Les projets approuvés

Perte de poids excessive, incapacité fonctionnelle ou douleur persistante non soulagée déclenchent l'arrêt de l'expérience et la mise à mort anticipée. 1 050 rongeurs, 525 souris et 525 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue par prélèvement intracardiaque sous anesthésie profonde. Une lésion du genou leur est infligée sous anesthésie générale, par voie mécanique, par collagénase ou par arthrite infectieuse, puis viennent jusqu'à douze semaines d'administrations répétées, deux sessions d'imagerie toutes les deux semaines et des prélèvements sanguins hebdomadaires. Les traitements testés visent à protéger ou réparer le cartilage, et le porteur revendique une réduction des effectifs par le suivi d'un même rongeur dans le temps, sans donner le chiffre auquel cette réduction se compare.

Objectifs

Les l?sions du cartilage articulaire repr?sentent une probl?matique majeure en m?decine r?g?n?rative et en rhumatologie, en raison de la faible capacit? de r?paration intrins?que de ce tissu. L?alt?ration progressive ou aigu? du cartilage peut conduire ? une perte de fonction articulaire, ? la douleur chronique et, ? terme, ? l?arthrose. ? ce jour, les options th?rapeutiques disponibles restent essentiellement symptomatiques ou palliatives et ne permettent pas de restaurer de mani?re durable l?int?grit? structurelle et fonctionnelle du cartilage. Les traitements actuels soulagent les sympt?mes mais ne r?parent pas le cartilage. Ce projet teste, chez la souris et le rat, de nouveaux traitements dans trois situations : une atteinte du cartilage due ? une blessure, une atteinte due ? une infection de l'articulation ou une usure progressive du cartilage.

Bénéfices attendus

Les l?sions du cartilage articulaire repr?sentent un enjeu majeur de sant? publique en raison de leur fr?quence, de leur ?volution souvent irr?versible et de l?absence de traitements r?ellement r?parateurs. Aujourd'hui, les traitements disponibles ne font que soulager la douleur sans r?parer l'articulation. Ce projet cherche des traitements capables de prot?ger ou r?parer le cartilage. Nous testerons plusieurs m?dicaments, et diff?rentes fa?ons de les pr?parer et de les administrer, pour trouver ceux qui agissent le plus efficacement. Les r?sultats pourraient d?boucher sur de nouveaux traitements pour les maladies articulaires.

Procédures

Au cours de ce projet, les animaux seront soumis ? plusieurs types d?interventions exp?rimentales r?p?t?es et compl?mentaires, r?alis?es sur souris et rats et r?parties sur une dur?e maximale de 12 semaines. Les trois proc?dures reposent sur des interventions intra-articulaires r?alis?es au niveau d?un genou sous anesth?sie g?n?rale. Elles comprennent une unique induction de l?sion au niveau du genou (dur?e totale de 15 minutes maximum). Au cours de l??tude, les animaux recevront des administrations r?p?t?es de compos?s exp?rimentaux via diff?rentes voies. Ces administrations peuvent ?tre quotidiennes ou espac?es selon les sch?mas exp?rimentaux, sur toute la dur?e du suivi (jusqu?? 12 semaines). Une imagerie de fluorescence sera r?alis?e de mani?re r?p?t?e, ? raison de deux sessions toutes les 2 semaines, sous anesth?sie. Ces sessions permettent le suivi de la r?paration tissulaire et de l'?volution du mod?le. Chaque session implique une br?ve anesth?sie g?n?rale. Les animaux feront l?objet de pr?l?vements sanguins hebdomadaires sous anesth?sie respectant les conditions physiologiques et le bien ?tre animal. Ces pr?l?vements sont effectu?s ? intervalles r?guliers sur toute la dur?e exp?rimentale. Enfin, ? l?issue de l??tude, les animaux seront soumis ? un pr?l?vement terminal intracardiaque r?alis? sous anesth?sie profonde, imm?diatement suivi de la mise ? mort conform?ment aux proc?dures r?glementaires. L?ensemble des proc?dures est r?alis? sous anesth?sie et analg?sie appropri?es afin de limiter toute douleur, souffrance ou d?tresse.

Impact sur les animaux

Les proc?dures de ce projet peuvent induire des effets ind?sirables li?s aux mod?les de l?sions articulaires. Les animaux peuvent pr?senter une douleur post-proc?dure l?g?re ? mod?r?e, surtout en phase aigu?. Cette phase aigu? est g?n?ralement limit?e aux premiers jours. Une diminution temporaire de la mobilit? articulaire et de l?activit? spontan?e est attendue, principalement durant les premiers jours, avec une am?lioration progressive au cours de la premi?re semaine. Les animaux peuvent pr?senter un gonflement articulaire, une mobilit? r?duite et une diminution de la prise alimentaire. Une alt?ration de l??tat g?n?ral, incluant perte de poids et baisse d?activit?, peut survenir. Une surveillance rapproch?e permet de d?tecter toute aggravation. Des crit?res d?arr?t pr?d?finis sont appliqu?s afin de pr?venir toute souffrance prolong?e, notamment en cas de perte de poids excessive, d?incapacit? fonctionnelle ou de douleur persistante non soulag?e.

Devenir

L'ensemble des animaux utilis?s seront mis ? mort ? l'issue des proc?dures de ce projet.

Remplacement

La strat?gie de remplacement a ?t? int?gr?e ? la conception du projet, conform?ment au principe des 3Rs. Malgr? une analyse approfondie des alternatives, l?utilisation d?animaux reste n?cessaire en raison de la complexit? des pathologies ?tudi?es et du besoin d??valuer des r?ponses biologiques int?gr?es ? l??chelle de l?articulation, notamment les interactions entre le cartilage et les tissus peri-articulaires ainsi que les ph?nom?nes inflammatoires, immunitaires, le remodelage osseux et la r?paration tissulaire. Les m?thodes alternatives sont utilis?es en amont pour optimiser la s?lection des candidats et r?duire le recours ? l'animal : cultures de chondrocytes et d'explants cartilagineux, mod?les 3D/organo?des articulaires et tests de cytotoxicit? pour le criblage pr?liminaire des mol?cules et des doses ; exploitation des donn?es bibliographiques et in silico pour hi?rarchiser les hypoth?ses. Cependant, ces mod?les pr?sentent des limites importantes : ils ne reproduisent pas la complexit? des interactions entre cartilage, synovie et os sous-chondral, ni les contraintes m?caniques, la vascularisation ou les r?ponses immunitaires et inflammatoires syst?miques. Ils ne permettent pas non plus d??valuer de mani?re fiable la dynamique globale de d?gradation et de r?paration du cartilage. Les objectifs du projet n?cessitent l??tude de strat?gies th?rapeutiques dans des mod?les int?gr?s de l?sion m?canique, d?arthrite infectieuse et de d?gradation enzymatique. Ces situations impliquent des interactions tissulaires et immunitaires complexes ainsi que des r?ponses locales et syst?miques qui ne peuvent ?tre reproduites in vitro.

Réduction

Le nombre d?animaux a ?t? d?termin? par des analyses de puissance bas?es sur la litt?rature et des donn?es internes, en tenant compte de la variabilit? des mod?les. Plusieurs mesures sont mises en ?uvre pour limiter les effectifs. Une phase pilote permet de valider les mod?les et d?affiner les param?tres exp?rimentaux, r?duisant les r?p?titions inutiles. L?imagerie in vivo constitue un levier majeur de r?duction. Des techniques non invasives (fluorescence ciblant le cartilage ou l?inflammation, bioluminescence bact?rienne) permettent un suivi longitudinal des l?sions et des traitements chez un m?me animal. Cette approche r?duit le recours ? des sacrifices interm?diaires et transforme des comparaisons interindividuelles en comparaisons intra-individuelles, augmentant la puissance statistique tout en diminuant les effectifs. D?autres mesures incluent l?exploitation maximale des tissus pr?lev?s pour des analyses multiples. Le partage des ?chantillons permet d?optimiser l?utilisation de chaque animal. En amont, des donn?es issues de mod?les in vitro ou de mod?lisation sont utilis?es pour affiner les hypoth?ses et limiter le nombre de conditions test?es. Les analyses statistiques seront effectu?es sur la dur?e sur chaque animal. L?ensemble de ces mesures permet de r?duire significativement le nombre d?animaux tout en garantissant la robustesse et la reproductibilit? des r?sultats.

Raffinement

Conform?ment ? la r?glementation en vigueur, ce projet est con?u afin de r?duire au maximum la douleur, la souffrance, l?angoisse et toute nuisance durable inflig?es aux animaux, tout en garantissant la validit? scientifique des r?sultats. Les animaux sont h?berg?s dans des conditions r?glementaires. Toutes les proc?dures invasives (chirurgie, injections intra-articulaires) sont r?alis?es sous anesth?sie g?n?rale ? l'isoflurane (4 % induction, 2 % maintien) sur tapis chauffant, avec contr?le de l'absence de r?flexe nociceptif (retrait de la patte au pincement). Un traitement analg?sique est administr? en pre- & post-op?ratoire pour limiter la douleur aigu?, ? l'aide de bupr?norphine 0,05 mg/kg SC administr?e avant l'incision/l'injection intra-articulaire, puis toutes les 8?12 h pendant au moins 48 h, et au-del? selon l'?valuation clinique. Ce protocole s'applique aux trois proc?dures. Des grilles de score standardis?es et points limites pr?coces sont d?finis (?tat g?n?ral, poids corporel (r?f?rence = poids basal initial), mobilit?/boiterie, posture, toilettage, prise alimentaire/hydrique et aspect de l'articulation (rougeur, gonflement, ?coulement, aspect de la plaie), pouvant conduire ? une prise en charge adapt?e ou ? une mise ? mort anticip?e (cf annexe grille de scoring). Les soins post-op?ratoires incluent une surveillance rapproch?e, le maintien au chaud, la r?hydratation si n?cessaire et un suivi jusqu?? r?cup?ration fonctionnelle. L?utilisation de m?thodes non invasives, comme l?imagerie in vivo, permet de limiter les interventions.

Choix des espèces

La souris et le rat constituent les mod?les les plus pertinents pour ce projet en raison de la disponibilit? de mod?les bien caract?ris?s de l?sions cartilagineuses incluant les d?fauts m?caniques, la d?gradation enzymatique par collag?nase et l?arthrite infectieuse. Ces esp?ces pr?sentent une physiologie articulaire et des processus de r?paration du cartilage suffisamment proches des m?canismes humains pour permettre l??tude des pathologies d?g?n?ratives et inflammatoires. Elles offrent ?galement une grande richesse d?outils mol?culaires, immunologiques et g?n?tiques facilitant l?analyse des m?canismes d?action des candidats th?rapeutiques. Le recours au rat, en compl?ment de la souris, est justifi? lorsque la taille de l'articulation est un facteur limitant : la plus grande taille du genou du rat facilite la reproductibilit? de l'induction chirurgicale de la l?sion focale, les injections intra-articulaires pr?cises et le pr?l?vement de volumes sanguins suffisants pour certains dosages. Les animaux utilis?s dans ce projet seront des souris ou des rats adultes, ?g?es de 6 ? 12 semaines au moment de l?induction. Ce stade de d?veloppement correspond ? des animaux immunologiquement matures, physiologiquement stables, et adapt?s ? l??tablissement reproductible des mod?les d?atteinte du cartilage dans cette ?tude.

Gavage à la canule, injection dans l'abdomen, dans une veine de la queue, sous la peau ou directement dans le pénis : chaque administration se fait en une fois, la voie intra-caverneuse sous anesthésie, les autres sans. 3 200 individus, 1 600 souris et 1 600 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue pour prélever des tissus. L'objectif est de tester des candidats médicaments contre la dysfonction érectile, le résumé signalant parmi les effets possibles une érection anormalement longue ou persistante et des troubles urinaires. Le porteur annonce le recueil d'observations comportementales sur les mêmes individus, sans dire lesquelles.

Objectifs

La dysfonction érectile correspond à une difficulté persistante à obtenir ou maintenir une érection suffisante pour avoir un rapport sexuel. En France, elle concerne plusieurs millions d’hommes, en particulier après 40 ans. Les traitements actuels les plus utilisés aident le corps à mieux faire circuler le sang vers le pénis. Ils agissent en facilitant la détente des vaisseaux sanguins, ce qui permet une meilleure arrivée du sang et donc une érection plus facile. Cependant, ces médicaments ne fonctionnent que s’il y a une stimulation sexuelle. Ils peuvent être pris de deux façons : soit ponctuellement avant un rapport, soit de manière régulière chaque jour. Le principe du traitement reste le même, seule la façon de le prendre change. Comme tout traitement, ils peuvent provoquer des effets indésirables, le plus souvent bénins, comme des maux de tête, des troubles digestifs, des douleurs musculaires ou une sensation de chaleur. Malgré leur efficacité, environ un tiers des patients n’obtiennent pas de résultats satisfaisants. Il est donc nécessaire de développer de nouveaux médicaments, qui seraient plus efficaces ou mieux tolérées. Dans ce cadre, ce projet vise à mettre en place des procédures simples chez des animaux (rats et souris adultes) pour tester de nouveaux traitements potentiels et mieux comprendre leur effet sur la fonction érectile.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à développer et utiliser des modèles chez l’animal (rats et souris) pour mieux étudier la dysfonction érectile et tester de nouveaux traitements potentiels. L’objectif est de disposer de méthodes fiables pour évaluer l’efficacité de nouvelles substances. Cela permet de repérer celles qui pourraient améliorer la fonction érectile et de sélectionner les plus prometteuses pour la suite du développement. D’un point de vue médical, ces recherches pourraient aider à trouver des traitements plus efficaces, notamment pour les patients chez qui les solutions actuelles ne fonctionnent pas bien. À terme, cela pourrait améliorer la qualité de vie des patients et de leurs partenaires. Le projet cherche aussi à favoriser le développement de traitements mieux tolérés, avec moins d’effets indésirables. Enfin, sur le plan pratique, ce type d’approche permet de gagner du temps dans la recherche en identifiant plus rapidement les candidats les plus intéressants à développer.

Procédures

Les animaux (rats et souris) recevront chacun une seule administration pendant la procédure. Plusieurs voies d’administration sont possibles : soit par gavage (administration orale à l’aide d’une canule), soit par injection intrapéritonéale (dans l’abdomen), soit par injection intraveineuse dans la queue (dans une veine), soit par injection sous-cutanée (sous la peau), soit par injection intra-caverneuse (dans le pénis). Pour le gavage (sans anesthésie), le volume administré sera délivré lentement. Les volumes respecteront les recommandations en vigueur. Durée estimée : 30 secondes à 1 minute par animal Pour l’injection intrapéritonéale (sans anesthésie), les volumes administrés respecteront les recommandations en vigueur. Durée estimée : 30 secondes à 1 minute par animal, en fonction du comportement de l’animal. Pour l’injection intraveineuse (sans ou avec anesthésie), les volumes injectés respecteront les recommandations en vigueur. Durée estimée : 1 à 5 minutes par animal, en fonction de la facilité d’accès à la veine et du produit administré. Pour l’injection sous-cutanée (sans anesthésie), les volumes administrés respecteront les recommandations en vigueur. Durée estimée : environ 30 secondes par animal. Pour l’injection intra-caverneuse (avec anesthésie), les volumes administrés respecteront les recommandations en vigueur. Durée estimée : environ 15 minutes par animal.

Impact sur les animaux

Certains signes généraux peuvent apparaître si un animal tolère mal le traitement. Par exemple : les poils peuvent se hérisser, les yeux peuvent être à moitié fermés, les moustaches collées, les oreilles plaquées vers l’arrière, ou encore une posture inhabituelle (dos voûté). On peut aussi observer une légère perte de poids, des sécrétions autour des yeux ou du nez, ou des signes d’inconfort au niveau du pénis, comme une érection anormalement longue ou persistante, ou une difficulté à ce que le pénis reprenne sa position normale, des troubles urinaires. Des signes de stress peuvent également être observés, du aux manipulations, à l’inconfort, aux administrations et au dispositif de contention. Des réactions locales peuvent aussi survenir à l’endroit où une intervention a été réalisée, comme une rougeur, un gonflement, ou plus rarement une infection. Enfin, des interactions entre animaux (par exemple en cas de cohabitation) peuvent parfois entraîner des blessures.

Devenir

À l’issue de chaque procédure, les animaux ne peuvent pas être réutilisés dans d’autres études. Cela s’explique par la nature des expériences réalisées, qui incluent des administrations de substances et des procédures pouvant influencer durablement leur état physiologique. De plus, afin de répondre aux objectifs scientifiques du projet, des prélèvements de tissus sont nécessaires pour réaliser des analyses complémentaires impossibles à effectuer chez l’animal vivant. Pour ces raisons, les animaux sont euthanasiés à la fin des procédures, conformément à la réglementation en vigueur et aux principes éthiques encadrant l’expérimentation animale, afin de limiter toute souffrance inutile et de permettre l’exploitation scientifique complète des données obtenues.

Remplacement

L’utilisation d’animaux est nécessaire dans ce projet, car la fonction érectile repose sur des mécanismes complexes faisant intervenir plusieurs parties du corps, notamment le système nerveux, la circulation sanguine et les hormones. Aujourd’hui, il n’existe pas de méthodes alternatives (comme des tests en laboratoire sur cellules ou des simulations informatiques) capables de reproduire de façon fiable l’ensemble de ces interactions dans un organisme entier. C’est pourquoi l’utilisation d’animaux reste aujourd’hui indispensable pour répondre aux objectifs de ce projet. Le nombre d’animaux utilisés est toutefois limité au strict nécessaire afin de répondre à la question scientifique posée.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet sera limité au strict nécessaire afin de garantir la robustesse scientifique des résultats (selon la littérature) tout en respectant le principe de réduction. Le nombre d’animaux par groupe expérimental sera limité entre 4 et 12, en tenant compte de la variabilité interindividuelle observée dans ce type de modèle. Le nombre de groupes sera déterminé en fonction du nombre de doses à tester pour chaque molécule. Les effectifs ont été définis de manière à permettre une analyse statistique appropriée, tout en évitant toute utilisation excessive d’animaux. Les données obtenues seront analysées à l’aide de tests statistiques adaptés (notamment une analyse de variance à deux facteurs – two-way ANOVA – suivie de tests post-test). Lorsque cela est possible, plusieurs types de données (observations comportementales, effets pharmacologiques, prélèvements tissulaires) seront recueillis chez un même animal, afin de maximiser les informations obtenues. Par ailleurs, les conditions expérimentales seront standardisées afin de limiter la variabilité et, par conséquent, de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Aucune répétition inutile d’expériences ne sera réalisée.

Raffinement

L’ensemble des procédures expérimentales est conçu pour limiter au maximum la douleur, la souffrance et le stress des animaux, conformément à la réglementation et aux bonnes pratiques en expérimentation animale. Avant le début des expériences, une période d’adaptation d’au moins 7 jours est systématiquement respectée. Pendant cette période, les animaux s’habituent à leur environnement et aux personnes qui s’en occupent, grâce à des manipulations douces et répétées visant à les habituer au contact humain. Les animaux sont hébergés dans des conditions enrichies, avec des éléments permettant de favoriser leur bien-être et leurs comportements naturels, comme du matériel pour faire des nids, des abris, des tunnels ou des objets à ronger. Cela permet de réduire leur stress. Les manipulations sont réalisées par du personnel formé, dans des conditions conçues pour limiter le stress lié à la manipulation. Le matériel nécessaire est préparé à l’avance afin d’éviter toute attente inutile. Les procédures se déroulent dans des locaux adaptés et contrôlés. Les animaux sont suivis quotidiennement de manière attentive. Leur état général est évalué (poids, comportement, signes de mal-être) et des seuils d’alerte permettent d’interrompre rapidement la procédure si leur bien-être se dégrade. Les actes pouvant être douloureux sont réalisés sous anesthésie. Pendant ces phases, les animaux sont maintenus au chaud et leurs yeux sont protégés pour éviter le dessèchement. Après la procédure, ils restent surveillés jusqu’à leur réveil complet. Si besoin, un soutien alimentaire adapté peut être mis en place pour limiter la perte de poids et maintenir leur état général. En cas de problèmes cutanés (comme des irritations ou des plaies), des soins locaux adaptés sont appliqués avec des produits vétérinaires appropriés pour favoriser la cicatrisation.

Choix des espèces

Le choix du rat et de la souris s’explique par leur utilisation fréquente dans l’étude de la fonction érectile et des troubles associés. Ces animaux présentent des ressemblances avec l’être humain, notamment au niveau des mécanismes qui contrôlent la circulation sanguine et le système nerveux impliqués dans l’érection. Le rat est souvent utilisé car sa taille facilite certaines manipulations et observations, comme les injections ou le suivi des réactions physiologiques. Il permet aussi d’obtenir des résultats généralement stables et reproductibles. La souris constitue un modèle complémentaire, notamment parce qu’il existe de nombreuses lignées génétiques disponibles. Elle est particulièrement utile pour les premières étapes de test de nouvelles substances. L’utilisation de ces deux espèces permet donc d’adapter les approches expérimentales selon les objectifs de l’étude, tout en restant conforme aux pratiques habituelles de la recherche. Les animaux utilisés sont adultes : à partir de 12 semaines pour les rats et de 10 semaines pour les souris, ce qui correspond à un stade de développement où les fonctions reproductives et physiologiques sont matures. Dans certains cas, des animaux plus âgés peuvent également être utilisés, selon les besoins de l’étude (souris de 6 à 12 mois et rats de 12 à 24 mois). Ce choix est justifié par le fait que les troubles de l’érection sont plus fréquents avec l’âge, car le vieillissement entraîne des modifications progressives du système sanguin et du système nerveux impliqués dans ce mécanisme. Utiliser des animaux plus âgés permet donc de se rapprocher de certaines situations observées chez l’humain.

960 souris saines vont être utilisées pour caractériser dix candidats médicaments immunomodulateurs, chacune recevant une injection sous anesthésie puis jusqu'à quatre prélèvements sanguins, également sous anesthésie, échelonnés de cinq minutes à vingt-huit jours après l'injection. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré. Le porteur attend une perte de poids, un pelage hérissé, une baisse d'activité, parfois des diarrhées, et dans de rares cas une hypothermie ou une détresse respiratoire. Toutes seront tuées pour le prélèvement d'organes. La réduction revendiquée ramène chaque étude de quatre-vingts à trente-deux souris, pour un total qui reste de 960.

Objectifs

Au cours de la dernière décennie, les approches immunothérapeutiques ont révolutionné le traitement des cancers. Elles visent à rendre le système immunitaire plus à même de reconnaitre les cellules tumorales et de les détruire. Ces traitements ne fonctionnent cependant que chez 10 à 40% des patients en fonction des types de cancer ce qui limite leur portée et la recherche dans ce domaine est toujours très active. Pour améliorer la portée de ces approches, notre laboratoire cherche à produire des candidats médicaments présentant une activité immunomodulatrice, c’est-à-dire qu’ils sont capables de moduler l’activité du système immunitaire. Il a été mis au point une technologie qui nous a permis de produire une série de protéines présentant une telle activité in vitro. Avant d’étudier l’efficacité thérapeutique de candidats qui ont été sélectionnés au moyen d’un crible in vitro, nous devons maintenant caractériser leur devenir (absorption, distribution et métabolisme), leurs effets sur l’organisme (pharmacodynamique) ainsi que leur innocuité chez un animal modèle sain, dénué de pathologie préexistante. Ces travaux permettront de définir les conditions de délivrance les plus appropriées pour tenter d’obtenir un effet thérapeutique optimal avec un risque de toxicité nul ou très limité. L’objectif de notre projet est donc de caractériser ces différents paramètres pour les dix meilleurs candidats médicaments préalablement sélectionnés

Bénéfices attendus

Le projet va nous permettre, pour chacun des candidats médicaments sélectionné, de connaître ses paramètres d’absorption et d’élimination ainsi que l’atteinte des tissus cibles, d’évaluer précisément ses effets sur le système immunitaire, de définir les paramètres de dose (quantité, nombre de fois, voie d’injection) adéquats pour obtenir une persistance et un effet pharmacologique significatif du candidat et enfin d’évaluer son innocuité. Cette étape est indispensable avant toute étude clinique chez l’humain. À terme, la mise au point de nouveaux médicaments immunomodulateurs pourrait avoir un impact majeur pour la prise en charge des cancers. Ils pourraient offrir une alternative thérapeutique aux patients ne répondant pas aux traitements actuels, comme certaines chimiothérapies ou immunothérapies existantes. En diversifiant les mécanismes d’action disponibles, ces nouvelles approches ouvriraient la voie à des traitements plus personnalisés, mieux tolérés et potentiellement efficaces sur un plus grand nombre de types de cancers

Procédures

Une injection d’immunothérapie sera réalisée chez les animaux préalablement anesthésiés (durée approximative de la procédure totale – anesthésie + geste -: 5 minutes). Pour évaluer le devenir dans l’organisme d’un candidat médicament ainsi que son effet sur le système immunitaire, jusqu’à quatre prélèvements de sang seront ensuite réalisés sous anesthésie. Les prélèvements seront réalisées pour des temps compris entre 5 minutes et 28 jours après l’injection (duré approximative total – anesthésie + geste - : 5 minutes).

Impact sur les animaux

Certains animaux pourraient subir pendant quelques minutes une chute de température liée à l’anesthésie. De plus, une inflammation pourrait apparaître au point d’injection. Les effets indésirables les plus fréquents chez la souris après injection d’immunothérapies sont une perte de poids, un aspect “hérissé” du pelage, une diminution de l’activité et parfois des troubles digestifs (diarrhée). Dans de rares cas, des effets plus sévères de syndrome inflammatoire aigu (hypothermie ou détresse respiratoire) peuvent être observés.

Devenir

Les souris seront euthanasiées à la fin du protocole afin de prélever différents organes pour des analyses indispensables dans le cadre du protocole, notamment celles de la distribution des candidats médicaments dans les tissus.

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’évaluer les caractéristiques de pharmacocinétique, pharmacodynamique, biodistribution et tolérance de nouvelles immunothérapies dans l’organisme. Ces travaux ne peuvent être réalisée sans se passer de l’animal car aucune technique in vitro ne permet d’évaluer la demi-vie ou la localisation dans un organisme entier. L’utilisation d’animaux de laboratoire représente donc la seule approche permettant une évaluation de la pharmacocinétique, biodistribution et toxicité potentielle d’un candidat médicament.

Réduction

Cette technologie permet de produire de nombreuses protéines à activité immunomodulatrice. Pour réduire le nombre d’immunothérapies testées chez l’animal, nous commencerons par une évaluation in vitro afin d’identifier celles qui stimulent le mieux les cellules immunitaires. Seules les protéines les plus prometteuses seront ensuite testées chez le rongeur, soit environ dix candidats. Les expérimentations sont basées sur des modèles de rongeurs pour lesquels il existe une variabilité interindividuelle. Nous devons tenir compte de cette variabilité ce qui impose d’utiliser un effectif minimal pour garantir une validité statistique. Afin de réduire autant que possible l’effectif minimal, plusieurs stratégies seront mises en place : –jusqu’à quatre prélèvements seront réalisés sur un même animal. Ces prélèvements seront réalisés à des intervalles de temps suffisamment espacés afin de ne pas induire de douleurs –les études de pharmacocinétique, de biodistribution et de toxicité seront réalisées sur les mêmes animaux Grâce à ces approches, pour une étude nécessitant théoriquement quatre-vingt animaux, le nombre pourra être réduit de à trente-deux, tout en maintenant la robustesse scientifique des résultats.

Raffinement

Pour limiter le stress des animaux, permettre une manipulation aisée et douce, ceux-ci seront anesthésiés avant l’injection des traitements et des prélèvements. Leur état de santé et l’apparition de signes de souffrance liés à la molécule seront surveillés tout au long de l’expérience par du personnel qualifié de façon à intervenir de manière appropriée, notamment via l’utilisation d’analgésiques ou d’antiseptiques. Une grille de score qui permet d’évaluer précisément le bien-être de l’animal, sera utilisée. Si l’un des indicateurs de cette grille révélait un état anormal, une évaluation précise de l’état général de l’animal sera réalisée, et les interventions nécessaires seront mises en œuvre, conformément aux recommandations vétérinaires, notamment en cas d’atteinte de point limite les animaux seront mises à mort automatiquement afin de limiter la souffrance.

Choix des espèces

Nous réaliserons nos études chez la souris, modèle de référence en recherche biomédicale. Ce rongeur est couramment utilisé par la communauté scientifique, dans les laboratoires académiques comme dans l’industrie pharmaceutique, pour évaluer l’efficacité et la tolérance de nouveaux candidats médicaments. Les modèles murins sont particulièrement pertinents pour l’étude des immunothérapies anticancéreuses, car ils permettent d’examiner de manière contrôlée les interactions entre le système immunitaire et les traitements, et d’obtenir une première validation fonctionnelle avant le passage en clinique. Les souris utilisées seront des animaux sains, sans pathologie préexistante, afin d’éviter toute interférence avec la réponse immunitaire induite par les traitements évalués. Elles auront entre 8 et 12 semaines, âge auquel leur système immunitaire et leur physiologie sont pleinement matures. Ces conditions garantiront des résultats fiables pour l’évaluation de la biodistribution, du devenir dans l’organisme et de l’innocuité des immunothérapies testées.

Gavées chaque jour pendant vingt-huit jours, isolées dans une cage vide jusqu'à quinze minutes pour le recueil des fèces deux fois par semaine, et saignées une fois par semaine, 1 440 souris et 1 440 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Tous sont tués en fin de protocole pour analyse des tissus. Le porteur affirme qu'aucune nuisance liée aux substances n'est attendue parce qu'elles sont "connues pour leur sécurité d'emploi chez l'homme et l'animal", alors que le projet existe précisément parce que leurs mécanismes d'action "restent largement peu décrits". Il indique par ailleurs qu'un calcul de puissance formel ne peut pas être établi de façon robuste pour ces analyses, et retient un effectif de 2 880 rongeurs jugé adéquat.

Objectifs

L’utilisation de micro-organismes ou leurs dérivés (les « probiotiques » ou assimilés), ou d’autres interventions thérapeutiques visant le microbiote intestinal (certaines fibres, les « prébiotiques ») ont déjà démontré leur intérêt dans diverses aires thérapeutiques, en prévention ou en complément des traitements de référence. Pourtant, les mécanismes biologiques actionnés par ces substances (pré, post et probiotiques) restent largement peu décrits, notamment en raison de leur complexité en termes de composition, mais aussi d’interactions avec l’hôte et son microbiote. La recherche d’une meilleure compréhension de ces modes d’action se justifie car elle permet de mieux communiquer sur la pertinence scientifique de ces solutions de santé, mais également de renforcer leur sécurité. Dans cet objectif, si le recours à des modèles in vitro est possible dans certains cas, il n’existe pas à ce jour de modèle non animal capable de récapituler la complexité du système digestif, qui comprend l’hôte, son microbiote, les substances issues de l’alimentation, et met en jeu des interactions entre ces acteurs et le reste de l’organisme – système digestif, système gastro-intestinal, système nerveux, système immunitaire… L’utilisation de modèles animaux pour aborder l’aspect mécanistique est alors un complément indispensable à l’obtention des données cliniques. Outre la description des mécanismes, les modèles animaux sont idéaux pour développer, améliorer, comprendre les solutions existantes ou en développer de nouvelles. L’objectif du projet est donc de caractériser l’effet de préparations pré/post/probiotiques existantes ou en cours de développement sur la physiologie de l’hôte, notamment sa physiologie digestive, chez l’animal sain, et en en mesurant les conséquences sur des paramètres cliniques (courbe de poids, dosages sanguins) ou microscopiques.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’évaluer et de comparer l’efficacité de préparations pré/post/probiotiques dans un contexte physiologique, à travers des mesures de marqueurs biochimiques, d'inflammation, ... et de décrire leurs mécanismes d’action notamment sur la physiologie intestinale. Finalement, les données obtenues permettront de développer les solutions thérapeutiques les plus efficaces et les plus sûres, sur la base de critères scientifiques objectifs.

Procédures

Sur animaux vigiles : -administration des substance évaluées par gavage, quotidiennement, pendant 28 jours maximum. -prélèvements de fèces, deux fois par semaine maximum, pendant 6 semaines maximum. Les animaux seront isolés dans une cage vide jusqu’à l’émission, avec une durée maximale de 15 minutes. -prélèvements sanguins, une fois par semaine maximum, pendant 6 semaines maximum.

Impact sur les animaux

Au cours de ce projet, aucune nuisance liée aux substances administrées n’est attendue, car ces substances sont connues pour leur sécurité d’emploi chez l’homme et l’animal. Les administrations, l’isolement transitoire pour les prélèvements fécaux ainsi que les prélèvements sanguins et les contentions associées à ces gestes peuvent être une source de stress pour l’animal.

Devenir

Une partie du projet se base sur des mesures effectuées sur les tissus prélevés post-mortem. L'mise à mort en fin de protocole est donc nécessaire.

Remplacement

La physiologie du tube digestif, lieu d’action primaire des pré/post/probiotiques, est complexe. Elle implique le tube digestif, lui-même composé de plusieurs types cellulaires, le système immunitaire, le microbiote, et le dialogue biochimique complexe qui s’établit entre ces différentes composantes. Il n’est actuellement pas possible de reconstituer une telle complexité par des modèles non animaux, y compris les plus complexes.

Réduction

La réduction du nombre d’animaux impliqués est basée sur : -une bonne connaissance du modèle permettant d’ajuster les effectifs au minimum tout en maximisant la qualité et la pertinence des résultats obtenus -une exploitation maximale du matériel biologique et des données cliniques, permettant de limiter le nombre de réitérations -une bonne connaissance des produits testés, de la dose efficace et de leur absence d'effet indésirable, permettant de ne pas requérir de mise au point ou d’ajustement de doses et de durées de traitement. -le regroupement des essais permettant de limiter le nombre de groupes témoins La taille des groupes est justifiée par une approche combinant données de la littérature, expérience acquise avec ce modèle et variabilité attendue des données collectées. Un calcul de puissance formel nécessitant de définir a priori un critère principal, une variance et une taille d’effet attendues, il ne peut être établi de façon pleinement robuste pour ces analyses exploratoires et multidimensionnelles. Le nombre d’animaux retenu vise donc à garantir des résultats interprétables et statistiquement exploitables, tout en limitant les effectifs au nombre adéquat.

Raffinement

Les animaux seront hébergés par groupes, avec enrichissement (ouate, abri, roue, tube…). Une surveillance individuelle renforcée quotidienne (weekend et jours fériés inclus) sera appliquée pendant la procédure afin d’écarter au plus vite tout animal dont l'état général se dégraderait. Les prélèvements fécaux seront réalisés au maximum deux fois par semaine. Les prélèvements sanguins seront réalisés au maximum une fois par semaine et limités au volume minimal nécessaire aux analyses.

Choix des espèces

Les rongeurs sont les espèces de référence pour les raisons suivantes : -existence d’outils moléculaires pour l’exploration mécanistique -existence de données préliminaires sur ces modèles concernant les produits évalués Les animaux seront utilisés à l’âge adulte, soit entre 8 et 15 semaines, car le projet concerne des produits visant une utilisation chez l’adulte

300 animaux sur 3 990 pourront être gardés en vie et renvoyés en hébergement hors étude après avis vétérinaire, les autres seront tués pour le prélèvement d'organes et de fluides. 3 300 rats et 690 souris vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour mesurer les effets de candidats-médicaments commandés par des donneurs d'ordre. Certains reçoivent un cathéter intraveineux implanté à demeure sous anesthésie, portent une veste à capteurs jusqu'à dix-neuf heures, passent jusqu'à sept heures trente dans une enceinte respiratoire ou jusqu'à six heures dans une enceinte à diurèse sans eau ni nourriture, et subissent jusqu'à huit prélèvements sanguins par séance. Le porteur affirme qu'aucune alternative ne permet de mesurer ces effets sur un "organisme entier" et revendique la "nécessité" d'accéder à l'animal dans son entièreté.

Objectifs

Les études de pharmacologie de sécurité chez les rongeurs visent à évaluer les effets d'un candidat-médicament en développement sur les grandes fonctions physiologiques et sont des prérequis réglementaires précliniques permettant à un donneur d’ordre d'initier des études cliniques pour un candidat-médicament destiné à l'Homme. Selon le candidat-médicament, l’établissement utilisateur évalue la procédure à effectuer, sachant que plusieurs procédures peuvent être combinées au sein d’une même étude (par exemple : étude combinant l’évaluation des fonctions respiratoire et neurologiques). Chaque animal est traité par un placebo ou une dose de candidat-médicament selon la voie d'administration prévue chez l'Homme. Les effets du candidat-médicament sont évalués sur une fonction physiologique données (neurologique, respiratoire, gastro-intestinale, rénale ou cardiovasculaire) à l'aide de capteurs et de logiciels enregistrant, en continu, le signal physiologique (fonctions respiratoire et cardiovasculaire), de tests spécifiques (fonctions neurologiques) ou de prélèvements d'organes/fluides biologiques (fonctions gastro-intestinale et rénale) effectués à un ou plusieurs temps après traitement, et dont l'analyse génère des valeurs quantitatives caractérisant la fonction étudiée. Les valeurs des paramètres mesurés à chaque dose de candidat-médicament sont ensuite comparées à celles mesurées en placebo et permettent ainsi d'évaluer l'impact du candidat-médicament sur la fonction étudiée. Pendant la durée de la procédure, de la réception des animaux à leur sortie d'étude, leur état de santé est suivi quotidiennement a minima, leur poids est mesuré périodiquement et l'atteinte de points limites est étroitement surveillée, avec prise de décision vétérinaire rapide et appropriée en cas d'altération du bien-être animal. Des dispositions, compatibles avec l'atteinte des objectifs de l'étude, sont prises pour limiter tout inconfort, stress, souffrance ou douleur inutile, par l'utilisation d'habituation à l'environnement expérimental et aux dispositifs d'enregistrement des fonctions physiologiques, de protocoles anesthésiques et analgésiques appropriés, ou par décision vétérinaire d'appliquer des soins, de diminuer les doses de candidat-médicament ou d'arrêter le traitement. En fin de procédure, selon les prérequis du protocole d'étude, les animaux peuvent être gardé en vie ou euthanasiés.

Bénéfices attendus

L'évaluation des effets fonctionnels d'un candidat-médicament en développement par un donneur d'ordre dans les études de pharmacologie de sécurité chez le rongeur est conduite selon des recommandations ("lignes directrices") internationales, et constitue une étape réglementaire avant la conduite d'essais cliniques avec ce candidat-médicament chez des volontaires sains ou des patients. Ces études visent à définir le profil des effets pharmaco-toxicologiques de candidats-médicaments sur certaines fonctions physiologiques (incluant les fonctions vitales) qui surviennent généralement dans les heures à jours suivant leur administration. L'identification des fonctions modifiées par le candidat-médicament - s'il est considéré par le donneur d'ordre comme pouvant progresser dans les phases cliniques - permettra la mise en place de procédures de suivi de ces mêmes fonctions ("monitoring") chez l'Homme (ex.: mesure de l'électrocardiogramme, de la tension artérielle ou de la fréquence respiratoire; examens neurologiques) et donc, de rendre les essais cliniques plus sûrs pour les volontaires ou les patients y participant. En relation avec les données collectées dans les études de toxicologie réglementaire, celles issues des études de pharmacologie de sécurité permettent aussi de définir la dose qui sera testée (avec une marge de sécurité) pour la première administration à l’Homme. Au final, ce projet contribuera au développement de nouvelles solutions thérapeutiques, prophylactiques ou diagnostiques sûres pour les patients. Il est envisagé que, sur une durée de 3 ans, entre 25 et 35 candidats-médicaments pourront être évalués.

Procédures

Ces études consistent généralement en une administration unique du candidat-médicament, pendant une durée de quelques secondes pour des administrations par les voies orale, sous-cutanée, intramusculaire, intraveineuse rapide, ou de quelques minutes pour les administrations par la voie intraveineuse dites en "bolus lent". Certaines administrations par voie intraveineuse peuvent également durer plusieurs dizaines de minutes à quelques heures, et nécessitent l'implantation chirurgicale, sous anesthésie générale gazeuse profonde et avec un protocole analgésique péri-opératoire adapté, d'un cathéter laissé en place de manière permanente dans une veine périphérique. Ce cathéter est relié à un dispositif externe de perfusion adapté aux rongeurs, permettant de connecter la seringue délivrant le candidat-médicament, tout en laissant l'animal libre de ses mouvements. Ce dispositif de perfusion intraveineuse est implanté sous anesthésie générale profonde, à une seule occasion, pendant la période d'acclimatation. Les administrations de candidats-médicaments sont suivies d’évaluation de leurs effets sur les paramètres neurologiques (évalués individuellement pendant un maximum de 15 minutes, à différentes heures après traitement), respiratoires (avec placement de chaque animal dans une enceinte dédiée jusqu'à 7,5 heures), urinaires (avec placement de chaque animal dans une enceinte à diurèse jusqu'à 6 heures). Les animaux dont la fonction cardiovasculaire est évaluée portent une veste avec capteurs intégrés jusqu'à 19 heures. Si requis par le protocole d'étude, un ou plusieurs prélèvements sanguins seront effectués, par ponction d'une veine superficielle chez l'animal vigile, suivant des modalités et un nombre définis par les besoins de l'étude (jusqu'à 2 occasions par étude, avec un maximum de 8 prélèvements par occasion), tout en respectant les recommandations éthiques de l'établissement utilisateur. Si le protocole d'étude requiert un prélèvement sanguin unique d'un volume dépassant ces recommandations, ce prélèvement est effectué chez l'animal en fin d'expérimentation, sous anesthésie générale gazeuse profonde, puis celui-ci est euthanasié. Si requis par le protocole d'étude, une ponction de liquide céphalo rachidien unique est effectuée chez l'animal en fin d'expérimentation, sous anesthésie générale gazeuse profonde, puis celui-ci est euthanasié.

Impact sur les animaux

Les nuisances peuvent inclure (variables selon les individus) : Stress, inconfort ou douleur brève (quelques minutes) lors des administrations, prélèvements sanguins ou euthanasie au gaz carbonique. Les injections intraveineuses lentes peuvent nécessiter une contention en tube, après une période d'habituation. Sensation de chaleur et stress lors du placement en enceinte chauffante utilisée pour prélèvements de sang ou injections intraveineuses ne nécessitant pas de pose de cathéter à demeure. Anesthésie de quelques minutes - avec risque d’incoordination motrice au réveil - , pour prélèvements de sang ou autres fluides biologiques. Anesthésie suivie d’une douleur légère à modérée pendant quelques jours après la pose de cathéters intraveineux à demeure. Port d’un harnais ou d’un bouton métallique permettant la perfusion prolongée par voie intraveineuse sans contention, pouvant provoquer gêne à l'ambulation et au toilettage, grattage et/ou frottements. Connexion à un dispositif de "joint tournant" lors des perfusions intraveineuses de 30 min à 24 heures/jour, pouvant limiter les déplacements dans la cage d'hébergement. Restriction d’espace et absence d’aliment (eau disponible) dans l'enceinte dédiée aux mesures respiratoires jusqu’à 7,5 heures. Restriction d’espace sans accès à l’eau ni à l’aliment dans les enceintes pour collectes urinaires (jusqu’à 6 heures) ou les arènes d’observations comportementales (jusqu’à 10 min). Stress lié à l’hébergement individuel, notamment chez les souris mâles et les animaux porteurs de dispositifs de perfusion intraveineuse implantés à demeure. Effets toxicologiques ou pharmacologiques légers à modérés des candidats-médicaments.

Devenir

Si le protocole d'étude prévoit des prélèvements de tissus et d'organes pour analyses métaboliques, de biologie moléculaire, d'évaluations histopathologiques ou de prélèvements terminaux de fluides biologiques, une fraction ou la totalité des animaux nécessaire à ces analyses sera euthanasiée. Si le protocole d'étude ne prévoit pas de prélèvements nécessitant l'euthanasie des animaux, ceux-ci pourront être gardé en vie et retourner en zone d’hébergement hors étude suite à l’avis du vétérinaire avec l’évaluation de la gravité réelle des procédures subies.

Remplacement

Il n’existe pas actuellement d’alternatives à l’utilisation d’animaux qui permettent de déterminer la nature et l'amplitude des effets pharmacologiques de candidats-médicaments sur un organisme entier. Dans les études de pharmacologie de sécurité visant essentiellement à évaluer les effets de candidats-médicaments sur les fonctions physiologiques interdépendantes (en particulier, les fonctions vitales (neurologique, respiratoire et cardiovasculaire), il est nécessaire d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les lignes directrices édictées dans des recommandations réglementaires internationales.

Réduction

Lorsque la pharmacocinétique et/ou le mécanisme d'action du candidat-médicament le permet, les mêmes animaux peuvent être utilisés dans une même étude, dans le but d'évaluer, soit simultanément, soit séquentiellement, plusieurs fonctions physiologiques. Dans le cadre d'application de procédures de manière séquentielles, l'inclusion des animaux dans la seconde procédure suivant la première sera effectuée après un temps d'élimination du candidat-médicament de l'organisme suite à l'administration au cours de la première procédure, et après un examen clinique confirmant la capacité des animaux inclus dans la première procédure, à être inclus dans la seconde. Si l'étude requiert des prélèvements sanguins sur animal vigile et que la méthode analytique le permet, des microprélèvements de quelques dizaines de microlitres seront effectués chez les animaux en exploration fonctionnelle, évitant ainsi l'utilisation d'animaux satellites. S'il n'est pas attendu de différences pharmacologiques ou pharmacocinétiques notable entre mâles et femelles, et sauf avis contraire du protocole d'étude, ou justification d'une indication thérapeutique limitée à un seul sexe chez l'Homme, les études de pharmacologie de sécurité sont effectuées chez des mâles.

Raffinement

Rats mâles et femelles et souris femelles sont hébergés en groupes sociaux (sauf incompatibilité comportementale ou avec la procédure expérimentale) en cage sur litière, avec enrichissement adapté, augmenté en cas d’hébergement individuel. Les techniques limitant stress et inconfort seront privilégiées; les actes pouvant les engendrer seront réduits en nombre et durée au minimum nécessaire et réalisés sous anesthésie générale avec un protocole analgésique adapté. Les rongeurs sont observés au moins une fois par jour pour rapidement détecter des signes cliniques et limiter toute souffrance ou douleur inutile. En cas d'atteinte du bien-être, un vétérinaire prendra des mesures rapides et appropriées (soins, arrêt momentané ou définitif du traitement…). Le stress de la manipulation est réduit par la procédure de gestion de faible stress. Etudes d'évaluation de la respiration par pléthysmographie: une habituation à l'enceinte de mesure en Plexiglas transparent (permettant aux animaux de voir et d'entendre leurs congénères et leur environnement) est effectuée par placement des animaux pendant 1 à 2 heures avant traitement (et en période de prétraitement, si requis au protocole d'étude). Etudes d'évaluation cardiovasculaire par veste connectée: en prétraitement, un fragment du tissu de la veste est déposé dans la cage d'hébergement pendant au moins 24 heures, puis les rats sont équipés de la veste seule (sans capteurs) jusqu'à 5 heures. Administration IV lente > 5 minutes: l'habituation au tube de contention est faite au moins 2 fois avant le premier traitement. Administration par voie orale et prélèvement sanguin en veine jugulaire chez rongeurs âgés ou peu manipulés: l'habituation à la manipulation est mise en place avant le premier traitement. Les procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie générale avec un protocole analgésique adapté. Si compatibles avec les objectifs de l'étude, des microprélèvements sanguins seront effectués, limitant ainsi le stress et facilitant la récupération. Le design de chaque étude sera détaillé dans le protocole d’étude et une évaluation éthique sera réalisée avant le démarrage. Le pH et l'osmolarité seront mesurés (ou communiqués par le donneur d'ordre) avant toute première administration par voie parentérale. Enfin, les volumes d'administration et de prélèvement de sang ont été établis selon des recommandations internes, elles-mêmes basées sur des recommandations éthiques (Diehl et al. (2001); J. Appl. Toxicol.).

Choix des espèces

Le choix de l'espèce animale dans les études visant à étudier les effets de candidats-médicaments sur les fonctions physiologiques est basé sur les recommandations réglementaires édictées dans des lignes directrices internationales, les informations concernant la distribution et l'élimination des candidats-médicaments dans l'organisme, leur mécanisme d'action après liaison à leur cible biologique, les données de la bibliographie scientifique, et les analogies des fonctions physiologiques entre l’animal et l'Homme. Selon les fonctions physiologiques susceptibles d'être modifiées par le candidat-médicament et de la population concernée par celui-ci, l’âge le plus adéquat sera sélectionné, cet âge pouvant varier de l’âge juvénile jusqu’à l’âge de maturité sexuelle. Ce choix de l'âge répond à l’ensemble des études réglementaires conduites chez l'animal et nécessaires à la conduite des essais cliniques avec un candidat-médicament chez l’Homme.