Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
- 340 projets autorisés en juin 2026 (01/07/2026)
Formation des nouveaux utilisateurs aux techniques de contention et d’expérimentation sur les animaux de la plateforme
- Formation professionnelle
Cochons d'Inde : 3
Lapins : 4
Autres oiseaux : 15
Objectifs
L'objectif principal est de familiariser les nouveaux utilisateurs intervenant dans les projets en cours de validité sur la plateforme aux techniques de contention, d'injections et prélèvements et de développer une approche de respect et bienveillance vis à vis des animaux utilisés.
Bénéfices attendus
Permettre aux expérimentateurs de prendre confiance dans leurs actes de contention et d'expérimentation. Limiter le stress pour l'animal et l'expérimentateur. Limiter pour le manipulateur les risques de piqûres ou de morsures lors des actes expérimentaux. Ces formations permettront également aux personnes déjà expérimentées mais travaillant occasionnellement avec des animaux de se refamilliariser avec certaines techniques.
Procédures
Différents animaux seront soumis à des contentions, injections et prélévements en maintenant de bonnes conditions de bien être. Pour chaque espèce animale deux sessions seront organisées chaque année. Chaque session de formation aura une durée d'une heure 30 minutes en moyenne. Pendant ces formations les animaux qui subiront des injections ou prélèvements seront anesthésiés par voie gazeuse.
Impact sur les animaux
Une augmentation du stress des animaux est prévisible du fait que ces derniers vont être confrontés à des manipulateurs peu expérimentés. La douleur est comparable à celle d'une piqure d'aiguille pour les training administration ou prélèvement.
Devenir
Au terme des formations, les animaux seront replacés auprès d'associations ou familles d'accueil.
Remplacement
Nous allons acquérir des animaux factices d’entrainement pour une première approche des gestes de prélèvements et administration, cette phase sera mise en application sur les animaux vigiles. L'utilisation d'animaux sera réduite au maximum mais reste nécessaire pour que les nouveaux utilisateurs puissent maitriser les contentions.
Réduction
Aucun animal ne sera commandé pour ces formations. Les animaux utilisés seront choisis parmi les témoins des études réalisées.
Raffinement
Les gestes douloureux tels que les injections intradermiques sur les souris et les injections à la jugulaire sur les canaris seront effectués sous anesthésie. Un maintien des animaux sur tapis chauffant au réveil et une surveillance de la bonne récupération au retour en cage sera mise en place.
Choix des espèces
Les espèces choisies correspondent à celles utilisées dans nos DAP en cours de validité. Les animaux sont utilisés à l'age adulte, c'est leur stade de développement dans les études en cours.
Étude fonctionnelle de gènes pertinents dans l’étiopathogénie de la scoliose idiopathique chez le poisson-zèbre – EU1/2
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
La scoliose idiopathique adolescente est une déformation tridimensionnelle de la colonne vertébrale qui touche 1 à 3 pourcents des enfants et adolescents, et dont l’origine reste aujourd’hui inconnue. Notamment, les mécanismes génétiques conduisant à cette déformation sont très mal élucidés. Ce projet aura pour objectif de mieux les comprendre. Il repose sur l’étude de familles présentant des cas de scoliose idiopathique, ainsi que sur l’analyse de modèles de poisson-zèbres mutants ayant développé des déformations vertébrales. L’analyse familiale, combinant l’analyse des déformations et une analyse génétique, a permis l’identification de six gènes d’intérêt. Par ailleurs, six autres gènes ont été mis en évidence à partir de lignées de poissons-zèbres mutants présentant des déformations vertébrales. Nous utiliserons dans ce projet des poissons zèbre et inactiverons séparément les gènes d’intérêt identifiés comme impliqués dans la déformation de la colonne vertébrale, afin d’étudier leur rôle dans l’apparition de la scoliose. Nous réaliserons chez ces poissons une analyse clinique par imagerie visant à détecter des déformations similaires à celles observées chez les patients, et nous étudierons leur comportement. Ce projet se réalisera dans deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à améliorer la compréhension des mécanismes impliqués dans la scoliose idiopathique et, à terme, sa prise en charge. En étudiant le rôle de douze gènes candidats à l’aide de modèles de poissons-zèbres mutants, il permettra d’identifier les mécanismes biologiques à l’origine des déformations tridimensionnelles de la colonne vertébrale et de mieux caractériser les facteurs génétiques impliqués. La validation de l’implication de certains gènes contribuera à enrichir les connaissances fondamentales sur la physiopathologie de cette pathologie encore largement méconnue. Ces avancées pourraient, à plus long terme, avoir des retombées cliniques significatives. D’une part, une meilleure identification des déterminants génétiques pourrait permettre le développement d’outils diagnostiques plus précoces et plus précis, fondés sur l’analyse du génome. Cela favoriserait une meilleure anticipation de l’évolution de la scoliose, notamment en termes de sévérité, et une adaptation plus précoce de la prise en charge. D’autre part, l’identification des voies moléculaires impliquées pourrait ouvrir la voie, à plus long terme, à des approches thérapeutiques ciblées. Ce projet s’inscrit ainsi dans une perspective de médecine personnalisée, visant à mieux évaluer le risque individuel en fonction du profil génétique des patients et à adapter en conséquence les stratégies de suivi et de traitement, qu’il s’agisse de mesures conservatrices (comme le port d’un corset) ou d’interventions chirurgicales. En résumé, ce projet a pour objectif de faire progresser les connaissances sur les facteurs de risque de la scoliose idiopathique afin d’améliorer, à terme, le diagnostic, le suivi et la prise en charge des patients.
Procédures
Une partie des animaux sera testée sur le comportement (Etablissement 1) alors qu’une partie sera imagée pour caractérisation des déformations de la colonne vertébrale (Etablissement 2). Etablissement 1 : Afin de connaitre le patrimoine génétique des poissons zèbre génétiquement modifiés, un prélèvement du tissu de la nageoire caudale est réalisé sous anesthésie générale. Un seul prélèvement est effectué par animal et ce en moins de 2 minutes. En attendant les résultats du génotypage (14 jours maximum), les poissons sont hébergés individuellement afin de garantir leur identification et d’éviter des confusions d’identification. Pour les études des comportements, les poissons seront transférés individuellement dans les arènes afin d’être filmé dans un temps limité (1h, 4 sessions au total). Etablissement 2 : Les animaux seront transportés de l’animalerie (établissement 1) jusqu’au centre d’imagerie (établissement 2) pour la réalisation d’une imagerie aux stades de 8 semaines, puis 3 ,4, 6, 12 mois. La durée du trajet est inférieure à 1h (animal vigile, 10 trajets au total). L’imagerie a lieu sous anesthésie générale et dure moins de 4 minutes pour chaque animal (5 sessions au total). Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure expérimentale par une méthode réglementaire.
Impact sur les animaux
Concernant la création (6 gènes) ou la maintenance (6 gènes) de lignées mutantes pour ces 12 gènes au total (établissement 1), le phénotype dommageable attendu correspond à une déformation tridimensionnelle de la colonne vertébrale sans impact majeur sur la capacité des poissons à se mouvoir ou à s’alimenter. Nous ne pouvons pas exclure que l’inactivation d’un des gènes puisse entrainer en outre des modifications de la physiologie des animaux et potentiellement affecter leur croissance ou leur capacité à se reproduire, sans pour autant les empêcher de se nourrir ou de se déplacer. L’effet indésirable prévu chez les animaux suite aux prélèvements de tissu au niveau de la nageoire caudale pour identification génétique (établissement 1) est une petite plaie associée à un inconfort de courte durée. Le prélèvement est réalisé sous anesthésie générale qui génèrera un potentiel risque d’arrêt cardiorespiratoire en lien avec l’anesthésie, ce risque sera minime en raison de la très courte durée de l’anesthésie ainsi que la faible profondeur de narcose. Les animaux devront être hébergés seuls dans l’attente des résultats du génotypage (14 jours maximum) ce qui génèrera un stress. Le protocole d’imagerie (établissement 2) est réalisé sous anesthésie générale et dure moins de 4 minutes, ce qui peut entrainer un risque d’arrêt cardiorespiratoire en lien avec l’anesthésie. Les tests comportementaux (établissement 1) seront associés à un stress social pour les poissons en raison du changement d’environnement et de l’individualisation (1h) nécessaire pour le test. La manipulation des poissons à l'aide d'une pipette en plastique peut également être source de stress et présenter un risque de blessure mécanique pour les animaux.
Devenir
L’ensemble des animaux seront euthanasiés, une partie afin de faire des analyses post-mortem pour répondre à notre question scientifique, et l’autre partie car ils ne pourront pas être replacés ou réutilisés en raison de leur modification génétique spécifique.
Remplacement
Les études de l’effet de mutations génétiques sur lignées cellulaires ne permettent pas d’analyser la forme de la colonne vertébrale ni de suivre l’apparition de scolioses. Notre projet nécessite donc une approche in vivo sur l’animal. Les poissons-zèbres, du fait de l’absence de contact au sol via des membres, sont facilement susceptibles de développer des torsions axiales de la colonne (contrairement aux quadrupèdes par exemple) et constituent ainsi un modèle de choix pour l’étude des déformations tridimensionnelles de la colonne vertébrale rappelant les scolioses idiopathiques chez l’humain.
Réduction
Le projet prévoit l’utilisation de 27 116 poissons zèbres. Afin de limiter le nombre d’animaux utilisés, l’effectif a été défini en tenant compte : (i) des stades clés du développement pertinents pour tester les hypothèses du projet en incluant des poissons mâles et femelles ; (ii) de la répartition génétique attendue lors de croisements ; (iii) du nombre minimal d’animaux requis pour détecter des effets morphologiques, estimé à partir d’analyses statistiques issues d’études pilotes; (iv) du taux de mortalité entre le stade larvaire (6 jours) et l’âge adulte (3 mois) lié à la sensibilité de l’espèce aux conditions environnementales durant le développement précoce et v) des variations de l’environnement impactant la survie, la reproduction et le ratio male-femelle. Pour réduire le nombre d’animaux à élever, nous mettrons en place un protocole de génotypage au stade larvaire, en commençant par les gènes tph2 et uts2r. La réussite de ce protocole pourrait permettre de génotyper les animaux dès le stade larvaire, puis de n’élever que ceux nécessaires à la procédure 2 et la procédure 3. L’identification rapide des mutations impliquées dans des anomalies du développement reposera sur l’analyse de larves âgées de 2 à 6 jours (hors champ de la directive). L’inactivation du gène d’intérêt sera réalisée par une méthode d’édition génétique ciblée permettant d’observer rapidement les effets phénotypiques chez les larves et les jeunes poissons de la première génération. Pour nos calculs de puissance, nous utilisons nos résultats précédents sur des gènes impliqués dans les déformations. Nous utilisons un calculateur basé sur un t-test indépendant qui compare des animaux injectés contrôles à des animaux chez lesquels le gène ciblé a été modifié. Les tests statistiques utilisés dans nos publications sont des modèles linéaires à effets mixte qui tiennent compte de la taille de la ponte, de l’effet ponte en plus du génotype. Nous utiliserons au maximum 27 116 poissons zèbres, répartis en quatre lots expérimentaux. Du fait de variations de l’environnement impactant la survie et le ratio male/femelle, un delta maximum de 30 pourcents est ajouté.
Raffinement
Afin de limiter les procédures invasives, le prélèvement pour identifier le patrimoine génétique des poissons génétiquement modifiés sera réalisé préférentiellement sur de très jeunes larves par une méthode non invasive. Si cela n’est pas possible nous aurons recours à un prélèvement invasif sur les poissons adultes. Dans ce cas, un seul prélèvement sera réalisé par animal sous anesthésie générale, par manipulation atraumatique, avec un prélèvement le plus petit possible et à l'aide d'instruments désinfectés. Les poissons seront maintenus en hébergement individuel uniquement pendant la durée nécessaire à l'identification génétique, pour une durée typiquement de 7 jours et exceptionnellement jusqu' à 14 jours maximum en cas de difficultés rencontrées pour les analyses. Cette durée sera toujours la plus courte possible, dès les résultats connus les animaux seront remis en groupe. Les poissons de lignées génétiquement modifiés présenteront une déformation de la colonne vertébrale qui ne doit pas impacter leur capacité à se nourrir ou se déplacer. Nous assurerons un suivi et une prise en charge spécifique pour ces animaux, si nécessaire, pour limiter au maximum l’impact de cette déformation sur leur bien-être et leur état général. Lors des tests comportementaux les poissons seront habitués à la salle de comportement pendant 30 minutes avant le début des tests afin de réduire leur stress. Lors des analyses morphologiques, le transport des poissons vers un site d'imagerie est organisé de manière à limiter le stress, avec des contenants adaptés, un contrôle de la température et un temps de trajet réduit au minimum. Toutes les manipulations seront réalisées de manière douce et calme, avec le matériel adapté et de façon à réduire au maximum le stress induit pour les animaux. Tous les animaux seront observés quotidiennement, en cas d’anomalie celle-ci sera gérée en collaboration entre les équipes de recherche, l’équipe vétérinaire et la structure chargée du bien-être animal. Des points limites sont définis et seront respectés pour éviter toute souffrance des poissons.
Choix des espèces
Le poisson-zèbre partage environ 70 pour cent de son génome avec l'humain et peut être modifié génétiquement avec succès par injection d'outils d'édition génique dans ses œufs. Dès l’âge de 3 mois, les poissons zèbre se reproduisent fréquemment, avec un seul couple adulte pouvant pondre plusieurs centaines d'œufs. Dans le cadre de l'étude de la scoliose, une déformation tridimensionnelle de la colonne vertébrale, les modèles animaux quadrupèdes sont peu adaptés. Le soutien apporté par leurs membres antérieurs leur permet de compenser partiellement cette déformation et d'en limiter la progression. Le poisson-zèbre, en revanche, constitue un modèle pertinent pour l'étude des déformations vertébrales. Sa colonne vertébrale présente des similitudes structurelles avec celle de l'humain, avec une organisation longitudinale composée de vertèbres mobiles et de disques intervertébraux organisés en plusieurs segments. L'analyse de la morphologie de la colonne vertébrale par tomodensitométrie chez le poisson-zèbre a déjà été validée par des études antérieures. La génération et le maintien des lignées seront réalisés à partir de poissons âgés de 3 à 18 mois. Le prélèvement pour génotypage sera effectué au stade larvaire (2 à 3 jours jours post-fécondation) lorsque possible ou sur des adultes de 3 à 6 mois, âge optimal permettant une bonne récupération après anesthésie et limitant l’impact du prélèvement grâce à leur taille. L’analyse comportementale portera sur les stades larvaires de 1 à 4 semaines, période durant laquelle le comportement de recherche de nourriture est essentiel au développement, alors que les altérations morphologiques ne sont pas encore visibles. Cette fenêtre permettra de détecter d’éventuelles anomalies comportementales précoces. L’évolution du phénotype de scoliose sera étudiée par imagerie à 2 mois (stade juvénile à forte croissance, comparable à l’aggravation pubertaire chez l’humain), puis à 3, 4, 6 et 12 mois (stade adulte). Cette approche longitudinale permettra de suivre la progression de la déformation spinale au cours du temps. Le génotypage sera effectué au stade adulte et quand c’est possible sur des larves âgées de 1 à 6 jours post-fécondation.
Régulation de la formation du ganglion lymphatique par le réseau lymphatique (EU 1/2) (MODIFICATION)
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
Les cellules immunitaires, comme les lymphocytes B ou T, circulent à travers des ganglions lymphatiques afin d’y rencontrer des pathogènes provoquant une réponse immune. Les pathogènes sont amenés par le réseau lymphatique dans les ganglions. Un lien entre la fonction du réseau lymphatique et la taille et la structure du ganglion lymphatique a été suspecté mais jamais démontré (MODIFICATION DEBUT : notamment la différenciation des fibroblastes, cellules structurantes du ganglion. FIN MODIFICATION). Ce projet vise à mieux comprendre cette relation en utilisant des modèles de souris présentant des défaillances dans le réseau lymphatique tissulaire et en analysant les conséquences sur le ganglion lymphatique et la réponse immunitaire. D’ores et déjà, nous savons que l’engagement du récepteur RANK exprimé par les cellules endothéliales lymphatiques par son ligand RANKL est nécessaire pour le développement du ganglion lymphatique. Le projet est un projet multi-sites.
Bénéfices attendus
Ces résultats apporteront à court terme des données importantes sur la régulation et le développement du système immunitaire. Etant donné qu’une thérapie visant une des molécules étudiée est actuellement utilisé en thérapie contre l’ostéoporose, ces résultats auront des retombées à moyen terme sur une nouvelle application dans des maladies impliquant le système immunitaire comme l’autoimmunité, l’infection ou le cancer.
Procédures
Des souris nouveau-nés seront soumises à 2 gavages (durée moins d’une minute). Le gavage permet une meilleure prise du traitement et est moins douloureux qu’une injection. MODIFICATION DEBUT : 3 gavages sur souris vigile de 4 semaines (durée moins d’une minute), soit un gavage par jour tous les 2 jours. FIN MODIFICATION. Les souris adultes seront soumises selon les groupes à 5 prélèvements de sang d’une durée inférieure à 1 minute, à deux injections d’une durée inférieure à 1 minute sur animal anesthésié et à un prélèvement de lymphe (durée 2 minutes) sur animal anesthésié au site où la lymphe est la plus accessible. Les délais entre les prises de sang sont au minimum de 7 jours. Les nouveau-nés (entre jour 5 et jour 11 après naissance) seront soumis à une biopsie de queue (inf à 1mm) pour déterminer une mutation génétique (durée inférieure à 1 minute). Des souris gestantes recevront une injection (durée moins d’une minute).
Impact sur les animaux
Le gavage, l’injection des produits (par exemple l’anesthésie) et le prélèvement sanguin nécessite une contention qui est source d’inconfort et de stress pour l’animal pendant quelques secondes. L’immunisation des souris pourrait conduire bien que très rarement à une ulcération au site d’injection et à une perte de mobilité des membres inférieurs. Le transport entre les sites partenaires et les procédures effectuées pourront générer un stress. Les procédures peuvent également induire une perte de poids, ainsi qu’un changement de comportement avec risque d’essoufflement pour certains lots. Des ulcérations et des raideurs de la patte peuvent advenir.
Devenir
Mise à mort de toutes les animaux à la fin du projet pour analyse post-mortem
Remplacement
Il n’est pas possible de remplacer les animaux car les mécanismes cellulaires et moléculaires régulant le système lymphatique et la réponse immunitaires dans les ganglions lymphatiques ne peuvent pas, à l’heure actuelle, être reproduits de manière reproductible et juste par des expériences en culture cellulaire.
Réduction
Les sites d’injections ont été choisis de manière à pouvoir diminuer la variabilité inter-expérimentale, car elles ciblent de façon quasi exclusive les ganglions lymphatiques précisément identifiés. Le nombre d'animaux par groupe a été défini afin d’utiliser le minimum d’animaux tout en assurant l’obtention de résultats statistiquement significatifs.
Raffinement
Les souris sont hébergées en groupe dans une animalerie agrée avec un statut sanitaire contrôlé. Elles sont hébergées dans des cages enrichies par fratrie tout en respectant le nombre de souris admises. Si un animal devient agressif, il est aussitôt séparé du groupe. Les souris sont observées quotidiennement par un personnel expérimenté avec une mise en place de points limites évalués à l’aide d’une grille d’observation de critères définis. Des actions prévenant une possible douleur, stress ou inconfort sont entrepris (tapis chauffant, gavages avec des canules adaptées, anesthésie, antidouleur, apport de nourriture humidifiée). En cas ou le point limite est atteint l’animal est mis à mort. Le transport des souris entre les sites s’effectue par un professionnel agrée. A l’arrivée les souris sont pris en charge par un personnel expérimenté pendant la quarantaine d’une semaine avant le transfert en zone de maintenance. Les animaux seront acclimatés à la nouvelle structure au minimum 2 semaines avant le début de la procédure.
Choix des espèces
Le modèle murin a été choisi pour réaliser les expériences de ce projet. La structure du ganglion lymphatique, la circulation sanguine et le drainage de la lymphe sont identiques entre l’homme et la souris. La souris Mus musculus étant de mieux en mieux connue du point de vue génétique, est un très bon modèle d’étude pour nos travaux. De plus, des modèles de souris génétiquement modifiées invalidées pour l'expression des molécules d’intérêt existent et leur utilisation permet d'aborder directement le rôle des protéines d'intérêts dans la formation du réseau lymphatique. MODIFICATION DEBUT : Une nouvelle lignée de souris génétiquement modifiée sera utilisée pour étudier le rôle des fibroblastes, cellules structurantes du ganglion. FIN MODIFICATION. La mesure de la réponse immunitaire utilise des moyens techniques qui n’existent que chez la souris. Toutes modifications génétiques ont été introduites chez la souris. Les souris seront étudiées à un âge où le système immunitaire est mature (à partir de 4 semaines). Des embryons et des nouveau-nés ont également été choisis, puisque le développement du réseau et des ganglions lymphatiques commence pendant l’embryogenèse.
Exploration du rôle de la protéine YAP dans la formation de cellules résistantes à la radiothérapie dans le cancer du sein
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Malgré les progrès de la médecine, le cancer du sein est le cancer le plus frequemment observé et reste actuellement la première cause de décès par cancer chez les femmes en France. Le cancer de sein développe souvent une résistance aux thérapies conventionnelles, ce qui rend son traitement difficile à un stade avancé, notamment lorsque que des métastases apparaissent. La mise en oeuvre de nouvelles approches thérapeutiques est donc nécessaire pour améliorer le traitement de la maladie. Dans ce contexte, nous avons pour objectif de réaliser des tests précliniques chez la souris afin d'évaluer l'efficacité d’un candidat médicament en combinaison avec de la radiothérapie.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra d’évaluer l’efficacité de la combinaison radiothérapie et médicament sur le développement tumoral en nous appuyant sur des résultats obtenus in vitro et sur des modèles précliniques mammaires dont nous assurons la reproductibilité et la robustesse nécessaires. Bien que ces modèles demandent à être améliorés, ils ont permis de reproduire chez la souris certains aspects des pathologies humaines et, en complément des autres modèles expérimentaux, ils laissent ainsi espérer le développement dans un futur proche de thérapies innovantes.
Procédures
L’ensemble des animaux devront être transplantés par chirurgie sous anesthésie (1x15min). Le suivi du développement tumoral sera effectué bihebdomadairement par une mesure au pied à coulisse (contention de 2 min). Les actes de pesées de poids corporel seront réalisés à minima bihebdomadaires et dureront quelques secondes. 360 souris du projet seront également anesthésiées par une administration intrapéritonéale lors de l’irradiation de la tumeur (1x45min) et recevront une irradiation ciblée de la tumeur (1 à 2 min). Ces 360 animaux recevront également l’administration d’un candidat médicament soit par voie intrapéritonéale (douleur d’une aiguille/1-2min, maximum 2 injections par jour pendant 2 semaines), par voie intraveineuse (douleur d’une aiguille/1-2min, maximum 3 injections par semaine pendant 2 semaines), par gavage (douleur de la canule/1-2min, maximum 1 injection par jour pendant 2 semaines) ou en sous-cutanée (douleur d’une aiguille/1-2min, maximum 2 injections par jour pendant 2 semaines).
Impact sur les animaux
Les souris utilisées pour cette étude, étant gravement immunodéficientes, sont sensibles à l’infection par un large éventail d’agents pathogènes normaux, d’agents pathogènes opportunistes et d’organismes commensaux. De plus, pour toutes les souches de souris, la greffe de cellules tumorales peut engendrer des douleurs, une perte de poids ainsi qu’un risque d’infection au site d’incision. Le développement d’une tumeur mammaire pourrait s’accompagner d’une faible gêne lors de la locomotion suite à l’encombrement que la tumeur peut engendrer et plus rarement d’une perte de poids. Les actes réguliers de pesée du poids corporel, de manipulation lors des mesures du volume tumoral et d’anesthésies associées aux chirurgies et à l’irradiation seront une source potentielle d’un stress de courte durée. L’administration d’un traitement ainsi que l’irradiation de la tumeur et les effets indésirables associés pourront engendrer un stress de courte durée, une perte de poids et une déshydratation.
Devenir
Afin de caractériser l’effet de nos traitements, notament l’effet biologique, nous récupérons en fin d’expérience les tumeurs des animaux traités et non traités. Nous réaliserons pour cela une mise à mort de l’ensemble des animaux du projet. L’étude moléculaire des tumeurs, ainsi que celles des tissus des autres organes est indispensable pour évaluer les effets anti-tumoraux mais également la toxicité des traitements testés.
Remplacement
Notre projet, avant d’impliquer des souris, fait appel à différents modèles expérimentaux développés in vitro à partir de prélèvements tumoraux, de cultures de cellules ou d’organoides/tumoroides. Ces expériences permettent de sélectionner les traitements les plus prometteurs. Une telle approche permettra de réduire significativement le nombre d’animaux que nous utiliserons réellement. Cependant, le passage au modèle in vivo est une étape indispensable avant d’envisager un essai thérapeuthique chez les patients. Nous avons besoin d’un modèle permettant de reproduire d’un point de vue phénoménologique toute la complexité de la croissance tumorale. Un organe isolé ou une espèce, autre que les mammifères, ne permettra pas d’évaluer la biodistribution du candidat thérapeutique évalué ou les éventuels phénomènes de résistance. La souris est alors le modèle rongeur le plus utilisé permettant de modéliser cette pathologie humaine.
Réduction
Afin de réduire au strict nécessaire le nombre d’animaux tout en permettant un effet statistique robuste et significatif, nous avons réalisé un calcul d’effectif en utilisant d’anciennes données afin de déterminer le nombre d’animaux nécessaires. D’autre part, dès que possible, nous procèderons à la mutualisation de groupes contrôles et la transplantation sera réalisée au niveau des deux glandes mammaires n°4 afin de diviser par 2 le nombre d’animaux.
Raffinement
Tout au long de cette étude, une observation quotidienne de l’état clinique des souris utilisées ainsi qu’une pesée à minima bihebdomadaire seront effectuées par du personnel compétent afin de détecter le plus précocement possible toute altération du bien-être animal. L’apparition de signes d’inconfort ou d’éventuelle souffrance nous conduira à choisir l’action la plus appropriée à mener en fonction d’une grille de score du bien-être et de points limites prédictifs et spécifiques au projet. De plus, afin de respecter leur instinct grégaire et d'assurer une absence de peur et d'anxiété, les souris seront stabulées par petits groupes de 3 à 5 dans des cages dont l’environnement est enrichi. Les procédures chirurgicales et l’irradiation seront réalisées sur tapis chauffant et sous anesthésie (gazeuse ou fixe) avec, dans le cas de la chirurgie, une analgésie pré- et post-opératoire pour une meilleure prise en compte de la douleur et réduire à son strict minimum le stress et la souffrance de l’animal. Enfin, le suivi du développement tumoral se fera par des mesures cinétiques utilisant un procédé non invasif (mesures au pied à coulisse).
Choix des espèces
Le recours à l’expérimentation animale se justifie par l’impossibilité réglementaire de conduire ce type d’études chez l’homme sans données précliniques solides. Nous avons retenu le modèle murin car l’accessibilité à des lignées murines immunodéficientes constitue un avantage déterminant pour le développement de tumeurs humaines chez un individu hôte d’une espèce différente. Pour cette étude, nous utiliserons les paramètres décrits dans la littérature et dans nos propes études pour ce type de modèle de greffe de cellules tumorales humaines, c’est à dire des souris « jeunes adultes », âgées de 6 à 10 semaines au moment de la greffe.
Rôle du fibrinogène et de la fibrine dans la formation et la croissance de la thrombose de stent
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Objectifs
Les maladies cardiovasculaires peuvent entraîner la formation de caillots sanguins dans les artères, appelés thrombose, empêchant la circulation correcte du sang. Dans certains cas, un stent (petit dispositif métallique) est placé dans l’artère pour la maintenir ouverte et rétablir la circulation sanguine. Cependant, un caillot peut parfois se former sur ce stent, ce qui peut provoquer des complications graves. Pour prévenir ce phénomène, les patients reçoivent généralement des médicaments qui empêchent l’agrégation des plaquettes, cellules du sang impliquées dans la formation des caillots. Toutefois, ces traitements ne peuvent pas toujours être utilisés, notamment chez certains patients ayant subi un accident vasculaire cérébral, car ils peuvent augmenter le risque de saignement au niveau du cerveau. Nos travaux précédents suggèrent que deux protéines du sang, le fibrinogène et la fibrine, pourraient jouer un rôle important dans la formation des caillots sur les stents. L’objectif de ce projet est de mieux comprendre le rôle de ces 2 protéine dans la thrombose de stent afin d’identifier de nouveaux traitements plus sûrs et plus efficaces pour prévenir ou traiter la thrombose de stent. Pour cela, nous utiliserons des souris génétiquement modifiées qui sont déficientes pour des protéines plaquettaires ou qui présentent un récepteur plaquettaire humain.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet contribueront à mieux comprendre comment le fibrinogène et la fibrine influencent la formation de la thrombose de stent. Ils permettront aussi d’identifier de nouvelles stratégies de traitement de la thrombose de stent chez les patients. À long terme, ces avancées pourraient améliorer la prise en charge de ces patients et réduire les complications.
Procédures
Les souris sont soumises à 2 injections et une chirurgie sur souris anesthésiées (1h20min).
Impact sur les animaux
Une des nuisances attendues est un impact de l’anesthésie sur le rythme respiratoire (irrégulier ou apnée). On pourra également observer une douleur localisée après les injections ainsi que d’éventuels saignements dus à la nature des molécules injectées. La pose d’un cathéter peut entraîner un léger saignement ou une irritation locale. On pourra observer un stress dû à la contention.
Devenir
A l’issue de la procédure, les animaux sont mis à mort car le développement d’une thrombose n’est pas compatible avec le maintien en vie des animaux.
Remplacement
La thrombose est un processus biologique complexe impliquant des cellules sanguines, des protéines de coagulation et le flux sanguin dans les vaisseaux. Les modèles in vitro ne permettent pas de reproduire l’ensemble de ces conditions. Il n’existe actuellement pas de modèle in vitro permettant d’implanter un stent et de reproduire de manière réaliste les interactions entre le flux sanguin, les cellules sanguines et la coagulation. L’utilisation d’un modèle animal est donc nécessaire pour étudier ces mécanismes dans des conditions physiologiques proches de celles observées chez les patients.
Réduction
Le projet se fera par étapes. Le nombre d’animaux utilisés lors de cette étude est réduit au minimum et permet l’obtention de résultats statistiquement significatifs. Les effectifs sont calculés par des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Une période d’acclimatation de 2 semaines entre l’arrivée des souris à l’animalerie et leur utilisation sera respectée. Une habituation à la manipulation et à la contention est prévue 5 jours avant le début de l’expérimentation. Le stress et la douleur de tous les animaux utilisés dans ce projet seront diminués au minimum : Les animaux sont hébergés en groupes sociaux. - Par une anesthésie de l’animal avant et pendant la durée de la procédure - Par l’installation de l’animal sur une plaque chauffante afin lutter contre l’hypothermie pendant la procédure - Par l’injection d’analgésique et d’anesthésique local avant chaque procédure en sous-cutanée. Des points limites ont été déterminés afin de soustraire les animaux à toute souffrance inutile.
Choix des espèces
Des lignées de souris génétiquement modifiées sont disponibles et particulièrement adaptées à notre étude, expliquant le choix de la souris comme espèce animale. Les expériences seront menées sur des souris adultes âgées de 8 à 24 semaines, une période idéale pour éviter les effets liés à la croissance ou au vieillissement.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Objectifs
La résistance des helminthes aux anthelminthiques est une problématique croissante pour l’élevage de ruminants ; aussi tous les objectifs de ce projet s’inscrivent dans la recherche de solutions alternatives contre le parasitisme helminthique des ovins/caprins. Notre plateforme permet d’une part de fournir aux organismes de sélection de la filière ovine/caprine des doses de larves de parasites gastro-intestinaux (PGI) nécessaires à la réalisation d’infestations expérimentales contrôlées de béliers afin d’estimer les paramètres génétiques (résistants ou sensibles) de ces derniers. D’autre part, d’entretenir des souches sensibles et résistantes de ces parasites afin d’avoir du matériel biologique à étudier in vitro dans le but de comprendre et décoder leurs mécanismes de résistance. De plus, ce projet étant destiné à être pérenne, il pourra bénéficier aux apprenants dans le cadre de séance de travaux pratiques (TP) afin d’initier les étudiants à l’exercice de leurs fonctions professionnelles.
Bénéfices attendus
Les ovins infestés expérimentalement permettront de produire des doses infestantes de parasites et ainsi, fournir durablement les centres ovins/caprins engagés dans la sélection d’animaux résistants aux PGI. De plus, la production de ce materiel biologique permettra de conduire des essaies in vitro contribuant à comprendre les mécanismes de résistance mis en place par ces parasites afin de ne pas laisser l’éleveur dans une impasse préjudiciable pour le devenir de son activité. En proposant des solutions alternatives, cette démarche doit permettre de diminuer significativement l’utilisation d’antiparasitaires et donc l’impact négatif des traitements chimiques sur l’environnement. En participant au suivi des animaux de la plateforme, les étudiants seront sensibilisés à cette problématique de résistance et apprendront aussi comment pratiquer sur un petit ruminant un examen clinique ainsi que des prélèvements sanguin et coprologique, tout en respectant le bien être de l’animal. Ce volet du projet sera assujetti à l’entrainement préalable des étudiants en salle de simulation.
Procédures
A partir de J21 post-infestation jusqu'à J120 (4 mois), 5 fois par semaine, des prélèvements de fèces seront réalisés pour vérifier la bonne implantation du parasite. Le prélèvement rectal de fèces est reconnu indolore en médecine humaine. Il y aura un prélèvement de sang mensuel pendant les 4 mois d'infestation. L'admnistration de l'antiparasitaire sera faite en une seule administration orale, au terme des 4 mois d'infestation. La contention et les prélèvements seront réalisés sur les animaux vigiles soit par une personne compétente soit supervisée par celle-ci quand l’acte sera fait par un apprenant. La contention de l'animal sera de maximum 3 minutes, pendant lesquelles seront faits le prélèvement du contenu rectal avec un gant en latex humidifié et la prise de sang.
Impact sur les animaux
L’infestation par ces parasites peut induire une anémie modérée chez son hôte. Celle-ci est bien tolérée par l’animal. Néanmoins les animaux seront observés quotidiennement afin d'évaluer toute altération de l'état général (anorexie, prostration). Tout animal ayant un hématocrite inférieur à 15 % sera déparasité afin que ces paramètres sanguins se normalisent rapidement.
Devenir
Les animaux pourront être réutilisés dans d'autres projets (non encore définis)
Remplacement
Le cycle biologique de ces helmintes passe obligatoirement par le petit ruminant qui est l’hôte définitif au sein duquel la reproduction sexuée du parasite s’effectue ; le petit ruminant ne peut donc pas être remplacé.
Réduction
Le nombre d’animaux prévus dans l’expérimentation sera limité au maximum pour d’une part avoir un effectif garantissant de large temps de repos aux animaux qui ne seront donc pas tous infestés simultanément, tout en conservant une production suffisante de larves de parasite et d’autre part la possibilité de sortir temporairement si nécessaire des animaux de la procédure sans impacter la finalité du projet.
Raffinement
Les ovins seront hébergés sur une litière paillée et en lots, femelles et mâles séparés, de manière à pouvoir exprimer leurs comportements sociaux. Ils auront accès à du foin à volonté et à du complément pour satisfaire leur besoin nutritionnel. Progressivement, ils s’habitueront à être manipulées et les prélèvements seront réalisés soit par du personnel expérimenté, soit par l’apprenant sous la surveillance du personnel expérimenté. L’aprenant aura au préalable exercé son savoir faire en travaux pratique de simulation. Les animaux seront surveillés quotidiennement. Le milieu sera enrichi avec des brosses et des pierres à sel. Le contact homme/animal sera favorisé afin de limiter le stress lié aux manipulations. L’accès à la mangeoire sera suffisant pour ne pas induire de compétition concernant l’alimentation ce qui induirait un stress pour les animaux et des biais dans l’interaction hôte/parasite.
Choix des espèces
Le petit ruminant dont l’ovin est l’espèce cible de ces helmintes (application ensuite en élevage). Il n'existe malheureusement pas de système alternatif pour produire ces parasites. L’âge minimum requis des animaux doit être de 3 mois. À partir de cette période ils peuvent être infestés sans qu’il y ait d’impact sur leur développement. Pour ce projet, il n’est pas nécessaire d’avoir une homogénéité en âge des animaux ; c’est pour cela que nous pouvons les garder dans le temps.
Enseignement pratique des gestes de bases de manipulation des souris et lapins pour la formation à l’expérimentation animale de Niveau Concepteur de Projet.
- Formation professionnelle
Lapins : 15
Objectifs
L’objectif de ce projet est de former, 30 à 40 concepteurs de projet par an, à différentes techniques d’expérimentations animales dans un modèle murin et lagomorphes dans le cadre des formations à l’expérimentation animale.
Bénéfices attendus
Ce TP permettra d’avoir des personnes pratiquant l’expérimentation animale dans les conditions optimales (réglementation) pour le bien-être des animaux.
Procédures
Les souris recevront sous anesthésie à l’isoflurane une injection dans le coussinet plantaire puis une injection en IP afin d’induire l’anesthésie. L’entrainement aux différents types d’injection (intraveineuse et sous-cutanée) sera réalisé sur animaux endormis. Chaque injection n’excèdera pas 30 secondes. Un prélèvement de sang (1 mL maximum) à l’oreille du lapin sous crème anesthésiante (30 secondes)
Impact sur les animaux
- La contention des souris et des lapins pourrait provoquer un léger stress. - L’injection en intrapéritonéale de l’anesthésiant chez les souris peut provoquer un léger stress et une douleur légère au point de piqure - L’injection en footpad chez la souris peut provoquer un léger inconfort. - Le prélèvement de sang à l’oreille des lapins peut provoquer un stress
Devenir
Les 100 souris seront mises à mort au cours du TP afin de réaliser une autopsie des animaux ainsi que le prélèvement de différents organes immunitaires. Les 15 lapins seront remis en hébergement et seront utilisés en reproduction ensuite.
Remplacement
Afin d’enseigner les bonnes pratiques d’expérimentations sur les animaux, il est nécessaire d’avoir recours à des animaux. Un rat fictif sera utilisé pour montrer les bons gestes de préhension et injection avant de passer sur l’animal vivant. De nombreuses vidéos et illustrations auront été visualisés par les participants pendant les 10 jours précédents. Le nombre minimum d’animaux sera utilisé pour ce TP et les lapins seront réutilisés dans d’autres projets.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est nécessaire pour que tous les participants puissent se former aux bonnes pratiques d’expérimentation animale. Ils auront à disposition 1 souris par binôme/trinôme et 3 lapins pour l’ensemble du groupe.
Raffinement
Pour la partie souris, les groupes de participants sont petits (14 maximum) avec un nombre de formateurs conséquent (4). Tous les formateurs sont détenteurs d’un niveau concepteur de projet et sont pour un grand nombre membre d’un comité d’éthique. La partie souris se fait dans une salle de TP vaste et calme pour éviter le stress des souris et ces animaux sont rapidement anesthésiées puis mis à mort. Concernant les lapins, les groupes seront assez petits pour occasionner le moins de stress possible. Les animaux réintégreront leur cage après manipulation. Une crème anesthésiante sera appliquée sur l’oreille des lapins avant le prélèvement de sang.
Choix des espèces
Les souris et les lapins sont des modèles couramment utilisés en expérimentation animale notamment dans les laboratoires travaillant en cancérologie, infectiologie, immunologie mais également pour des études portant sur le comportement ou sur l’alimentation. Des souris adultes d’au moins 6 semaines seront utilisées et les lapins seront âgés de 14 à 20 semaines.
Séances de travaux pratiques de formation règlementaire
- Enseignement supérieur
Rats : 605
Lapins : 75
Objectifs
Les formations règlementaires nécessaires à l’application de procédures, à leur réalisation ou à leur conception prévoient des parties pratiques. La conception de ces programmes pédagogiques suit la trame imposée par l’Arrêté du 1er Février 2013, qui inclut le module 8b intitulé « Procédures expérimentales faiblement invasives : éléments pratiques par groupe d’espèces ». D’autre part, la règlementation française prévoit une formation spécifique pour les personnes qui réalisent et conçoivent des projets incluant de la chirurgie. Le module de formation 8b et la formation à la chirurgie expérimentale sont susceptibles d’inclure des travaux pratiques sur animaux vivants. L’objectif pédagogique : - pour le module 8b de la formation « concepteur » : est de montrer aux futurs chercheurs les enjeux de l’inclusion d’animaux dans des procédures faiblement invasives, pour que par la suite, ils connaissent les bonnes pratiques en matière de contention, administration et prélèvement et qu’ils les utilisent pour concevoir les projets. - Pour le module 8b de la formation « applicateur » : de montrer, et faire pratique avec un encadrement très attentif, les bonnes pratiques dans les mêmes domaines. - Pour la formation à la chirurgie expérimentale : de mettre en pratique avec un encadrement poussé et attentif, pour la première fois, les gestes de base en chirurgie, après qu’ils auront été travaillés sur des modèles inertes et des cadavres. Dans tous les cas, le tutorat, qui doit être mis en place à la prise de poste, est la véritable formation pratique, adaptée aux tâches de chacun. Il peut commencer quand la personne a validé la formation règlementaire. Ce projet présente les séances de travaux pratiques sur animaux vivants prévues dans les programmes de formation de notre établissement, destinées à des étudiants en formation initiale, inclus dans des programmes de licence pro, master ou en formation continue.
Bénéfices attendus
Le bénéfice est pédagogique. Il permet de montrer aux étudiants les bonnes pratiques, passer des messages généraux en matière d’éthique et permet aux stagiaires d’essayer, avec un encadrement attentif, de pratiquer des gestes pour la première fois sur un animal vivant, selon les meilleurs standards actuels. A la différence du tutorat, le stagiaire est ici très encadré et n’est pas sur son lieu de travail, il se consacre totalement à sa formation et se prépare au futur tutorat.
Procédures
. Les animaux subissent un nombre limité et encadré de prélèvements sanguins et d'administrations au cours d'une séance de travaux pratiques. Les souris vigiles subissent un maximum de trois gestes techniques (injections, administration par voie orale ou prélèvements sanguins). Un prélèvement sanguin et des injections supplémentaires sont susceptibles d'être réalisés après anesthésie, avec une analgésie adaptée. Les rats vigiles subissent au plus 3 gestes techniques. Les lapins subissent au maximum deux piqures (injection ou prélèvement sanguin). Une procédure prévoit aussi une intervention chirurgicale sans réveil, pour laquelle les animaux reçoivent deux injections pour l'analgésie et l'anesthésie de niveau chirurgical avant la réalisation des gestes. Sur les animaux vigiles, le temps de contention est de l’ordre de 1 à 2 minutes pour les injections et de 5 minutes maximum pour les prélèvements sanguins.
Impact sur les animaux
Les animaux subissent un nombre limité et encadré de prélèvements sanguins et d'administrations au cours d'une séance de travaux pratiques. Les souris vigiles subissent un maximum de trois gestes techniques (injections, administration par voie orale ou prélèvements sanguins). Un prélèvement sanguin et des injections supplémentaires sont susceptibles d'être réalisés après anesthésie, avec une analgésie adaptée. Les rats vigiles subissent au plus 3 gestes techniques. Les lapins subissent au maximum deux piqures (injection ou prélèvement sanguin). Une procédure prévoit aussi une intervention chirurgicale sans réveil, pour laquelle les animaux reçoivent deux injections pour l'analgésie et l'anesthésie de niveau chirurgical avant la réalisation des gestes. Sur les animaux vigiles, le temps de contention est de l’ordre de 1 à 2 minutes pour les injections et de 5 minutes maximum pour les prélèvements sanguins.
Devenir
A l'issue des séances de TP qui ne sont pas sans réveil, l'état de santé des animaux est évalué. S'ils sont en bonne santé, sans lésion dûes aux erreurs des stagiaires, ils sont gardés en vie pour être réutilisés dans d'autres séances de formation. Au terme de plusieurs utilisations pédagogiques, ils peuvent être proposés à l'adoption.
Remplacement
Pour le module de formation règlementaire, de formation pratique aux procédures peu invasives, les cours qui précèdent les activités sur animaux montrent des images et des vidéos qui réduisent le nombre d’animaux au minimum nécessaire. La formation à la chirurgie expérimentale est un programme de 28h dans lequel les premières séances de travaux pratiques sont réalisées sur modèles inertes puis sur cadavre. La séance de TP sur animaux arrive en fin de formation quand la gestuelle a déjà été travaillée avec ces outils sans animaux.
Réduction
Le nombre d’animaux est déterminé en fonction du nombre de stagiaires inscrits à la séance. Il est limité au nombre nécessaire pour que chaque stagiaire puisse apprendre suffisamment en manipulant l’animal et en essayant les gestes sans que le même animal ne serve trop. Le nombre ne peut donc pas être trop bas pour limiter l’impact sur l’animal, cependant, nous préférons, en particulier pour les souris, qui sont euthanasiées à la fin de la séance, et chez qui les gestes sont réalisés sous anesthésie avec analgésie adaptée, réaliser plus de gestes faiblement invasifs par animal pour réduire le nombre d’animaux. Le calcul est, au maximum, de 1 lapin pour 3 stagiaires, 1 rat pour 2 stagiaires, 1 souris par stagiaire
Raffinement
Des règles internes on été définies pour limiter le nombre de gestes par animal : pas plus de 3 gestes faiblement invasifs comme une injection ou prélèvement sanguin par animal vigile et par séance pour les lapins, les rats et les souris dans le module pratique de formation aux procédures peu invasives. - recours à l’anesthésie générale avec analgésie adaptée des souris pour les TP du module 8b où l’on pratique plus de gestes. - anesthésie et analgésie de niveau chirurgical pour le TP de cathétérisme chirurgical chez le Rat. - application de points limites précoces pour retirer des séances des animaux trop stressés ou en cas d’échec d’un geste. Dans l’ensemble, comme l’objectif est de faire la démonstration des bonnes pratiques, les séances se passent dans le calme, étape par étape, avec un nombre important d’encadrants, ce qui laisse le temps de bien prendre en compte le stress potentiel induit.
Choix des espèces
Les modules de formation règlementaire pratique aux procédures peu invasives s’inscrivent dans des modules spécifiques d’espèces rongeurs, ou rongeurs et lagomorphes. La formation à la chirurgie expérimentale utilise des rongeurs parce que ce sont les espèces les plus couramment utilisées en recherche et qu’il est trop complexe d’organiser des TP d’initiation à la chirurgie avec d’autres espèces. Les animaux sont commandés en fonction de leur poids, ce sont des animaux jeunes adultes, tels qu’ils sont utilisés en recherche : Souris de 30g, Rats entre 250 et 300 g, Lapin de 2,5 à 2,8 kg.
MODIFICATION : Formation « Application de procédures expérimentales chez le rongeur » à destination des étudiants de BUT 1 BMB et des professionnels / diplômés en formation continue.
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Objectifs
MODIFICATION / Le projet a pour objectif de former les étudiants de Bachelor Universitaire de Technologie (BUT) aux fondamentaux de l’expérimentation animale, en les sensibilisant à la réglementation, à l’éthique et au bien-être animal, tout en leur permettant d’acquérir les gestes techniques de base nécessaires à leur insertion professionnelle. AJOUT : IL S’INSCRIT EGALEMENT DANS LE CADRE DE LA FORMATION D’APPLICATEUR DE PROCEDURES EXPERIMENTALES CHEZ LE RONGEUR, CONFORMEMENT AUX REFERENTIELS EN VIGUEUR. À CE TITRE, IL VISE AUSSI A FORMER UN PUBLIC DE PROFESSIONNELS OU DE STAGIAIRES EN FORMATION CONTINUE, AMENES A METTRE EN ŒUVRE DES PROCEDURES EXPERIMENTALES DANS UN CADRE REGLEMENTE. Deux types de procédures sont proposés. La première porte sur le suivi de l’animal anesthésié et la surveillance des paramètres physiologiques. La seconde concerne la manipulation de l’animal vigile (rat) et l’étude anatomique post-mortem : apprentissage de la préhension et de la contention, initiation aux principales voies d’administration et sensibilisation à l’impact du stress, dans le respect de la réglementation et des principes de raffinement et mise en œuvre de procédures d’euthanasie conformes à la réglementation, et observation anatomique permettant d’établir des liens avec l’anatomie comparée. Ainsi, ce projet propose une approche progressive et complète de l’expérimentation animale, intégrant réglementation, éthique et pratique, et préparant les APPRENANTS TANT EN FORMATION INITIALE QUE CONTINUE A LA MISE EN ŒUVRE DE PROCEDURES EXPERIMENTALES CHEZ L’ANIMAL DANS LE RESPECT DE LA REGLEMENTATION, LA CONNAISSANCE DES ACTEURS INSTITUTIONNELS IMPLIQUES (COMITE D’ETHIQUE, AUTORITE COMPETENTE, STRUCTURE DE BIEN-ETRE ANIMAL) ET L’APPLICATION DES PRINCIPES DES 3R.
Bénéfices attendus
MODIFICATION Les bénéfices attendus du projet concernent directement l’acquisition de compétences pratiques et la sensibilisation éthique des APPRENANTS, en lien étroit avec les activités réalisées en travaux pratiques. AJOUT : LEUR PERMETTANT DE VALIDER LA FORMATION APPLICATEUR DE PROCEDURES EXPERIMENTALES CHEZ LE RONGEUR. Au cours des séances sur rat vigile, les APPRENANTS découvrent d’abord le comportement normal de l’animal et apprennent à interagir de manière non stressante (tickling). Ils développent ensuite la capacité à réaliser une contention correcte et sécurisée, préalable indispensable à toute procédure expérimentale. L’apprentissage progressif des différentes voies d’administration (per os, sous-cutanée, intrapéritonéale) leur permet de s’exercer à des gestes techniques précis, de comprendre leurs indications respectives et d’acquérir l’assurance nécessaire à leur bonne réalisation. L’ultime séance, consacrée à l’induction de l’anesthésie, permet de valider ces apprentissages par une situation complète, en liant technicité du geste, suivi physiologique et vigilance sur le bien-être animal. Au cours des séances sur rat anesthésié, les APPRENANTS apprennent à surveiller et interpréter certains paramètres physiologiques sous anesthésie. Ils comprennent ainsi concrètement les enjeux du monitoring et de la profondeur anesthésique. AJOUT : UNE DEMONSTRATION DE PRELEVEMENT SANGUIN AU NIVEAU DE LA VEINE CAUDALE SUR UN RAT ANESTHESIE SERA EGALEMENT REALISEE. La phase post-mortem offre l’opportunité d’étudier l’anatomie topographique des grands appareils, renforçant les connaissances acquises en biologie animale et leur permettant d’établir des liens entre structure et fonction. Ces activités procurent un bénéfice pédagogique direct : elles ancrent les notions de réglementation, d’éthique et de bien-être animal dans une pratique concrète, tout en développant les compétences techniques qui seront attendues dans leur futur parcours professionnel. Les APPRENANTS ne se limitent pas à une approche théorique de l’expérimentation animale : ils acquièrent par l’expérience les gestes de base, la compréhension du rôle des différents acteurs, et une posture responsable vis-à-vis de l’utilisation de l’animal.
Procédures
- Procédure 1 : deux injections par animal - Durée totale d’injection : 30 secondes MODIFICATION : 1 prélèvement sur un des 2 animaux – durée totale :30 secondes - Procédure 2 : 1 administration orale répétée sur 3 séances différentes - Durée de l’administration : 5 secondes MODIFICATION : 6 injections réparties sur 3 séances différentes : Durée totale d’injection : 2,5 minutes
Impact sur les animaux
L’administration des substances nécessaire à l’anesthésie au début de la procédure peut conduire au développement d’un œdème pulmonaire à l’origine d’une insuffisance respiratoire. Une partie des manipulations se produiront sur animal vigile : un risque de stress léger peut être encouru lors de la préhension / contention rats, cela peut engendrer occasionnellement des vocalisations. Lors des phases d’apprentissage des méthodes d’administration : - Per os : gêne légère possible lors de l’introduction de la sonde. - Sous-cutanée et intrapéritonéale : douleur légère brève au point d’injection.
Devenir
Les animaux de la première procédure sont réutilisés dans la procédure suivante. Les animaux sont euthanasiés à la fin de la dernière procédure afin que l’étude anatomique soit réalisée post-mortem, évitant ainsi le recours à une chirurgie sur animal anesthésié, non autorisée pour les APPRENANTS.
Remplacement
L’utilisation d’animaux à des fins expérimentales demeure, à ce jour, indispensable dans le cadre de notre formation, conformément aux exigences définies dans le Programme Pédagogique National. En effet, celui-ci précise que les diplômés doivent être en capacité de « participer à des activités mettant en œuvre de l’expérimentation sur animaux de laboratoire », compétence essentielle à leur insertion professionnelle. Les secteurs dans lesquels les diplômés sont susceptibles d’évoluer (pharmacologie, physiologie pharmaceutique, toxicologie, biotechnologies, etc.) continuent de recourir à l’expérimentation animale dans un cadre strictement réglementé. La maîtrise des techniques in vivo, associée à une compréhension rigoureuse des protocoles expérimentaux, constitue donc un savoir-faire fondamental garantissant l’adéquation entre la formation et les attentes du milieu professionnel, qu’il soit académique ou industriel. Le projet présenté s’intègre donc dans une approche réfléchie et progressive de l’expérimentation animale, limitée aux apprentissages pour lesquels aucune alternative pédagogique équivalente ne permet actuellement de transmettre les compétences pratiques visées. DE PLUS, LE PROJET VISE AUSSI A FORMER UN PUBLIC DE PROFESSIONNELS OU DE STAGIAIRES EN FORMATION CONTINUE, AMENES A METTRE EN ŒUVRE DES PROCEDURES EXPERIMENTALES DANS UN CADRE REGLEMENTE. Ce projet propose donc une approche progressive et complète de l’expérimentation animale, intégrant réglementation, éthique et pratique. Elle prépare ainsi les APPRENANTS TANT EN FORMATION INITIALE QUE CONTINUE A LA MISE EN ŒUVRE DE PROCEDURES EXPERIMENTALES CHEZ L’ANIMAL DANS LE RESPECT DE LA REGLEMENTATION, LA CONNAISSANCE DES ACTEURS INSTITUTIONNELS IMPLIQUES (COMITE D’ETHIQUE, AUTORITE COMPETENTE, STRUCTURE DE BIEN-ETRE ANIMAL) ET L’APPLICATION DES PRINCIPES DES 3R.
Réduction
MODIFICATION / Nous limiterons le nombre de rats à 2 par groupe TP pour la première procédure, chaque groupe TP étant constitué de 14 APPRENANTS maximum. C’est un nombre minimum pour permettre une démonstration efficace. Pour la seconde procédure, nous utiliserons un rat par APPRENANT EN APPLIQUANT UN TAUX D’ENCADREMENT DE 1 ENCADRANT POUR 4 APPRENANTS et nous réutiliserons les rats de la procédure précédente). Ce nouveau projet permet de diminuer de 50 % le nombre d’animaux utilisés par rapport au précédent projet accepté.
Raffinement
Avant tout apprentissage pratique, les APPRENANTS bénéficient d’un enseignement théorique complet et spécifique dédié au bien-être animal, à l’éthique ainsi qu’à la réglementation en vigueur en matière d’expérimentation animale. Cet enseignement vise à sensibiliser les étudiants à leur responsabilité vis-à-vis de l’animal et à les former aux bonnes pratiques expérimentales. Chaque procédure expérimentale fait l’objet d’une séance préparatoire de Travaux Dirigés, au cours de laquelle les différentes étapes pratiques sont analysées à l’aide de supports vidéo et de documents pédagogiques. Cette préparation a pour objectif de garantir une prise en charge optimale de l’animal, en minimisant l’inconfort, le stress et la douleur, conformément au principe de Raffinement. Les animaux sont hébergés dans des conditions répondant pleinement à leurs besoins physiologiques et comportementaux : ils sont maintenus en groupes, dans un environnement enrichi, et font l’objet d’un suivi quotidien par le personnel compétent. Une période d’acclimatation d’au moins une semaine est systématiquement respectée après leur arrivée dans l’animalerie de l’établissement, avant toute manipulation. Sur le plan analgésique et anesthésique, une analgésie préventive est assurée 20 minutes avant l’induction de l’anesthésie. Durant chaque procédure, l’animal est placé sur un tapis chauffant afin de prévenir l’hypothermie, et un monitoring continu de la température corporelle est effectué. La profondeur anesthésique est rigoureusement surveillée tout au long de la séance par l’enseignant responsable, à l’aide de plusieurs critères : réflexe de retrait de la patte, mouvements des vibrisses, fréquence respiratoire. En cas de signes indiquant une diminution de la profondeur de l’anesthésie, un renforcement immédiat de l'anesthésie est effectué par l'enseignant afin de maintenir un niveau anesthésie stable et compatible avec la procédure. Des points limites sont préalablement définis pour l'ensemble des procédures permettant d'interrompre l'expérimentation dès l'apparition de signes dépassant les critères d'acceptabilité. L’ensemble de ces mesures vise à garantir une expérimentation respectueuse de l’animal, tout en assurant un apprentissage de qualité dans un cadre éthique et réglementé.
Choix des espèces
Les rats présentent des caractéristiques physiologiques et anatomiques qui permettent l’apprentissage plus aisé des diverses techniques d’administration et de l’étude anatomique. De plus, le rat est un animal docile parfaitement adapté à l’apprentissage par les étudiants des principales procédures pratiques. Enfin, le rat est une des espèces les plus couramment utilisées dans les laboratoires de recherche recrutant nos étudiants futurs techniciens. En effet, de très nombreux modèles expérimentaux animaux sont développés chez cette espèce. Il s’agira précisément de rats jeunes adultes : Les organes sont de taille suffisamment importante ce qui facilite les études anatomiques. La taille des animaux adultes rend également leur manipulation plus aisée par les étudiants.
Fonction des myofibroblastes dans la transformation des adénomes du colon
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Nous souhaitons comprendre le rôle des différents types de cellules dans la progression du cancer du côlon. Nous savons qu'un facteur est détectable dans un type de cellule spécialisé dans les tumeurs bénignes du côlon, mais pas dans les tissus sains. La présente étude vise à étudier la fonction de ce facteur dans ces cellules lors de la transition entre tissu normal et cancer. À cette fin, nous utiliserons des souris qui développent des tumeurs du côlon et chez lesquelles nous pouvons éliminer ce facteur. Ces études nous permettront de caractériser les fonctions de notre facteur d'intérêt dans ce type de cellules spécialisées de l'intestin, de clarifier son rôle dans la croissance du cancer du côlon et d'identifier de nouveaux mécanismes dans la tumorigenèse du côlon.
Bénéfices attendus
Dans l'ensemble, ces expériences permettront de déterminer les mécanismes dépendants du gène d'intérêt dans la progression du cancer de l'intestin. À long terme, ces données permettront de développer de nouvelles approches pour le traitement du cancer du côlon.
Procédures
Injection intrapéritonéale =6 (quelques secondes), injection sous-cutanée = 20 (quelques secondes), Mesures par ultrasons (30 minutes, réalisées sous sédation)
Impact sur les animaux
Les nuisances seront les injections intrapéritonéales et sous-cutanées (quelques secondes, douleur légère), les mesures échographiques (30 minutes), réalisées sous sédation (nuisances mineures) et, potentiellement, le développement tumoral. En effet, la prolifération des polypes (augmentation de leur nombre et de leur taille) peut entraîner l'apparition de symptômes cliniques (perte de poids et déshydratation) chez les animaux. Pour éviter cela, nous surveillons de près leur état clinique, leur administrons un régime alimentaire adapté et procédons à leur euthanasie avant que les symptômes cliniques ne s'aggravent.
Devenir
À la fin de l'examen final, les souris sont mises à mort, leurs intestins sont prélevés puis conservés en vue d'analyses (immuno)histochimiques et moléculaires ultérieures.
Remplacement
L'homéostasie et le remodelage au cours du développement du cancer sont des processus complexes. Bien qu'il existe des modèles de culture cellulaire in vitro, l'interaction entre différentes populations cellulaires ne peut être reproduite par une approche in vitro. Notre stratégie est bien conçue pour prendre en compte les objectifs de remplacement, car nous avons déjà validé toutes les analyses moléculaires dans des cultures cellulaires ou des systèmes purement biochimiques.
Réduction
Afin de réduire le nombre d'animaux utilisés, le nombre d'animaux pour chaque expérience sera limité à celui nécessaire pour valider un effet significatif. Afin de minimiser le nombre de souris utilisées, et dans la mesure du possible, les échantillons prélevés sur les mêmes souris seront utilisés dans différents types d'analyses.
Raffinement
L'anesthésie et l'analgésie seront utilisées comme méthodes principales afin de minimiser autant que possible la souffrance potentielle des animaux. Les animaux seront élevés sans isolement, en groupes du même sexe, dans des conditions d'hébergement conformes aux exigences réglementaires (densité) et bénéficiant d'un enrichissement environnemental (abri, matériel de nidification) tout au long de la procédure. Un score clinique sera évalué chaque semaine et chaque jour dès que les premiers adénomes seront visibles à l'échographie. Une liste de points limites est établie. Lorsque ceux-ci sont atteints, les animaux seront mis à mort afin d'éviter toute souffrance.
Choix des espèces
L'homéostasie et le remodelage au cours de la tumorigenèse intestinale sont des processus complexes. Bien qu'il existe des modèles in vitro, l'interaction entre différentes populations cellulaires ne peut être reproduite par une approche in vitro. Après avoir déclenché la formation d'une tumeur du côlon, il est important de surveiller la transformation maligne d'un adénome dans son environnement. L'utilisation d'un modèle animal tel que la souris est donc essentielle en raison de ses similitudes génétiques et physiologiques avec l'être humain. Le choix d'animaux adultes se justifie par le fait que les adénomes et les cancers du côlon touchent principalement les adultes.
Formation pratique d’étudiants de Master à la visualisation des connexions cérébrales du cortex moteur par l’injection d’un traceur chez la souris
- Enseignement supérieur
Objectifs
La réalisation de cette procédure expérimentale s’inscrit dans un objectif strictement pédagogique visant à permettre aux étudiants de Master de comprendre concrètement les bases anatomiques, méthodologiques et techniques des approches neuroanatomiques utilisées en recherche biomédicale. L’objectif est précisément de former les étudiants aux techniques de stéréotaxie et de neuroanatomie chez la souris, compétences indispensables à leur formation en neurosciences expérimentales. Environ 2/3 des étudiants de Master pratiquent l’expérimentation animale dans le cadre de leur stage obligatoire en 1ère année et cette proportion augmente en 2e année, la grande majorité des étudiants travailleront avec le rongeur. La stéréotaxie est une méthode de référence permettant la localisation tridimensionnelle précise de structures cérébrales chez un animal anesthésié, à partir de coordonnées issues d’un atlas neuroanatomique standardisé. Ces coordonnées sont reportées sur un appareil stéréotaxique afin de cibler une région d’intérêt et d’y injecter un traceur. L’utilisation d’un animal vivant est indispensable, la diffusion du traceur au sein des réseaux neuronaux nécessitant l’intégrité anatomique et fonctionnelle des circuits cérébraux. Aucune méthode in vitro ou in silico ne permet de reproduire la complexité des connexions neuronales à l’échelle de l’organisme entier dans un objectif d’apprentissage pratique. La maîtrise de ces techniques ne peut être acquise de manière exclusivement théorique : elle requiert l’apprentissage encadré des gestes techniques, du positionnement sur cadre stéréotaxique, de la gestion de l’anesthésie et du respect des coordonnées anatomiques. Cette formation contribue à améliorer la rigueur méthodologique, la reproductibilité scientifique et, à terme, à limiter les échecs expérimentaux et l’utilisation d’animaux dans les projets futurs. Elle garantit également l’acquisition de compétences conformes aux exigences scientifiques et réglementaires encadrant l’expérimentation animale.
Bénéfices attendus
La compréhension des méthodes de stéréotaxie et d’injection de traceur cérébraux est indispensable pour l’interprétation des données issues de modèles pré-cliniques et pour la conception de futurs protocoles expérimentaux. Au cours de ces travaux pratiques, les étudiants acquièrent une compréhension concrète des principes méthodologiques, des contraintes techniques ; des exigences réglementaires et des mesures de raffinement mises en œuvre pour limiter la douleur, la souffrance et le stress des animaux, sans réalisation directe d’actes invasifs. Le bénéfice attendu est principalement pédagogique et formatif. Cette formation permet aux étudiants d’acquérir des compétences essentielles à leur insertion professionnelle dans le domaine de la recherche biomédicale, académique ou industrielle. Elle contribue également à leur sensibilisation approfondie aux principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement), aux exigences réglementaires et aux responsabilités éthiques associées à l’utilisation d’animaux à des fins scientifiques. La compréhension des contraintes expérimentales et des mesures de bien-être animal participe à la formation de futurs professionnels capables de concevoir et de conduire des projets respectueux des exigences scientifiques et éthiques.
Procédures
Chaque animal suivra une seule procédure en 6 principales étapes : 1. Pesée (durée 1 minute). 2. Administration en injection sous-cutanée d’un anti-inflammatoire 30 minutes avant la chirurgie. 3. Anesthésie générale gazeuse d’une durée d’environ 15 à 20 minutes. 4. injection stéréotaxique dans le cerveau d’une molécule (appelée traceur) visant à identifier les réseaux de neurones. 5. Suivi post-opératoire pendant 7 jours avec pesées, évaluations du comportement, de l’apparence du pelage et de l’état de la suture. 6. Mise à mort par inhalation croissante de CO2.
Impact sur les animaux
Un stress peut être induit par la manipulation et la pesée individuelle des animaux L’acte chirurgical réalisé sous anesthésie générale est susceptible d’induire un inconfort, un stress ou encore une perte de poids.
Devenir
A l’issue de la procédure les animaux seront mis à mort. Le cerveau sera ensuite prélevé par les étudiants dans le but de les former sur ce geste et sur les expériences permettant la visualisation et l’identification des réseaux neuronaux.
Remplacement
L’objectif du projet est de caractériser l’organisation anatomique des réseaux neuronaux dans le cerveau de souris. A l’heure actuelle, aucune méthode alternative ne permet de reproduire de manière équivalente la complexité des interactions cellulaires, l’intégrité structurale du tissu nerveux ni la dynamique de migration des traceurs neuronaux au sein d’un cerveau dans son environnement physiologique. Les approches in vitro ou in silico ne permettent pas d’observer la distribution anatomique des traceurs dans un contexte tridimensionnel intégrant les connexions neuronales fonctionnelles. De plus, il n’existe pas à l’heure actuelle de logiciel de réalité virtuelle permettant l’injection cérébrale stéréotaxique chez le rongeur de manière réaliste. Ces travaux pratiques consistent à observer l’animal vivant lors de la chirurgie afin de contrôler ses paramètres vitaux ainsi que son endormissement à l’anesthésie et son réveil et d’appréhender les techniques d’asepsie. Enfin, une vidéo de la chirurgie n’est pas envisageable car l’acte chirurgical n’est pas l’unique finalité de ces travaux pratiques, c’est une étape dans l’étude globale des projections motrices du cerveau, les étudiants ont donc besoin aussi d’apprendre les manipulations post-mortem comme la dissection du cerveau, et d’appréhender les techniques de traitement du tissu cérébral très fréquemment utilisées en neurosciences (perfusion cardiaque, coupes du cerveau, visualisation du traceur). Par conséquent, l’utilisation d’animaux vivants est nécessaire pour atteindre les objectifs scientifiques et pédagogiques du projet. Néanmoins, l’utilisation du modèle animal est strictement limitée au minimum nécessaire, et l’ensemble des procédures est conçu de manière à limiter la douleur, la souffrance et le stress des animaux. Des méthodes alternatives sont utilisées lorsque cela est possible, notamment pour la formation théorique des étudiants, l’analyse des données et l’interprétation des résultats expérimentaux.
Réduction
Les méthodes expérimentales utilisées dans ce projet pédagogique sont des techniques déjà validées et maitrisées par les enseignants intervenants dans ces travaux pratiques, ce qui permet de limiter les phases de mise au point et donc d’éviter l’utilisation d’animaux supplémentaires à des fins de calibration technique. L’ensemble des procédures est réalisé par un enseignant habilité et formé à l’expérimentation animale, ainsi qu’à la chirurgie, garantissant ainsi la reproductibilité des gestes, limitant les variations expérimentales susceptibles d’augmenter le nombre d’animaux nécessaires, respectueux des contraintes réglementaires, et des mesures de raffinement. Le nombre d'animaux est déterminé en fonction des besoins pédagogiques du module d’enseignement, tout en étant réduit au minimum pour que cela reste compatible avec un apprentissage efficace des étudiants et avec la bonne réalisation des observations scientifiques. La promotion de Master comprend environ 20 étudiants par an. Afin de limiter le nombre d’animaux tout en permettant un encadrement pédagogique efficace, un ratio d’1 animal pour 3 étudiants est appliqué pour les travaux pratiques, ce qui correspond à 7 animaux par an. S’ajoute à cela un animal supplémentaire prévu à des fins de raffinement en cas d’atteinte des points limites et de nécessité d’arrêt anticipé de la procédure. Ainsi, le projet nécessite 8 souris par an, soit un maximum de 24 animaux sur la durée totale du projet de 3 ans. Cette stratégie permet de garantir un équilibre entre les exigences pédagogiques, la qualité de la formation dispensée aux étudiants et le respect du principe de réduction du nombre d’animaux utilisés, conformément aux principes éthiques et réglementaires en vigueur.
Raffinement
L’ensemble des procédures est conçu de manière à réduire au maximum la douleur, la souffrance, et l’angoisse des animaux. Les animaux sont hébergés dans des salles d’animalerie dédiées, éloignées des sources de bruit et des perturbations liées à l’activité d’enseignement. Ces locaux sont agréés pour l’hébergement des rongeurs de laboratoire et l’hébergement comprend une période d’acclimatation de 10 jours. De plus, les animaux sont hébergés en groupe afin de limiter le stress lié à l’isolement avec au moins un matériau de nidification permettant la construction de nids et l’expression de comportements naturels. Les manipulations expérimentales sont réalisées par un enseignant formé et habilité à l’expérimentation animale ainsi qu’aux gestes chirurgicaux, garantissant la maîtrise des procédures, la réduction du temps d’exposition des animaux à la procédure expérimentale et une contention adaptée et de courte durée. Ainsi le stress et l’inconfort qui pourraient survenir pendant la pesée des animaux et durant les manipulations sont réduits. Une anesthésie générale gazeuse est systématiquement utilisée, associée à l’administration d’un traitement anti-inflammatoire et anti-douleur adapté en pré- et post-opératoire afin d’assurer une prise en charge optimale de la douleur. Le bien-être des animaux est contrôlé à chaque étape de la procédure chirurgicale. Pendant l’acte chirurgical, la température corporelle est maintenue à l’aide d’un dispositif de tapis thermorégulé contrôlé par sonde thermique afin de prévenir l’hypothermie associée à l’anesthésie. Après la chirurgie, les animaux sont surveillés par les étudiants immédiatement après la procédure, puis quotidiennement par l’enseignant responsable afin de détecter précocement tout signe de douleur ou de complication. Après euthanasie et prélèvement du cerveau, les autres organes seront proposés à la communauté universitaire. Concernant l’animal surnuméraire prévu dans le protocole, celui-ci sera utilisé uniquement en cas d’atteinte anticipée des points limites. S’il n’est pas utilisé, il pourra être replacé à d’autres projets de recherche ou d’enseignement, contribuant ainsi à la réduction globale du nombre d’animaux utilisés.
Choix des espèces
Les souris de souche Swiss sont utilisées dans le cadre de ce projet car elles constituent un modèle animal de référence largement utilisé en recherche biomédicale et en enseignement en neurosciences. Cette espèce présente une organisation anatomique et fonctionnelle du système nerveux bien caractérisée, permettant l’étude des structures cérébrales et des réseaux neuronaux d’intérêt. L’utilisation de cette espèce facilite également l’interprétation des résultats et la comparaison avec les données scientifiques disponibles dans la littérature spécialisée. Le choix de cette souche permet ainsi de garantir une standardisation des conditions expérimentales et d’assurer un apprentissage fiable des techniques par les étudiants, tout en limitant les variations expérimentales susceptibles d’augmenter le nombre d’animaux nécessaires. Cela s’inscrit dans le respect du principe des 3R, pour atteindre les objectifs pédagogiques. Les animaux utilisés sont des souris adultes âgées d’environ 8 semaines. Ce choix d’animaux adultes est justifié par les caractéristiques techniques des procédures expérimentales prévues, la visualisation des réseaux de neurones nécessitant un animal dont le développement cérébral est achevé et dont l’anatomie cérébrale est stable. L’utilisation d’animaux adultes permet en effet l’utilisation d’atlas cérébraux de référence établis chez la souris adulte, facilitant la reproductibilité des expériences. De plus, le choix d’animaux adultes ne présentant donc pas de vulnérabilité particulière liée au développement ou au vieillissement, est adapté aux procédures prévues dans le protocole. Enfin, la taille du cerveau adulte permet d’obtenir un nombre plus important de coupes histologiques par animal, augmentant ainsi la quantité de données analytiques exploitables par individu et contribuant au principe de réduction du nombre total d’animaux utilisés.
Programme de tutorat pour l’acquisition des gestes techniques courants en expérimentation animale sur rats et souris
- Formation professionnelle
Rats : 173
Objectifs
Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Ce type de formation est obligatoire en France et en Europe avant de pouvoir intervenir sur des animaux à des fins scientifiques. Le projet vise à garantir que chaque personne soit bien préparée, accompagnée, et évaluée avant de travailler de façon autonome. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet de formation seront principalement des rats et des souris. Ils seront soumis à différents gestes techniques que les participants doivent apprendre à maîtriser. Ces gestes incluent par exemple des injections (sous la peau, dans le ventre ou dans une veine), des prises de sang à différents endroits du corps, ou des gestes plus complexes comme ceux réalisés lors d'une chirurgie. Chaque animal suivra un parcours progressif avec plusieurs gestes différents, adaptés au niveau du stagiaire. Tous les gestes sont réalisés dans un cadre très encadré, avec des limites strictes sur le nombre d’interventions par animal. À la fin de leur participation, les animaux seront endormis profondément puis euthanasiés sans réveil. L’apprentissage est organisé de manière à limiter au maximum les manipulations inutiles et à garantir le respect du bien-être animal tout au long du programme. La durée de chaque geste est volontairement limitée et adaptée au niveau de formation, afin de réduire au maximum le temps de manipulation et l’impact sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur temporaire. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu ; des complications rares comme une infection locale ou une fausse route lors de l’administration par la bouche ou le nez. Certaines chirurgies sont simulées, mais si une intervention réelle est nécessaire, elle est faite sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. Dans tous les cas, les gestes sont réalisés de manière encadrée, avec des mesures de prévention de la douleur et un suivi attentif de l’état de santé de chaque animal.
Devenir
Dans le cadre de ce projet de formation, tous les animaux seront euthanasiés à la fin de leur participation. Cela s’explique par le fait que certains gestes techniques réalisés sont potentiellement invasifs ou causent un stress ou un inconfort temporaire. De plus, le projet a une visée pédagogique, ce qui implique des manipulations répétées sur un même animal. Afin d’éviter toute douleur ou souffrance prolongée, et de respecter les règles de bien-être animal, chaque animal sera endormi profondément lorsque cela est nécessaire, puis euthanasié de manière conforme aux réglementations en vigueur, sans qu’il ne se réveille. Cette décision permet de garantir à la fois une formation de qualité et un traitement respectueux des animaux utilisés.
Remplacement
Dans ce projet de formation, l’utilisation d’animaux vivants n’a lieu qu’en dernier recours, lorsque cela est vraiment nécessaire pour apprendre correctement un geste. Avant cela, les participants passent par une phase de préparation théorique, avec des documents, des vidéos pédagogiques et des explications détaillées. Ensuite, lorsque c’est possible, ils s’entraînent sans utiliser d’animal vivant. Par exemple, ils peuvent manipuler des cadavres d’animaux déjà euthanasiés pour d’autres raisons, ou utiliser des morceaux de tissus animaux (comme de la peau de poulet) ou encore des modèles en plastique conçus pour simuler des gestes. Ces étapes permettent d’apprendre les bons réflexes et de s’habituer au matériel sans faire souffrir d’animaux. L’usage d’animaux vivants est donc limité à ce qui est strictement nécessaire pour valider les compétences dans des conditions proches de la réalité.
Réduction
Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Chaque personne formée apprend plusieurs gestes sur un seul animal, ce qui permet de mutualiser les apprentissages et d’éviter d’utiliser un animal différent pour chaque geste. En moyenne, une personne réalise une seule procédure de formation qui nécessite cinq animaux. Au total, pour l’ensemble du projet, cela représente environ 863 souris et 173 rats sur cinq ans, en comptant une marge de sécurité pour les imprévus. Quand cela est possible, les animaux utilisés ne sont pas élevés spécifiquement pour ce projet : ce sont par exemple des animaux surnuméraires, des animaux non utilisés dans d’autres expériences ou des animaux de contrôle en fin de suivi. Cela permet de réduire encore davantage le nombre d’animaux produits et de donner une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi. Cette organisation permet donc de former les professionnels de manière efficace, tout en respectant les principes de réduction fixés par la réglementation européenne.
Raffinement
Dans ce projet de formation, tout est mis en œuvre pour limiter au maximum la douleur, le stress ou l’inconfort que pourraient ressentir les rats et les souris. Les participants commencent toujours leur apprentissage sans utiliser d’animaux vivants, en s’exerçant d’abord sur des modèles ou des animaux déjà décédés. Ce n’est qu’une fois ces étapes franchies qu’ils manipulent un animal vivant, sous la supervision d’un formateur expérimenté. Quand un geste est potentiellement douloureux, un médicament antidouleur (buprénorphine) peut être donné à l’animal avant l’intervention. Si un geste s’avère trop difficile à réaliser sans gêne pour l’animal, une anesthésie temporaire peut être utilisée pour éviter toute souffrance. Les chirurgies, lorsqu’elles sont nécessaires, sont toujours faites sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. L’état de chaque animal est suivi à l’aide d’une grille d’observation (cf. Annexe 4) qui permet de détecter rapidement tout signe de douleur ou de malaise. Si un animal atteint un seuil critique (appelé « point limite »), il est euthanasié sans souffrance. Des soins supplémentaires sont apportés, comme le maintien au chaud, la mise à disposition d’aliments faciles à manger après une anesthésie, et la surveillance régulière de leur état. Toutes ces mesures sont mises en place pour respecter les principes de protection animale définis par la réglementation européenne, et garantir une formation de qualité sans exposer inutilement les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisées dans la recherche scientifique. En France, elles représentent environ 70 % des animaux utilisés dans les laboratoires. Ce sont donc les espèces que les participants à cette formation seront amenés à manipuler dans leur travail. Les animaux utilisés sont tous adultes, en bonne santé, et sans maladie. Ce choix est important : les animaux adultes sont plus faciles à manipuler, leur taille permet de bien voir les gestes à effectuer, et cela correspond aux conditions réelles dans lesquelles les chercheurs travaillent. Aucun animal jeune ou âgé n’est utilisé pour la formation. Utiliser des rats et des souris adultes permet donc d’apprendre dans de bonnes conditions, tout en limitant les risques pour l’animal et en respectant les règles éthiques.