Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
D?veloppement d?un mod?le exp?rimental de myopie chez le rongeur pour l??valuation de strat?gies th?rapeutiques
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 1620
Objectifs
L?objectif principal de ce projet est de d?velopper un mod?le exp?rimental de myopie chez le rongeur afin d??tudier les m?canismes cellulaires et mol?culaires impliqu?s dans la progression du d?faut r?fractif et de l?allongement axial. La myopie est une pathologie fr?quente et en forte augmentation mondiale, pouvant conduire ? des complications s?v?res lorsqu?elle devient ?volutive ou forte, notamment des alt?rations r?tiniennes, scl?rales ou choro?diennes. Les mod?les exp?rimentaux d?velopp?s permettent d?induire de mani?re contr?l?e une myopisation, reproduisant les modifications structurelles de l??il observ?es chez l?humain, telles que le remodelage scl?ral, les perturbations de la choro?de, les modifications de l??pith?lium r?tinien ou l?activation de voies m?canosensibles. Ces mod?les facilitent l?analyse des r?ponses cellulaires et mol?culaires associ?es, incluant les variations d?expression de g?nes impliqu?s dans la croissance oculaire, les voies de signalisation r?gulant la scl?re, ainsi que les processus inflammatoires et de stress oxydatif pouvant contribuer ? la progression de la myopie. Ils constituent ?galement une plateforme pertinente pour ?valuer l?efficacit? de strat?gies th?rapeutiques visant ? limiter l?allongement axial, moduler la signalisation scl?rale ou pr?venir les complications li?es ? la myopie forte, avant leur ?valuation clinique. En r?sum?, ces mod?les repr?sentent un outil essentiel pour approfondir la compr?hension de la physiopathologie de la myopie et identifier de nouvelles cibles th?rapeutiques.
Bénéfices attendus
Le principal b?n?fice attendu de ce projet est la mise au point de mod?les exp?rimentaux robustes permettant d??valuer l?efficacit? de nouvelles approches th?rapeutiques visant ? limiter la progression de la myopie ou ? pr?venir ses complications structurelles. La myopie, en particulier dans ses formes ?volutives ou fortes, constitue une pathologie ? fort impact clinique, associ?e ? un risque accru de r?tinopathies, de d?collement r?tinien et de d?g?n?rescence maculaire. Les options th?rapeutiques permettant d?en contr?ler l??volution restent encore limit?es, d?o? la n?cessit? de disposer de mod?les fiables reproduisant les m?canismes physiopathologiques observ?s chez l?humain. Ces mod?les permettront de simuler les modifications caract?ristiques de l??il myopique, telles que l?allongement axial, le remodelage scl?ral, les perturbations choro?diennes et les alt?rations de la signalisation r?tinienne. Ils offriront la possibilit? d??valuer avec pr?cision l?effet des traitements sur la modulation de la croissance oculaire, la r?gulation des voies m?canosensibles, l?int?grit? scl?rale ou la fonction r?tinienne. Ces ?tudes contribueront ? identifier les mol?cules ou strat?gies les plus prometteuses, ? optimiser les sch?mas th?rapeutiques et ? approfondir la compr?hension de leurs m?canismes d?action, tout en garantissant une approche ?thique conforme aux exigences r?glementaires.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis ? diff?rentes interventions r?parties sur une p?riode allant de 1 ? 6 semaines, en fonction des objectifs et des r?sultats obtenus avec les traitements ?valu?s. Ces interventions comprennent : 1. Induction par dispositif optique : Cette proc?dure, r?alis?e une seule fois en d?but d??tude sous anesth?sie g?n?rale, consiste ? appliquer un dispositif optique sur un seul ?il. Elle dure au maximum cinq minutes. Un ajustement ou un repositionnement pourra ?tre n?cessaire si le dispositif se d?place. 2. Induction par administration d?un principe actif : Cette m?thode repose soit sur : ? des instillations quotidiennes (3 ? 4 fois par jour) pendant toute la dur?e de l??tude, ? soit des injections effectu?es 1 ? 2 fois par semaine. Les instillations sont tr?s rapides (quelques secondes) et ne n?cessitent qu?une simple contention. Les injections, en revanche, exigent une anesth?sie et durent environ 2 ? 3 minutes. 3. Examens ophtalmologiques ? Observation ? la lampe ? fente : r?alis?e en baseline, puis tous les jours apr?s induction. Chaque examen dure moins de cinq minutes. ? L?imagerie in vivo : effectu?e avant induction puis une fois par semaine. Ces examens n?cessitent une anesth?sie l?g?re pour immobiliser l?animal et garantir des images interpr?tables. Elle ne dure pas plus de 5 ? 10 minutes. 4. Administrations de traitements ? Instillations topiques (collyres) : d?une dur?e de 1 ? 2 minutes par application, sur animal vigile, ? raison de trois fois par jour en moyenne (jusqu?? 6?8 fois/jour maximum) pendant 1 ? 6 semaines. ? Injections intra- ou p?ri-oculaires : r?alis?es sous anesth?sie locale ou g?n?rale, durant quelques minutes. Elles peuvent ?tre quotidiennes mais sont le plus souvent hebdomadaires. ? Injections syst?miques : administr?es sur animal vigile, r?parties sur 1 ? 6 semaines. Elles peuvent ?tre quotidiennes et ne durent pas plus de 2 minutes. 5. Pr?l?vements sanguins effectu?s en g?n?ral une fois par semaine sur animal vigile, leur fr?quence d?pend du volume pr?lev? et du temps de r?cup?ration requis. Chaque pr?l?vement veineux est rapide, durant 1 ? 2 minutes
Impact sur les animaux
Dans le cadre des mod?les d?induction de la myopie et des proc?dures associ?es (pose des dispositifs, anesth?sies r?p?t?es, examens in vivo), plusieurs nuisances ou effets ind?sirables peuvent ?tre observ?s. Bien que ces mod?les soient globalement peu invasifs et bien tol?r?s, il est n?cessaire d?anticiper les points suivants : 1. Les anesth?sies g?n?rales l?g?res, utilis?es pour la pose des dispositifs et les examens OCT hebdomadaires ou l?administration de produits, peuvent entra?ner des effets transitoires fr?quents comme une hypothermie durant et apr?s l?anesth?sie (risque compens? par tapis chauffant), une s?cheresse corn?enne. 2. La pose ou le port des dispositifs (lentilles) peuvent entrainer une irritation cutan?e locale autour du dispositif (colle, sutures, bandeau), une conjonctivite m?canique, des s?cr?tions oculaires augment?es, sans infection associ?e, un d?placement ou perte du dispositif, n?cessitant une remise en place, et bien s?r un flou visuel permanent plus important sur l??il induit, pouvant modifier le comportement exploratoire de l?animal (transitoire et attendu dans le mod?le), un comportement de frottement, surtout les premiers jours, li? ? la g?ne du dispositif. Dans les deux mod?les, il s?agit de nuisances attendues, habituellement mod?r?es et r?versibles, qui diminuent apr?s les premiers jours d?adaptation. 3. Les effets ind?sirables li?s aux manipulations, administrations et examens r?p?t?s pouvant conduire ? un stress l?ger et transitoire, un risque mineur de perte de poids et des irritations locales.
Devenir
? l?issue de la proc?dure exp?rimentale d?induction de la myopie et des examens associ?s, l?ensemble des animaux ayant suivi la totalit? du protocole seront euthanasi?s de mani?re ?thique et conforme ? la r?glementation, afin de permettre les analyses ex vivo n?cessaires. Ces analyses comprendront notamment : des ?tudes histologiques des structures oculaires (r?tine, choro?de, scl?re), des dosages biochimiques ou mol?culaires, ainsi que des ?valuations morphologiques compl?mentaires indispensables ? la validation scientifique des r?sultats. En revanche, les m?res et les animaux non inclus dans l?int?gralit? de la proc?dure, estim?s ? environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d?un point limite), pourront ?tre r?utilis?s dans d?autres protocoles compatibles, sous r?serve de l?avis favorable du v?t?rinaire responsable. Ces animaux sont g?n?ralement retir?s avant l?induction car les examens de baseline peuvent r?v?ler : une anomalie anatomique ou physiologique, un d?faut oculaire pr?existant, ou un crit?re rendant l?induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n?auront subi ni induction, ni administration de traitement exp?rimental. Ils n?auront ?t? expos?s qu?? des examens non invalidants, parfois r?alis?s sous anesth?sie l?g?re (lampe ? fente, OCT, biom?trie), sans cons?quences durables. Dans ces conditions, leur r?utilisation ?ventuelle s?inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une r?duction du nombre total d?animaux utilis?s tout en garantissant la protection du bien??tre animal et le respect des exigences scientifiques du projet.
Remplacement
L??il est un organe sensoriel d?une grande complexit?, constitu? de structures anatomiques et physiologiques vari?es (corn?e, cristallin, r?tine, choro?de, scl?re, nerf optique?) interagissant de mani?re dynamique avec leur environnement local et syst?mique. Son fonctionnement est influenc? en permanence par des variations m?caniques, physicochimiques et biologiques, essentielles ? la r?gulation de la croissance oculaire et de la r?fraction. Bien que des m?thodes alternatives telles que les cultures cellulaires, les organo?des ou les mod?lisations in silico aient connu des avanc?es importantes ces derni?res ann?es, ces approches restent limit?es pour reproduire l?ensemble des interactions fonctionnelles, m?caniques et pharmacocin?tiques observ?es dans un ?il vivant. En particulier, elles ne permettent pas de simuler de mani?re fiable la progression de la myopie, l?allongement axial, les modifications tridimensionnelles de la scl?re, ni les r?ponses r?tiniennes et choro?diennes complexes impliqu?es dans la r?gulation de la croissance oculaire. Dans ce contexte, le recours ? un mod?le animal demeure actuellement indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet, notamment pour : 1. Reproduire fid?lement les conditions pathologiques associ?es au d?veloppement et ? la progression de la myopie, incluant l?allongement axial, le remodelage scl?ral et les perturbations choro?diennes. 2. ?valuer l?efficacit? et la tol?rance de nouvelles strat?gies th?rapeutiques visant ? ralentir la croissance oculaire ou ? pr?venir les complications de la myopie forte, au sein d?un organisme vivant int?grant vascularisation, innervation et r?gulations m?canosensorielles. 3. ?tudier les effets ? long terme sur les tissus oculaires, en particulier la scl?re, la r?tine et la choro?de, dans un environnement physiologique complet impossible ? reproduire in vitro ou in silico.
Réduction
Le nombre d?animaux par groupe a ?t? volontairement limit? afin de respecter les principes ?thiques encadrant l?exp?rimentation animale, tout en maintenant une puissance statistique suffisante pour garantir la fiabilit? et la reproductibilit? des r?sultats. Une analyse de puissance sera r?alis?e syst?matiquement avant chaque s?rie exp?rimentale afin de d?terminer l?effectif optimal permettant de d?tecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de r?duire l?effectif n?cessaire sans compromettre la validit? scientifique du projet. Dans une d?marche active de r?duction du nombre d?animaux utilis?s, plusieurs approches compl?mentaires seront mises en ?uvre. L?utilisation de m?thodes non invasives pour le suivi de la myopie ? notamment l?imagerie oculaire (OCT pour la choro?de et la r?tine, biom?trie optique pour la mesure de la longueur axiale...) ? permettra d?effectuer des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, ?vitant ainsi les sacrifices ? diff?rents points temporels. Lorsque cela est scientifiquement pertinent, les deux yeux d?un m?me animal pourront ?tre analys?s. On aura ainsi pour un m?me animal un oeil induit et un oeil contr?le, ce qui permettra d'avoir des yeux contr?les sans augmenter l?effectif. De plus, l?optimisation des protocoles exp?rimentaux (standardisation des conditions d?induction de la myopie, contr?le pr?cis des param?tres d??clairement, de l?environnement visuel et des variables biologiques) contribuera ? limiter la variabilit? interindividuelle et ? renforcer la robustesse des r?sultats. Enfin, une attention particuli?re sera port?e ? la formation des exp?rimentateurs et ? la qualit? des soins apport?s aux animaux afin de garantir leur bien??tre tout au long de l??tude.
Raffinement
Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera assur? afin de d?tecter rapidement tout signe de stress, d?inconfort ou d?effet ind?sirable li? aux proc?dures exp?rimentales. Cette surveillance permettra une intervention rapide selon des points limites pr?d?finis, adapt?s au mod?le de myopie et visant ? r?duire toute souffrance potentielle. Les animaux seront h?berg?s en groupe dans des cages enrichies, avec acc?s ad libitum ? la nourriture et ? l?eau. L?environnement sera optimis? par des abris, des mat?riaux ? ronger et des ?l?ments favorisant l?exploration, afin d?assurer leur bien??tre psychologique et comportemental. Dans le cadre du projet, une anesth?sie g?n?rale sera n?cessaire pour les proc?dures d?induction de la myopie (ex. mise en place de dispositifs optiques). Elle pourra ?tre compl?t?e par une anesth?sie locale. Une analg?sie pr??op?ratoire sera administr?e, et une antibioprophylaxie locale pourra ?tre appliqu?e en cas de risque infectieux. Les examens de suivi seront principalement non invasifs, tels que la biom?trie optique pour la longueur axiale et l?imagerie comme l'OCT par exemple pour l?analyse r?tino?choro?dienne. Ces techniques permettront des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, r?duisant ainsi le nombre d?animaux n?cessaires. Lorsque l?immobilit? est requise, une anesth?sie l?g?re et courte pourra ?tre administr?e. Apr?s chaque anesth?sie, les animaux seront plac?s sur un support chauffant pour pr?venir l?hypothermie, et une hydratation oculaire sera maintenue jusqu?au r?veil. Ils seront ensuite replac?s dans leur environnement habituel pour limiter le stress post?manipulation. Le projet a ?t? valid? par un comit? d??thique et sera suivi par la structure en charge du bien??tre animal.
Choix des espèces
Les esp?ces retenues pour ce projet, le rat et la souris, pr?sentent des caract?ristiques anatomiques, physiologiques et m?taboliques bien d?crites dans la litt?rature, facilitant l?extrapolation des r?sultats vers l?humain, notamment dans l??tude de la croissance oculaire et des m?canismes impliqu?s dans la myopie. Ces deux esp?ces sont couramment utilis?es dans des mod?les valid?s de myopie exp?rimentale, en particulier pour l??tude de l?allongement axial, du remodelage scl?ral et des r?ponses r?tiniennes. Leur utilisation offre une grande flexibilit? exp?rimentale, notamment pour les suivis longitudinaux, la biom?trie optique, l?imagerie et l?analyse de marqueurs mol?culaires. L?exp?rience accumul?e avec ces mod?les garantit la reproductibilit? des r?sultats, leur comparabilit? avec d?autres ?tudes pr?cliniques et leur pertinence pour le d?veloppement de nouvelles strat?gies th?rapeutiques. Le choix de ces esp?ces s?inscrit dans une d?marche scientifique rigoureuse, ?thique et translatoire, visant ? maximiser la qualit? des donn?es tout en respectant les principes de l?exp?rimentation animale. Les animaux seront inclus ? un stade juv?nile, correspondant ? la phase de croissance oculaire active, condition indispensable pour induire de mani?re fiable la myopie et mesurer l?allongement axial. Pour les souris, induction g?n?ralement entre P14 et P28, avec un suivi sur 2 ? 6 semaines selon le protocole et pour les rats, induction g?n?ralement entre P21 et P35, avec un suivi de dur?e comparable, adapt? au cin?tique de croissance propre ? l?esp?ce. ? ces ?ges, la r?tine, la choro?de et la scl?re sont suffisamment matures pour r?pondre aux manipulations optiques, tout en conservant une plasticit? ?lev?e de la croissance oculaire. Ce choix garantit une r?ponse coh?rente et reproductible aux protocoles d?induction (lentilles n?gatives ou d?privation de forme), tout en limitant les biais li?s ? la s?nescence ou, ? l?inverse, ? la croissance trop rapide des toutes premi?res semaines de vie. ? cet ?ge, la pr?sence de la m?re est indispensable. Il sera donc n?cessaire soit de recevoir des femelles gestantes, avec une mise bas pr?vue directement dans notre ?tablissement, soit de commander ? l??leveur des port?es reconstitu?es incluant la m?re et ses petits. Une fois que l??ge des souriceaux ou des ratons le permettra, les m?res seront s?par?es de leur port?e et pourront ?tre r?utilis?es dans un autre projet.
Etude de l’efficacité de différents traitements pharmacologiques et optique pour la myopie forte de modèles murins
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
La myopie est causée par une croissance anormale de l’œil. Ceci implique des questions optiques, génétiques, mais aussi neuronales. La myopie peut exister seule, ou associée à un syndrome oculaire plus vaste, on parle alors de myopie « syndromique ». Différents mécanismes mènent à l’apparition de la myopie, soulignant la nécessité de personnaliser les traitements en fonction des causes de la myopie. Plusieurs solutions thérapeutiques sont déjà proposées, sous forme de collyre (exemple : l’atropine) ou optiques (exemple : thérapie à lumière rouge ou verres de freination). Ces solutions présentent des effets secondaires conséquents (gêne et assèchement oculaire, photophobie, effet rebond) et une efficacité variable liée à divers facteurs. Notamment, de nombreux patients ne répondent pas ou peu à ces traitements. Il est donc nécessaire de proposer de nouvelles cibles thérapeutiques. Au cours de ce projet, nous allons tester différentes voies thérapeutiques : 1) Il existe une molécule, formulable sous forme de collyre qui, d’après nos expériences passées, pourrait être prometteuse. Nous allons donc tester cette hypothèse dans divers modèles animaux de myopie forte et syndromique. 2) Différents verres de lunettes ont un impact sur la croissance de l’œil. Les modes d’action de ces verres sont variables et leur efficacité peuvent varier suivant la génétique et l’âge du patient. Ce projet vise à tester différentes solutions thérapeutiques dans différents modèles animaux de myopie forte et syndromique afin de proposer une preuve de concept et valoriser certaines de ces solutions.
Bénéfices attendus
La myopie présente une prévalence déjà élevée (plus d'un adulte sur 3 actuellement, 1 adulte sur 2 en 2050). La rétinopathie pigmentaire et la cécité nocture congénitale stationnaire sont des maladies génétiques rares (1/ personne sur 3500 et 1 personne sur 400000, respectivement), mais toutes trois peuvent mener à une cécité complète des patients affectés. S’il existe des stratégies de correction de la myopie, peu de réels traitements existent et ceux existant présentent une efficacité limitée et de nombreux effets secondaires. Ce projet permettra de fournir des preuves de concept pour le développement de nouvelles thérapies pour le traitement de la myopie.
Procédures
Pour induire et étudier la myopie ainsi que son traitement, une technique chirurgicale, effectuée sous anesthésie et analgésie, se résumant par l’implantation d’un casque sur le crâne des animaux est nécessaire, 1 fois par animal. La chirurgie dure 1 heure maximum par animal. Pour mesurer le degré de myopie : contention manuelle régulière et répétée de certains animaux : 3 fois par animal, 5 minutes à chaque fois. - Anesthésies gazeuses répétées : 3 anesthésies maximum par semaine pour le nettoyage des lentilles et des yeux des animaux et 1 examen des yeux. Soit 10 anesthésies maximum sur 3 semaines d’une durée de 15 minutes maximum/animal.
Impact sur les animaux
Les animaux seront soumis à des contentions manuelles répétées, entrainant un stress. Les animaux seront soumis à une chirurgie : Les techniques chirurgicales peuvent mener à une perte de sang durant l’opération et à des pertes de poids, infections, douleurs durant la période post-opératoire. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies gazeuses répétées pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunette : le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Les traitements médicamenteux peuvent aussi engendrer une gêne et un assèchement oculaire. Les animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales caractérisées par de l’apathie et de l’agressivité. L’enrichissement sera réduit pendant ce projet, ce qui peut induire un stress.
Devenir
Les animaux seront tous euthanasiés selon la procédure réglementaire car il s'agit d'animaux OGM ne pouvant être réutilisés pour d'autres projets ou pour l'accouplement. De plus les yeux des animaux seront récupérés pour analyses post-mortem.
Remplacement
L’induction et l’étude de la myopie nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, crystallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir un oeil en 3D. L'utilisation de certaines des molécules testées ici est déjà reconnue comme efficace in vitro, dans les modèles animaux et chez les patients, mais n'a jamais été testée sur des modèles animaux avec les modifications génétiques que nous proposons. Afin de valider (ou invalider) l'usage des molécules que nous testons, pour le traitement de la myopie syndromique et non syndromique, la prochaine étape est donc un usage sur modèle in vivo.
Réduction
Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet. La myopie n’est pas connue pour impacter un sexe plus que l’autre. Nous testerons donc des mâles et femelles sans distinction. Nous avons optimisé le nombre et nature des accouplements d’animaux pour réduire le nombre d’animaux à générer. Le nombre d’animaux nécessaire a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe) et des contraintes techniques (taux de réussite estimé des procédures). Les données issues de conditions contrôles sont réutilisées pour réduire le nombre d’animaux à générer. Nous aurons besoin de générer 480 animaux pour ce projet
Raffinement
Les paramètres environnementaux contrôlés des animaleries seront conformes aux normes réglementaires. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul le personnel compétent dans la manipulation des animaux sera autorisé à manipuler les animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à procéder aux techniques chirurgicales. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien-être des animaux. Les informations concernant les animaux seront mutualisées sur un site web commun. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs permettant de limiter toute douleur inutile aux animaux ont été mis en place.
Choix des espèces
Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin de modèles génétiques particuliers qui n’existent que dans cette espèce. Nos expériences visent à étudier la myopie, qui survient durant la croissance de l’œil. Le développement de l'oeil se mesure par réfractométrie. Les mesures de réfractométrie ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré. Avant cela, l’oeil est trop petit. Nos expériences nécessitent d'induire la myopie. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d'âge car l’oeil y est encore en phase de croissance critique.
Etude de la fonction d’un gène candidat de myopie dans un modèle murin
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
La cécité nocturne congénitale stationnaire (CNCS) est un groupe de pathologies rétiniennes d'origine génétique. La plupart des personnes atteintes ont une acuité visuelle basse, associée à des difficultés d’orientation en condition de faible luminosité. De nombreux patients présentent également d’autres anomalies oculaires telles qu’une forte myopie. Dans des études précédentes, des gènes responsables de l'apparition de la CNCS ont été identifiés. De plus les modèles animaux mimant la CNCS ont été très étudiés et d’autres gènes altérés ont été découverts dans toutes les différentes formes de CNCS. Le rôle précis de ces gènes dans la rétine et leur impact sur la CNCS et la myopie sont encore mal connus. Nous allons, au cours de ce projet, étudier l'un de ces gènes qui a notamment été associé à la forte myopie. Pour se faire, nous allons utiliser un modèle de souris génétiquement modifié dans lequel ledit gène a été inactivé.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet incluront une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires menant à la myopie et à la Cécité Nocturne Congénitale Stationnaire (CNCS). La myopie étant l’affection oculaire handicapante la plus courante actuellement et avec une incidence en constante augmentation (les prédictions nous disent que la moitié de la population mondiale sera myope d’ici 2050, et 10 pourcent sera atteint d’une forte myopie). La CNCS est une maladie visuelle handicapante provoquant des symptômes variés pour laquelle aucun traitement n’existe à ce jour. Une meilleure compréhension des mécanismes induisant ces pathologies permettrait de proposer des traitements plus précoces, plus efficaces et moins invasifs que ceux déjà existant.
Procédures
Pour induire et étudier la myopie, une technique chirurgicale, effectuée sous anesthésie et analgésie, se résumant par l’implantation d’un casque sur le crâne de certains animaux est nécessaire. Pour mesurer la myopie : contention manuelle régulière et répétée de certains animaux: une fois par animal et par semaine pendant 6 semaines au total, 10 minutes par animal maximum à chaque fois. Anesthésies gazeuses répétées: Une anesthésie le jour de la chirurgie (durant 45 minutes maximum) + 3 anesthésies maximum par semaine pour le nettoyage des lentilles et des yeux des animaux (10 minutes maximum/animal) + Anesthésies le jour des scanners (3 fois, 15 minutes par animal maximum) soit 13 anesthésies maximum sur 3 semaines. Anesthésie par injection le jour de l’électrorétinographie (une fois/animal, pendant une heure). Modification de l’environnement lumineux de certains animaux : abaissement de la luminosité pendant 4h à un niveau dit « de lumière basse). Les animaux seront répartis en 3 groupes distincts : le premier groupe se verra induire et mesurée la myopie, le deuxième groupe se verra analysé par électrorétinographie, le troisième groupe verra son environnement lumineux changé.
Impact sur les animaux
Certains des animaux seront soumis à des chirurgies : Les techniques chirurgicales peuvent mener à des pertes de poids, des infections, douleurs post-opératoire, perte de sang. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies gazeuses répétées pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunette: qu’il s’agisse du cache-oeil ou d’une lentille, le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Certains animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales. Durant les tests comportementaux, certains animaux seront placés sur une plateforme durant une heure. L’arrivée dans un milieu inconnu peut stresser l’animal. Une partie des animaux seront utilisés dans le cadre de différents tests fonctionnels afin de caractériser le modèle qui implique soit une immobilisation manuelle pouvant induire un stress soit une anesthésie par injection d’anesthésiques pouvant induire un stress thermique ou des risques cardio-respiratoires. L’un de ces tests peut entrainer une cataracte temporaire. Enfin, certains animaux seront placés en illumination contrôlée sont dans une ambiance lumineuse différente de celle de leur hébergement. L’enrichissement sera réduit pendant cette procédure, ce qui peut induire un stress.
Devenir
Les animaux seront tous euthanasiés à la fin des expériences car il s'agit d'animaux OGM et que nous ne pourrons les réutiliser pour des accouplements ou d'autres projets. L'euthanasie sera effectuée selon la méthode réglementaire. Les yeux des animaux seront ensuite prélevés pour études histologiques et de biologie moléculaire.
Remplacement
L’induction et l’étude de la myopie ainsi que la caractérisation phénotypique nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, crystallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ne permet d’obtenir un oeil en 3D.
Réduction
Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet en nous basant sur les données de la littérature scientifique. Aucune étude n’a montré d’influence claire du sexe sur la Cécité Nocturne Congénitale Stationnaire et la myopie. Nous allons utiliser les animaux mâles et femelles indistinctement. Nous utiliserons comme témoins des animaux contrôles non modifiés, possédant donc le gène étudié sur leurs 2 chromosomes. Nous comparerons aussi les résultats avec des animaux contrôles dits « hétérozygotes » possédant le gène étudié sur un seul de leur chromosome, afin de renseigner le potentiel impact de la perte du gène sur un chromosome. Le nombre d’animaux indiqué dans chaque procédure a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe), des contraintes techniques (Taux de réussite des expériences), des contraintes de contrôles. Nombre total d’animaux nécessaires: 330 animaux
Raffinement
Les animaux utilisés naîtront et seront hébergés en animalerie extérieure jusqu’à expérimentation. Ils seront alors hébergés dans notre animalerie où ils observeront une période d’acclimatation de 5 jours avant toute manipulation. Pour les accouplements, les parents seront placé un mâle avec deux femelles. Les nouveaux-nés seront sevré à 21 jours après la naissance. Les animaux adultes seront placés à 5 au maximum par cage (hors accouplement), possèderont une maison et des morceaux de cellulose ainsi que des morceaux de bois. Ils auront accès à l’eau et à la nourriture ad libitum. Les paramètres environnementaux contrôlés des animaleries seront conformes aux normes réglementaires. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul le personnel compétent dans la manipulation des animaux sera autorisé à manipuler les animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à procéder aux techniques chirurgicales. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien être des animaux. Les informations concernant les animaux seront mutualisées sur un site web commun. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs permettant de limiter toute douleur inutile aux animaux ont été mis en place
Choix des espèces
Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin d’un modèle génétique particulier qui n’existe que dans cette espèce. Certaines expériences visent à étudier le développement naturel de l'oeil. Le développement de l'oeil se mesure par réfractométrie. Les mesures de réfractométrie ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré. Avant cela, l’oeil est trop petit. En général, le développement de l'oeil des souris se termine autour de 6 semaines d’âge. Pour nous assurer d’avoir dépassé la période critique du développement, nous poursuivrons la mesure du développement jusqu’à 9 semaines d’âge. Certaines expériences nécessitent d'induire la myopie. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d'âge car l’oeil y est encore en phase de croissance critique. Certaines expériences consistent en la mesure post-mortem des taux de dopamine rétiniens. Pour éviter tout impact de la croissance de l'animal sur la mesure de Dopamine, nous effectuerons l’expérience à l’âge adulte. Dans un souci de cohérence, nous nous fixons sur 80 jours après la naissance car il s’agit de l’âge auquel nous avons fait des analyses similaires lors de projets précédents. Certaines expériences consistent en la caractérisation phenotypique (ie les symptômes)des animaux, nous travaillerons sur des animaux sur 2 stades adultes différents (6 semaines, 6 mois) pour documenter un possible phénotype progressif.
Etude de la myopie syndromique dans un modèle murin de rétinopathie pigmentaire
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
La myopie implique des questions optiques, génétiques, mais aussi neuronales. La rétine tapisse le fond de l’œil et est un réseau de neurones connectés de manière complexe et dont la fonction est impactée par la lumière environnante. La rétine est donc l’acteur responsable de la réception et transformation du signal lumineux en signal nerveux. Les études précédentes montrent que la rétine est impliquée dans la croissance de l’œil et l’apparition de la myopie. Les mécanismes précis d’apparition de la myopie ne sont pas encore totalement compris. Ainsi, nous proposons d’utiliser un modèle de souris présentant des déficiences rétiniennes afin de mieux comprendre ces mécanismes. La Rétinopathie Pigmentaire (RP) est une maladie d’origine génétique causant la cécité par la dégénérescence des photorecepteurs. Les patients atteints de RP développent aussi une forte myopie. Il nous a paru intéressant d’étudier les mécanismes communs à ces deux pathologies. Ce projet vise à proposer des pistes concernant les mécanismes impliqués dans la myopie liée à la RP en mesurant divers paramètres liés à la myopie dans le modèle animal de RP
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet incluront une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires menant à la myopie et à la Rétinopathie Pigmentaire. La myopie étant l’affection oculaire handicapante la plus courante actuellement et avec une incidence en constante augmentation (les prédictions nous disent que la moitié de la population mondiale sera myope d’ici 2050, et 10 pourcent sera atteint d’une forte myopie). La Rétinopathie pigmentaire mène à la cécité en quelques années. Une meilleure compréhension des mécanismes induisant ces pathologies permettrait de proposer des traitements plus précoces, plus efficaces et moins invasifs que ceux déjà existant.
Procédures
Pour induire et étudier la myopie, une technique chirurgicale, effectuée sous anesthésie et analgésie, se résumant par l’implantation d’un casque sur le crâne de certains animaux est nécessaire. Pour mesurer la myopie : contention manuelle régulière et répétée de certains animaux: une fois par animal et par semaine pendant 6 semaines au total, 10 minutes par animal maximum à chaque fois. Anesthésies gazeuses répétées: Une anesthésie le jour de la chirurgie (durant 45 minutes maximum) plus 3 anesthésies maximum par semaine pour le nettoyage des lentilles et des yeux des animaux (10 minutes maximum/animal) plus Anesthésies le jour des scanners (3 fois, 15 minutes par animal maximum) soit 13 anesthésies maximum sur 3 semaines. Modification de l’environnement lumineux de certains animaux : abaissement de la luminosité pendant 4h à un niveau dit « de lumière basse). En résumé , les animaux seront répartis en 2 groupes distincts : le premier groupe se verra induire et mesurée la myopie, le deuxième groupe verra son environnement lumineux changé pendant 4h.
Impact sur les animaux
Certains des animaux seront soumis à des chirurgies : Les techniques chirurgicales peuvent mener à des pertes de poids, des infections, douleurs post-opératoire, perte de sang. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies gazeuses répétées pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunette: qu’il s’agisse du cache-oeil ou d’une lentille, le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Certains animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales. Une partie des animaux seront utilisés dans le cadre de différents tests fonctionnels afin de caractériser le modèle qui implique soit une immobilisation manuelle pouvant induire un stress soit une anesthésie par injection d’anesthésiques pouvant induire un stress thermique ou des risques cardio-respiratoires. L’un de ces tests peut entrainer une cataracte temporaire. Enfin, certains animaux seront placés en illumination contrôlée sont dans une ambiance lumineuse différente de celle de leur hébergement. L’enrichissement sera réduit pendant cette procédure, ce qui peut induire un stress.
Devenir
Les animaux seront tous euthanasiés à la fin des expériences car il s'agit d'animaux OGM et que nous ne pourrons les réutiliser pour des accouplements ou d'autres projets. L'euthanasie sera effectuée selon la méthode réglementaire. Les yeux des animaux seront ensuite prélevés pour études histologiques et de biologie moléculaire
Remplacement
L’induction et l’étude de la myopie nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, crystallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir des yeux en 3D.
Réduction
Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet en nous basant sur les données de la littértature scientifique. La Retinopathie Pigmentaire (RP) étant une pathologie liée à l’X, le phénotype peut différer selon le sexe. Nous allons donc devoir distinguer les animaux mâles des femelles. Nous utiliserons comme témoins des animaux contrôles non modifiés (appelés WT) et les comparerons aux animaux modélisant la RP. Les résultats seront soumis à des tests statistiques standards qui nécessitent de répéter plusieurs fois chaque expériences sur des animaux distincts. Le nombre d’animaux indiqué dans le projet a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe), des contraintes techniques (taux de réussite des expériences ). Nombre total d’animaux nécessaires : 280 animaux
Raffinement
Les animaux utilisés dans ce projet naîtront et seront hébergés dans des animaleries agrées. Les animaux en provenance de l’extérieur observeront une période d’acclimatation de 5 jours sera observée si nécessaire. Pour les accouplements, les parents seront placé un mâle avec deux femelles. Les nouveaux-nés seront sevré à 21 jours après la naissance. Les animaux adultes seront placés à 5 max par cage (hors accouplement), possèderont une maison et des morceaux de cellulose ainsi que des morceaux de bois. Ils auront accès à l’eau et à la nourriture ad libitum. Les paramètres environnementaux contrôlés de l’animalerie sont conformes aux normes rêglementaires. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. De l'enrichissement sera implémenté: maisons, nids, morceaux de bois. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul le personnel compétent dans la manipulation des animaux sera autorisé à manipuler les animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à procéder aux techniques chirurgicales. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien être des animaux. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs permettant de limiter toute douleur inutile aux animaux ont été mis en place
Choix des espèces
Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin d’un modèle génétique particulier qui n’existe que dans cette espèce. Certaines expériences visent à étudier le développement naturel de l'oeil. Le développement de l'oeil se mesure par réfractométrie. Les mesures de réfractométrie ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré. Avant cela, l’oeil est trop petit. En général, le développement de l'oeil des souris se termine autour de 6 semaines d’âge. Pour nous assurer d’avoir dépassé la période critique du développement, nous poursuivrons la mesure du développement jusqu’à 9 semaines d’âge. Certaines expériences nécessitent d'induire la myopie. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d'âge car l’oeil y est encore en phase de croissance critique. Certaines expériences consistent en la mesure post-mortem des taux de dopamine rétiniens. Pour éviter tout impact de la croissance de l'animal sur la mesure de Dopamine, nous effectuerons l’expérience à l’âge adulte. Dans un souci de cohérence, nous nous fixons sur 80 jours après la naissance car il s’agit de l’âge auquel nous avons fait des analyses similaires lors de projets précédents.
Etude dans un modèle murin de l’impact de la stimulation optogénétique des cellules amacrines sur l’induction de la myopie.
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
La myopie implique des questions optiques, génétiques, mais aussi neuronales. La rétine, tapissant le fond de l’œil, est un réseau de neurones connectés de manière complexe et dont la fonction est impactée par la lumière environnante. La rétine est donc l’acteur responsable de la réception et transformation du signal lumineux en signal nerveux. Les études précédentes montrent que la rétine est impliquée dans la croissance de l’œil et l’apparition de la myopie, notamment en repérant le manque de contraste. La rétine peut donc capter le flou lumineux et envoyer aux tissus voisins les messagers chimiques nécessaires à l’accélération ou l’arrêt de la croissance de l’œil. Les mécanismes précis par lesquels la rétine y parvient sont encore sujets à débat. Durant ce projet, nous étudierons les mécanismes rétiniens intervenant dans le développement de la myopie. Ce projet a pour objectif de vérifier l’hypothèse selon laquelle une modification de l’activité neuronale de certains neurones rétiniens spécifiques a un impact sur l’apparition de la myopie.
Bénéfices attendus
Les bénéfices du projet incluront une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires menant à la myopie, qu’elle soit syndromique ou non. La myopie étant l’affection oculaire handicapante la plus courante actuellement et avec une incidence en constante augmentation (les prédictions nous disent que la moitié de la population mondiale sera myope d’ici 2050, et 10 pourcents sera atteint d’une forte myopie). Une myopie forte peut entrainer des complications telles que des glaucomes et détachements rétiniens pouvant mener à la cécité. Une meilleure compréhension des mécanismes induisant la myopie permettrait de proposer des traitements plus précoces, moins invasifs que l’opération chirurgicale.
Procédures
Certains animaux se verront administrer un virus non pathogène à un âge très précoce via une injection dans la circulation sanguine (une fois par animal), ce geste dure 5 minutes et est effectué sur animal vigile Certains animaux seront soumis à une technique chirurgicale consistant en l’implantation d’un dispositif à lunette par chirurgie effectuée sous anesthésie générale et locale avec prise en charge de la douleur avant/pendant/après la chirurgie (une fois par animal), ce geste dure 45 minutes. Les animaux seront soumis à des anesthésies gazeuse répétées (10 fois maximum par animal, étalées sur 3 semaines, chacune durant 10 minutes maximum). Certains animaux seront placés en hébergement individuel pendant 3 semaines. La myopie sera mesurée par des techniques d'imagerie et de réfractométrie non invasive mais pouvant nécessiter l'anesthésie de l'animal. Certains animaux verront leur condition d’hébergement modifiées : des flashs lumineux réguliers leur seront soumis. Contention manuelle prolongée et répétée : 3 fois/animal pendant 10 minutes maximum.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent entrainer des douleurs aigues. Les techniques chirurgicales peuvent mener à des pertes de poids, des infections, douleurs post-opératoire, perte de sang. Les anesthésies répétées peuvent causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Le port prolongé du dispositif implanté peut induire une gêne et un assèchement oculaire. De nombreux animaux seront isolés, avec un enrichissement réduit, ce qui peut induire un stress caractérisé par de l’agressivité. Enfin, les animaux seront placés en cage à illumination contrôlée, dans lesquelles une ambiance lumineuse différente de celle de leur hébergement sera imposée.
Devenir
Tous les animaux de ce projet seront euthanasiés selon la méthode réglementaire et les rétines seront récupérées pour analyses post-mortem.
Remplacement
L’induction de la myopie nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, cristallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir un oeil en 3D.
Réduction
Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet en nous basant sur les données de la littérature scientifique et nos expériences passées. De plus, nous utiliserons uniquement des animaux issus d’accouplements homozygotes. Ainsi, nous éviterons les faux/mauvais génotypes et pourrons contrôler exactement le nombre d’animaux à naître et à faire passer dans les procédures. Les accouplements seront contrôlés pour éviter les naissances d'animaux en trop. Les résultats seront soumis aux tests statistiques adéquates. Le nombre d’animaux nécessaire est obtenu en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe), des contraintes techniques et des contraintes de contrôles. De plus, nous nous sommes basés sur la littérature scientifique préexistante et nos expériences passées. Nombre total d’animaux nécessaires : 700
Raffinement
Les animaux utilisés dans ce projet naîtront et seront hébergés dans notre animalerie. Des couples seront achetés puis seront hébergés dans notre animalerie. Les animaux en provenance de l'extérieur observeront une période d'acclimatation de 5 jours avant toute manipulation. Les accouplements seront constitués d’un mâle avec deux femelles. Les nouveaux-nés seront sevrés à 21 jours après la naissance. Les paramètres environnementaux contrôlés de l’animalerie sont : cycle 12h jour – 12h nuit, hygrométrie 55 pourcent plus ou moins 10 pourcent et une température 22 degrés celsius plus ou moins 2 degrés celsius. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. Les animaux adultes seront placés à 5 maximum par cage (hors accouplement), possèderont une maison et des morceaux de cellulose ainsi que des morceaux de bois. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à manipuler les animaux. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien être des animaux. Les informations concernant les animaux seront mutualisées sur un site internet commun. Des points limites précoces et suffisament prédictifs ont été mis en place pour épargner aux animaux toute douleur ou détresse évitable.
Choix des espèces
Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin de modèles génétiques particuliers présent uniquement dans cette espèce. De plus, les méthodes d’induction de myopie sur ce modèle sont bien renseignées et validées par la communauté scientifique. L’induction de la myopie est bien plus efficace si elle commence lorsque l’œil est encore en phase de croissance critique, au cours du développement de l'animal. Nous devons stimuler les neurones étudiés en parallèle de l’induction de myopie. Il est donc nécessaire que la construction virale ait eu le temps de s’intégrer au génome de l’animal avant l’induction de myopie. Les virus peuvent mettre 3 semaines à s’intégrer au génome, raison pour laquelle nous devons procéder à l'infection par la construction virale 3 ou 4 jours après la naissance afin de laisser le temps au virus de s'exprimer avant d'induire la myopie.
Etude fonctionnelle in vivo d’un modèle murin de myopie
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
La cécité nocturne congénitale stationnaire (CNCS) est un groupe de pathologies rétiniennes cliniquement et génétiquement hétérogène. La plupart des personnes atteintes ont une acuité visuelle basse, associée à des difficultés d’orientation en condition de faible luminosité. De nombreux patients présentent également d’autres anomalies oculaires telles qu’une forte myopie (inférieure à moins 6 dioptries), un strabisme ou un nystagmus. Parmi les différentes formes de CNCS, la forme complète, CNCSc, se caractérise par un dysfonctionnement de la transmission du signal entre les photorécepteurs et une classe de cellules bipolaires. Ce mécanisme n’est actuellement toujours pas bien compris. Dans ses études précédentes, notre équipe a identifié que des mutations dans différents gènes étaient associés à la CNCSc. Nous avons aussi pu mettre en évidence que les modèles murins de CNCSc présentent des déficiences génétiques communes dans certains gènes. Le rôle précis de ces gènes dans la rétine et leur impact sur la CNCSc et la myopie sont encore mal connus. Dans ce projet, nous proposons d’élucider le rôle de l'un de ces gènes par une analyse fonctionnelle in vivo et ex vivo d’un modèle de souris privée dudit gène
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet incluront une meilleure compréhension des mécanismes cellulaires menant à la myopie. La myopie étant l’affection oculaire handicapante la plus courante actuellement et avec une incidence en constante augmentation (les prédictions nous disent que la moitié de la population mondiale sera myope d’ici 2050, et 10 pourcent sera atteint d’une forte myopie). La Cécité Nocturne Congénitale Stationnaire est une maladie visuelle handicapante provoquant des symptômes variés pour laquelle aucun traitement n’existe à ce jour. Une meilleure compréhension des mécanismes induisant ces pathologies permettrait de proposer des traitements plus précoces, plus efficaces et moins invasifs que ceux déjà existant.
Procédures
Pour induire et étudier la myopie, une technique chirurgicale, effectuée sous anesthésie et analgésie, se résumant par l’implantation d’un casque sur le crâne de certains animaux est nécessaire. Pour mesurer la myopie : contention manuelle régulière et répétée de certains animaux: une fois par animal et par semaine pendant 6 semaines au total, 10 minutes par animal maximum à chaque fois. Anesthésies gazeuses répétées: Une anesthésie le jour de la chirurgie (durant 45 minutes maximum) plus 3 anesthésies maximum par semaine pour le nettoyage des lentilles et des yeux des animaux (10 minutes maximum/animal) plus Anesthésies le jour des scanners (3 fois, 15 minutes par animal maximum) soit 13 anesthésies maximum sur 3 semaines. Certains animaux seront soumis à un test comportemental impliquant un changement de milieu sur une courte durée. Anesthésie par injection le jour de l’électrorétinographie (une fois/animal, pendant une heure). Modification de l’environnement lumineux de certains animaux : abaissement de la luminosité pendant 4h à un niveau dit « de lumière basse). Les animaux seront répartis en 3 groupes distincts : le premier groupe se verra induire et mesurée la myopie, le deuxième groupe se verra analysé par électrorétinographie, le troisième groupe verra son environnement lumineux changé.
Impact sur les animaux
Certains animaux seront soumis à des contentions manuelles répétées et relativement longues, entrainant un stress. Certains des animaux seront soumis à des chirurgies : Les techniques chirurgicales peuvent mener à des pertes de poids, des infections, douleurs post-opératoire, perte de sang. Ces mêmes animaux subiront des anesthésies gazeuses répétées pouvant causer un risque léger d’hypothermie, d’insuffisance respiratoire et arrêt cardiaque. Port du cadre à lunette: qu’il s’agisse du cache-œil ou d’une lentille, le port prolongé de l’appareil peut induire une gêne et un assèchement oculaire. Certains animaux seront placés en hébergement individuel, ce qui peut entraîner des détresses sociales. Durant les tests comportementaux, certains animaux seront placés sur une plateforme durant une heure. L’arrivée dans un milieu inconnu peut stresser l’animal. Une partie des animaux seront utilisés dans le cadre de différents tests fonctionnels afin de caractériser le modèle qui implique soit une immobilisation manuelle pouvant induire un stress soit une anesthésie par injection d’anesthésiques pouvant induire un stress thermique ou des risques cardio-respiratoires. L’un de ces tests peut entrainer une cataracte temporaire. Enfin, certains animaux seront placés en illumination contrôlée sont dans une ambiance lumineuse différente de celle de leur hébergement. L’enrichissement sera réduit pendant cette procédure, ce qui peut induire un stress.
Devenir
Les animaux seront tous euthanasiés selon la procédure réglementaire car il s'agit d'animaux OGM ne pouvant être réutilisés pour d'autres projets ou pour l'accouplement. De plus les yeux des animaux seront récupérés pour analyses post-mortem.
Remplacement
L’induction et l’étude de la myopie ainsi que la caractérisation phénotypique nécessite un œil complet, en 3D, avec sa rétine et ses tissus environnant (Choroïde, Sclère) ainsi qu’un trajet optique complet (cornée, lentille, crystallin, iris, humeur aqueuse). Aucune méthode alternative ex vivo ne permet d’obtenir des yeux en 3D.
Réduction
Afin de générer le moins d’animaux possible, nous avons réduit au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour le projet en nous basant sur les données de la littérature scientifique. Aucune étude n’a montré d’influence claire du sexe sur la Cécité Nocturne Congénitale Stationnaire et la myopie. Nous allons utiliser les animaux mâles et femelles indistinctement. Nous utiliserons comme témoins des animaux contrôles non modifiés, possédant donc le gène testé sur leurs 2 chromosomes. Nous comparerons aussi les résultats avec des animaux contrôles hétérozygotes afin de renseigner le potentiel impact de la perte du gène sur un chromosome. Le nombre d’animaux indiqué dans chaque procédure a été estimé sur la base d’expériences similaires effectuées dans notre équipe et en tenant compte des contraintes statistiques (nombre d’échantillon par groupe), des contraintes techniques (taux de réussite des expériences), des contraintes de contrôles. Nombre total d’animaux nécessaires : 330 animaux.
Raffinement
Les animaux utilisés naîtront et seront hébergés en animalerie extérieure jusqu’à expérimentation. Ils seront alors hébergés dans notre animalerie où ils observeront une période d’acclimatation de 5 jours avant toute manipulation. Pour les accouplements, les parents seront placé un mâle avec deux femelles. Les nouveaux-nés seront sevré à 21 jours après la naissance. Les animaux adultes seront placés à 5 au maximum par cage (hors accouplement), possèderont une maison et des morceaux de cellulose ainsi que des morceaux de bois. Ils auront accès à l’eau et à la nourriture ad libitum. Les paramètres environnementaux contrôlés des animaleries seront conformes aux normes réglementaires. De l’hydrogel nutritif sera mis à disposition si nécessaire. Seul le personnel qualifié en zootechnie sera habilité à gérer l’hébergement des animaux. Seul le personnel compétent dans la manipulation des animaux sera autorisé à manipuler les animaux. Seul du personnel formé aux techniques chirurgicales du petit animal sera autorisé à procéder aux techniques chirurgicales. Le personnel de zootechnie change les cages chaque semaine et sera en charge de la surveillance de la santé des animaux. Une communication rapide entre les chercheurs et les membres de la zootechnie est assurée par la proximité géographique entre l’animalerie et le laboratoire et permettra une prise de décision rapide en cas de problème de santé des animaux. Les procédures nécessitant une anesthésie et/ou l’application d’analgésiques seront effectuées par du personnel habilité. Un système d’étiquettes et de pastilles assurera le suivi du bien être des animaux. Les informations concernant les animaux seront mutualisées sur un site web commun. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs permettant de limiter toute douleur inutile aux animaux ont été mis en place.
Choix des espèces
Nous utilisons le modèle souris car nous avons besoin d’un modèle génétique particulier qui n’existe que dans cette espèce. Certaines expériences visent à étudier le développement naturel de l'oeil. Le développement de l'oeil se mesure par réfractométrie. Les mesures de réfractométrie ne commencent à être fiables qu’à partir de 3 semaines d’âge, lorsque l’animal est sevré. Avant cela, l’œil est trop petit. En général, le développement de l'oeil des souris se termine autour de 6 semaines d’âge. Pour nous assurer d’avoir dépassé la période critique du développement, nous poursuivrons la mesure du développement jusqu’à 9 semaines d’âge. Certaines expériences nécessitent d'induire la myopie. L’induction de la myopie est plus efficace si elle débute entre 3 et 4 semaines d'âge car l’œil y est encore en phase de croissance critique. Certaines expériences consistent en la mesure post-mortem des taux de dopamine rétiniens. Pour éviter tout impact de la croissance de l'animal sur la mesure de Dopamine, nous effectuerons l’expérience à l’âge adulte. Dans un souci de cohérence, nous nous fixons sur 80 jours après la naissance car il s’agit de l’âge auquel nous avons fait des analyses similaires lors de projets précédents. Certaines expériences consistent en la caractérisation phenotypique (ie les symptômes)des animaux, nous travaillerons sur des animaux sur 2 stades adultes différents (6 semaines, 6 mois) pour documenter un possible phénotype progressif.