animaux seront surveill?s attentivement et une analg?sie appropri?e (m?loxicam (5 mg/kg)) toutes les 12h pendant 2 jours sera syst?matiquement mise en place pour pr?venir la douleur postop?ratoire. Enfin, les animaux seront pr?alablement habitu?s ? la contention et au gavage avant le d?but des inoculations, afin de limiter le stress li? aux manipulations r?p?t?es.
Choix des espèces
Les mod?les murins pr?sentent de fortes homologies physiologiques et immunologiques avec l?Homme et constituent des outils indispensables pour ?tudier les m?canismes de r?gulation de l?hom?ostasie ?nerg?tique, incluant les m?tabolismes glucidique, lipidique et inflammatoire. La majorit? des lign?es isog?niques de souris d?veloppent une prise de poids, une hyperglyc?mie et une st?atose h?patique en r?ponse ? un r?gime riche en graisses, reproduisant des caract?ristiques cl?s de l?ob?sit? et du diab?te de type 2 humains. Les voies mol?culaires impliqu?es dans ces pathologies sont largement conserv?es entre la souris et l?Homme. La souris est ?galement le mod?le de r?f?rence pour l??tude de l?asthme allergique. L?exposition intranasale ? des allerg?nes tels que les extraits d?acariens permet de reproduire les principales caract?ristiques de l?asthme humain, notamment l?inflammation des voies a?riennes, le recrutement de cellules immunitaires et les r?ponses de type 2. Les m?canismes immunopathologiques sous-jacents sont fortement conserv?s, justifiant l?utilisation de ce mod?le. Nous utiliserons des souris C57BL/6J ?g?es de 2 ? 6 mois. Cet ?ge a ?t? choisi pour plusieurs raisons. Tout d'abord, ? cet ?ge, le microbiote intestinal est relativement stable, ce qui permet de minimiser les variations interindividuelles et de mieux contr?ler les effets de la manipulation exp?rimentale. De plus, les souris ont atteint leur maturit? physiologique, ce qui est essentiel pour ?tudier les m?canismes sous-jacents ? la question scientifique. Enfin, cet ?ge a ?t? largement utilis? au laboratoire dans des ?tudes pr?c?dentes sur le m?me mod?le, en particulier dans des protocoles de perfusion de 4-cresol avec des minipompes osmotiques (Brial et al. Cell Reports 2021), ce qui peut r?duire le nombre de souris en retirant le besoin d?exp?riences exploratoires, et facilite la comparaison de nos r?sultats avec la litt?rature existante.
Évaluation Préclinique d’une Thérapie Anti-Asthme chez la Souris
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Objectifs
L'asthme est une maladie respiratoire chronique fréquente, touchant des millions de personnes dans le monde et en France. L'Organisation Mondiale de la Santé (OMS) estimait à environ 262 millions le nombre de personnes atteintes dans le monde en 2019, avec environ 455 000 décès liés à l'asthme cette année-là. En France, l'asthme toucherait environ 4 millions de personnes. Il est très fréquent chez les enfants, touchant entre 6 à 10 % des enfants en âge scolaire (voire 15 % pour les 13-14 ans selon certaines études). La prévalence chez les adultes est souvent estimée autour de 5 à 7 %. Le traitement de l'asthme vise principalement à contrôler la maladie sur le long terme (traitement de fond) pour prévenir les crises, et à traiter les crises quand elles surviennent. Les traitements médicamenteux sont généralement administrés par inhalation pour une action directe sur les bronches. Il existe un besoin pressant de nouveaux traitements et d'une meilleure élucidation des mécanismes moléculaires de l'asthme, en particulier pour les formes sévères et difficiles à contrôler (environ 5% des patients). Ce projet a pour objectif de tester l'efficacité de nouvelles molécules anti-asthme, et de définir les premières fenêtres thérapeutiques.
Bénéfices attendus
L'utilisation de ce modèle d'asthme permettra d'étudier la maladie in vivo de manière contrôlée. À court terme, il permettra la caractérisation in vivo des mécanismes de l'inflammation et l'évaluation préliminaire de nouvelles cibles moléculaires. À moyen terme, ce modèle contribuera au développement préclinique des thérapies ciblées. Enfin, à long terme, il rendra possible la découverte de nouveaux traitements potentiels, y compris pour l'asthme sévère, faisant progresser la prise en charge clinique.
Procédures
Tous les animaux expérimenteront 2 administrations d'agent sensibilisateur d'asthme (animaux vigiles). Pour l'induction de l'asthme les animaux seront traités 3 jours consécutifs sous anesthésie gazeuse. Le candidat médicament sera administré au maximum une fois par jour pendant 3 jours consécutifs. Un prélèvement sanguin par semaine, sur animaux anesthésiés pendant 2 semaines consécutives pourra être réalisé.
Impact sur les animaux
La nuisance dans ce modèle est directement liée à l'induction des symptômes de l'asthme et aux procédures expérimentales. Cela peut causer des difficultés respiratoires, une toux, et un inconfort général pour la souris. Les traitements administrés par différentes voies peuvent également causer de l'inconfort ou de la douleur. Les injections peuvent être douloureuses au point d'injection, et le gavage peut être stressant. La perte de poids est un indicateur clé de la dégradation de l'état de santé de l'animal et est une nuisance en soi, reflétant la maladie et le stress métabolique. Les prélèvements sanguins hebdomadaires, même sous anesthésie, sont invasifs.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure afin de réaliser des prélèvements de sang et d'organes à des fins analytiques, avec pour objectif de quantifier les effets protecteurs des molécules administrées pendant l'étude.
Remplacement
Pour étudier l'asthme, des méthodes alternatives comme les cultures cellulaires et les organoïdes permettent de simuler l'inflammation et de tester des traitements sans recours animal. Bien qu'efficaces pour le criblage moléculaire, ces modèles in vitro ne peuvent pas encore reproduire la complexité des interactions nerveuses et cardiovasculaires, ni l'hyperréactivité bronchique d'un organisme entier.
Réduction
La réduction du nombre d’animaux sera mise en oeuvre par l’estimation du nombre minimal d’animaux permettant de garantir l’interprétabilité des résultats, par un calcul de puissance statistique. Étant donné la variabilité inhérente aux modèles animaux d'asthme, les études décrites dans la littérature utilisent entre 5 et 10 souris par groupe pour les critères d'évaluation. Nous choisissons d’inclure 8 animaux par groupe.
Raffinement
La fréquence de surveillance des animaux est essentielle pour garantir leur bien-être. Les signes de détérioration de l’état de santé, tels que perte de poids, modifications de la mobilité, ou respiration laborieuse, sont particulièrement surveillés, et quantifiés selon une grille de scoring qui comprend aussi les critères d'arrêt. Si des signes de stress apparaissent, nous ajusterons l'environnement pour améliorer le bien-être des souris et notamment stimuler leurs sens et leurs comportements naturels. Nous augmenterons l’enrichissement physique par l’apport de cachettes (boîtes, tunnels) et de matériaux pour la construction de nids (papier déchiqueté, fibres) ainsi que l’enrichissement sensoriel par la modification régulière de la disposition de leur cage et des éléments à l’intérieur de la cage pour offrir de la nouveauté. L'introduction de nouveaux enrichissements se fera progressivement pour éviter un stress supplémentaire. Des critères d'arrêt stricts sont définis pour éviter la souffrance excessive des animaux et conduiront à l’interruption immédiate de l’expérience. L’objectif est de garantir que l’état de l’animal est constamment suivi et que des soins vétérinaires sont fournis dès que nécessaire. La prévention du stress est intégrée au protocole expérimental par l'utilisation d'une anesthésie gazeuse et administration d'analgésique au préalable des gestes douloureux à chaque fois que cela sera nécessaire.
Choix des espèces
Nous utiliserons un modèle souris car : (i) la souris est aujourd'hui un modèle animal largement utilisé par la communauté scientifique internationale pour l'étude de l'asthme (ii) elles permettent de reproduire les caractéristiques physiopathologiques clés de l'asthme humain : Bien qu'imparfaits, ces modèles récapitulent les principaux signes de l'asthme allergique chez l'homme, notamment l'inflammation des voies aériennes médiée par les lymphocytes T auxiliaires de type 2, l'accumulation d'éosinophiles dans les poumons, et l'hyperréactivité bronchique, permettant ainsi d'étudier les mécanismes fondamentaux de la maladie. (iii) Il existe de nombreux outils génétiques, lignées transgéniques ou "humanisées" et réactifs spécifiques Les souris seront utilisées lorsqu'elles sont âgées de 6 à 10 semaines pour des raisons liées à la physiologie et aux objectifs de l'étude : 1. A cet âge, les souris ont atteint une maturité immunologique suffisante pour que leur système immunitaire réagisse de manière robuste et reproductible à la sensibilisation par l'allergène. Les souris trop jeunes peuvent avoir une réponse immunitaire encore en développement et donc plus variable. 2. Les procédures invasives comme les lavages broncho-alvéolaires sont plus faciles à réaliser sur des animaux dont la taille et le poids sont suffisants.
Asthme allergique : évaluation de l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
L’asthme allergique est un type d’asthme qui est déclenché ou aggravé par des allergies. L’exposition à des allergènes, comme le pollen, les squames d'animaux, les moisissures, ou à des irritants peut augmenter les symptômes et provoquer une crise d’asthme chez les personnes souffrant d’asthme allergique. 300 millions de personnes sont atteintes d’asthme allergique à travers le monde et 80 % des asthmes sont d’origine allergique. L’asthme touche environ 4 millions de personnes en France et est associé à plus de 60 000 hospitalisations et à près de 900 décès par an. L’asthme est un syndrome inflammatoire chronique de la muqueuse bronchique dans lequel de nombreuses cellules jouent un rôle dans un processus en cascade. Chez des individus prédisposés, cette inflammation cause des épisodes récurrents de sifflements, essoufflements (dyspnée), oppression thoracique et toux, particulièrement la nuit et/ou au petit matin. Ces symptômes accompagnent habituellement une limitation du flux aérien qui est, au moins en partie, réversible (soit spontanément, soit par action thérapeutique). L’inflammation est également la cause associée d’une augmentation de la réactivité des voies aériennes à une diversité de stimuli. L’asthme ne se guérit pas, il persiste toute la vie même si des phases de rémission peuvent durer plusieurs années. Pour limiter les crises, il est fondamental d’éliminer les facteurs déclenchants de son environnement. Chez les patients atteints d’asthme modéré à sévère, le contrôle de la maladie repose sur un traitement de fond (corticostéroïdes inhalés ou des anti-leucotriènes qui peuvent être associés à un ou deux bronchodilatateurs de longue durée d’action) à prendre quotidiennement et un traitement de crise (bronchodilatateurs d’action rapide parfois associés à des corticostéroïdes inhalés, qui permettent quant à eux de limiter l’intensité des symptômes). En cas d’asthme léger, un traitement de crise peut être prescrit seul. Ce projet est un renouvellement, qui vise à étudier de nouveaux traitements contre le remodelage pulmonaire responsable des symptômes de la maladie dans un modèle d’asthme allergique induit par administration d’acariens (HDM : House Dust Mite), ovalbumine (OVA), papaïne (protéase à cystéine fragilisant la barrière épithéliale) ou de pollen de bouleau (BPE : Birch Pollen Extract) chez la souris.
Bénéfices attendus
Ces dernières années, des innovations thérapeutiques majeures ont été réalisées grâce à la compréhension des mécanismes biologiques de l’asthme allergique, et cinq médicaments de thérapie ciblée sont aujourd’hui commercialisés. Ils permettent d’améliorer la prise en charge des patients les plus sévèrement atteints, non contrôlés par les traitements conventionnels. Cependant, les traitements actuels ne font que contrôler les manifestations de l’asthme : ils ne permettent pas de le guérir. Pour cela, le processus de remodelage bronchique devrait être inversé afin que le tissu des bronches revienne à la normale. Les investigations actuelles visent donc à identifier les différentes voies biologiques à l’origine du remodelage, pour pouvoir ensuite proposer des traitements ciblés. Le but est ici d'étudier ces pistes thérapeutiques. Dans notre projet précédent, nous avons pu identifier 12 molécules qui ont eu un effet bénéfique sur les animaux traités à savoir une diminution de l’inflammation et/ou une amélioration de la fonction pulmonaire. Nous espérons dans ce nouveau projet pouvoir identifier de nouvelles molécules prometteuses.
Procédures
Prélèvements de sang : maximum 12 prélèvements (1 fois par semaine maximum, 30 secondes/souris) sur animaux vigiles et un prélèvement de sang en terminal sous anesthésie gazeuse (30 secondes/souris). Administrations de composés + allergènes : maximum 162 administrations (2x/semaine à 2x/jour selon la voie d’administration; 30 secondes/souris).
Impact sur les animaux
Ce modèle induit des douleurs inflammatoires à l'animal liées au développement de la pathologie. La douleur pourra générer une perte de poids. L’administration de traitement par injections répétées (1 à 2x /j pour les sous-cutanés, ou 2x/semaine pour les i.v.) pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. La contention de l'animal ainsi que la piqure de l'aiguille pour l'injection des traitements entraînent une douleur légère, de courte durée (quelques secondes). Pour les traitements en gavage (1 à 2x /j), aucune douleur n'est attendue mis à part un léger stress (quelques secondes) lié à la contention des animaux. Le produit injecté va permettre, selon l’efficacité des molécules, de réduire la maladie (douleurs inflammatoires). Sur les études réalisées lors de la DAP précédente, 98.7% de animaux étaient en gravité réelle légère, 0.7% en gravité modéré et 0.6% en sévère.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort afin d'effectuer des prélèvements qui permettront d’analyser différents paramètres immunologiques et histologiques.
Remplacement
Nous proposons dans ce projet de mettre en place un modèle d’asthme allergique chez la souris afin de pouvoir tester in vivo l’efficacité de nouvelles thérapies dans le cadre d’une monothérapie ou d’une combinaison thérapeutique. Ces nouvelles thérapies sont en premier lieu testées et validées sur des lignées cellulaires afin de sélectionner les doses à appliquer in vivo pour l'étude d'efficacité. Cependant, les méthodes substitutives à l’expérimentation animale ne peuvent être utilisées ici puisque nous testons des molécules candidat médicament, tests nécessaires avant l’initiation d’une phase clinique. Aucun modèle expérimental in vitro ou aucune modélisation informatique n’est à même de remplacer l’animal entier pour étudier l’efficacité de molécules thérapeutiques et les interactions entre les différents acteurs cellulaires et moléculaires des réponses inflammatoires. Nos clients s'engagent à ce que la toxicité des composés ainsi que du véhicule fourni soit validée in vitro sur des modèles pertinents avant leur passage en étude in vivo. Ils s’engagent également à recourir au modèle animal car il n’existe pas à leur connaissance d’autre modèle à même d’évaluer l’efficacité de leur molécule.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé sera réduit au minimum nécessaire (10 souris/groupe) pour obtenir des résultats pertinents, reproductibles et statistiquement significatifs évitant ainsi de refaire plusieurs fois les mêmes expérimentations. Les tests statistiques utilisés permettront de comparer 2 groupes indépendants entre eux en prenant en compte 1 variable ou comparer 2 groupes indépendants entre eux en prenant en compte 2 variables.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement pour s’assurer de leur bien-être et pour détecter la douleur au moment de l’expérimentation. De plus, si des animaux présentent des signes de souffrance au cours de l'étude, un analgésique sera administré et des croquettes humides seront ajoutés dans les cages. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués. Dans le cas d'une analyse de la capacité pulmonaire, la pléthysmographie sera effectuée sous anesthésie générale avec administration d'un analgésique et anesthésique local. La température corporelle sera maintenue constante entre 37 et 38°C par un tapis chauffant. Dans la précédente DAP clôturée, 0.7% d’animaux ont été en gravité modéré et 0.6% en sévère sur la totalité des études réalisées. Nous avons choisi ici de raffiner la grille de scoring en ajoutant de la buprénorphine (en plus de l’ajout de croquettes humides dans la cage) dès qu’un animal se situera en surveillance renforcée. Les souris seront hébergées dans des cages en portoir ventilé enrichies avec des enrichissements que nous ferons varier au cours de l’étude : cylindres de coton, des frisures kraft ainsi que des dômes/tunnels et objet de rongeage en bois dès leur arrivée. Cela permettra de stimuler l’activité naturelle, diminuer le stress de l’animal et faciliter la thermorégulation de l’animal.
Choix des espèces
Le choix de la souris pour la réalisation des expériences envisagées se justifie par des raisons d’ordre scientifiques, pratiques et éthiques : - Nos modèles d'études ont été développés sur les souches de souris dont les génomes possèdent 99% de similitude avec le génome humain, et ne présentent aucun gène manquant ou supplémentaire pouvant modifier l’intensité de la réponse immunitaire attendue. - La souris est un animal pour lequel les outils génétiques, les anticorps spécifiques permettent la caractérisation des réponses immunitaires au niveau cellulaire/moléculaire sont les plus développés. - Le modèle d’asthme allergique est très bien décrit dans la littérature chez la souris et mis en place depuis plusieurs années au laboratoire. Les animaux sont utilisés au stade adulte (7 semaines minimum) afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé et dont le système immunitaire est mature
Etude du remodelage du muscle bronchique dans un modèle d’asthme pédiatrique chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Objectifs
La mise en place du remodelage du muscle lisse bronchique (MLB) dans l’asthme pédiatrique sont méconnus. Pourtant, l’augmentation de la taille du MLB chez les enfants asthmatiques est associé à la sévérité de la maladie. Nos travaux, réalisés in vitro à partir de cellules MLB de patients enfants asthmatiques, nous ont permis d’identifier le rôle clé du métabolisme énergétique dans l’hyperprolifération de ces cellules. Nos travaux chez l’homme ne permettent pas d’analyser complètement les mécanismes de prolifération des cellules MLB in vivo. Afin d’étudier le rôle du MLB dans l’asthme pédiatrique, nous souhaitons utiliser un modèle murin d’asthme. Ce modèle est particulièrement pertinent, car il permet de combiner l’exposition de deux aérocontaminants impliqués dans la sévérité de la maladie chez l’Homme. Les objectifs du projet sont donc les suivants : 1) Mettre en place un modèle d’asthme pédiatrique qui permettra d’évaluer le remodelage du MLB in vivo. 2) Interférer avec le développement du MLB en traitant les animaux avec des molécules d’intérêt thérapeutique.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif d’étudier in vivo les mécanismes de mise en place du remodelage du MLB. L’équipe de recherche travaille déjà in vitro en utilisant des cellules de patients pédiatriques asthmatiques mais l’asthme est une maladie mettant en jeu différents types cellulaires (cellules épithéliales, cellules MLB et cellules inflammatoires) qui ne peuvent à ce jour pas être étudier in vitro. Le modèle murin apparaît donc comme indispensable à la compréhension des mécanismes cellulaires. Le projet permettra également de tester des molécules d’intérêts thérapeutiques, mis en évidence sur les cellules de patients pédiatriques asthmatiques et de tester leur efficacité in vivo sur le remodelage du MLB.
Procédures
Les animaux seront soumis à des instillations nasales (IN) sous sédation à l’isoflurane (7 IN d’une durée de moins de 2 minutes) et certains animaux à des injections intrapéritonéales (IP) (14 IP). Pour les mesures terminales de mesure des paramètres respiratoires, ces expérimentations seront faites par la méthode de trachéotomie sur les animaux anesthésiés. Il n’y a pas de réveil après les mesures des paramètres respiratoires qui durent environ dix minutes.
Impact sur les animaux
Nous avons identifié 3 nuisances attendues potentielles : 1) Les souriceaux seront manipulés très jeunes, il y a donc un risque de rejet après manipulation des animaux par les mères. 2) L’administration de molécule liquide en instillation nasale chez les souriceaux pourraient conduire à une fausse route / étouffement. 3) Le refroidissement des animaux pendant les manipulations d’instillation nasale et injection intrapéritonéale. En revanche, nous ne nous attendons pas à observer de nuisance particulière liée à la création du modèle d’asthme pédiatrique. La collaboration scientifique menée à Gent a permis de montrer qu’il n’y a pas de mortalité suite à ce protocole ni de modification du comportement ni stress ou perte de poids, il n’y a donc pas d’incidence sur le bien-être animal. Les allergènes utilisés dans le cadre du protocole ne sont pas des molécules toxiques pour l’animal, elles permettent uniquement de développer la maladie asthmatique dont la symptomatologie est sans conséquence sur le bien-être animal.
Devenir
A la fin du protocole d’asthme, chaque animal sera utilisé pour analyser la fonction respiratoire, l’inflammation et le remodelage du MLB. Une fois mis à mort, les organes d’intérêt seront également prélevés ex vivo pour des analyses notamment d’immunofluorescence.
Remplacement
L’asthme est une maladie complexe mettant en jeu différents types cellulaires qui ne peuvent pas être étudiés in vitro. Le modèle murin d’asthme pédiatrique permettra d’élucider les mécanismes complexes conduisant au remodelage du MLB. Parallèlement à ce protocole in vivo, des études in vitro sur les cellules de patients pédiatriques asthmatiques pourront être réalisées afin de valider les observations réalisées chez les animaux.
Réduction
Chaque protocole nécessite la comparaison de plusieurs paramètres de la fonction respiratoire et ce entre différents groupes de souriceaux exposées à différents traitements. Notre but est de réduire au maximum le nombre d’animaux par expérience tout en conservant la significativité des résultats. Chaque groupe de souris doit être composé de 12 souriceaux minimums afin de mettre en évidence une différence significative entre les groupes sur les différents paramètres analysés notamment la résistance bronchique. Le nombre d'animaux a été déterminé par une approche statistique. Les expériences seront répétées trois fois afin de s’assurer de leur reproductibilité et de s’assurer d’un éventuel effet bénéfique d’une molécule thérapeutique. De plus, se souciant de réduire le nombre des animaux en expérimentation, après la mise à mort, nous réaliserons de multiples études ex vivo sur différents organes.
Raffinement
Un suivi quotidien sera réalisé par des personnes formées, compétentes et soucieuses du bien-être animal, basées notamment sur l’apparence physique externe, la prise de poids et le comportement des animaux. Ces contrôles permettent de repérer tout animal en souffrance, d’en avertir le responsable du projet et de prendre les mesures appropriées. Afin d’éviter toute souffrance, les animaux seront anesthésiés et analgésiés si nécessaire en fonction de l’évaluation de l’état des animaux par rapport aux points limites. Nous avons identifié 3 nuisances attendues potentielles : 1) Les souriceaux seront manipulés très jeunes, il y a donc un risque de rejet après manipulation des animaux par les mères. Pour éviter cela, on limitera au maximum le nombre d’expérimentateur au cours du protocole et ils veilleront à toucher la sciure de la cage avant manipulation des animaux. 2) L’administration de molécule liquide en instillation nasale chez les souriceaux pourraient conduire à une fausse route / étouffement. Pour éviter cela, l’administration des molécules sera réalisée sous sédation à l’isoflurane avec un volume d’injection réduit au maximum. Le choix d’un volume minimal associé à la bonne gestion de la profondeur de l’anesthésie gazeuse permettra de réduire considérablement un éventuel risque de fausse route. 3) Le refroidissement des animaux pendant les manipulations d’instillation nasale et injection intrapéritonéale. Pour éviter cela, l’expérimentateur placera la boite d’induction d’isoflurane sous un tapis chauffant pour maintenir les animaux à la bonne température. De plus, le procédé est très cours, moins de 2 minutes avec l’induction de l’anesthésie gazeuse comprise. Les souriceaux seront surveillés par des expérimentateurs qui ont l’habitude des protocoles murins d’asthme jusqu’à leur réveil.
Choix des espèces
La souris est l’espèce la plus classiquement utilisée pour l’étude de l’asthme. L’asthme est une maladie touchant différents composants, qui interagissent de façon étroite, tels que le muscle lisse bronchique, l’épithélium bronchique et les cellules inflammatoires. Il n’existe pour l’instant pas de système in vitro permettant de faire coexister ces différents types cellulaires. Par ailleurs, nos travaux chez l’homme montrent une augmentation de la prolifération des cellules musculaires lisses bronchique chez les patients enfants asthmatiques. Grâce à un modèle de souris pédiatrique asthmatique et l’utilisation de molécules thérapeutiques, nous pouvons envisager une meilleure compréhension des phénomènes qui permettent le remodelage du MLB. De plus, le stade de maturation pulmonaire des souriceaux correspond à la catégorie asthme de l’enfant pré-solaire. Au total, le modèle murin apparaît donc comme un modèle indispensable pour évaluer les mécanismes du remodelage du MLB dans l’asthme pédiatrique et pour identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.
Modèles expérimentaux de pathologies pulmonaires et administration de candidats médicaments et d’excipients par voie systémique ou inhalatoire chez les rongeurs
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Rats : 4800
Objectifs
Les maladies respiratoires chroniques sont des maladies qui affectent les voies aériennes (trachée, bronches) et les poumons. Parmi les plus courantes, on retrouve l'asthme, la BPCO (bronchopneumopathie chronique obstructive) le cancer du poumon, les infections virales (grippe, COVID-19) la mucoviscidose, les maladies pulmonaires professionnelles (ex mésothéliome). L’asthme (population jeune) et la BPCO (population âgée), représentent un problème de santé publique majeur en France et dans le monde entier. Ce sont des maladies « civilisationnelles ». L’asthme sévère (10% des asthmes) qui limite fortement l’activité physique malgré un traitement bien conduit, n’a toujours pas de solution thérapeutique réellement efficace. Selon les dernières estimations, la BPCO sera la 4ème cause de mortalité en France en 2030. Aucun traitement curatif n’est disponible à ce jour. L’objectif de notre projet est de mettre en place des modèles expérimentaux de pathologies pulmonaires chez les rongeurs, afin de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques et des approches technologiques innovants. Les pathologies pulmonaires sont des maladies complexes, qui ne peuvent être étudiée de façon complète que sur des animaux entiers avec leur physiologie et leur système immunitaire. Pour l'instant, il n'est pas possible de prouver l'efficacité des médicaments en utilisant seulement des methodes alternatives à l'expérimentation animale.
Bénéfices attendus
Le but de notre étude est de quantifier l’effet de candidats médicaments par des traitements aigues ou chroniques, afin de valider de nouvelles stratégies thérapeutiques et des approches technologiques innovants pour les pathologies pulmonaires, notamment l’asthme et la fibrose pulmonaire. Nous estimons de tester 20 candidats médicaments par an, donc 100 médicaments pourront être testés sur 5 ans. Cela permettra, à moyen ou long terme, d’identifier de nouveaux médicaments plus satisfaisants pour soigner les patients touchés par ces graves pathologies.
Procédures
Pour le modèle d’asthme chronique, les animaux seront traités par une combinaison de 2 produits sensibilisant, 1 fois par semaine pendant 3 semaines. Ensuite, les animaux seront soumis à une administration pulmonaire quotidienne d’un produit sensibilisant pendant 30 minutes/jour et cela pendant 45 jours. Dans le même temps, les animaux seront traités (3 fois par semaine pendant 6 semaines) avec le candidat médicament. Un prélèvement de sang sera realisé 1 fois par semaine, pour un total de 7 prélévements. La durée de chaque prélèvement de sang sera de 5 minutes. Lors du premier et du dernier jour de traitement avec le candidat médicament, la fonction respiratoire sera analysée à l’aide d'appareils spécifiques (chez la souris pendant 60 minutes; chez le rat pendant 24 heures maximum), puis l’animal sera mis à mort. Pour le modèle de fibrose pulmonaire, la fonction pulmonaire sera analysée, lors du premier et du dernier jour de traitement avec le candidat médicament, à l’aide d'appareils spécifiques (chez la souris pendant 60 minutes; chez le rat pendant 24 heures maximum). La pathologie respiratoire sera induite par 2 administrations d'un produit chimique connu pour induire la fibrose chez l'homme et les animaux. Ensuite à partir du septième jour après la dernière administration du produit fibrosant, les animaux seront traités avec les candidats médicament 1 fois par jour pendant 21 jours. Pendant ce temps, 5 prélèvements de sang seront réalisés. La durée de chaque prélèvement de sang sera de 5 minutes. Par la suite, les animaux seront mis à mort. Pour le modèle de toxicologie, les produits à tester seront administrés par voie pulmonaire pendant 30 minutes pendant 1 jour, 3 jours ou 9 jours, ensuite les animaux seront mis à mort. Deux prélèvements de sang seront effectués pour chaque groupe expérimental. La durée de chaque prélèvement de sang sera de 5 minutes.
Impact sur les animaux
Les animaux seront sujets aux nuisances typiques des pathologies pulmonaires : réponse inflammatoire étendue, un dépôt de collagène et un épaississement des muscles lisses des voies respiratoires similaires aux pathologies observées chez l’Homme. D’autres nuisances probables seront la difficulté à respirer, des « crachats » de sang, une toux, des éternuements, la perte de poids, de l’inconfort ou une irritation de la gorge dû aux gavages et des problèmes d’irritation ou d’inflammation aux niveaux des yeux/joues à cause des prélèvements de sang et enfin du stress et de la douleur liée à la pathologie. Les animaux pourraient développer des œdèmes à cause des administrations sous-cutanée, intrapéritonéal, intramusculaire et prélèvement de sang submandibulaire. Ils pourront aussi développer l’addition des mauvais signes clinique, tel que : poil hérissé, vibrisse en touffe, léthargie.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement/analyses d’organes.
Remplacement
Bien que nous menions en parallèle des études sur des cellules humaines épithéliales de l’appareil respiratoire en co-culture avec des fibroblastes, l’asthme et la fibrose pulmonaire sont des pathologies complexes, qui ne peuvent être étudiée de façon complète que sur des animaux entiers avec leur physiologie et leur système immunitaire complet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés. Ainsi, il ressort que 12 animaux/groupe seront nécessaires, étant donné la variabilité interindividuelle. Le nombre de lots est déterminé en fonction du nombre des doses à tester pour chaque molécule
Raffinement
Tous les efforts seront mis en place afin de minimiser la douleur, l'angoisse et la souffrance animale. Les cages sont de type à ventilation individuelle en surpression et sont rangées sur portoirs ventilés. Les animaux seront hébergés 5-6 par cage (souris) ou 2-3 par cage (rats), en fonction de leur poids corporel et ainsi permettre aux animaux de pouvoir interagir et entretenir des liens sociaux avec leurs congénères, tout en gardant un espace suffisant. Des morceaux de coton, des igloos et des bâtonnets en bois seront intégrés dans les cages d'hébergement. Pendant la manipulation pour l’induction de la pathologie pulmonaire, les animaux sont maintenus sur des tapis chauffants en condition d’anesthésie gazeuse. Ensuite après l’anesthésie et pendant la phase expérimentale, les animaux recevront quotidiennement un complément alimentaire hypercalorique et des graines de tournesol stériles, en plus de la nourriture standard pour rongeurs, afin de limiter la perte de poids. Des points limites ont été mis en place et seront appliqués.
Choix des espèces
Des modèles animaux d'asthme ont été développés chez la souris et le rat, car ils partagent de nombreuses caractéristiques de l'asthme allergique humain. Les principaux symptômes de l'asthme, tels que l'hyperréactivité et l'inflammation des voies respiratoires, peuvent être reproduits plus facilement chez le rat que chez la souris. De plus, la taille des rats permet de collecter de plus grandes quantités d'échantillons. Pour ces raisons, les modèles d'asthme chez le rat gagnent en importance. La reconnaissance du potentiel d'un produit chimique spécifique à induire une fibrose pulmonaire chez l'homme a conduit à son utilisation dans des modèles expérimentaux. Depuis quarante ans, elle constitue le modèle le plus fréquemment utilisé pour la fibrose pulmonaire expérimentale. Elle a été utilisée chez de nombreux animaux, notamment la souris, le rat, le cobaye, le hamster, le lapin, le chien et les primates, mais rats et souris sont les plus fréquemment utilisées. Le stade de développement utilisé sera animaux adultes, à partir de 8 semaines d'âge. En effet, les pathologies étudiées sont présentes principalement chez les adultes.
Test des candidats vaccins dans des modèles murins d’asthme allérgique
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Objectifs
L'organisation mondiale de la santé a classé les maladies allergiques au quatrième rang mondial des affections, considérant que ces pathologies représentent un problème majeur de santé publique en termes de qualité de vie, de perte de jours de travail, de coût médicamenteux, voire de mortalité. Parmi les approches thérapeutiques proposées pour traiter les allergies respiratoires de type I, l’immunothérapie allergique est le seul traitement qui permet de réorienter la réponse du système immunitaire vers un état de tolérance spécifique de l’allergène. Le but du projet proposé est de permettre une évaluation préclinique de l’efficacité des vaccins thérapeutiques et de réaliser des tests de sécurité des produits en développement.
Bénéfices attendus
Ce projet, d'une durée de 5 ans va contribuer, avant toute étude clinique chez l’homme, à la sélection des principes actifs, et des modes d’administration qui composeront les vaccins du futur afin d’induire la tolérance vis-à-vis des allergènes responsables de la maladie chez les patients allergiques.
Procédures
Le projet comporte des gestes ou techniques expérimentales complémentaires. Des vaccinations par injection au nombre de 3 sous anesthésie flash d’une durée de moins de 5 minutes chacune sont réalisées. Une sensibilisation est obtenue par deux injections d’une durée de moins de cinq minutes chacune. Trois prélèvements de sang sous anesthésie sont aussi réalisés, la durée de chaque prélèvement ne dépasse pas quelques minutes. Des mesures des capacités respiratoires des animaux par des méthodes non invasives d’une durée de 30 minutes par protocole sont aussi effectuées pour vérifier l’efficacité des traitements utilisés
Impact sur les animaux
le projet comporte des gestes ou techniques expérimentales comme des traitements par injections dans les muscles et peuvent possiblement causer des douleurs locales d’une durée inférieur à 5 minutes, la mesure des capacités respiratoire des animaux peut possiblement engendrer du stress et une gêne respiratoire de courte durée (moins de 30 minutes). La contention des animaux pour traitement peut possiblement, aussi engendrer du stress de courte durée.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés sous anesthesie terminale en fin de protocole pour prélèvement d'organes.
Remplacement
Il est indispensable de recourir à un modèle animal car il est impossible de reconstruire un processus de sensibilisation/désensibilisation dans des cultures de cellules Seules les études in vivo permettent d'obtenir des résultats sur l'efficacité. Toutes les molécules étudiées ont été présélectionnées en amont avec des méthodes, biochimiques et des tests cellulaires in vitro
Réduction
Des pré-études de caractérisation et des tests in vitro de présélection sont réalisés en amont afin de ne tester sur les animaux que les formulations/traitements validés par ces pré-études. Si un principe actif ou une formulation ne satisfait pas aux exigences du cahier des charges, l’évaluation s’arrête ce qui aura pour conséquence de réduire le nombre d’animaux utilisés pour l’expérimentation. Les études publiées et les directives éthiques recommandent également de réduire au minimum le nombre d'animaux tout en garantissant la validité statistique. Le nombre d’animaux pour le projet a été déterminé en tenant compte des paramètres à analyser, des effets des traitements attendus et de la variabilités liée au modèles animaux, cela permet de s’assurer que l’on ne manque pas de puissance et de fiabilité pour ne pas à refaire les experiences.
Raffinement
Si au cours des experiences, des signes d’alerte, la surveillance sera accrue, les animaux seront pesés et des mesures correctives seront apportées : antalgiques s'il y a des signes de douleurs, séparation et soin local s’il y a des blessures entre congénères. Des anesthésies spécifiques sont utilisées pour limiter le stress et la douleur lors des injections et des prélèvements et des analgiques sont appliqués. Une grille de points limites, spécifique et suffisamment alerte et précoce est aussi élaborée, afin de limiter au minimum la douleur chez l’animal.
Choix des espèces
La souris est l’espèce de choix pour ce type d’expérimentation parce que son système immunitaire, très bien décrit est très proche de celui de l’Homme en termes de composition et fonctionnement. Aussi, Il existe une bibliographie très riche sur les modèles d’étude de l’allergie et de son traitement sur laquelle nos protocoles, analyses et interprétations peuvent s’appuyer ; ces études sont reconnus par la communauté scientifique internationale. Nous traillons avec des animaux adulte afin d’étudier les réponses immunologiques sur un système immunitaire mature.
Étude de l’effet du blocage du métabolisme des acides gras par traitement préventif dans un modèle murin d’asthme chronique allergique
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Objectifs
L’asthme est une maladie très fréquente des voies respiratoires qui touche 300 millions de personnes dans le monde. Le terme « d’asthme sévère » s’applique aux patients présentant un asthme dont le contrôle est impossible malgré des traitements inhalés à fortes doses. Un des besoins non couvert dans l’asthme sévère est la prévention efficace des exacerbations. Ces exacerbations sont des épisodes caractérisés par une majoration des symptômes d'essoufflement, de toux, de respiration sifflante ou d'oppression thoracique et par une diminution de la fonction respiratoire. L'asthme est caractérisé par une hyperréactivité, une inflammation et un remodelage bronchique. Le remodelage bronchique est un changement structurel qui comprend entre autres l’augmentation de la taille du muscle lisse bronchique. La taille du muscle lisse bronchique est une valeur très importante, car son augmentation est associée à une fonction respiratoire dégradée et à un taux d’exacerbation plus élevé. L’objectif de ce travail est d’étudier si le blocage du métabolisme des acides gras par un fragment d’anticorps contre une des molécules de cette chaine métabolique au moment d’installation des caractéristiques de l’asthme est capable de diminuer les symptômes de la maladie dans le modèle murin de l’asthme chronique allergique.
Bénéfices attendus
Ce projet montrera si le blocage d’une des molécules qui jouent le rôle important de régulation du métabolisme énergétique dans les muscles lisses bronchiques permet de diminuer les symptômes d’asthme et notamment de remodelage du muscle lisse bronchique chez les animaux de laboratoire. Les données ainsi obtenues ouvriront la voie pour la nouvelle thérapie de cette pathologie respiratoire.
Procédures
Les animaux seront soumis à quarante-quatre (maximum) instillations intranasales sous anesthésie gazeuse (durée jusqu’à 2 minutes) et les deux injections intra-péritonéales de l’allergène (2 injections). Les mesures de paramètres respiratoires d’une durée de 10 minutes seront faites par la méthode de trachéotomie sur les animaux anesthésiés dans la procédure sans réveil.
Impact sur les animaux
Les animaux vont subir un léger stress suite aux contentions pour l’injection/l’instillation des allergènes et un bref placement dans une boîte en plexiglass. Les souris ressentiront une légère douleur des piqûres pendant l’injection. L’anesthésie sous isoflurane induit également un léger stress. La sensibilisation aux allergènes induit des symptômes asthmatiques chez l’animal : l’inflammation des voies respiratoires et éventuel remodelage bronchique. Ces symptômes peuvent survenir après l’instillation de l’allergène et éventuellement provoquer une dyspnée (un essoufflement). Après l’anesthésie, l’opérateur observera les animaux et toute dyspnée sera corrigée par l'utilisation d’un broncho-dilatateur d’action rapide.
Devenir
L’objectif de ce projet est d’estimer l’efficacité de traitement contre le remodelage bronchique dans l’asthme. Suite au développement des symptômes d’asthme, les animaux recevront le traitement et les paramètres respiratoires seront réalisés. Puis les animaux seront mis à mort et les organes seront prélevés et analysés au laboratoire.
Remplacement
En raison de la complexité de la communication intercellulaire menant à la maladie, il n’existe pas de modèle in vitro qui permet d’estimer l’évolution du remodelage bronchique dans l’asthme. Grace au modèle animale, nous testerons les hypothèses apparues après nos résultats in-vitro sur les lignées cellulaires. L’utilisation du modèle murin d’asthme chronique allergique dans nos études nous donnera une meilleure compréhension des phénomènes et à terme de proposer des traitements plus efficaces pour la prise en charge des personnes asthmatiques.
Réduction
Se souciant de réduire le nombre des animaux en expérimentation, comme pour chaque test statistique, nous avons défini le nombre de souris par groupe pour obtenir des résultats significatifs, et nous réaliserons de multiples études ex vivo sur différents organes et selon différentes techniques. Nos expériences ne seront pas répétées. Nous allons comparer les organes des groupes de souris asthmatiques avec ceux des animaux témoins qui recevront ou non le traitement pouvant diminuer les symptômes d’asthme. Comme il a été déjà démontré par nos travaux précédents, les groupes de souris doivent être composés de 10 souris minimum afin de mettre en évidence une différence significative sur les différents paramètres analysés grâce aux pléthysmographie invasive notamment la résistance bronchique dont la variabilité est importante. Afin d’analyser l’inflammation broncho-alvéolaire nous utilisons les 6 animaux par groupe.
Raffinement
Afin de diminuer la souffrance et l’angoisse des animaux, des dispositifs sont prévus (anesthésie pour les instillations), raffinement des conditions d’hébergement (hébergement en groupe sociaux, frisottis et bâtonnets), vérification par la structure en charge du bien-être des animaux et nous avons soigneusement décrit des points limites en relation avec notre protocole (critères de perte de poids, comportement anormal ou difficulté respiratoire). La dyspnée éventuelle induite par les instillations intranasales peut être traitée par la nébulisation pendant 15 s d’un broncho-dilatateur d’action rapide.
Choix des espèces
La souris est une espèce classiquement utilisée pour l’étude de la réactivité des voies aériennes normales et pathologiques. De plus, le laboratoire utilise cette espèce depuis plusieurs années, et dispose donc dans cette espèce, de nombreuses données sur lesquelles s’appuie la présente étude. Les animaux utilisés sont des femelles. La majorité des études sur l’asthme est menée sur les souris femelles. L’utilisation des femelles permet de rapprocher le modèle murin de la maladie humaine car la sévérité de l’asthme est plus fréquente chez la femme que chez l’homme. Les animaux utilisés pour commencer le protocole sont des jeunes adultes âgés de 5 à 10 semaines. La plupart des études scientifiques dans le domaine pneumologique sont réalisées sur les animaux de cet âge.
Fonction des cellules immunitaires natural killer dans les exacerbations de l’asthme allergique induites par des virus
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
L’asthme est une maladie pulmonaire chronique complexe aboutissant à une obstruction bronchique réversible, qui affecte les enfants et les adultes. Dans le monde, en 2019, on estime que 262 millions de personnes souffraient d’asthme et que cette maladie a entraîné 461 000 décès. Cependant, ces chiffres sont très probablement sous-estimés. L’asthme est sévère pour environ 10% des patients qui souffrent de symptômes persistants malgré une bithérapie de fond incluant des fortes doses de corticoïdes inhalés. Les exacerbations ou aggravations des symptômes d’asthme restent un problème majeur dans le suivi et l’évolution des asthmatiques, qu’ils soient sévères ou non. Elles représentent le motif principal de recours aux soins, et peuvent conduire à l’hospitalisation voire entraîner le décés des patients. Environ 50 à 80% des exacerbations sont associées à des infections virales respiratoires (chez les adultes et les enfants, respectivement). Parmi les virus impliqués, 50-60% sont des rhinovirus, virus qui provoquent un rhume chez les individus sains sans autre conséquence. Même si certains mécanismes impliqués dans les exacerbations ont été identifiés, les connaissances restent insuffisantes pour développer des traitements efficaces. Il y a donc un réel besoin de mieux comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires qui conduisent aux exacerbations viro-induites des asthmatiques. Les cellules natural killer (NK) sont une sous-famille de globules blancs. Ce sont des cellules immunitaires impliquées dans la réponse précoce contre les virus, qui sont présentes en grande quantité dans les poumons. Cependant, leurs rôles dans les exacerbations de l’asthme induites par les virus sont largement méconnus. Des études in vitro ont montré que la fonction des cellules NK humaines dirigée contre les rhinovirus était diminuée chez des patients atteints d’asthme sévère. L’objectif de ce travail est de mettre en place un modèle d’exacerbation de l’asthme induite par un rhinovirus chez la souris, afin de caractériser les cellules NK pulmonaires et leurs fonctions et de tester des thérapeutiques capables de restaurer leurs fonctions.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’apporter de nouvelles connaissances sur le rôle de cellules immunitaires particulières (les cellules natural killer) dans l’asthme et ses exacerbations induites par les virus. Mieux comprendre cette maladie est essentiel pour proposer de nouvelles thérapeutiques. En effet, certains patients et surtout les plus sévères échappent aux traitements actuels. A court terme, ce projet permettra de proposer et d’évaluer de nouvelles thérapeutiques dans le traitement des exacerbations viro-induites de l’asthme chez l’adulte.
Procédures
Les animaux recevront sous anesthésie une petite goutte d’un allergène (molécule vis-à-vis de laquelle on peut être allergique) déposée sur une narine. L’allergène sera donné 4 fois en 12 jours, ou 20 fois en 5 semaines, selon le modèle. Les souris seront infectées avec un virus du rhume 1 seule fois, de la même manière : une goutte sur une narine, sous anesthésie. Certains groupes recevront en plus 1 injection unique en intraveineuse avec un traitement, sous anesthésie. Enfin, dans certains groupes, la respiration sera mesurée sur animaux vigiles se déplaçant librement dans un système clos (1 fois par jour pendant 5 à 9 jours).
Impact sur les animaux
Les nuisances de ce protocole sur les animaux sont : • L’anesthésie peut provoquer un stress, une hypothermie, et un risque faible d’arrêt cardiorespiratoire • L‘injection d’anesthésique peut entraîner une courte douleur (moins de 5 minutes) • L’infection avec un virus du rhume peut entrainer des symptomes viraux, inférieurs à ceux de la grippe • La mesure de la respiration peut être source de stress pour les animaux qui peuvent se déplacer librement mais sur une surface réduite. • Certaines mesures de la respiration doivent se faire après avoir respiré une molécule nébulisée induisant une contraction des bronches. Chez les animaux non asthmatiques, il ne se passe rien. Les animaux asthmatiques en exacerbation pourraient présenter des difficultés respiratoires.
Devenir
Afin de caractériser l’inflammation au niveau des poumons pour confirmer l’exacerbation de l’asthme, et évaluer l’effet des traitements, nous devons récupérer les poumons à 2 temps de l’expérience : au moment de l’exacerbation et à la fin de l’expérience. Nous devons pour cela procéder à la mise à mort de l’ensemble des animaux du projet. L’étude cellulaire et moléculaire du poumon est indispensable pour mieux comprendre les mécanimes de l’exacerbation de l’asthme induite par les virus, et evaluer l’effet et l’efficacité des traitements testés.
Remplacement
Il s’agit de l’étude d’une pathologie faisant appel à de nombreux types cellulaires et à de nombreux paramètres dont la complexité et la cinétique ne peuvent être reproduites in vitro, ou modélisées. Nous allions néanmoins ce travail à des études in vitro analysant les fonctions des cellules NK de patients asthmatiques qui pourront enrichir le projet présenté ici, et orienter le choix des molécules ciblées par la thérapeutique.
Réduction
Les effectifs sont ramenés au minimum permettant toutefois d’avoir un effet statistique significatif. Nous effectuons une étude pilote afin d’obtenir des données préliminaires solides et de calculer au plus juste le nombre d’animaux nécessaires en utilisant un outil informatique. Les nombres d’animaux présentés sont donc des nombres maximaux, et sont susceptibles d’être revus à la baisse.
Raffinement
Les expérimentations seront débutées 7 jours après réception des souris pour permettre leur acclimatation. Elles seront anesthésiées avant chaque administration (allergène, virus, traitement) et le jour de la mise à mort. Un test de reflexe des extrémités sera effectué pour vérifier la profondeur de l’anesthésie. Une fiche d’observation sera remplie quotidiennement afin d’assurer un suivi de l’état des animaux et de prendre les mesures adaptées (surveillance accrue, apport de nourriture gélifiée) le plus précocément possible. Si ces mesures sont insuffisantes, et que l’état de l’animal ne s’améliore pas ou se dégrade, il sera euthanasié avant la mise à mort prévue initialement.
Choix des espèces
Les modèles animaux souris sont des modèles de base pour étudier le système immunitaire, et reproduisent les différents paramètres de la pathologie asthmatique allergique. En outre de nombreux anticorps spécifiques existent permettant d’identifier des molécules ou cellules impliquées. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (8 semaines au début des protocoles) comme dans la majorité de la littérature sur le sujet. En outre, notre projet est focalisé sur l’asthme de l’adulte et ses exacerbations.
Caractérisation des cellules immunitaires mémoires d’une dérégulation néonatale du microbiote et de leur rôle dans le développement de maladies (asthme et cancer pulmonaire) chez la souris.
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Objectifs
Les objectifs du projet sont : - Mettre en évidence l’éducation des cellules immunitaires par le microbiote pendant la période néonatale grâce à un traitement antibiotique. - Caractériser la fonction des cellules immunitaires éduquées par le microbiote et implantées dans les tissus muqueux pendant la période néonatale dans des modèles expérimentaux murins de cancer du poumon et d’asthme.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet expérimental sont doubles : caractériser des nouvelles cellules immunitaires participant à l’inflammation des muqueuses notamment respiratoire ou à la tumorigenèse pulmonaire, et identifier de nouveaux marqueurs cellulaires pour prédire, diagnostiquer et traiter l’asthme et le cancer du poumon chez l’Homme.
Procédures
Les souris seront soumises à l’administration d’antibiotiques dans l’eau de boisson pendant 21 jours suivie de différents types d’injections d’une durée inférieure à 10 secondes et sous anesthésie de courte durée : 4 injections d’anticorps et 1 injection de cellules cancéreuses ou 2 injections d’anticorps et 3 injections d’allergènes suivant la procédure.
Impact sur les animaux
Les nuisances sur les animaux seront présentes lors des traitements antibiotiques (1), du modèle expérimental de cancer du poumon par injection de cellules tumorales (2), ainsi que du modèle expérimental d’asthme par injection d’allergènes (3). 3 nuisances : (1) Les traitements antibiotiques par administration passive peuvent engendrer des diarrhées modérées. Durée : 21 jours. (2) L’administration des cellules tumorales se fait par injection sous anesthésie et entraine la prolifération de cellules cancéreuses pulmonaires. Durée : 14 jours. (3) L’administration d’allergènes respiratoires se fait par injection sous anesthésie et entraîne une inflammation pulmonaire allergique. Durée : 5 jours.
Devenir
Les animaux seront mis à mort afin de prélever des tissus pour analyse.
Remplacement
Il n'existe actuellement aucun modèle cellulaire pertinent pour étudier l'éducation des cellules immunitaires au cours de la période néonatale, ni pour déterminer si leur persistance à l'âge adulte contribue au développement de pathologies telles que les maladies inflammatoires allergiques ou la tumorigenèse. Par conséquent, un système biologique intégré, englobant l'ensemble des acteurs cellulaires impliqués (système immunitaire, environnement tissulaire inflammatoire ou tumoral, microbiote), est indispensable. Dans ce contexte, le modèle animal le plus fréquemment utilisé en première intention est celui de la souris. Les modèles expérimentaux murins permettent, par exemple, de provoquer une réaction allergique pulmonaire imitant l'asthme humain par l'administration d'allergènes respiratoires, ou de reproduire le développement d'un cancer pulmonaire humain par l'injection de cellules cancéreuses. Les modèles proposés dans le cadre de notre projet ont déjà été étudiés et validés dans notre équipe ainsi que par d'autres groupes de recherche.
Réduction
Nous allons d’abord mener des expériences pilotes pour vérifier la pertinence de la méthode et ainsi éviter de devoir tout reprendre si elle s’avérait inadaptée, ce qui limite le nombre total d’animaux utilisés. Nous utilisons des groupes de souris homogènes pour réduire la variabilité, puis nous répartissons les animaux de façon aléatoire entre un groupe qui reçoit le traitement à tester et un groupe témoin, afin de minimiser les biais et de garantir une distribution équitable des caractéristiques. Enfin, pour comparer les traitements de manière rigoureuse, nous appliquons un test statistique qui indique si les différences observées sont réellement dues au traitement ou simplement liées au hasard.
Raffinement
Nous mettons en place plusieurs actions pour limiter la douleur et la détresse des animaux : ils font l’objet d’une surveillance attentive, renforcée après les interventions les plus sensibles. Des médicaments adaptés (analgésiques, anti-inflammatoires) sont administrés si des signes de souffrance apparaissent, et l’étude est interrompue si l’état d’un animal se détériore de manière préoccupante (perte de poids importante, troubles respiratoires…). Les procédures nécessitant une contention ou une anesthésie sont effectuées rapidement par le personnel afin de réduire au maximum l’inconfort, et tout signe de douleur ou de complication déclenche une prise en charge immédiate médicamenteuse ou une mise à mort si nécessaire. Cette approche garantit un suivi étroit de chaque individu et un respect du bien-être animal.
Choix des espèces
La souris constitue un modèle de choix pour l’étude des cellules immunitaires grâce à la solide description de son développement immunitaire, à la disponibilité de nombreux outils d’analyse, ainsi qu’à l’existence de modèles reconnus pour reproduire des maladies pulmonaires et allergiques de façon proche de la pathologie humaine. L’utilisation d’animaux dès la période de développement néonatale se justifie par le fait que cette étape est cruciale pour comprendre l’apparition de certaines maladies à l’âge adulte. Dans ce contexte, des traitements sont administrés durant les tout premiers jours de vie pour prouver que certaines cellules jouent un rôle essentiel dans les pathologies étudiées une fois l’organisme devenu mature. Parallèlement, ces mêmes traitements sont reproduits sur des souris plus âgées pour confirmer que l’“éducation” de ces cellules immunitaires dépend surtout de la phase néonatale.
Evaluation de candidats médicaments dans le modèle d’asthme chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
Objectifs
Affectant des millions de personnes à travers le monde, l'asthme est une affection pulmonaire chronique qui touche les personnes de tous les âges. Elle se manifeste par des crises, caractérisées par des épisodes de gêne respiratoire (essoufflement), de respiration sifflante, de toux sèche ou de sensation d’oppression dans la poitrine. Les crises d'asthme peuvent durer de plusieurs minutes à quelques heures. Entre deux crises, la respiration redevient normale. L’asthme est caractérisé par trois composantes : l’inflammation des bronches, leur hyperréactivité et leur remodelage. Ces trois phénomènes sont intimement liés et s’influencent entre eux. L’inflammation bronchique est liée à l’activité anormale de différentes cellules de l’immunité au niveau du tissu bronchique. Lorsqu’elles sont agressées par une substance chimique ou microbiologique, les cellules de la paroi des bronches (cellules épithéliales bronchiques) déclenchent une réaction de défense qui fait intervenir plusieurs molécules pro-inflammatoires de la famille des cytokines qui vont déclencher différentes cascades réactionnelles locales. L’hyperréactivité bronchique se traduit par la contraction exagérée du muscle lisse des bronches et au rétrécissement des voies respiratoires au contact d’une substance déclenchante. Le remodelage bronchique correspond à l’accumulation d’anomalies au niveau des cellules qui structurent les voies aériennes (hypertrophie, hyperplasie, fibrose). Ce phénomène aboutit à l’épaississement de la paroi des bronches. L’asthme altère considérablement la qualité de vie des patients. Il entraîne des insomnies, une baisse d’activité et un absentéisme à l’école ou au travail. Un asthme mal contrôlé peut conduire à une altération de la fonction respiratoire. En effet, certains patients répondent mal ou pas du tout aux thérapies ciblées et il est donc nécessaire de développer de nouveaux traitements ou des associations médicamenteuses. Dans ce contexte, le présent projet consiste à évaluer l’efficacité de candidats médicaments dans un modèle d’asthme chez le rat.
Bénéfices attendus
Les bénéfices recherchés sont le développement de médicaments destinés à améliorer la qualité de vie des patients asthmatiques. Les modèles précliniques appropriés à l'évaluation de l’asthme sont nécessaires pour comprendre les mécanismes sous-jacents entraînant le développement de la réaction asthmatique chez l’homme. Ces modèles sont nécessaires à la découverte et la mise sur le marché de nouveaux médicaments sûrs et efficaces pour traiter les problématiques de la réaction asthmatique (diminution des symptômes, de la réaction inflammatoire,…) quels qu'en soient l'origine et/ou le mécanisme d'action.
Procédures
Les rats sont sensibilisés une fois par semaine pendant 3 semaines minimum par injection d'un réactif (durée d'environ quelques secondes). Quelques jours après la phase de sensibilisation, les animaux sont placés dans des chambres en plexiglas et reçoivent par aérosol le même réactif (durée : 30 minutes, 3 fois/semaine, pendant 3 semaines). Le traitement avec les candidats médicaments est initié en parallèle des aérosols (administration pendant quelques secondes) de manière chronique (durée maximum de 3 semaines selon le composé, soit 21 administrations). Quelques jours après les challenges, la fonction respiratoire des animaux est évaluée dans des chambres de plethysmographie (maximum 12 heures, incluant la période de stabilisation). A la fin de la procédure, ces animaux seront soumis à des prélèvements de sang, ou de liquide bronchoalvéolaire sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Dans ce projet, l’induction de la pathologie entraine une atteinte de la fonction respiratoire, une réaction inflammatoire et un remodelage pulmonaire. Parmi les symptômes les plus couramment observés dans ce modèle d’asthme, nous retrouvons des crises caractérisées par des épisodes de gêne respiratoire (essoufflement), de respiration sifflante, d’hyperactivité bronchique pouvant aller jusqu’à la détresse respiratoire (dans des cas extrêmes). De plus, un stress lié aux prélèvements et aux administrations répétés peut être ressenti par les animaux.
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés en fin de procédure car ils sont soumis à un prélèvement terminal (sang, organes ou liquide bronchoalvéolaire).
Remplacement
De nombreux tests ex vivo (in vitro et in silico) sont réalisés avant les tests sur l'animal. Ceux-ci constituent un point de départ permettant à la fois de sélectionner uniquement les molécules présentant une certaine efficacité, innocuité et d’explorer les détails relatifs au mécanisme d’action de ces dernières. Bien que ces tests permettent une réduction significative du nombre de substances à tester in vivo (et donc du nombre d’animaux), il ne représente pas la complexité du système immunitaire. Les tests/modèles que nous souhaitons développer et valider dans ce projet ne peuvent donc pas être remplacés par des méthodes alternatives car ils impliquent l’observation des effets de substances pharmacologiques sur la réaction inflammatoire (respiration sifflante, hyperactivité bronchique, sécrétion de mucus, mesure des taux de cytokines, immunoglobulines...).
Réduction
Les mesures de réduction s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister à utiliser le plus petit nombre d’animaux possible pour chaque étude permettant d'obtenir des données suffisantes pour interpréter les résultats de façon correcte et d’éviter ainsi une répétition inutile des études. Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude sera optimisé de façon à intégrer dans une même expérience la comparaison par rapport à un groupe contrôle négatif et éventuellement à un contrôle positif si cela s'avère pertinent. Dans le contexte d’études cherchant à réverser/diminuer la réaction inflammatoire, nous pouvons observer une variabilité inter-individuelle de réponse pouvant être liée à l’agent allergisant utilisé et à la substance d’essai évaluée. Compte-tenu de la variabilité de réponse connue d'un individu à un autre, 8 rats minimum sont généralement nécessaires pour atteindre une sensibilité correcte du test. De nombreux critères d’évaluation (scores ou valeurs quantitatives telles que suivi du poids corporel, mesure des paramètres respiratoires, dosages des immunoglobulines, cytokines,…) sont intégrés dans ces études. Par ailleurs, des prélèvements terminaux peuvent être ajoutés en fin de procédure pour éviter une répétition inutile de l'étude.
Raffinement
Les mesures de raffinement s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister en un suivi des points limites clairement définis et spécifiques pour chaque procédure, permettant de stopper l'étude et/ou d'euthanasier, de façon précoce, tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général, un suivi de poids). De plus, les animaux sont suivis par le vétérinaire et manipulés fréquemment par des techniciens préalablement formés et attentifs, prêts à agir lorsque les critères d'interruption prédéfinis sont atteints. Par ailleurs, et au quotidien, un enrichissement complet est fourni aux animaux, celui-ci inclut dans leur hébergement : litière, objets de nidification, objets à ronger, présence de congénères (sauf cas contraire imposé par la procédure). Lorsque nécessaire, les animaux sont anesthésiés et analgésiés. Le programme d’anesthésie et d’analgésie est défini par un vétérinaire et adapté à la condition des animaux (troubles respiratoires), afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance.
Choix des espèces
Le choix de cette espèce est basé sur la bibliographie scientifique. Les rats répondent bien à une variété d'allergènes couramment utilisés pour induire des modèles d'asthme, tel que l'ovalbumine..., permettant l'étude de différents aspects de la maladie. Il existe une vaste base de publications chez le rat dans la recherche sur l'asthme. Cela permet de comparer les résultats de nouvelles études avec des données antérieures, offrant ainsi une continuité et une cohérence dans la recherche. Principalement rongeurs sevrés, après 4 semaines de développement, conformément aux données historiques et à la bibliographie scientifique.
Etude de l’influence des lymphocytes T non conventionnels dans l’asthme allergique chez la souris 1/3.
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
L’asthme est une maladie inflammatoire chronique des bronches qui se caractérise par des crises récurrentes. Les symptômes sont toux, sifflements, essoufflement et/ou oppression thoracique. Cette pathologie peut être allergique ou non-allergique, et impliquer différents types d’inflammations. Récemment, un nouveau type de cellules lymphoïdes ont été impliquées dans l'inflammation pulmonaire. L'objectif de cette étude est de déterminer dans un modèle d'asthme allergique expérimental les mécanismes par lesquels ces lymphocytes contribuent à la sévérité de l'asthme afin de pouvoir proposer dans le future des nouvelles thérapies. Ce projet est multisite car il comporte des étapes nécessitant une expertise spécifique non disponible en interne. Aucun animal supplémentaire sera ajouté.
Bénéfices attendus
Ce travail nous permettra de comprendre les mécanismes par lesquels une nouvelle population des lymphocytes influencent la sévérité de l'asthme allergique. Les résultats obtenus serviront de preuve de concept pour poser les bases de futurs essais cliniques chez l'homme.
Procédures
Le protocole d’asthme est réalisé par 5 administrations intranasales des extraits d’acariens ou le contrôle, d’une durée de 30 secondes. Les animaux subissent l'administration des molécules à tester par voie intrapéritonéal (6 administrations) d’une durée de 30 secondes. L’ouverture de la trachée est réalisée pour mesurer les fonctions pulmonaires grâce à un appareil dédié sur souris anesthésiées (d’une durée de 20 minutes), suivi d’un lavage bronchoalvéolaire (d’une durée de 50 secondes). Biopsie de la queue ou de l’oreille pour génotypage d’une durée de 10 secondes.
Impact sur les animaux
Les administrations intranasales peuvent entrainer un stress, une modification de la respiration ainsi qu’un changement de comportement. Les anesthésies peuvent entrainer un stress et le génotypage un stress ainsi qu’une douleur légère. Le stress dû au transport, lorsque les animaux sont déplacés d'une animalerie à l'autre.
Devenir
Mise à mort à la fin de la procédure pour les analyses de l'inflammation pulmonaires : histologie, cellules immunes présentes dans le tissu.
Remplacement
L'asthme est une pathologie complexe et hétérogène. Pour déterminer le rôle des lymphocytes que nous nous proposons d'analyser dans l'asthme sévère, il est nécessaire d'utiliser un modèle murin d'asthme pour avoir accès aux cellules présentes dans les poumons. L'étude sur la souris est donc une étape nécessaire, qui ne peut être remplacée par des expériences in vitro, pour valider une preuve de concept qui pourrait ensuite déboucher sur des essais cliniques impliquant ces lymphocytes.
Réduction
Le nombre de souris utilisé a été déterminé sur la base de nos travaux, des travaux publiés et d’une analyse sur logiciel statistiques approprié permettant d’utiliser le moins d'animaux possible pour aboutir à des résultats fiables.
Raffinement
Toutes les souris inclues dans ces différentes procédures seront suivies quotidiennement par les animaliers pour des signes de souffrance ou de difficultés respiratoires. La surveillance de l’état des animaux (poids, mobilité, comportement) sera faite 1 à 2 fois/semaine par l’expérimentateur dédié au projet. Si au cours de l’expérience une souris atteint un point limite, elle sera mise à mort. Un enrichissement des cages composé de maisonnettes en carton et de cotons d’enrichissement est prévu afin de diminuer le stress des animaux. Des seringues adaptées sont utilisées pour les injections. En cas de signes de souffrance, les animaux seront traités par injection d'antalgique.
Choix des espèces
Les modèles d’asthme induit par les extraits d’acariens chez la souris sont très bien décrits dans la littérature et miment certains symptômes de la pathologie humaine dont les atteintes pulmonaires. La souris est ainsi un modèle de choix pour étudier les mécanismes immuns impliqués dans la sévérité de l’asthme. Les souris utilisées auront entre 4 et 18 semaines. A 4 semaines les souris seront génotypées. Le protocole expérimental sera appliqué à des souris âgées de plus de 6 semaines car, comme décrit la littérature, à cet âge le système immunitaire est complétement développé.