Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Dérégulation des phosphoinositides et myopathie-MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
La myopathie myotubulaire est une maladie génétique néonatale très grave caractérisée par une hypotonie et une atrophie musculaire sévère. C’est une maladie incurable qui conduit au décès des patients par détresse respiratoire dès le plus jeune âge. Le gène responsable de cette maladie code la Myotubularine. C'est une enzyme qui régule une classe de lipides appelée phosphoinositides (PIs). Ce projet a pour objectif de caractériser et d’étudier deux modèles de souris qui reproduisent la dérégulation des lipides contrôlés par la Myotubulaine. Notre but est d’identifier les processus cellulaires ciblés par ces lipides dans le tissu musculaire et comment leur dérégulation impacterait l’apparition et la progression de la maladie. Dans ce contexte, des résultats de l’équipe montrent que l’accumulation les lipides régulés par la Myotubularine régulent le systéme de dégradation des protéines. D’autre part, nos expériences dans des modèles cellulaires dépourvus de la Myotubularine montrent que ces cellules manifestent des défauts de différentiation musculaire. Nous proposons ainsi d’étudier les impactes de la dérégulation des lipides régulés par la myotubularine MTM1 dans le modèle murin (in vivo) spécifiquement dans le muscle squelettique. MODIFICATION L’AJOUT DE LA PROCEDURE 4 NECESSITE UNE MODIFICATION DU PROJET INITIAL AUTORISE AVEC AJOUT DE 44 ANIMAUX.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de décortiquer dans un contexte intégré et physiologique les effets musculaires de la dérégulation des lipides régules par la Myotubularine et ainsi apportera une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologiques mis en jeu dans la myopathie myotubulaire liée à l’X. Il permettrait ainsi de proposer de nouvelles pistes thérapeutiques pour cette maladie génétique incurable.
Procédures
Injection d'une toxine (Notexin) à faible dose qui induit la régénération du muscle et donc la formation de nouvelle fibres musculaires: Nombre 72, Durée = 3J ou bien 12J ou bien 24J Post injection (en intramusculaire). Injection d'un viris (l'Adeno-associated virus) pour permettre l’acheminement de gène (non oncogène) dans un tissu afin d'étudier en détail la fonction de ce gène d’intérêt : Nombre 48, Durée 5 semaines post injection (en intramusculaire). Tous les animaux utilisés dans ce projet sont identifiés par un tatouage aux phalanges et sont génotypés suite à un prélèvement de queue inférieur à 0,5mm par le service de l’animalerie habilités pour ce geste. MODIFICATION : 5 FOIS (SEMAINES 4-6-8-10-12), SUR ANIMAL VIGILE: -MESURE DE COMPOSITION CORPORELLE : CONTENTION DANS L’APPAREIL DE MESURE DE LA COMPOSITION CORPORELLE, 2 MINUTES -TEST DE FORCE:5 X 1 SECONDE, AVEC AU MOINS 1 MINUTE DE REPOS ENTRE 2 ESSAIS
Impact sur les animaux
Les souris concernées dans cette étude peuvent développer une faiblesse musculaire importante. Chez l’homme la pathologie liée à la perte de fonction des gènes étudiées dans ce projet induit une myopathie rare et sévère avec qui entraine le décès chez les nouveau-nés ou à l’enfance. De ce fait on suspecte que les protéines étudiées sont nécessaires au développement du muscle qui démarre pendant la vie fœtale. Afin d’étudier ce process et de s'affranchir de l’analyse des fœtus, on a choisi de reproduire la formation du muscle en injectant une toxine (Notexin) à faible dose qui induit la régénération du muscle et donc la formation de nouvelles fibres musculaires. Cette injection se fait d’une manière localisée (Tibialis de la souris) mais pourrait rarement provoquer une nuisance modérée (irritations et démangeaisons). La formation de nouvelles fibres musculaire dans le modèle murin se fait assez rapidement au bout d’une vingtaine de jours et le muscle retrouve sa fonction normale. De même, afin d'approfondir le lien entre nos gènes d’intérêt et la régénération musculaire, on propose d’utiliser un outil d’acheminement des gènes pour les exprimer dans un tissu : les Adénovirus associés. C’est une approche fréquemment employée dans le muscle et utilisée dans les thérapies géniques chez l’homme. L’injection de ces virus est localisée (Tibialis) et ne provoque pas d’effets nuisibles notables chez les souris (résultats antérieurs publiés par le porteur du projet). Enfin tous les animaux utilisés dans ce projet sont identifiés par un tatouage aux phalanges et sont génotypés suite à un prélèvement de queue inférieur à 0,5mm par le service de l’animalerie habilités pour ce geste. MODIFICATION : LA MESURE DE COMPOSITION CORPORELLE INDUIRA UN STRESS DU A LA CONTENTION DANS L’APPAREIL, QUI S’ARRETERA DONC DES LA FIN DE LA MESURE. LA MESURE DE FORCE POURRA INDUIRE UNE FATIGUE MUSCULAIRE LEGERE IMMEDIATEMENT A LA SUITE DU TEST.
Devenir
A l'issue des procédures 1, 2 et 3 (MODIFICATION: "ET PROCEDURE 4"), les animaux sont mis à mort et les muscles sont disséqués et analysés. Ces analyses sont indispensables pour comprendre comment l’altération des phosphoinositides impacte des processus importants de la proteostase musculaire dans le contexte de la myopathie myotubulaire.
Remplacement
En dépit de l’exitance de modèles cellulaires (cellules musculaires de souris dépourvus de l’expression de MTM1 et de Fbxw7) développés par le porteur du projet, ces modèles ne traduisent pas la physiopathologie de la maladie. En effet, cette myopathie apparait dès la naissance chez l’homme et s’aggrave progressivement en touchant spécifiquement le muscle (la fibre musculaire formée qui ne peut pas être reproduite en culture cellulaire). Cette particularité rend l’exploration des cellules musculaires en culture très limitante (restreint aux aspects moléculaires et cellulaire de la perte de l’expression de la protéine MTM1) pour étudier la physiologie de la maladie et envisager des solutions thérapeutiques. De même, il n’existe pas à ce jour des systèmes cellulaires plus intégré (type organoïde) pour étudier le muscle qui est un organe complexe soumis à l’innervation et la contraction. En ce qui concerne la régénération musculaire, c’est un processus complexe qui met en œuvre l’ensemble des cellules résidentes dans le muscle (fibres musculaires, cellules immunitaires, cellules de soutiens du stroma, cellules nerveuse…) et de ce fait impossible à reproduire dans un système in vitro/in cellulo ou ex vivo). Ainsi, le recours au modèle murin est irremplaçable pour le déroulement de ce projet.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe est 8 animaux pour les lignées sans intervention et 6 animaux pour les mêmes lignées avec intervention. Deux animaux en plus par groupe seront inclus afin d’anticiper des pertes. Ainsi le nombre de souris/groupe est réduit à son maximum en respectant les contraintes statistiques dans les publications scientifiques, sans compromettre les objectifs du projet et pour permettre des analyses statistiques fiables. Le nombre de souris utilisé est calculé de manière à donner des résultats statistiquement significatifs en tenant compte de la variabilité entre individus et entre groupe experimentaux.
Raffinement
L’effet de la réexpression de MTM1 et de Fbxw7 dans le muscle des deux modèles étudiés par l’outil AAV fera l’objet d’un suivi. Dans les deux cas, afin de restreindre la réexpression de MTM1 et Fbxw7 dans les cellules musculaires et minimiser au maximum des effets indésirables potentiels, les deux gènes seront sous contrôle d’un promoteur musculaire (expression restreinte au muscle squelettique). La procédure de suivi des animaux injectés par la Notexin ou des Adeno associated virus consistera à faire des observations quotidiennes. Tout effet indésirable peu importe son degré fera l'objet d'un suivie. Une observation des animaux en expérimentation est réalisée quotidiennement. L’état général de l’animal est évalué : prise de nourriture, toilette et mouvements habituels sont considérés comme des signes de bonne santé. La douleur est évaluée par les signes de prostration, de perte d’appétit ou de poids et de mouvements pénibles. Le poids qui traduit entre autres la masse musculaire (atteinte musculaire suite à la délétion des gènes d’intérêt) sera mesuré dès la naissance et tous les 3 jours. L’environnement des animaux est enrichi (bandes de papier Sizzle-Nest pour la nidification, cube de bois pour usure des dents, tunnel ou d'igloo). Pour les animaux qui développeront une faiblesse musculaire (myopathie), l'accès à la nourriture et à l'eau sera facilité en plaçant des croquettes humidifiées et de l'hydrogel dans la cage. Des points d'alertes et des points limites sont fixées par le responsable afin d'entreprendre l'action à appliquer pour réduire la souffrance animale.
Choix des espèces
Nous utilisons des souris parce que le modèle animal de la perte fonctionnelle de la Myotubularine reproduit les principales caractéristiques de la maladie humaine et permet ainsi de se rapprocher le plus de la physiopathologie de la maladie. Le modèle Fbxw7 n’est disponible que chez la souris. D’autre part, l’étude de la myogenèse in vivo après la régénération musculaire a été trés bien décrite chez la souris. C’est un processus conservé et de ce fait traduit ce qui se passe chez l’homme. Il n'existe pas de modèles alternatifs et accessibles pour induire et suivre la myogenèse au cours du temps. Les cultures primaires de cellules satellites isolées de souris de 2 semaines présentent l'avantage de reproduire la différenciation musculaire ex vivo et de complémenter les résultats acquis in vivo, permettant ainsi de réduire le nombre d'animaux nécessaires à l'étude. Les souris sans intervention seront utilisées entre 2 et 20 semaines selon le besoin (survie du phénotype). Un lot de souriceaux âgés de 2 semaines sera utilisé afin d’établir des cellules primaires et compléter l’étude in vivo après régénération (diminuer le nombre de souris). Cet âge est la meilleure fenêtre de prélèvement pour isoler les cellules souches du muscle (cellules satellites).
Détermination de la biodistribution de nouveaux colorants fluorescents et formation chirurgicale au prélèvement utérin sur modèle porcin en vue du prélèvement utérin sur donneuse en état de mort encéphalique.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Troubles urogénitaux
Objectifs
Les colorants spécifiques en mesure de cibler sélectivement une zone d’intérêt chirurgical sont une innovation pour améliorer le traitement des patients. Récemment, une nouvelle formulation de colorant pouvant potentiellement modifier le mode d’élimination des colorants a été mise au point, en passant d’une voie d’élimination par le foie à une voie d’élimination par le rein. Un tel produit permettrait de visualiser en temps réel et par fluorescence le système urinaire du patient en cours de chirurgie et d’éviter de graves complications chirurgicales du système urinaire. Pour les patientes atteintes d’une infertilité utérine absolue, les moyens d’accéder à la parentalité sont limités. La Transplantation Utérine (TU), qui connait un essor mondial depuis la 1ère naissance d’un enfant vivant en bonne santé issu de cette technique en 2014, apparaitrait comme une solution intéressante pour les cas d’absence d’utérus ou dans les cas de cancers. A ce jour plus de 80 transplantations utérines ont été réalisées dans le monde et plus de 40 enfants sont nés. Le greffon est issu d’une donneuse vivante ou d’une donneuse en état de mort encéphalique. En France, 3 greffes utérines ont à ce jour été réalisées en France, à partir de donneuses vivantes, conduisant à 2 naissances vivantes chez la même patiente. Ce projet comporte deux objectifs qui seront menés sur les mêmes animaux à des fins de réduction : -après avoir acquis la technique de greffe utérine, de former des chirurgiens dans les centres de greffes. De plus, la conservation de l’utérus sera étudiée. - vérification de l’élimination rénale d’un colorant.
Bénéfices attendus
L’objectif à terme est de pouvoir offrir la greffe utérine chez les patientes atteintes d’infertilité utérine absolue et améliorer la sécurité des chirurgies vasculaires grace au monitoring urinaire par colorant.
Procédures
Les animaux vont subir une injection de colorant et un prélèvement utérin après injection dans le muscle de tranquillisant, la mise en place d’un cathéter à la veine de chaque oreille et de l’injection intraveineuse d’anesthésique et antidouleur. Ensuite l’utérus sera prélevé sous anesthésie et l’animal sera mis à mort.
Impact sur les animaux
- Malgré l’utilisation d’un prolongateur un stress peut être ressenti par l’animal lors de l’injection d’anesthésique pour les prémédications. - Per-opératoire : risque de plaie urologique (uretère, vessie), plaie vasculaire avec hémorragie aigue, plaie digestive.
Devenir
Mise à mort des 15 porcs car la technique de prélèvement de l’utérus ne permet pas de les laisser en vie.
Remplacement
Cette étude permet de définir la biodistribution d'un nouveau composé dans le corps. Le modèle animal vivant est nécessaire pour définir le trajet du produit après une injection dans la circulation sanguine. L’entrainement chirurgical sur modèle de transplantation utérine sur modèle animal est un pré-requis à l’ouverture de tout nouveau centre de transplantation utérine. En effet, une telle intervention ne peut s’envisager sans un entrainement sur un modèle animal dont l’anatomie pelvienne se rapproche de l’anatomie féminine, en particulier sur le plan de la vascularisation comme c’est le cas sur le modèle porcin. A terme, le prélèvement utérin dans le cadre des prélèvements multi organes va s’intégrer au prélèvement des organes vitaux (cœur, poumons, foie…). Il doit donc être réalisé par des chirurgiens entrainés afin de ne pas mettre en péril ces derniers. Par ailleurs, il n’existe à ce jour aucune technique de simulation envisageable afin d’éviter le recours à l’expérimentation animale.
Réduction
L’utilisation des mêmes animaux pour les 2 objectifs permet de diviser le nombre d’animaux utilisés par deux pour la recherche.
Raffinement
Des points limites généraux et adaptés au modèle permettront l’arrêt de la procédure si nécessaire. La sédation sera effectuée à l’aide d’un prolongateur, ce qui permet de réaliser une injection intra musculaire sans contention. Les porcs sont hébergés sans caillebotis et avec de la sciure et du foin et sont promenés dans un espace plus grand que leur cage pour leur permettre de courir.
Choix des espèces
Le porc est un modèle qui présente les mêmes capacités de métabolisation des composés chimiques que l’Homme et qui est couramment utilisé dans le développement de nouvelles techniques chirurgicales en gynécologie, comme l’illustre le développement de la chirurgie robotique. En effet, la vascularisation pelvienne de la truie est similaire à la vascularisation chez la femme. C’est également pour cette raison que cette espèce a été utilisée à plusieurs reprises afin de construire un modèle pré-clinique de transplantation utérine. Les animaux auront entre 12 et 14 semaines soit environ 40 kg, stade le plus précoce sur lequel le projet peut être réalisé (taille des vaisseaux, taille du bassin).
Evaluation d’approches pharmacologiques ciblant une protéine mitochondriale sur la chronologie du cancer colorectal, la fonctionnalité des muscles cardiaques, vasculaires et squelettiques chez le rat
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système musculosquelettique
Objectifs
L’ion calcium est impliqué dans différents processus favorisant le développement du cancer. A l’échelle cellulaire, les variations de calcium intra-mitochondrial sont essentielles à la production d’énergie pour la cellule. Or, dans les cellules cancéreuses, les mitochondries présentent divers degrés de dysfonctionnement. Ainsi, le développement de nouveaux agents visant spécifiquement ces organites suscite un intérêt croissant dans la lutte contre le cancer. La sortie de calcium de la mitochondrie dépend d'une protéine mitochondriale. Dans le cancer colorectal, cette protéine joue un rôle ambivalent : une diminution de son expression et de son activité entraine une réduction significative de la croissance tumorale, mais semble ensuite favoriser l’apparition de métastases ainsi qu’une résistance à la chimiothérapie. Toutefois, ces résultats proviennent d’expériences in vitro, réalisées sur des cellules probablement adaptées à l’absence de cette protéine. L’utilisation d’approches pharmacologiques ciblant spécifiquement cette protéine apparaît donc indispensable pour mieux comprendre son rôle dans la progression du cancer colorectal. Le calcium mitochondrial joue également un rôle crucial dans la régulation des cellules musculaires. Chez les patients atteints de cancer, le fonctionnement de ces cellules peut être altéré par la maladie elle-même et/ou par les traitements anti-cancéreux, entraînant des complications qui détériorent fortement la qualité de vie des patients. Les effets de stratégies pharmacologiques ciblant la protéine mitochondriale étudiée n’ont pas encore été étudiés sur les organes comportant des cellules musculaires. Ce projet a donc pour objectif d’étudier l’impact systémique du développement du cancer colorectal et des traitements ciblant la protéine d'intérêt, à l’aide d’un modèle de rat génétiquement modifié. Ce modèle est porteur d'une mutation fréquemment retrouvée dans les cancers colorectaux humains et constitue un modèle pertinent pour reproduire fidèlement la tumorigenèse intestinale.
Bénéfices attendus
À court terme (pendant et juste après le projet) : - Meilleure compréhension du rôle de la protéine d'intérêt dans la progression du cancer colorectal. - Acquisition de données sur les effets du cancer colorectal et des inhibiteurs de la protéine d'intérêt sur la physiologie cardiovasculaire, musculaire et intestinale dans un organisme entier. Comparaison entre la chimiothérapie conventionnelle et l’approche innovante (inhibition de la protéine d'intérêt). - Identification de signatures biologiques associées à la modulation de la protéine d'intérêt et au développement tumoral, en tenant compte non seulement de la tumeur mais aussi des organes périphériques (muscles cardiaques et squelettiques, intestin, foie, tissu adipeux). - Meilleure gestion des effets secondaires : compréhension des impacts métaboliques des approches pharmacologiques ciblant la protéine d'intérêt pour mieux anticiper et limiter les complications cliniques chez les patients. - Production de données essentielles pour justifier le passage à des essais cliniques précoces d’inhibiteurs de la protéine d'intérêt. À long terme (5-10 ans et au-delà) : - Développement de nouvelles classes de médicaments ciblant la protéine d'intérêt, pouvant compléter ou remplacer certains traitements classiques du cancer colorectal. - Intégration des connaissances dans les stratégies personnalisées de traitement du cancer colorectal, en tenant compte du profil tumoral et des comorbidités du patient. - Amélioration de la qualité de vie : réduction des complications cardiovasculaires et musculaires liées aux cancers digestifs et à leurs traitements, grâce à des thérapies mieux tolérées. - Extension à d’autres pathologies : les connaissances acquises pourraient bénéficier à la recherche sur d’autres cancers, mais aussi sur des maladies cardiovasculaires et métaboliques.
Procédures
Injection sur animal vigile de traitement anticancéreux par voie intrapéritonéale 2 fois par semaine pendant 9 semaines (< 5 minutes à chaque fois). Pesée des animaux vigiles : 3 fois/semaine pendant 6 semaines puis 1 fois/jour pendant 3 semaines (< 1 minutes à chaque fois). Mesure de la pression artérielle chez le rat vigile, 2 fois par animal (< 10 minutes à chaque fois). Injection par voie intrapéritonéale d’un anesthésique sur animal vigile (1minute) puis échographie cardiaque (5 minutes). Prélèvement du bloc coeur-poumons sous anesthésie générale profonde 1 fois/animal pendant moins d’1 minute.
Impact sur les animaux
Stress durant le transport des animaux. Stress ponctuel lié à la manipulation/contention des animaux lors des pesées, de la mesure de la pression artérielle et des injections intrapéritonéales. Douleur au niveau des sites d’injection du traitement ou du solvant. Le cancer et le développement tumoral peuvent entrainer des symptômes d'intensité limitée : une perte de poids, une perte d’appétit et une réduction de la mobilité à cause de la cachexie cancéreuse.
Devenir
Les rats ayant subis une échographie uniquement seront réutilisés dans un autre projet. Pour les groupes d’animaux témoins et traités, nous devons récupérer en fin d'expérience les tumeurs ainsi que plusieurs organes pour caractériser l'effet biologique des traitements. Nous devons pour cela procéder au prélèvement du bloc cœur-poumons, ce qui entraine la fin de vie de l’animal.
Remplacement
L’un des principaux défis de la recherche sur les effets systémiques de la tumeur sur l’hôte réside dans les défaillances multi-organiques qui en résultent. Cette complexité rend le développement de modèles expérimentaux particulièrement difficile. À ce jour, il n’existe pas de modèle in vitro capable de reproduire fidèlement ces interactions. Les altérations métaboliques étendues et les atteintes de plusieurs organes compliquent fortement la conception d’approches pertinentes. La recherche dans ce domaine s’appuie notamment sur l’utilisation de biopsies humaines, exploitées directement ou utilisées pour établir des lignées cellulaires et des organoïdes. Cependant, ces approches présentent des limites : quantité et qualité variables des échantillons, accès restreint à certains organes (cœur, intestin, foie) et contraintes éthiques. De plus, les lignées cellulaires immortalisées ne reflètent pas la complexité fonctionnelle des tissus dans leur contexte physiologique. Ces limites nous conduisent à recourir à des modèles animaux et à des expérimentations in vivo, seules approches permettant d’étudier de manière intégrée l’impact de la tumeur sur l’organisme entier.
Réduction
L’étude comporte une étape préliminaire comportant au maximum 10 animaux ainsi que quatre groupes expérimentaux de rats comprenant chacun 13 animaux, soit un total de 62 rats. Ce nombre a été défini pour maintenir un équilibre éthique et scientifique, en garantissant une puissance suffisante pour détecter des effets modérés à forts à l'aide d'outils statistiques tout en limitant l’usage d’animaux.
Raffinement
Une phase d’habituation sera mise en place pour limiter le stress des animaux. Tous les animaux seront hébergés dans un milieu enrichi. Après chaque mesure expérimentale et chaque administration, l’animal recevra une récompense alimentaire. Les animaux seront étroitement surveillés pendant toute la durée du traitement avec, le cas échéant, l'utilisation d'un analgésique et des points limites adaptés.
Choix des espèces
Notre modèle de rat génétiquement modifié, porteur d'une mutation fréquemment retrouvée dans les cancers colorectaux humains, permet de reproduire fidèlement la tumorigenèse intestinale. Ce modèle ne se limite pas à l’étude du développement tumoral : il offre également la possibilité d’analyser les conséquences systémiques du cancer sur l’organisme entier. Ainsi, il permettra d’évaluer à la fois la charge tumorale et l’impact de la maladie sur des fonctions clés telles que la motilité intestinale, la fonction cardiovasculaire et la physiologie musculaire squelettique. Grâce à cette approche intégrative, ce modèle est idéal pour générer des données essentielles à l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques et pour justifier, le cas échéant, le passage à des essais cliniques précoces. Les animaux utilisés dans ce projet seront à un stade adulte et âgés de 12 semaines au début du traitement. Ce choix repose sur des considérations physiologiques et méthodologiques. En effet, il s’agit d’une période où l’organisme a atteint sa maturité fonctionnelle et présente une stabilité métabolique, cardiovasculaire et musculaire, conditions indispensables pour obtenir des données fiables et interprétables.
Etude du muscle squelettique chez les rongeurs par Imagerie et Spectroscopie par Résonance Magnétique
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le phénomène de résonance magnétique nucléaire (RMN), a permis de développer les techniques d’imagerie médicale non invasive depuis plusieurs décennies. Les nombreuses innovations qu'a connues la RMN, en imagerie (IRM) et aussi en spectroscopie (SRM), laissent entrevoir de nouvelles applications. Les techniques d’IRM et de SRM sont des outils puissants dans le domaine des pathologies neuromusculaires et cardiaques (suivi de l’infiltration graisseuse, de l’inflammation, de l’œdème, des atteintes métaboliques…) et sont sans cesse en développement. Le projet soumis ici a pour but de développer dans la durée de nouvelles méthodes d’imagerie et de spectroscopie RMN pour améliorer l’évaluation du muscle squelettique et cardiaque chez les rongeurs. Ces outils pourront ensuite être utilisés en routine dans les projets en expérimentation animale ou transposés en clinique.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont : - D’un point de vue cognitif, il va permettre d’améliorer notre connaissance sur le tissu musculaire, sa structure et son fonctionnement. - D’un point de vue recherche préclinique, il va permettre la mise en place d’outils d’évaluation du muscle et le développement de nouveaux biomarqueurs du tissu musculaire. Ces nouveaux outils et biomarqueurs pourront ensuite être transposés en recherche clinique.
Procédures
L’ensemble des examens par résonance magnétique nucléaire (RMN), ainsi que l’induction des lésions musculaires localisées, seront réalisés sous anesthésie gazeuse. La durée maximale des examens RMN sera de 3 heures. Chaque animal pourra être soumis à un maximum de 12 examens RMN, espacés d’un intervalle minimal de 15 jours. L’induction des lésions musculaires sera brève, ne dépassant pas 15 minutes. Une analgésie préalable à la lésion sera effectuée par injection d’un analgésique. Les injections d’agent de contraste seront effectuées sur animal sédaté pendant l’examen RMN et le volume d’agent de contraste sera calculé de façon à avoir une concentration adaptée au poids corporel. À l’issue des procédures expérimentales, les animaux seront euthanasiés après sédation, afin de permettre le recueil des échantillons musculaires.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances qui sont attendues sont liés aux anesthésies mise en œuvre dans ce projet pouvant induire une détresse respiratoire, si une fréquence respiratoire inférieure à 60 cycles/minute persiste, et une hypothermie si le système de maintien de la température corporelle présente un défaut. Dans le cadre du développement des méthodes d’imagerie, l’utilisation d’un agent de contraste sera nécessaire. Cette injection n’induit pas d’effets secondaires sauf une légère irritation au moment de l’injection en qui s’accompagne d’une augmentation transitoire de la fréquence respiratoire (quelques secondes). Enfin les modèles utilisés pour la validation des méthodes d’imagerie sont des modèles de dégénérescence/régénération musculaire peu traumatiques. Les lésions musculaires mises en œuvre n’induisent pas de phénotype dommageable ni perte de fonction mais pourrait réduire transitoirement un inconfort et une réduction de la mobilité des animaux.
Devenir
L’ensemble des animaux sera euthanasié à l’issue de chaque procédure expérimentale, afin de permettre le prélèvement de tissus musculaires des membres postérieurs en vue d’analyses histologiques.
Remplacement
La résonance magnétique nucléaire (RMN) s’inscrit dans le premier principe des 3R, Remplacer, en permettant d’évaluer in vivo un grand nombre de paramètres du tissu musculaire, réduisant ainsi le recours aux techniques invasives telles que l’histologie ou la biochimie, qui nécessitent souvent l’euthanasie de l’animal pour le prélèvement d’échantillons. Toutefois, à ce jour, aucun modèle in vitro ne reproduit fidèlement la complexité architecturale ni le métabolisme énergétique du muscle, qu’il soit squelettique ou cardiaque. L’utilisation de modèles animaux demeure donc indispensable à l’étude de ces tissus. Divers modèles animaux de pathologies neuromusculaires sont disponibles, notamment chez les rongeurs, les chiens ou les chats. Les modèles murins sont particulièrement répandus en recherche fondamentale et préclinique en raison de leur facilité de manipulation liée à leur petite taille, ainsi que de leur capacité à reproduire plusieurs caractéristiques phénotypiques des pathologies humaines, telles que la fibrose, les cycles de dégénérescence/régénération musculaire et les processus inflammatoires.
Réduction
La complémentarité des techniques d’imagerie et de spectroscopie permet d’acquérir des données multiples à partir d’un même animal. Il est donc possible à partir d’un même examen, consistant en acquisitions de plusieurs séquences d’imagerie er de spectroscopie RMN, d’extraire plusieurs paramètres d’évaluation du tissu musculaire. De plus, la nature non-invasive de l’examen par RMN autorise l’observation du tissu musculaire sans induire de modifications durables de ce dernier. Par son caractère atraumatique, la RMN offre la possibilité de réitérer un examen sur un même animal sans effets nocifs pour les individus rendant possible le suivi longitudinal de l’évolution des pathologies et l’étude de l’efficacité dans le cadre d’essais thérapeutiques. Ces 3 spécificités de la RMN permettent dans le cadre de l’expérimentation in vivo de réduire le nombre d’individus nécessaires à une expérience comme le stipule la règle des 3R avec le 2ème R, Réduire. Le nombre total d’individus est de 595 individus. Les sous-groupes d’animaux sont au minimum de 10 individus. Ce nombre a été estimé de façon à avoir un nombre suffisant d’individus par groupe pour réaliser des tests statistiques standards.
Raffinement
La résonance magnétique nucléaire (RMN) répond également au troisième principe des 3R, Raffinement, grâce à l’évolution continue des outils méthodologiques et aux avancées technologiques en électronique, qui permettent aujourd’hui d’atteindre, en préclinique, des résolutions environ 3000 fois supérieures à celles obtenues avec les dispositifs cliniques les plus performants. Le raffinement s’applique également aux conditions d’hébergement des animaux, maintenus en groupes dans des cages à usage unique placées sur des portoirs ventilés, avec un enrichissement de l’environnement (tubes en carton, copeaux pour la nidification). Toutes les procédures RMN seront réalisées sous anesthésie gazeuse afin de garantir l’immobilité des animaux et de minimiser leur stress. Les modèles lésionnels seront mis en œuvre par du personnel qualifié, notamment pour les injections de notexine, de peptides et pour l’électroporation, réalisée sous anesthésie. La température corporelle sera maintenue à 38 degrés Celsius grâce à un tapis chauffant, et la fréquence respiratoire suivie en continu à l’aide d’un capteur pneumatique amagnétique. L’état de santé des animaux fera l’objet d’une surveillance quotidienne, conformément à la législation en vigueur, et leur poids sera systématiquement contrôlé avant chaque expérimentation afin de détecter toute perte anormale. Des points limites liés à l’état général de l’animal, la réalisation des lésions et la réalisation des examens RMN ont été définis.
Choix des espèces
En raison de leur petite taille et des conditions d’hébergement relativement simples qu’elles requièrent, les souris constituent un modèle animal aisément manipulable et largement utilisé en recherche biomédicale. L’ensemble des procédures sera réalisé chez des animaux ayant atteint l’âge adulte, compris entre 2 et 15 mois. Ce choix vise à limiter les variations interindividuelles liées à la croissance, susceptibles d’affecter la qualité des mesures, notamment en termes de répétabilité et de reproductibilité. Le développement méthodologique prévu dans ce projet nécessitera, dans une première phase, le recours à des animaux issus d’élevages commerciaux, avant une application ultérieure à des modèles pathologiques bien caractérisés. Les modèles lésionnels induits permettent d’étudier les mécanismes impliqués dans le développement de pathologies humaines. Dans le cadre de cette demande d’autorisation, qui concerne exclusivement un développement méthodologique, le choix a été fait de restreindre l’étude à des animaux de sexe mâle.
Caractérisation du potentiel thérapeutique de sucres complexes dans la régénération de la jonction neuromusculaire
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Les troubles générant une instabilité de la synapse, ou jonction neurone-muscle (NMJ), sont fréquents dans plusieurs maladies neuromusculaires. Ces troubles amplifient un déclin moteur, quand ils n’en sont pas directement la cause. Cette relation est confirmée par des expériences qui montrent qu’en réduisant la fragmentation des NMJ, on améliore la force motrice dans un modèle animal de Myopathie de Duchenne (DMD). L'identification des mécanismes de stabilisation de la NMJ est donc cruciale pour la découverte de traitements innovants contre des maladies neuromusculaires dévastatrices et actuellement incurables. Des sucres complexes particuliers appelés héparanes sulfates pourraient intervenir comme mécanisme stabilisateur des NMJ. Ces sucres complexes ainsi que les enzymes à l’origine de leur production diminuent de manière parallèle à la fragmentation de la NMJ chez les DMD. Cette corrélation temporelle est conforme au rôle stabilisateur des synapses de ces molécules et suggère que ce rôle est perdu dans la DMD. Notre but est de rétablir ce rôle chez les animaux DMD en réexprimant ces molécules de surface modifiées afin de stabiliser la NMJ et de promouvoir la récupération fonctionnelle des muscles. Trois objectifs seront poursuivis : 1) augmenter l'expression des enzymes responsables de l’expression de ces molécules de surface modifiées, 2) étudier l'impact de peptides inhibiteurs de ces molécules sur l'intégrité des NMJ in vivo, et 3) tester l'efficacité de l’utilisation in vivo de mimétiques des molécules de surface modifiées sur la stabilisation des NMJ dans la DMD.
Bénéfices attendus
La NMJ est au centre d’un spectre de maladies neuromusculaires, en comprendre la dérégulation permet d’adresser de nouvelles avenues thérapeutiques pour des maladies rares. Notre recherche explore la manière dont des héparanes sulfates (HS) spécifiques régulent la stabilisation de la NMJ dans la DMD. En élucidant le rôle de motifs sulfatés spécifiques dans les HS, nous souhaitons améliorer la compréhension de la fonction musculaire et identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et de nouveaux traitements pour les maladies musculaires.
Procédures
Dans ce projet, le traitement sera administré par injections dans un muscle de chacune des pattes arrières, soit 2 injections par animal à chaque fois. Toutes les injections seront réalisées sur des animaux préalablement injectés avec un médicament contre la douleur, injection qui pourra être répétée toutes les 12 heures pendant 2 à 3 jours, uniquement si des signes de douleur sont observés. À la fin de la procédure, un test fonctionnel pour évaluer la réponse nerf-muscle sera réalisé sur des animaux endormis complètement (anesthésiés au moyen d’une injection). Chaque injection sera effectuée en moins d’une minute. Au total 60 animaux, desquels : - 24 recevant : 1 injection d’un médicament contre la douleur, 2 injections du traitement (une dans chaque patte), et 1 injection pour l’anesthésie. - 16 recevant : 4 injections d’un médicament contre la douleur, 8 injections du traitement (une dans chaque patte, une fois par semaine pendant 4 semaines), et 1 injection pour l’anesthésie. - 20 recevant : 12 injections d’un médicament contre la douleur, 24 injections du traitement (une dans chaque patte, une fois par semaine pendant 12 semaines), et 1 injection pour l’anesthésie.
Impact sur les animaux
Des études antérieures réalisées avec ce type de molécules sur d’autres modèles animaux n’ont révélé ni toxicité ni effets secondaires. Sur cette base, aucun effet indésirable particulier n’est attendu dans le cadre de ce projet. Les injections seront réalisées directement dans un muscle de chaque patte, ce qui peut provoquer une légère douleur locale. Ces injections seront effectuées chez des animaux âgés de 4 - 16 semaines, à un stade de la maladie où les muscles sont encore peu affectés de sortes que l’injection ne devrait avoir qu’un faible impact négatif. Les animaux seront suivis jusqu’à un âge maximal de 16 semaines, puis mis à mort avant l’apparition des symptômes les plus graves de la maladie, afin de limiter autant que possible leur souffrance liée à l’évolution naturelle de la pathologie. L’ensemble du protocole a été conçu pour minimiser au maximum les nuisances pour les animaux, tout en permettant d’obtenir des données scientifiques essentielles à l’évaluation de cette approche thérapeutique.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort à l’issue des trois procédures pour prélèvement des tissus nécessaires à l’analyse.
Remplacement
Nos projets s’intéressent à des processus biologiques qui reposent sur l’évolution au cours du temps d’une structure multipartite requérant l’interaction entre de nombreux types cellulaires (fibre musculaires, motoneurones, cellules de Schwann, kranocytes). De fait, l’étude de ces processus au sein d’un organisme dans son ensemble où toutes les cellules impliquées sont en étroite communication est nécessaire et ne peut être substituée qu’en partie par l’in vitro. Préalablement aux essais précliniques sur les animaux issus de nos lignées modèles, l’efficacité des thérapies testées a été démontrée sur des cultures de cellules musculaires. Aucun produit n'est testé chez nos animaux sans connaissance d'un mécanisme biologique robuste, préalablement établi in vitro. La stratégie proposée ici consiste à cibler spécifiquement le muscle plutôt que tout autre organe, permettant de réduire la dose administrée et la toxicité virale sur certains organes tels que le foie. Les stratégies passant par l’utilisation des molecules spécifiques proposés dans ce projet ont déjà été validées sur des animaux de plus petite taille. Le présent projet est la dernière étape chez l'animal visant à confirmer son efficacité en condition réelle, c'est-à-dire sur un organisme mammifère sévèrement atteint par la maladie que le traitement vise à corriger, y compris dans la complexité de la réponse de l'organisme à l'administration du traitement.
Réduction
Le projet a été optimisé pour utiliser un nombre minimal d’animaux nécessaire pour atteindre une significativité scientifique et statistique adéquate. La taille d’échantillon a été calculée, recommandant l’utilisation optimale de 10 animaux par groupe. Ce chiffre a été validé par d’autres projets achevés présentant des caractéristiques similaires en termes d’état de développement, de stratégie et de paramètres évalués. Les résultats seront analysés par des tests statistiques qui permettront de confirmer ou infirmer des différences entre plusieurs groupes de variables. Chaque animal sera exploité de manière optimale, en recueillant un maximum de données (analyses histologiques, moléculaires et fonctionnelles) à partir des mêmes animaux, prélèvements et échantillons. Ainsi, nous garantissons que les objectifs scientifiques du projet pourront être atteints tout en réduisant le nombre d'animaux enrôlés.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des portoirs équipés de cages ventilées, situés dans des locaux où la température et l’hygrométrie sont rigoureusement contrôlées. Pour leur bien-être, nous avons fait le choix des plus grandes cages disponibles sur le marché, de sorte qu’ils peuvent marcher, courir et se dresser sur leurs pattes arrière. Cet exercice spontané quotidien est pleinement justifié pour des rats dont nous évaluons les capacités locomotrices. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Le cycle d’éclairage est de 12h par jour. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères, à 7 ou 8 par cage à l’âge d’un mois. Puis nous réduisons ce nombre jusqu’à atteindre 3 animaux par cage pour les animaux de plus de 600 grammes. L’isolement n’existe jamais. Afin de favoriser leur bien-être et de limiter les comportements stéréotypés, ils bénéficieront d’un environnement enrichi comprenant un contact hebdomadaire alterné avec différents éléments tels que du coton aggloméré, des bâtonnets de bois, du papier kraft plié en accordéon, des rouleaux de carton et un hamac. La douleur est prise en charge tout au long des procédures, y compris de manière préventive avant les injections, grâce à l’utilisation de molécules contre la douleur ou pour induire le sommeil. Afin d’anticiper tout signe de douleur, des critères de suivi du bien-être ont été établis et sont évalués quotidiennement en observant individuellement les animaux, week-ends et jours fériés inclus. Ces critères portent sur l’aspect général des animaux (pelage et yeux), leur comportement (mobilité) et l’état général de l’animal (masse corporelle). En cas de signes de douleur, des mesures sont prises : surveillance renforcée (biquotidienne) et mesures médicamenteuses visant à atténuer ou supprimer la douleur. Afin de réduire le stress lié aux manipulations expérimentales, les animaux seront habitués dès leur plus jeune âge à être manipulés régulièrement. De plus, ils seront familiarisés avec l’expérimentateur pendant 2-3 jours avant le début des procédures, ce qui permettra de diminuer leur réponse au stress et d’assurer des conditions expérimentales plus harmonieuses.
Choix des espèces
Le modèle animal choisi dans ce projet présente un système neuromusculaire soumis aux mêmes phases de développement pathologique que chez l’humain et qu’on ne retrouve pas chez d’autres modèles animaux. Ce modèle de rat DMD présente les iso-enzymes médiant la sulfatation des HS, conservées chez l’humain, d’où sa pertinence pour la compréhension physiologique et son intérêt pour les maladies neuromusculaires humaines. Les animaux seront injectés à 4 semaines. La fragmentation des NMJ est perceptible dès 2 mois et est déjà maximale à 7 mois. Les traitements visent à prévenir sur la période 1-4 mois l’apparition de la fragmentation de la NMJ au moment où elle s’installe et s’amplifie. .
Etude de la régénération cardiaque
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Objectifs
Selon l’Organisation Mondiale de la Santé, les maladies cardiovasculaires sont responsables de près de 18 millions de morts dans le monde chaque année, soit 31% des décès. Alors que les mammifères adultes sont incapables de régénérer leur cœur suite à un infarctus, un certain nombre d’espèces vertébrées possèdent quant à elles cette propriété. En particulier, le poisson zèbre est capable, suite à l’ablation d’une portion du muscle cardiaque, de totalement régénérer son cœur. Nous avons précédemment développé des systèmes d’ingénierie génétique chez le poisson zèbre permettant d’étudier la fonction des gènes impliqués dans les processus régénératifs, plus précisément les gènes exprimés dans les cellules musculaires cardiaques (cardiomyocytes). Notre principal objectif est d’identifier les différents gènes qui régulent la régénération du muscle cardiaque chez le poisson zèbre pour ensuite les tester chez les mammifères
Bénéfices attendus
Inscrit dans un cadre de recherche globale en santé humaine, l’identification des gènes/processus nécessaires à la régénération cardiaque chez le poisson zèbre, pourrait potentiellement participer au développement d’approches thérapeutiques visant à induire la régénération cardiaque chez l'homme. L’objectif de notre projet à court terme vise à identifier des nouveaux gènes impliqués dans les mécanismes de la régénération des tissus, plus particulièrement du cœur. À moyen terme, nous collaborerons avec nos collègues pour tester le rôle de ces gènes chez les mammifères adultes tels que les souris, ce qui pourrait ouvrir à long terme une transposition de ces découvertes chez l’homme.
Procédures
L’ensemble des interventions sera réalisé sous anesthésie. Les poissons-zèbres subiront une chirurgie du muscle cardiaque, une résection de l’apex du ventricule du coeur de l’ordre de 20%, durant laquelle ils seront maintenus sous anesthésie hors de l’eau pour une durée de 5 minutes maximum. Un groupe de poissons-zèbres impliqués dans le suivi de la prolifération des cardiomyocytes subira des injections quotidiennes d'un faible volume, sous anesthésie hors de l’eau pour une durée d’une minute maximum, chaque jour durant 7 jours consécutifs.
Impact sur les animaux
Les poissons-zèbres subiront un stress léger au cours de la pêche à l’aide d’une épuisette à maille fine. Suite à la chirurgie, les poissons ressentiront un inconfort lié à une diminution de la mobilité et une douleur conséquente au processus de cicatrisation. Les poissons pourront présenter une légère inflammation au niveau du site d’injection et un inconfort lié à la répétition des anesthésies hors de l’eau.
Devenir
L'ensemble des animaux sera mis à mort en fin de procédure afin de réaliser des études histologiques et evaluer la régénération cardiaque.
Remplacement
Les mécanismes de régénération du myocarde sont très complexes, impliquant la participation de nombreux types cellulaires différents. Le développement des techniques alternatives d’organoïdes actuelles s’attache aux modèles mammifères qui ne présentent malheureusement pas cette capacité régénérative. Il n’y a pas aujourd’hui à notre connaissance d’alternative à l’utilisation de poisson-zèbre pour la mise en œuvre de ce projet
Réduction
L’évaluation du nombre d’animaux s’appuie sur nos précédants travaux publiés qui nous ont permis de réduire efficacement le nombre d’animaux necessaires. Nous avons également fait appel à des tests et calculs de puissance statistiques qui nous ont permis de réduire efficacement le nombre d'animaux nécessaire tout en permettant d'obtenir des résultats scientifiques robustes
Raffinement
Actuellement aucune méthode d'analgésie connue ne semble compatible avec les recherches sur la régénération cardiaque. Dans notre équipe, un projet en cours de réalisation a pour objectif d’identifier des molécules analgésiques n’interférant pas avec les mécanismes de régénération du coeur, si de telles molécules sont identifiées elles seront alors appliquées à ce projet également. Dès lors nous apportons un soin particulier à déterminer précisément les stades d’anesthésie chirurgicale adaptés (immobilité, perte de conscience, mouvements respiratoires lents et absence de réaction aux stimuli). Nous apportons un soin particulier à l’étape post-opératoire, les animaux sont placés dans un aquarium contenant de l'eau préalablement stérilisée pendant 30 minutes. Pendant cette période, les animaux sont observés d'abord constamment pendant la phase de réveil (2 à 5 min), puis toutes les 5 minutes, en s’appuyant sur les éléments établis sur la feuille d’évaluation. Si les poissons ne présentent pas de signes d'inconfort, c’est-à-dire que nous observons un comportement de nage normal et la reprise d’un comportement exploratoire, ils sont replacés dans l'aquarium avec leurs congénères au bout de la période initiale de 30 minutes post-opératoires. Si les poissons montrent des signes d'inconfort ou de souffrance (immobilité, nage erratique), ils sont surveillés pendant une heure supplémentaire. Si les poissons semblent toujours mal à l'aise après cette période, ils sont mis à mort. Pendant les jours suivants la chirurgie, une attention particulière est apportée aux poissons, tous les matins, midis et soirs lors des nourrissages. Nous portons une attention particulière aux comportements suivants : nage continue au milieu de l'aquarium (ni au fond, ni à la surface), absence de mouvements erratiques, prise de nourriture. Enfin une attention maximale sera portée aux conditions environnementales (maitrise de l’asepsie, des paramètres physicochimique), à la prise en charge efficace de la douleur post-opératoire, et l’observation des animaux avec la mise en place d’une grille d’évaluation de la douleur étudiée spécifiquement pour ce projet, nous permettant d’estimer l’atteinte d’un point limite de manière précoce, et nous permettant de mettre en œuvre les mesures adaptées à la prise en charge de la souffrance des animaux.
Choix des espèces
Le recours au poisson zèbre s'explique d'un part car il s'agit d'une éspèce domestique modèle élevée en captivité depuis plus d'un siècle, mais également par son extraordinaire capacité à régénérer son cœur. Le génome du poisson-zèbre présente 70% d’homologie avec le génome humain (estimé à 85% pour les gènes impliqués dans des pathologies humaines). Notre projet portant sur la régénération d'un organe en contexte physiologique, l'approche sur animal vivant (poisson) est nécessaire. Nous travaillons uniquement sur des aniamaux ayant atteint le stade adulte, les phénomènes de régénaration d'un organe suite à une lésion ne pouvant être observés sur des individus encore en cours de developpement.
Evaluation de l’expression de transgènes issus de vecteurs herpétiques non réplicatifs et de leur distribution chez la souris immunocompétente en vue de développer des outils de médecine génomique
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Le système nerveux périphérique fonctionne comme un réseau reliant le cerveau et la moelle épinière aux muscles, organes et tissus. Il contrôle les mouvements, les sensations (comme la chaleur ou le froid) et les réactions aux stimuli externes. Les troubles de ce système peuvent entraîner des altérations sensitives et motrices, responsables de pathologies telles des polyneuropathies, des douleurs chroniques, ainsi que des dysfonctionnements organiques comme la vessie neurogène, des troubles gastro-intestinaux (constipation ou diarrhée), des anomalies cardiovasculaires (hypotension orthostatique) ou des perturbations de la sudation. Une approche thérapeutique innovante consiste à utiliser des vecteurs viraux dérivés de l’herpès, modifiés pour être non pathogènes et non réplicatifs. Ces vecteurs modifiés exploitent la capacité naturelle du virus à remonter le long des nerfs, permettant une administration localisée au niveau des zones affectées. Ils sont conçus pour délivrer des gènes spécifiques aux neurones périphériques, notamment ceux situés dans les ganglions dorsaux, centres majeurs de ce réseau. Le projet vise à établir un modèle murin permettant d’analyser la distribution et l’expression d’un transgène transporté par ces vecteurs dans différents organes et sur des périodes prolongées. Pour suivre la localisation et l’efficacité des vecteurs, ceux-ci exprimeront un gène produisant une enzyme générant de la bioluminescence, détectable par imagerie non invasive chez la souris simplement anesthésiée. Cette méthode permettra de visualiser la présence et l’activité des vecteurs sans recourir à des techniques invasives. Ce projet inclut également l’évaluation de versions optimisées des vecteurs ainsi que la corrélation entre la bioluminescence et des marqueurs potentiellement détectables dans le sang. Si cette corrélation est confirmée, le suivi pourra être réalisé par prélèvements sanguins sans nécessiter de bioluminescence dans des projets ultérieurs.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de développer un modèle chez la souris permettant de suivre et d’analyser la pharmacocinétique des vecteurs viraux tout au long de la vie d’un même animal, en ciblant les neurones sensoriels ainsi que certains organes d’intérêt. Ce modèle vise à fournir des données essentielles pour comprendre la distribution, la durée d’action et l’efficacité de ces vecteurs en vue de futurs développements chez l'homme comme approche de thérapie génique contre des pathologies touchant le système nerveux périphérique. À court terme, le projet poursuit deux objectifs majeurs. Le premier consiste à définir les conditions optimales d’administration des vecteurs viraux afin d’obtenir une expression efficace et stable du transgène dans les organes cibles. Le second vise à évaluer l’impact de différents sites et modalités d’injection. Cette comparaison permettra de mieux comprendre le transport rétrograde des vecteurs, leur biodistribution dans les organes cibles tels que les ganglions dorsaux et la moelle épinière, ainsi que dans des organes non-cibles comme le foie. À long terme, ce modèle offrira la possibilité de prédire la durée d’action des traitements basés sur ces vecteurs viraux chez l’humain. Une meilleure compréhension de la pharmacocinétique et de la distribution des vecteurs tout au long de la vie d’un animal constituera ainsi un atout majeur pour le développement de thérapies géniques ciblées, plus efficaces et plus sûres chez l’homme Le projet donne l’opportunité d’évaluer l’activité des vecteurs par la mesure de biomarqueurs circulants en remplacement de la bioluminescence. Si cette approche s’avère concluante, ces analyses contribueront également à réduire le nombre d’animaux utilisés. Il permettra enfin l’identification de nouvelles cibles biologiques et d’ouvrir la voie à des indications supplémentaires pour lesquelles ces vecteurs pourraient être utilisés comme produits thérapeutiques, notamment dans le traitement de maladies chroniques.
Procédures
Administration de vecteur viraux dans le coussinet plantaire (unique ou double à 24h d’intervalle) ou dans le muscle de la patte (deux administrations contemporaines), chaque administration dure environ 30s sous anesthésie générale gazeuse. Administration d’anti-inflammatoire et d’antalgique en couverture de la ou des deux administrations de vecteur (20 minutes pré-administration, en fin de journée post-administration, suivies de deux administrations d’anti-inflammatoire le lendemain de l’injection) (contention de 30s et injection d’environ 10s). Administrations de luciférine (agent nécessaire à l’imagerie par bioluminescence) chez les souris vigiles, préalables aux imageries par bioluminescence (imagerie d’une durée de 20 min maximum par session réalisée sous anesthésie à l’isoflurane) : 7 fois sur la durée d’une étude de 28 jours et 17 fois sur une étude de longue durée (1 an). Prélèvements de sang chez la souris vigile avec contention d’une durée maximale de 2 min (moins de 30s) au maximum 14 fois (pour une étude d’une durée d’1 an) et dans le respect des volémies physiologiques et délais de récupérations.
Impact sur les animaux
− l’administration du vecteur viral (une ou deux fois maximum) sous anesthésie générale peut générer du stress et une douleur légère au réveil. − des prélèvements de sang au niveau de la veine marginale de la patte peuvent générer du stress et une douleur légère de courte durée. − des signes cliniques modérés observables associés à l’injection des virus (gène transitoire (moins de 2h) pour se mouvoir occasionnée par la localisation de l’injection dans le coussinet plantaire, inflammation potentielle autour du site d’injection (moins de 2h). - selon la voie d’administration du vecteur viral, les injections d’anti-inflammatoire et antalgique en aval et en couverture peuvent également générer du stress et une douleur légère. - stress et douleur légère liés aux mesures pour l’évaluation de la localisation des vecteurs viraux par de l’imagerie (répétées 7 fois pendant les études de 28 jours et 17 fois pendant les études de 1 an selon les procédures) et incluant l’administration de l’agent de bioluminescence préalable à chaque mesure - et l’anesthésie gazeuse d’une durée de 20 min maximum.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à l’issue des études puisqu’il est nécessaire d’évaluer et de quantifier l’expression des vecteurs viraux dans les organes cibles comme les ganglions dorsaux, la moelle épinière, le coussinet plantaire et le foie. Des prélèvements d’organes d’intérêt et de sang seront réalisés pour générer des échantillons qui pourront être utilisés pour des études ultérieures (détermination de l’expression de protéines ou de gène d’intérêt, par immunohistochimie, transcriptomique ou protéomique…).
Remplacement
Les méthodes in vitro ou in silico actuelles ne permettent pas de vérifier la migration des vecteurs viraux sur de longues distances dans les nerfs (plusieurs centimètres) ni de localiser précisément les vecteurs. En injectant le vecteur dans la patte de la souris, on peut suivre son trajet des terminaisons nerveuses localisées dans le site d’injection jusqu'aux noyaux de ces neurones localisés dans les ganglions de la racine dorsale (appelé transport rétrograde). Avant de tester sur les souris, des essais ont été faits en laboratoire sur des modèles de culture cellulaire. Les résultats en laboratoire sur des modèles de culture cellulaire ont montré des résultats encourageants mais il est maintenant indispensable de poursuivre ces recherches en utilisant un organisme complexe et entier pour pouvoir évaluer le transport rétrograde de ces vecteurs d’un organe donné jusqu’à un autre localisé à plusieurs centimètres de distance, ce qui est impossible dans les modèles in vitro car aucun dispositif in vitro ne mime à ce jour ce type de modèle.
Réduction
Un vecteur rapporteur utilisant la bioluminescence permet de suivre l'expression d'un gène d'intérêt qui lui est intégré. La création d'un modèle avec vecteur rapporteur facilite la vérification de la localisation de l'expression du transgène dans des organes cibles, comme les ganglions dorsaux, grâce à des techniques d'imagerie non invasive. Cela évite l'euthanasie des souris pour des mesures post-mortem à différents temps, réduisant ainsi le nombre d'animaux nécessaires à l'étude. Cette méthode permet d'analyser la distribution et la pharmacocinétique sur une période prolongée chez un même animal, ce qui améliore la compréhension de la présence et de l'expression du transgène dérivé de vecteurs au fil du temps. À la fin de l'étude, tous les organes pertinents et des échantillons de sang sont collectés pour des analyses in vitro des gènes ou protéines cibles, optimisant ainsi les études et diminuant l’utilisation de souris supplémentaires pour obtenir des échantillons. Des études préliminaires sur des modèles animaux ont validé les conditions expérimentales, y compris les doses et les voies d'administration, nécessaires pour atteindre les objectifs du projet. La taille des groupes expérimentaux a été déterminée au strict minimum en fonction de ces données, pour permettre une analyse correcte des données d’étude, fixant le nombre final à huit souris par groupe traité et une souris par groupe témoin. Le nombre de souris par groupe pourra être réévalué au cours du projet si la variabilité observée est faible grâce aux conditions expérimentales établies. Les temps de cinétique pour l'euthanasie des groupes de souris, afin de corréler les données in vivo de bioluminescence et/ou de biomarqueurs sanguins avec les données ex vivo des organes cibles, ont été définis au minimum pour obtenir des données exploitables, contribuant à réduire le nombre d'animaux nécessaires. L'imagerie constitue une méthode non invasive et indolore, permettant un suivi régulier et longitudinal d'un même animal tout au long de l'étude. Un des objectifs de ce projet est de diminuer le nombre d'animaux requis pour les études futures en explorant la possibilité de suivre l'expression du vecteur viral sur de longues périodes uniquement par bioluminescence et/ou détection de l'activité du vecteur dans le sang, sans nécessiter l'euthanasie à différents temps pour des évaluations post-mortem.
Raffinement
La procédure d’injection dans le coussinet plantaire est réalisée selon les bonnes pratiques sous anesthésie générale gazeuse et sous couverture anti-inflammatoire et antalgique, avec un maintien de la température corporelle dès l’anesthésie jusqu’au réveil total de la souris. Une vigilance sera apportée sur la reprise de la marche et l’absence de signes de douleur pour l’animal post injection (suivi d’une potentielle gène). Des études en amont de ce projet déjà réalisées chez l’animal ont permis de confirmer l’absence de toxicité ou effets adverses liés à l’injection de ces virus. Les animaux font l’objet d’une observation clinique spécifiquement en post injection sur une durée de 24h puis tout au long des études, par les expérimentateurs et par les zootechniciens, pour s’assurer de leur rétablissement, de leur bien-être et de l’absence de signe clinique. En cas de signe clinique, le vétérinaire est alerté et les recommandations de la SBEA et les points limites seront appliqués. Le suivi de la localisation de l’expression du transgène à partir des vecteurs herpétiques non-réplicatifs par l’imagerie sous anesthésie gazeuse est une méthode non invasive pour l’animal et sans douleur qui permet de suivre un même animal tout au long de l’étude. Pour la seconde partie du projet, des prélèvements sanguins de petit volume vont être réalisés pour obtenir des informations supplémentaires, comme le profil d'exposition plasmatique et l’analyse de l’expression du vecteur rapporteur dans le sang. La validation de cette opportunité de mesure du vecteur rapporteur dans le sang permettra d’émettre l’hypothèse d’une expression du vecteur dans les organes cibles. Dans ce contexte, cela permettra de raffiner la procédure expérimentale en ne nécessitant plus le recours à des anesthésies répétées (une fois par mois/1 an) pour les études de longue durée.
Choix des espèces
Dans le cadre du projet, les souris seront utilisées. Il est crucial d'évaluer la pharmacocinétique du vecteur chez un animal doté d'un système immunitaire compétent. Le choix de cette espèce est basé sur des études antérieures qui ont permis de comprendre la biodistribution de premières générations du vecteur chez la souris immunocompétente et d’établir une transposabilité avec l’homme. En effet, tout comme chez l’homme, le système immunitaire de la souris permet le même comportement du vecteur dans l’organisme, incluant l’entrée en latence du vecteur et l’expression du transgène qu’il comporte. Dans le modèle murin, les mécanismes de transport rétrograde du vecteur viral sont conservés. Il est nécessaire de continuer à approfondir les connaissances sur cette même espèce et souche immunocompétente. Ainsi, dans le cadre de ce projet la souris constitue un modèle prédictif de l’homme. Les souris sont utilisées à l’âge adulte, à partir de 8 semaines. Il s’agit de l’âge d’utilisation classique des souris dans ce cas. L’innervation du coussinet plantaire par les neurones sensoriels provenant des ganglions de la racine dorsale est considérée bien établie et homogène entre les souris lorsqu’elles ont atteint l’âge de 8 semaines.
Effet de l’hypoxie intermittente sur la biologie du muscle squelettique et des cellules souches musculaires en homéostasie et lors de la régénération musculaire.
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le Syndrôme d’Apnées Obstructives du Sommeil (SAOS) est le trouble respiratoire du sommeil le plus courant, qui touche plus d’un milliard de personnes dans le monde. Cette maladie chronique se caractérise par des épisodes répétés de l'affaissement complet ou partiel des voies aériennes supérieures entraînant une diminution transitoire de la saturation en oxygène appelée hypoxie intermittente. Cette succession de phases hypoxiques et de réoxygénations crée un déséquilibre d’approvisionnement des organes en oxygène, responsable de nombreux effets délétères pour notre organisme tels que de l’inflammation, des anomalies vasculaires et de la mortalité cellulaire. Certains patients atteints de SAOS présentent des changements structurels et bioénergétiques dans les muscles squelettiques impliqués dans la respiration mais l’impact de l’hypoxie intermittente sur la biologie des muscles squelettiques périphériques et des cellules souches musculaires reste méconnu. Chez l’adulte, le muscle squelettique a une croissance prodigieuse et possède de grandes capacités régénératrices qui font de lui un organe très plastique. À l’origine de cette plasticité musculaire se trouve un réservoir de cellules souches, les cellules satellites nommées ainsi du fait de leur localisation en périphérie des fibres musculaires. Elles sont présentes dans toutes les masses musculaires squelettiques, où elles résident dans un état de repos jusqu’à ce que des stimuli notamment environnementaux viennent les solliciter afin de participer à l’homéostasie et à la régénération musculaire. Notre hypothèse est que l’hypoxie intermittente joue un rôle délétère sur la fonction des cellules satellites en homéostasie ou au cours de la régénération musculaire. L’objectif principal de notre projet est d’étudier l’impact de l’hypoxie intermittente sur l’homéostasie du muscle squelettique et au cours de la régénération chez la souris saine, jeune ou âgée, mâle ou femelle.
Bénéfices attendus
Ce travail offrira une meilleure compréhension des mécanismes par lesquels l’hypoxie intermittente liée au SAOS perturbe l’homéostasie du muscle sain ou en régénération, chez des sujets jeunes ou âgés, mâles ou femelles.
Procédures
Les procédures invasives sur animal anesthésié sont au nombre de trois : 1. Modèle de régénération musculaire sur animal anesthésié (1 fois, durée : 10 min) 2. Mesure de la force musculaire sur animal anesthésié (1 fois, durée : 30min) 3. Prélèvement sanguin sur animal anesthésié (1 fois, durée : 2 min). Les procédures non ou peu invasives sur animal anesthésié ou vigile sont au nombre de trois : 1. Exposition à une hypoxie intermittente (28 ou 56 jours) 2. Mesure de la perfusion sanguine sur animal anesthésié (2 fois / souris, durée : 15 min) 3. Test d’agrippement sur animal vigile (2 fois, durée : 5 min)
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont principalement du stress lié à la contention et aux manipulations sur animal vigile (test d’agrippement). Les effets indésirables sont principalement ceux liés à l’exposition à l’hypoxie intermittente : à l'hypoxie au début de l'expérimentation et au bruit généré par la machine ainsi qu'une fatigue chez les souris due à une faible qualité de sommeil. Dans notre expérience, il est rare d’observer des signes de souffrance chez l’animal ayant subi une lésion musculaire passées les 24 premières heures post-lésionnelles suggérant que la période critique sera principalement celle de l’exposition des animaux à l’hypoxie intermittente.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin des trois procédures afin de permettre les analyses histologiques et moléculaires nécessaires pour répondre à nos questions biologiques.
Remplacement
Afin de tester l’impact direct de l’hypoxie intermittente sur la biologie des cellules satellites, des expériences de culture cellulaire seront menées indépendamment. Pour répondre à notre question biologique, le remplacement total par de la culture cellulaire n'est pas envisageable. En effet, les modèles in vitro ne rendent pas compte de l'immense complexité des interactions physiopathologiques qui existent entre les populations cellulaires au sein d’un organisme ou d’un tissu entier. L'utilisation de modèles animaux, présentant des similitudes au niveau des systèmes de réparation du muscle squelettique humain, reste essentielle afin d’étudier les effets délétères de l'hypoxie intermittente sur le muscle squelettique. Par ailleurs, les souris âgées peuvent fournir des notions importantes sur l’impact de l’hypoxie intermittente sur le muscle squelettique dans les populations vulnérables, avec une grande pertinence pour la santé humaine.
Réduction
Nous allons réduire le nombre d'animaux par l'utilisation des méthodes non invasives (test d’agrippement) permettant de répéter les analyses sur le même animal mais aussi grâce à l'utilisation de tests statistiques appropriés (*) et au fait d’utilisation de la patte controlatérale comme contrôle sans lésion. Nos expériences dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=8-10 animaux par groupe expérimental sont nécessaires pour les analyses histologiques, moléculaires et fonctionnelles compte tenu de la variabilité biologique inter-individuelle dans notre modèle de régénération musculaire et de la mortalité potentielle des animaux exposés à l’hypoxie intermittente. (*)Un test de Student (également appelé test T) sera utilisé pour comparer deux groupes (effet de l’exposition à l’hypoxie intermittente versus contrôle). Pour les comparaisons multiples (effet de l’exposition à l’hypoxie intermittente en fonction du sexe et/ou de l’âge), nous utiliserons des tests ANOVA à un ou deux facteurs. Une valeur p < 0,05 sera considérée comme statistiquement significative.
Raffinement
Les animaux importés de fournisseurs agréés pour les besoins expérimentaux sont laissés en acclimatation une semaine avant toute manipulation. Pour raffiner, la souffrance des souris sera réduite en utilisant des sédatifs et analgésiques. Pour le modèle de lésion musculaire, les souris seront anesthésiées et des injections d’antidouleurs seront faites en pré- et post-opératoire afin de limiter la douleur. Les animaux seront examinés de façon quotidienne pendant les 2-3 premiers jours suivant le début de l’exposition à l’hypoxie intermittente et l’induction de la lésion musculaire afin de vérifier leur état général de santé. Tout au long de l’étude, nous suivrons la grille d’évaluation proposée tenant compte des changements du poids, de perturbation de l'apparence physique et du comportement. Tout animal auquel aura été attribué un score élevé à cette évaluation recevra des analgésiques. Tout animal auquel aura été attribué un score trop élevé sera immédiatement mis à mort. La qualité de l'élevage est améliorée en enrichissant les cages expérimentales avec des bâtons à ronger, des éléments permettant la nidification (papiers, maison en carton) ainsi qu’un accès illimité à la nourriture et à l’eau de boisson.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix car la physiologie du muscle squelettique est proche de celle de l’Homme. Par ailleurs, la souris a l’avantage indéniable de permettre l’utilisation des souris génétiquement modifiées. Les souris Tg :Pax7-GFP et Tg :Pax7CT2mTmG permettent l’expression ciblée de protéines fluorescentes dans les cellules satellites afin de faciliter leur analyse spatiale en histologie et/ou leur tri en cytométrie en flux pour l’analyse ultérieure de leur potentiel myogénique en culture ou de leur expression génique différentielle. Le modèle de lésion musculaire utilisé n'entraine aucune mortalité post-opératoire. Enfin, nous utiliserons des outils permettant les évaluations fonctionnelles et structurelles du muscle squelettique et des cellules satellites in vivo ainsi que ex vivo chez la souris. Nous utiliserons des animaux adultes de 4 mois. A ce stade, les muscles sont parfaitement formés et les cellules satellites résident en périphérie de la fibre musculaire à l’état de repos. Nous utiliserons également des souris âgées de 16 mois pour évaluer l’influence de l’âge un facteur de vulnérabilité majeure dans l’impact de l’hypoxie intermittente.
Rôle des microtubules dans les cellules souches musculaires pour le maintien et la régénération du muscle squelettique chez la souris adulte
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le muscle squelettique a une capacité remarquable de régénération grâce à la présence de cellules souches musculaires (CSM) en son sein. Les CSM du muscle sain sont dans un état de dormance. En revanche, suite à une lésion, les CSM s’activent, c’est-à-dire qu’elles se réveillent pour se multiplier, se différencier et fusionner pour réparer le muscle. C’est la régénération musculaire. En parallèle, quelques CSM s’auto-renouvellent et retournent en dormance pour maintenir leur stock tout au long de la vie. Lorsque les propriétés de dormance, multiplication, auto-renouvellement ou différenciation des CSM sont compromises, la régénération et la fonction musculaire sont altérées, ce qui conduit à des pathologies du muscle (myopathies). Toutes ces propriétés sont largement régulées par des facteurs extracellulaires, c’est-à-dire les autres types cellulaires du muscle (fibres musculaires, vaisseaux sanguins, nerfs et tissus conjonctifs). Elles dépendent également de la capacité de la CSM elle-même à adapter sa forme aux contraintes de l’environnement. Nos travaux visent à déterminer les rôles de protéines spécifiques de la cellule qui contrôlent la forme des CSM dans ces processus physiologiques. Nous proposons d’utiliser 3 lignées de souris qui permettent d’induire la perte d’expression, spécifiquement dans les CSM, de gènes codant ces protéines impliquées dans la stabilité cellulaire. La perte d’expression de ces gènes sera induite dans le muscle sain pour définir leurs rôles dans la dormance des CSM, et au cours de la réparation musculaire. A terme, nos travaux permettront d’identifier de nouveaux mécanismes qui contrôlent les activités des CSM et donc, la réparation du muscle squelettique.
Bénéfices attendus
Le muscle squelettique adulte est l’un des tissus les plus remarquables : il peut se régénérer en cas de lésion. À l’origine de cette capacité se trouve un réservoir de cellules souches musculaires (CSM). Les CSM ont une activité qui dépend largement de leurs interactions avec les autres types cellulaires présents dans le tissu et nécessaires à leur bon fonctionnement. Cependant, la possibilité que la CSM puisse auto-réguler ses activités, indépendamment de ses voisins cellulaires, commence juste à être exploré, révélant l’importance de protéines de l’architecture des cellules. Ces protéines d’architecture régulent la mobilité ou la forme des cellules. Dans ce projet, nous allons investiguer le(s) rôle(s) des protéines d’architecture indispensables au bon fonctionnement des CSM dans le muscle sain et en régénération. En utilisant 3 modèles de souris dont les gènes invalidés dans les cellules souches musculaires définissent l’architecture cellulaire, c’est-à-dire la forme des cellules, notre projet permettra d’établir leurs rôles i) pour le maintien en dormance des CSM et ii) pour la régénération du muscle squelettique adulte. D’un point de vue scientifique, ceci permettra d’accroitre les données fondamentales sur les mécanismes qui régulent la fonction des CSM. En santé humaine, nos résultats pourraient révéler de nouvelles voies thérapeutiques dans des contextes de maladies où ces mécanismes sont altérés. Par exemple, identifier des molécules qui maintiennent les cellules souches en dormance permettrait de préserver leur efficacité tout au long de la vie.
Procédures
Tous les animaux (720) recevront une injection quotidienne pendant 4 jours consécutifs d’une durée inférieure à 2 minutes pour chaque injection. Une partie des animaux (420) recevra une injection d’analgésique (durée = 1 minute) et deux injections dans la même patte (durée = 5 minutes).
Impact sur les animaux
Les injections nécessitent la contention des souris qui peut induire un stress léger chez l’animal. Les injections qui induisent une lésion des groupes musculaires injectés peuvent engendrer une gêne légère et transitoire lors de la reprise de locomotion au réveil (patte blessée légèrement rétractée).
Devenir
Les analyses moléculaires et histologiques nécessitent le prélèvement complet des tissus musculaires (ceci est incompatible avec un suivi longitudinal du même individu tout au long de sa vie). Il est donc indispensable de mettre à mort les animaux à chaque point identifié au cours des procédures.
Remplacement
Ce projet porte sur l’analyse des cellules souches musculaires dont le comportement dépend largement de l’environnement tissulaire et des voisins cellulaires des cellules souches. Sans cet environnement, les cellules souches perdent leurs fonctions. De plus, le tissu musculaire est un tissu complexe dans lequel résident de nombreux types cellulaires comme les vaisseaux sanguins, les cellules du tissu conjonctifs ou les nerfs. Tous communiquent avec la cellule souche musculaire pour contrôler ses fonctions. A ce jour, il n’est pas possible de reproduire l’environnement tissulaire des cellules souches musculaires in vitro. Il n’est donc pas possible de se passer du modèle animal.
Réduction
Toutes les procédures ont été conçues pour réduire au minimum le nombre d’animaux utilisés, sans compromettre la fiabilité des résultats. Les analyses statistiques ont été prévues en amont pour déterminer les tailles d’effectifs adéquates. De plus, afin de minimiser le nombre d’animaux, les mêmes individus seront utilisés pour les analyses, histologiques, cellulaires et moléculaires. Des animaux des 2 sexes seront utilisés car les cellules souches musculaires ont un comportement similaire entre les mâles et les femelles. Ceci nous permet de générer moins d’animaux.
Raffinement
Les personnes impliquées dans ce projet prendront les dispositions appropriées pour éviter toute souffrance, douleur, angoisse ou inconfort aux animaux. Les injections seront réalisées par un seul expérimentateur pour que les animaux soient habitués à l’expérimentateur, afin de minimiser leur stress. Nous utiliserons des méthodes de contention peu stressantes, comme des tunnels ou le fait de simplement prendre les souris dans la paume de la main au lieu de les prendre par la queue. L’injection permettant d’induire le processus de réparation musculaire est réalisée sous anesthésie générale avec analgésie pour une meilleure prise en compte de la douleur. Les animaux sont placés sur des tapis chauffants jusqu’au réveil complet de l’animal. Comme la locomotion des animaux peut être limitée dans les premières 24h, des croquettes mouillées seront ajoutés au sein des cages pour leur permettre une alimentation et une hydratation constante. Des points limites adaptés à nos procédures ont été mis en place afin de prévenir toute souffrance. Les animaux seront hébergés en groupe (2 à 5 animaux par cage) pour éviter l’isolement social. Ils auront un accès illimité à l’eau et à la nourriture et en conditions de température et hygrométrie contrôlées. Les cages seront enrichies avec des abris en carton et des lanières de papier Kraft.
Choix des espèces
La souris est actuellement l’animal de laboratoire sur lequel nous disposons des plus nombreux outils génétiques et moléculaires pour travailler. Les modèles de souris présentés dans notre projet vont permettre de déterminer quels sont les rôles du squelette cellulaire pour réguler les fonctions de la cellule souche musculaire dans le muscle non blessé ou en régénération. Plusieurs stades de la vie adulte ont été choisis pour ce projet, afin d’avoir une vision globale du devenir et de la progression des cellules souches musculaires dans le muscle sain de souris jeune adulte, adulte et âgée ou dans le muscle lésé.
Analyse du paysage traductionnel de la jonction muscle-tendon (JMT)
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Nos muscles sont reliés aux tendons à des endroits particuliers appelés jonctions myotendineuses, qui permettent de transmettre la force quand nous bougeons. Ces zones sont particulièrement sollicitées pendant l’exercice et sont souvent les premières à subir des lésions provoquant des blessures. Bien que l’on sache qu’elles s’adaptent à l’exercice, on ne comprend pas bien comment cela se passe à l’intérieur des cellules musculaires. Ce projet vise à étudier quels types de protéines sont fabriqués spécifiquement au niveau de cette jonction, à la fois au repos et après un effort physique. Pour cela, nous utiliserons une méthode permettant de visualiser la machinerie responsable de la fabrication des protéines, ce qui nous permettra de voir ce qui est activement produit au niveau de cette jonction entre le muscle et le tendon. Cela nous aidera à mieux comprendre comment les muscles restent en bonne santé, se réparent et ce qui peut mal fonctionner en cas de maladie.
Bénéfices attendus
Ce projet va nous aider à mieux comprendre le fonctionnement d’une partie essentielle du muscle, la jonction entre le muscle et le tendon et comment elle s’adapte à l’exercice. Comme cette zone est souvent sujette aux blessures, notamment lors d’une activité physique ou avec l’âge, comprendre ce qui s’y passe au niveau des protéines pourrait permettre de mieux la protéger. À long terme, cette recherche pourrait améliorer la récupération après des blessures musculaires, guider les stratégies de rééducation, et même contribuer au développement de traitements contre certaines maladies musculaires ou le déclin musculaire lié à l’âge. Elle pourrait aussi nous aider à garder des muscles plus forts et en meilleure santé en vieillissant.
Procédures
1. Injection d’analgésique et d’anesthésique : Il s'agit de 2 injections très rapides espacées d'environ 15 à 20 min. Une injection ne dure que quelques secondes et l'intervention sur chaque souris ne prendra qu'une minute par injection. 2. Injection de virus adéno-associés sous anesthésie générale : Il s’agit d’une intervention très rapide, de l’ordre de 30 sec. 3. Le programme d’exercice est réalisé une fois par jour, 5 fois par semaine pendant 4 semaines. Il comprend 3 jours de 15 à 20 min de course d’habituation sur tapis roulant suivi de 17 jours de courses de 30 min à 1 h maximum à raison de 5 jours d’exercice/semaine. L’animal pourra être stimulé légèrement et brièvement pour le motiver à courir.
Impact sur les animaux
Nos souris ont un élément marqué génétiquement dans leur cellule qui nous permet de l’extraire facilement. Ce marquage ne provoquer aucun effet indésirable. Les virus adéno-associé (AAV) que nous utilisons sont de petit virus à ADN, qui peuvent infecter localement les muscles de nos souris, mais qui ne provoquent pas de maladie. Ainsi, ce projet n’entraîne aucune nuisance sur les animaux, mises à part celles liés aux injections d'AAV et à l’exercice d’endurance. Les lésions musculaires causées par la voie d’administration peuvent causer quelques difficultés motrices légères la semaine suivant les injections. L’exercice d’endurance est un exercice de 30 min à 1h maximum répété 5 jours/semaines pendant 4 semaines, sauf les 3 premiers jours où l’exercice dure 15 à 20 min (habituation) ce qui induit de légères lésions musculaires pouvant provoquer comme chez l’homme des crampes et des courbatures.
Devenir
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux, les 42 souris qui seront utilisés pour ce projet seront mises à mort à la fin des procédures pour collecter les muscles tibiaux antérieurs. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Remplacement
Bien qu’il soit possible de différencier des cellules musculaires in vitro, celles-ci ne possèdent pas de jonction myotendineuse et restent immatures. Par conséquent, cet aspect de la biologie musculaire ne peut pas être étudié de manière pertinente à l’aide de modèles en culture cellulaire. L’utilisation de l’animal reste nécessaire pour cette application.
Réduction
Nous commencerons par valider notre stratégie expérimentale avec 3 animaux du même sexe, dans un souci de réduction du nombre d’animaux, pour réaliser 2 tests soit 6 animaux, puis nous utiliserons des mâles et des femelles dans des proportions équivalentes dans les cohortes suivantes et les données obtenus seront analysés séparément en utilisant les tests statistiques appropriés. Nous réaliserons ensuite les expériences sur muscle entier et sur la jonction myotendineuse entre le muscle et le tendon (JMT) au repos, afin de confirmer que nous pouvons détecter des événements traductionnels spécifiques à cette jonction. Ce n’est qu’après cette expérience sur muscles au repos que nous passerons à l’expérience sur muscles et sur la jonction après exercice. Nous injecterons également le même muscle des deux membres postérieurs afin de réduire davantage le nombre de souris nécessaires. Nous avons déterminé que 6 animaux par groupe (3 mâles et 3 femelles) seront nécessaires afin d’obtenir une robustesse statistique.
Raffinement
Les injections d'AAV seront réalisées sous anesthésie générale afin d’éviter tout mouvement et toute gêne ou souffrance qui pourrait en résulter et un analgésique sera également administré pour réduire la douleur. Après injections les animaux seront réchauffés sur une plaque maintenue à 37°C jusqu'à leur réveil et nous appliquerons un gel pour éviter toute sécheresse oculaire puis nous les remettrons dans leur cage où nous les surveillerons quotidiennement pendant la première semaine puis 2 à 3 fois par semaine les semaines suivantes jusqu’à la fin de la procédure. Le suivi comprend l’observation du comportement général (apathie, yeux fermés, perte de poids flagrante visible à l’œil nu), l’interaction avec les congénères, les déplacements (boiterie, problèmes pour bouger les membres postérieurs). Un tunnel et un carré de cellulose seront placés dans chaque cage. Le tunnel sera utilisé pour tous les déplacements d’animaux. Ces mesures permettront de réduire le niveau de stress des animaux. Au cours de notre projet, tout signe de douleur sera pris en charge par des mesures appropriées en fonction du niveau, ou par la mise à mort prématurée des animaux concernés en cas d’atteinte de point limite. Si les souris ont des difficultés à manger de la nourriture solide (croquettes) ou à accéder au biberon, de la nourriture en gel sera placée dans le fond de la cage. Nous n’attendons pas de douleur supérieure à une douleur légère de type inconfort d’un ou plusieurs membres ou légère boiterie, de façon passagère, après les injections ou juste après 5 jours d’exercice physique, comparable à des crampes et des courbatures chez l’homme.
Choix des espèces
Les techniques de modifications génétiques que nous utiliserons ont toutes été développées et validées dans le système murin. Par conséquent, la souris constitue le modèle le plus approprié pour ce projet. Nous injecterons les souris à partir de l’âge de 10 semaines, lorsque le développement musculaire est achevé et que les animaux ont atteint le stade adulte.
Développement d’un traitement de thérapie génique par AAV pour traiter les muscles et les neurones des souris atteintes de la forme sévère de la maladie de Pompe
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Objectifs
Notre projet de recherche a pour but de tester un nouveau traitement contre la forme infantile de la maladie de Pompe, une maladie génétique rare qui touche les muscles et le système nerveux. Cette maladie empêche l’organisme d’éliminer correctement un type de sucre, entraînant une faiblesse musculaire sévère ainsi que des problèmes cardiaques, respiratoires, musculaires et cognitifs. Sans traitement, l’espérance de vie des bébés atteints est inférieure à un an. Aujourd’hui, un traitement existe : il s’agit d’une thérapie enzymatique qui aide à ralentir la progression de la maladie. Malheureusement, ce traitement n’est pas parfait : il ne fonctionne pas pour tous les enfants, son efficacité diminue avec le temps et il ne permet pas de protéger le cerveau. Notre objectif est donc de développer une nouvelle approche plus efficace grâce à la thérapie génique. La thérapie génique est une technique qui consiste à introduire un gène sain dans les cellules d’un patient pour corriger ou compenser un gène défectueux responsable de la maladie. Nous avons déjà mis au point des vecteurs capables de mieux cibler les muscles et le cerveau, mais nous devons encore vérifier leur efficacité sur un modèle plus proche de la forme infantile de la maladie. Dans cette étude, nous allons évaluer nos deux meilleurs candidats pour déterminer lequel permet de mieux éliminer l’accumulation de sucre dans les cellules. Nous chercherons également à identifier la plus petite dose efficace et à vérifier si le traitement reste actif sur le long terme. Nos travaux pourraient permettre, à l’avenir, d’offrir aux enfants atteints de cette maladie une prise en charge plus efficace et durable, afin d’améliorer leur espérance de vie.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de tester un nouveau traitement contre la forme infantile de la maladie de Pompe, une maladie génétique rare et très grave. Sans prise en charge, les enfants atteints ne survivent souvent pas au-delà de leur première année. Le traitement actuellement disponible, bien qu’il permette d’allonger l’espérance de vie, nécessite des injections répétées (toutes les deux semaines), est très coûteux et voit son efficacité diminuer avec le temps. Malgré cela, l’espérance de vie reste en moyenne autour de 7 ans, avec une qualité de vie fortement altérée. Grâce aux progrès de la thérapie génique, nous espérons qu’une seule injection suffira à corriger durablement la maladie. Le traitement que nous développons cible les muscles, le cœur et les poumons, mais aussi le cerveau, afin de prévenir les complications respiratoires, motrices et cognitives. Les résultats obtenus jusqu’à présent sont très encourageants. Ce nouveau projet nous permettra de tester cette approche sur un modèle plus représentatif des enfants malades, dans l’espoir d’apporter une solution plus efficace et durable, pour leur offrir une vie plus longue et de meilleure qualité.
Procédures
Tous recevront une injection unique (moins de deux minutes). Une prise de sang mensuelle sera réalisée sur chaque animal (moins de deux minutes), la durée des études variant entre 3 et 18 mois. Des tests fonctionnels seront effectués tous les trois mois (moins de trois minutes par test, et jusqu’à 30 minutes pour les études cardiaques et respiratoires). Enfin, tous les animaux seront mis à mort (moins de deux minutes).
Impact sur les animaux
Nuisances modérées liées au développement de la maladie de Pompe (uniquement chez les souris non traitées) : Faiblesse musculaire à partir de 4 mois (cambrure convexe de la colonne vertébrale, léger écartement des membres postérieurs, dandinement lors de la marche). Nuisances légères liées aux gestes expérimentaux : Pesée : stress lié à la manipulation. Injection : stress lié à la contention et douleur liée à la piqûre. Prélèvements sanguins : stress lié à la manipulation et douleur liée à la piqûre. Tests d’évaluation fonctionnelle : stress lié à la manipulation + fatigue physique suite aux test d'efforts. Mise à mort : stress lié à la manipulation et douleur liée à la piqûre.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort. Des prélèvements de différents tissus (cœur, muscles, cerveau, etc.) seront réalisés afin de mesurer la quantité de sucre présente dans ces tissus, indicateur de l’évolution de la maladie, ainsi que la présence de notre médicament.
Remplacement
Les différents éléments composant le candidat thérapeutique ont été préalablement testés sur des cellules musculaires humaines et murines, ce qui a permis de réaliser un premier tri des candidats les moins fonctionnels. Néanmoins, le modèle animal reste indispensable, car l’étude de certains paramètres physiopathologiques requiert un organisme vivant entier. Cela inclut : la correction des symptômes principaux (normalisation de la taille du cœur, réduction du taux de sucre dans l’ensemble des organes, restauration de la force musculaire), l’évaluation des réactions immunitaires, ainsi que la capacité du produit thérapeutique à traverser la barrière hémato-encéphalique pour atteindre le cerveau.
Réduction
Les candidats médicaments que nous testerons ont été préalablement validés sur des modèles cellulaires. Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats scientifiquement et statistiquement fiables. Pour garantir cela, nous avons appliqué une approche statistique rigoureuse. Les résultats de ces calculs montrent que 6 souris par groupe, en fonction des procédures et des paramètres biologiques mesurés pour répondre à la problématique posée, sont nécessaires dans le cadre de ce projet.
Raffinement
Une période d'acclimatation d’environ une semaine sera réalisée avant l'inclusion des souris dans les procédures expérimentales (PE), afin qu'elles s'adaptent à leur nouvel environnement. Pour les PE impliquant des souris non sevrées, les mères gestantes seront transférées en zone d'expérimentation afin de s'habituer aux nouvelles conditions avant la naissance des petits. Les prélèvements sanguins seront effectués sur des souris préalablement anesthésiées. Points limites du modèle : Les souris malades développent une myopathie progressive (dos arqué, légère atrophie des muscles du dos, écartement fréquent des membres postérieurs), dont les premiers signes cliniques apparaissent généralement à partir de 6 mois. Dès l'apparition des symptômes légers, des mesures seront mises en place pour limiter les efforts musculaires, notamment en plaçant l'alimentation au sol. Des observations et une pesée bihebdomadaire seront réalisées, et si une perte de poids supérieure à 10 % est constatée, du DietGel sera ajouté dans la cage. Si la perte de poids devient excessive (>20 %) ou si des symptômes sévères apparaissent, la souris sera mise à mort.
Choix des espèces
Le modèle murin de la maladie de Pompe constitue un outil précieux pour évaluer l’efficacité thérapeutique d’un produit, car il reproduit des caractéristiques similaires à celles observées chez l’humain : même déficit enzymatique en GAA, accumulation pathologique de sucre dans les muscles, le cœur et le système nerveux, diminution de la force musculaire, et possibilité de développer une réaction immunitaire. La littérature démontre qu’il est possible de corriger ces symptômes grâce à la thérapie génique, bien que des optimisations importantes soient encore nécessaires pour traiter les patients les plus jeunes. Dans ce projet, nous testerons nos candidats thérapeutiques dans différents contextes : - chez des nouveau-nés, afin d’évaluer l’efficacité du médicament dans un organisme non mature, en croissance ; - chez des souris adultes âgées, dont les symptômes sont plus sévères et reflètent davantage ceux observés chez les patients infantiles (atteintes cardiaques, respiratoires, musculaires et cognitives).
Évaluation de l’efficacité d’une méthode innovante de délivrance intramusculaire d’outils d’édition génique dans un modèle de dystrophie musculaire de Duchenne.
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Objectifs
Les dystrophies musculaires constituent un groupe de maladies génétiques rares et graves pouvant affecter différents tissus, principalement le muscle squelettique. L’une des formes les plus sévères, la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), est causée par des anomalies du gène codant la dystrophine, une protéine essentielle au bon fonctionnement des fibres musculaires. En l’absence de cette protéine, les muscles s’affaiblissent progressivement, entraînant d’abord une perte de la capacité à marcher, puis des complications respiratoires et cardiaques. À ce jour, aucun traitement curatif n’est disponible, bien que plusieurs pistes thérapeutiques soient activement explorées. Certaines approches visent la réparation ciblée des mutations génétiques, afin de corriger le gène défectueux. Dans ce contexte, le système CRISPR-Cas9, souvent appelé « ciseaux moléculaires », offre une capacité puissante pour modifier l’ADN de manière précise, en supprimant ou insérant des fragments de séquence afin de corriger les mutations responsables. L’une des principales difficultés demeure la délivrance efficace et sûre de cet outil dans les cellules musculaires. Ce projet propose d’évaluer une méthode innovante d’administration du CRISPR-Cas9, reposant sur l’introduction directe et transitoire de la protéine Cas9 – ainsi que d’autres composants d’édition génétique – dans les cellules musculaires, de façon non toxique et sécurisée. L’objectif est de tester l’efficacité de cette approche chez un modèle animal présentant des symptômes et caractéristiques similaires à ceux des patients, afin de déterminer si cette méthode permet de restaurer la production de dystrophine à différents stades de la maladie. Le protocole inclura également l’évaluation de l’impact des administrations successives (deux injections) en comparaison avec une administration unique. Bien que ce type de thérapie ne constitue pas une guérison définitive, il peut être envisagé comme une option complémentaire aux traitements existants. L’objectif à long terme est de développer cette approche comme une thérapie permettant, par exemple, de renforcer la force des bras pour manipuler les fauteuils roulants, ou celle des doigts pour saisir des objets et utiliser les commandes des fauteuils, améliorant ainsi l’autonomie quotidienne et la qualité de vie des patients.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à valider l’efficacité et la sécurité d’une méthode innovante d’administration des outils d’édition génique directement dans les cellules musculaires, dans un modèle de dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). L’objectif principal est de démontrer que cette approche, appliquée à des muscles spécifiques, permet de restaurer la production de dystrophine et d’induire une amélioration de la force musculaire, contribuant ainsi à renforcer la fonction motrice. Un avantage majeur de cette méthode, selon les données préliminaires, est qu’elle n’active pas le système immunitaire, ce qui permet des administrations répétées pour renforcer l’effet thérapeutique sur un même muscle ou pour traiter différents muscles. De plus, la stratégie sera testée à différents stades de la maladie (précoce et avancé), afin d’évaluer son efficacité tout au long de l’évolution de la dystrophie. Cela ouvre la possibilité d’une application chez des patients d’âges variés, y compris ceux présentant une forme avancée de la maladie. En ciblant des muscles spécifiques plutôt qu’en diffusant le traitement de manière systémique, cette approche se positionne comme un traitement complémentaire, visant à améliorer l’autonomie et la qualité de vie des patients. À long terme, si les résultats précliniques se confirment, cette stratégie pourrait ouvrir la voie à des essais cliniques chez l’humain, avec l’objectif d’aider les patients à renforcer la force des bras pour manipuler les fauteuils roulants, ou celle des doigts pour saisir des objets et utiliser les commandes, facilitant ainsi les activités quotidiennes et l’indépendance. Ainsi, ce projet pourrait poser les bases d’une thérapie innovante et sûre, capable d’améliorer durablement la qualité de vie des patients et de leurs familles.
Procédures
Dans ce projet, le traitement sera administré par injection dans un muscle de chacune des pattes arrière, soit deux injections par animal, ou quatre dans le cas de doses répétées. Toutes les injections seront réalisées sur des animaux préalablement traités avec un médicament contre la douleur. Ce traitement pourra être répété toutes les 12 heures pendant deux à trois jours, uniquement si des signes de douleur sont observés. À la fin de la procédure, un prélèvement sanguin sera effectué sur des animaux complètement endormis (anesthésiés au moyen d’une injection). Ce prélèvement sera réalisé une seule fois pour chaque animal. Chaque injection sera effectuée en moins d’une minute, et le prélèvement sanguin en moins de trois minutes. Au total : - 36 animaux, chacun recevant 2 à 7 injections d’un médicament contre la douleur et 2 injections du traitement, une dans chaque patte. - 16 animaux, avec 3 à 13 injections d’un médicament contre la douleur et 4 injections avec le traitement, deux dans chaque patte.
Impact sur les animaux
Des études antérieures utilisant cette méthode ont montré l’absence d’effets toxiques ou secondaires liés à l’administration du traitement. Par conséquent, aucun effet indésirable significatif n’est attendu chez les animaux dans le cadre de ce projet. L’administration dans le muscle peut toutefois provoquer une légère gêne ou douleur, en particulier chez des animaux présentant déjà des lésions musculaires. Deux types des interventions seront réalisées : 1. L’administration d’un médicament anti-douleur, qui ne devrait pas entraîner de gêne notable. 2. L’administration du traitement dans un muscle de chaque patte arrière. Ces interventions peuvent provoquer une douleur locale transitoire. Ils seront effectués chez des animaux âgés de 4, 12 et 16 semaines, à un stade où les muscles sont peu (4 semaines) ou modérément (12 et 16 semaines) affectés, avec un impact très limité ou plus marqué respectivement, selon l’âge. Les animaux seront suivis jusqu’à un âge compris entre 3 et 6 mois, avant l’apparition des symptômes les plus graves de la maladie (vers 9 mois), afin de limiter autant que possible leur souffrance liée à l’évolution naturelle de la pathologie.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure afin de prélever les échantillons nécessaires aux analyses génétiques, histologiques et moléculaires.
Remplacement
La dystrophie musculaire de Duchenne touche plusieurs organes interconnectés (muscle, cœur, cerveau, tube digestif), mais le muscle squelettique est l’un des plus affectés. La méthode thérapeutique proposée est une approche innovante d’administration des outils d’édition génique dans les cellules musculaires, permettant de corriger de manière précise le gène défectueux responsable de cette maladie. Aucun produit n'est testé chez nos animaux sans qu’un mécanisme et un effet biologique robustes aient été préalablement établis. Avant les essais précliniques sur les animaux issus de nos lignées modèles, l’efficacité et la sécurité de cette thérapie ont été testées sur des cultures de cellules musculaires (in vitro), avec des résultats très encourageants : la méthode montre une forte efficacité pour modifier le gène défectueux, sans altérer la santé ni le fonctionnement normal des cellules. De plus, afin d’évaluer l’efficacité et la toxicité dans un organisme entier, cette stratégie a été testée in vivo sur un modèle animal de plus petite taille, confirmant que la méthode permet d’introduire efficacement les outils de réparation dans les fibres musculaires, sans toxicité, sans effets secondaires visibles et sans déclencher de réponse immunitaire chez les animaux traités. Le présent projet cherche à valider cette stratégie (en termes d’efficacité et d’innocuité) chez un organisme mammifère sévèrement atteint par la maladie, plus proche de la réalité humaine, et présentant des signes cliniques similaires à ceux observés chez les patients (perte musculaire, faiblesse et évolution progressive de la maladie), y compris dans la complexité de la réponse de l’organisme à l’administration du traitement.
Réduction
Lors des essais précliniques, le traitement de moins de 10 individus permet généralement d’obtenir des données suffisantes pour confirmer ou infirmer un effet majeur d’un candidat médicament sur l’évolution de la maladie. Des analyses statistiques ont été réalisées, permettant de réduire le nombre moyen d’animaux nécessaires pour répondre aux questions biologiques posées lors des expérimentations. Pour les objectifs de ce projet, nous avons mis en place des procédures pilotes et en cascade, permettant de n’utiliser que le nombre d’animaux strictement nécessaire selon la progression du projet. Le nombre d’animaux témoins pour les procédures pilotes a été réduit au minimum, tout en permettant que leurs données soient analysées et intégrées dans notre banque d’échantillons.
Raffinement
Les animaux sont habitués dès leur plus jeune âge à des manipulations douces et régulières. Ils sont hébergés par groupes de deux ou plus, dans un environnement enrichi afin de prévenir l’ennui et le stress. Pour anticiper tout signe de douleur, des critères de suivi du bien-être ont été établis et sont évalués quotidiennement, y compris les week-ends et jours fériés. Ces critères portent sur l’aspect général des animaux (pelage, yeux), leur comportement (mobilité) et leur état général (masse corporelle). En cas de signes de douleur, des mesures sont mises en place : surveillance renforcée biquotidienne et administration de médicaments visant à atténuer ou supprimer la douleur. Dans le but de prévenir toute souffrance animale, des points limites ont été établis et feront l’objet d’un suivi rigoureux, avec application immédiate de procédures préétablies. Par ailleurs, pour réduire au maximum le stress lié aux manipulations ou aux tests, les animaux sont préhabitués et familiarisés avec l’expérimentateur 2 à 3 jours avant le début des procédures, afin d’éviter toute réaction de peur ou de stress lors des manipulations scientifiques.
Choix des espèces
Le rat est un mammifère appartenant à la même classe que l’être humain. Cette proximité évolutive en fait un modèle particulièrement apprécié pour la recherche biomédicale. Il partage de nombreux aspects anatomiques et physiologiques avec l’homme, notamment la constitution et le fonctionnement des organes ainsi que les processus métaboliques. Grâce aux outils génétiques récents, le rat est devenu un modèle de choix pour l’étude des troubles musculaires. Les modèles de rat reproduisent de manière très fidèle ce type de maladies humaines, tout en conservant les avantages des rongeurs : courte durée de gestation, taille raisonnable et longévité compatible avec l’évaluation à long terme des médicaments sur des individus âgés. Le rat constitue ainsi un excellent complément aux autres modèles animaux, permettant de mieux comprendre la physiopathologie et d’évaluer l’efficacité et la sécurité de nouvelles thérapies. Les animaux seront âgés de 1 et 3 mois au moment de la procédure, correspondant aux stades précoce et avancé de la maladie. Ces stades permettent d’explorer les muscles et d’évaluer l’effet de la thérapie à la fois fonctionnellement et morphologiquement, en tenant compte des différents degrés de progression pathologique.