Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Etude du muscle squelettique chez les rongeurs par Imagerie et Spectroscopie par Résonance Magnétique
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le phénomène de résonance magnétique nucléaire (RMN), a permis de développer les techniques d’imagerie médicale non invasive depuis plusieurs décennies. Les nombreuses innovations qu'a connues la RMN, en imagerie (IRM) et aussi en spectroscopie (SRM), laissent entrevoir de nouvelles applications. Les techniques d’IRM et de SRM sont des outils puissants dans le domaine des pathologies neuromusculaires et cardiaques (suivi de l’infiltration graisseuse, de l’inflammation, de l’œdème, des atteintes métaboliques…) et sont sans cesse en développement. Le projet soumis ici a pour but de développer dans la durée de nouvelles méthodes d’imagerie et de spectroscopie RMN pour améliorer l’évaluation du muscle squelettique et cardiaque chez les rongeurs. Ces outils pourront ensuite être utilisés en routine dans les projets en expérimentation animale ou transposés en clinique.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont : - D’un point de vue cognitif, il va permettre d’améliorer notre connaissance sur le tissu musculaire, sa structure et son fonctionnement. - D’un point de vue recherche préclinique, il va permettre la mise en place d’outils d’évaluation du muscle et le développement de nouveaux biomarqueurs du tissu musculaire. Ces nouveaux outils et biomarqueurs pourront ensuite être transposés en recherche clinique.
Procédures
L’ensemble des examens par résonance magnétique nucléaire (RMN), ainsi que l’induction des lésions musculaires localisées, seront réalisés sous anesthésie gazeuse. La durée maximale des examens RMN sera de 3 heures. Chaque animal pourra être soumis à un maximum de 12 examens RMN, espacés d’un intervalle minimal de 15 jours. L’induction des lésions musculaires sera brève, ne dépassant pas 15 minutes. Une analgésie préalable à la lésion sera effectuée par injection d’un analgésique. Les injections d’agent de contraste seront effectuées sur animal sédaté pendant l’examen RMN et le volume d’agent de contraste sera calculé de façon à avoir une concentration adaptée au poids corporel. À l’issue des procédures expérimentales, les animaux seront euthanasiés après sédation, afin de permettre le recueil des échantillons musculaires.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances qui sont attendues sont liés aux anesthésies mise en œuvre dans ce projet pouvant induire une détresse respiratoire, si une fréquence respiratoire inférieure à 60 cycles/minute persiste, et une hypothermie si le système de maintien de la température corporelle présente un défaut. Dans le cadre du développement des méthodes d’imagerie, l’utilisation d’un agent de contraste sera nécessaire. Cette injection n’induit pas d’effets secondaires sauf une légère irritation au moment de l’injection en qui s’accompagne d’une augmentation transitoire de la fréquence respiratoire (quelques secondes). Enfin les modèles utilisés pour la validation des méthodes d’imagerie sont des modèles de dégénérescence/régénération musculaire peu traumatiques. Les lésions musculaires mises en œuvre n’induisent pas de phénotype dommageable ni perte de fonction mais pourrait réduire transitoirement un inconfort et une réduction de la mobilité des animaux.
Devenir
L’ensemble des animaux sera euthanasié à l’issue de chaque procédure expérimentale, afin de permettre le prélèvement de tissus musculaires des membres postérieurs en vue d’analyses histologiques.
Remplacement
La résonance magnétique nucléaire (RMN) s’inscrit dans le premier principe des 3R, Remplacer, en permettant d’évaluer in vivo un grand nombre de paramètres du tissu musculaire, réduisant ainsi le recours aux techniques invasives telles que l’histologie ou la biochimie, qui nécessitent souvent l’euthanasie de l’animal pour le prélèvement d’échantillons. Toutefois, à ce jour, aucun modèle in vitro ne reproduit fidèlement la complexité architecturale ni le métabolisme énergétique du muscle, qu’il soit squelettique ou cardiaque. L’utilisation de modèles animaux demeure donc indispensable à l’étude de ces tissus. Divers modèles animaux de pathologies neuromusculaires sont disponibles, notamment chez les rongeurs, les chiens ou les chats. Les modèles murins sont particulièrement répandus en recherche fondamentale et préclinique en raison de leur facilité de manipulation liée à leur petite taille, ainsi que de leur capacité à reproduire plusieurs caractéristiques phénotypiques des pathologies humaines, telles que la fibrose, les cycles de dégénérescence/régénération musculaire et les processus inflammatoires.
Réduction
La complémentarité des techniques d’imagerie et de spectroscopie permet d’acquérir des données multiples à partir d’un même animal. Il est donc possible à partir d’un même examen, consistant en acquisitions de plusieurs séquences d’imagerie er de spectroscopie RMN, d’extraire plusieurs paramètres d’évaluation du tissu musculaire. De plus, la nature non-invasive de l’examen par RMN autorise l’observation du tissu musculaire sans induire de modifications durables de ce dernier. Par son caractère atraumatique, la RMN offre la possibilité de réitérer un examen sur un même animal sans effets nocifs pour les individus rendant possible le suivi longitudinal de l’évolution des pathologies et l’étude de l’efficacité dans le cadre d’essais thérapeutiques. Ces 3 spécificités de la RMN permettent dans le cadre de l’expérimentation in vivo de réduire le nombre d’individus nécessaires à une expérience comme le stipule la règle des 3R avec le 2ème R, Réduire. Le nombre total d’individus est de 595 individus. Les sous-groupes d’animaux sont au minimum de 10 individus. Ce nombre a été estimé de façon à avoir un nombre suffisant d’individus par groupe pour réaliser des tests statistiques standards.
Raffinement
La résonance magnétique nucléaire (RMN) répond également au troisième principe des 3R, Raffinement, grâce à l’évolution continue des outils méthodologiques et aux avancées technologiques en électronique, qui permettent aujourd’hui d’atteindre, en préclinique, des résolutions environ 3000 fois supérieures à celles obtenues avec les dispositifs cliniques les plus performants. Le raffinement s’applique également aux conditions d’hébergement des animaux, maintenus en groupes dans des cages à usage unique placées sur des portoirs ventilés, avec un enrichissement de l’environnement (tubes en carton, copeaux pour la nidification). Toutes les procédures RMN seront réalisées sous anesthésie gazeuse afin de garantir l’immobilité des animaux et de minimiser leur stress. Les modèles lésionnels seront mis en œuvre par du personnel qualifié, notamment pour les injections de notexine, de peptides et pour l’électroporation, réalisée sous anesthésie. La température corporelle sera maintenue à 38 degrés Celsius grâce à un tapis chauffant, et la fréquence respiratoire suivie en continu à l’aide d’un capteur pneumatique amagnétique. L’état de santé des animaux fera l’objet d’une surveillance quotidienne, conformément à la législation en vigueur, et leur poids sera systématiquement contrôlé avant chaque expérimentation afin de détecter toute perte anormale. Des points limites liés à l’état général de l’animal, la réalisation des lésions et la réalisation des examens RMN ont été définis.
Choix des espèces
En raison de leur petite taille et des conditions d’hébergement relativement simples qu’elles requièrent, les souris constituent un modèle animal aisément manipulable et largement utilisé en recherche biomédicale. L’ensemble des procédures sera réalisé chez des animaux ayant atteint l’âge adulte, compris entre 2 et 15 mois. Ce choix vise à limiter les variations interindividuelles liées à la croissance, susceptibles d’affecter la qualité des mesures, notamment en termes de répétabilité et de reproductibilité. Le développement méthodologique prévu dans ce projet nécessitera, dans une première phase, le recours à des animaux issus d’élevages commerciaux, avant une application ultérieure à des modèles pathologiques bien caractérisés. Les modèles lésionnels induits permettent d’étudier les mécanismes impliqués dans le développement de pathologies humaines. Dans le cadre de cette demande d’autorisation, qui concerne exclusivement un développement méthodologique, le choix a été fait de restreindre l’étude à des animaux de sexe mâle.
« Imagerie métabolique cardiaque par TEP [11C]Palmitate et Spectroscopie du phosphore par RMN dans un modèle de rat diabétique de type 2 : évaluation de l’effet de la dapagliflozine » 1/2
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
La dapagliflozine est un médicament couramment utilisé pour traiter le diabète de type 2. En plus de son effet sur la glycémie, plusieurs études ont montré qu’elle réduit le risque de décès d'origine cardio-vasculaire, un effet encore mal compris. Nous souhaitons donc étudier comment ce médicament influence le fonctionnement du cœur, en particulier la manière dont le muscle cardiaque utilise ses sources d’énergie. Normalement, le cœur consomme du sucre et des graisses pour produire l’énergie dont il a besoin. Nous pensons que la dapagliflozine modifie cet équilibre : elle réduirait l’utilisation du sucre et favoriserait celle des graisses, ce qui pourrait améliorer l’efficacité énergétique du cœur. Pour vérifier cette hypothèse, nous observerons comment le cœur des animaux utilise les graisses et le sucre grâce à des techniques d’imagerie avancées (Tomographie par Emission de Positon et Imagerie par Résonance Magnétique). Nous relierons ces résultats à des mesures complémentaires portant sur le fonctionnement du cœur, la composition des tissus et certains marqueurs biologiques. Enfin, nous vérifierons si les effets du médicament sont similaires chez les mâles et les femelles. Le projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs différents.
Bénéfices attendus
Bénéfices à court terme : Ce projet permettra de mieux comprendre comment la dapagliflozine agit sur le cœur à court terme. Grâce à l’imagerie, nous pourrons observer en temps réel les changements dans la façon dont le muscle cardiaque utilise ses sources d’énergie après l’administration du médicament. Ces observations seront comparées aux données sur la fonction du cœur, l’inflammation et la structure du tissu cardiaque. Le projet montrera également l’intérêt des techniques d’imagerie combinées (TEP et IRM) pour évaluer les effets bénéfiques des traitements du diabète sur le cœur. Enfin, il apportera des données expérimentales sur une possible différence d’effet du médicament entre les mâles et les femelles, un aspect encore peu étudié. Bénéfices à long terme : À plus long terme, ce travail contribuera à améliorer les connaissances sur les mécanismes d’action des traitements antidiabétiques de la famille de la dapagliflozine. Il permettra notamment de mieux comprendre le lien entre les troubles du fonctionnement cardiaque et les modifications du métabolisme énergétique chez les personnes diabétiques. Ces découvertes pourraient aider à identifier de nouvelles pistes de traitement des complications cardiovasculaires du diabète. Les résultats obtenus pourront également guider la pratique clinique, en précisant quels profils de patients pourraient tirer le plus de bénéfices de la dapagliflozine. Sur le plan méthodologique, le projet favorisera le développement de nouvelles approches d’imagerie cardiaque non invasive. Ces outils pourront ensuite être utilisés pour d’autres maladies du cœur, comme l’insuffisance cardiaque. Enfin, les données issues de ce travail constitueront une base solide pour de futurs essais cliniques chez l’humain. Si les résultats observés chez l’animal se confirment, ils pourraient contribuer à améliorer la prévention et la prise en charge des atteintes cardiaques liées au diabète. En résumé, ce projet apportera rapidement de nouvelles connaissances expérimentales sur les effets de la dapagliflozine sur le cœur, et à plus long terme, il pourrait ouvrir la voie à des progrès cliniques concrets dans le traitement des patients diabétiques.
Procédures
nduction du diabète de type 2 Environ 90 rats reçoivent pendant quatre semaines une alimentation riche en graisses afin de reproduire un état de pré-diabète. Ils reçoivent ensuite deux injections à une semaine d’intervalle d’un produit (streptozotocine) qui perturbe légèrement la production d’insuline et permet de stabiliser un diabète modéré, similaire au diabète de type 2 chez l’humain. Les injections sont réalisées sous une anesthésie légère pour limiter le stress et la douleur. L’évolution de la glycémie est ensuite suivie pendant huit semaines. Durée totale de cette phase : environ 12 semaines. Traitement médicamenteux Les animaux reçoivent ensuite la dapagliflozine, un médicament utilisé chez l’homme pour traiter le diabète, pendant quatre semaines. Elle est administrée dans l’eau de boisson de façon naturelle, sans contrainte pour l’animal. Durée : 4 semaines. Imagerie cardiaque par TEP et IRM Chaque animal bénéficie d’un examen d’imagerie pour observer le fonctionnement de son cœur et la manière dont il consomme les graisses comme source d’énergie. L’examen est réalisé sous anesthésie et dure environ 1 h 30 par animal. Une petite aiguille est placée dans une veine de la queue pour injecter un traceur non douloureux et prélever de très petites quantités de sang (trois fois au maximum, soit moins de 1 mL au total). Nombre d’animaux : 90 répartis en trois groupes. Spectroscopie du phosphore et mesures de relaxation cardiaque Une seconde séance d’imagerie (IRM haute résolution) permet de mesurer la composition énergétique du muscle cardiaque. Cette étape est également réalisée sous anesthésie et dure environ une heure par animal. Test d’effort Les animaux effectuent un test d’endurance sur un tapis roulant, dans des conditions non douloureuses et sans stimulation électrique. La vitesse augmente progressivement jusqu’à ce que l’animal montre des signes de fatigue. Durée : environ 30 minutes par séance, une à deux fois par animal. Mesure des pressions cardiaques (PV loop) Cette procédure terminale se déroule sous anesthésie générale et analgésie. Un petit cathéter est inséré dans une artère du cou pour enregistrer la fonction mécanique du cœur pendant 45 à 60 minutes. À la fin de la mesure, l’animal est euthanasié sous anesthésie profonde afin d’éviter toute souffrance. sÀ la fin de l’expérimentation, les tissus (cœur, muscle et peau) sont prélevés après euthanasie pour réaliser des analyses biologiques, histologiques et moléculaire.
Impact sur les animaux
Les effets secondaires liés aux procédures expérimentales et au traitement par dapagliflozine pourraient inclure : - Des douleurs et inconfort après injection IP de la streptozotocine: bien que limitée grâce aux mesures de gestion de la douleur - Une perte de poids : une surveillance stricte du poids sera effectuée pour détecter toute variation anormale. - En cas d’inactivité ou mobilité réduite : une diminution de l'activité spontanée peut être observée immédiatement après les interventions chirurgicales ou anesthésiques, mais elle devrait se résorber en 48 à 72 heures. - Le stress dû à l’expérimentation pourrait se manifester par une réduction du toilettage, une diminution de l'exploration ou des comportements de prostration. Le suivi post-procédure inclura une surveillance immédiate post-injection, avec observation de la fréquence cardiaque et respiratoire jusqu’au réveil complet. Une plaque chauffante sera utilisée pour maintenir la température corporelle des animaux sans augmenter leur consommation énergétique. Un suivi quotidien ou biquotidien sera assuré tout au long de l’expérimentation afin de détecter rapidement toute anomalie. L'état des animaux sera évalué en se basant sur des critères objectifs : comportement alimentaire normal, absence de perte de poids, comportement de fouissage et de toilettage normal, interactions sociales adaptées (absence d'agressivité), absence de stéréotypies et observation d'un déplacement actif. L’ensemble de ces mesures permettra de limiter au maximum les effets indésirables et d’assurer des conditions expérimentales respectueuses du bien-être animal. Le suivi quotidien des animaux inclura une évaluation clinique systématique. Une couverture analgésique est prévue pour toutes les procédures potentiellement douloureuses. Produit et voie d’administration : buprénorphine 0,05 mg/kg en sous-cutané (forme standard) ou 0,1 mg/kg (forme à libération prolongée) selon la durée de la procédure. Fréquence et durée d’administration : Une première injection est réalisée 30 minutes avant la manipulation. Une réinjection est prévue toutes les 12 heures pendant 24 à 48 h en cas de signes de douleur légère à modérée (évalués selon les grilles de Morton & Griffiths et l’échelle 4Avet). Si une douleur persistante ou plus marquée est observée, un traitement complémentaire par tramadol per os (5–10 mg/kg) mélangé à la nourriture (gelée aromatisée) pourra être administré pendant 48 à 72 h.
Devenir
A la fin de la procédure, les rats (n=90) seront euthanasiés par surdosage en pentobarbital pour analyses histologiques et biochimiques. Concernant les 10 animaux supplémentaires pour la mise en place du traceur ([¹¹C]Palmitate), ils seront également euthanasiés afin de permettre une analyse histologique de la distribution tissulaire du traceur au niveau cardiaque.
Remplacement
L’étude du métabolisme myocardique et de ses modifications sous l’effet de la dapagliflozine, de même la perte urinaire de glucose qu’elle engendre, nécessite une approche prenant en compte les interactions systémiques entre les organes (cœur, foie, rein, système vasculaire). L’utilisation d’un modèle animal vivant est indispensable pour : étudier les modifications dynamiques du métabolisme cardiaque en temps réel à l’aide d’imagerie métabolique comme la TEP au [¹¹C]Palmitate et la spectroscopie RMN du phosphore, évaluer l’impact fonctionnel du traitement sur la perfusion myocardique, l’inflammation et la fibrose, ce qui ne peut être réalisé sur un modèle ex vivo ou in vitro, reproduire un état pathologique complexe (diabète de type 2) qui intègre l’ensemble des interactions systémiques affectant le cœur. Les cultures cellulaires, notamment les cardiomyocytes en culture, permettent d’étudier certains aspects du métabolisme énergétique et des voies de signalisation intracellulaires. Cependant, elles ne reproduisent pas la complexité d’un organe fonctionnel, notamment les interactions entre les cellules myocardiques, l’environnement extracellulaire et le métabolisme global. De plus, l’impact de la dapagliflozine sur la perfusion myocardique, l’inflammation et la fibrose ne peut pas être correctement évalué sur un modèle cellulaire isolé.
Réduction
Se basant sur le principe de réduction du nombre d’animaux nécessaires, l’ensemble du projet inclura 100 animaux : 90 rats pour la phase principale d’imagerie, ainsi que 10 animaux supplémentaires pour la mise en place de l’utilisation du traceur ([¹¹C]Palmitate). En absence de données préliminaires chez l'animal, un calcul d'effectif ne peut pas être réalisé. Toutefois, un calcul de puissance sera réalisé après l’évaluation de 50% de l’effectif de façon a ré-évaluer ce chiffre en fonction des résultats et tenter de réduire le nombre total d’animaux finalement nécessaires.
Raffinement
Concernant le raffinement des conditions expérimentales, les animaux seront hébergés dans des cages standards aux normes européennes (type IV) avec une pression de 20-25Pa avec un renouvellement de 25 fois le volume d’air de la pièce toutes les heures et une température de 21°±1C. L’exposition à la lumière sera de 6h45 à 18h45. La nourriture, la boisson et la litière seront changées une fois par semaine. La litière de peuplier "aspen small", plus douce et variée pour les animaux permet de réduire le niveau de stress. Cette litière est plus chère mais possède les avantages d'être peu poussiéreuse, moins allergisante que le résineux. Les animaux sont hébergés par groupe de 2 afin de conserver les interactions sociales. La litière est enrichie avec de la litière cellulose Alpha Dry permettant la confection de nid. Les procédures expérimentales sont effectuées sous anesthésie et analgésie. A la suite des procédures, un suivi régulier est effectué pendant 5 jours par du personnel expérimenté et formé à l'évaluation des point limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
Dans cette étude, l’espèce sélectionnée est le rat Wistar-Kyoto, un modèle préclinique couramment utilisé pour l’évaluation des effets métaboliques et cardiovasculaires des traitements. Le stade de développement choisi est celui de rats âgés de 8 à 9 semaines au moment de l’expérimentation. L’utilisation de rats adultes permet de limiter les biais liés aux changements physiologiques associés à la croissance.
« Imagerie métabolique cardiaque par TEP [11C]Palmitate et Spectroscopie du phosphore par RMN dans un modèle de rat diabétique de type 2 : évaluation de l’effet de la dapagliflozine » 2/2
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
La dapagliflozine est un médicament couramment utilisé pour traiter le diabète de type 2. En plus de son effet sur la glycémie, plusieurs études ont montré qu’elle réduit le risque de décès d'origine cardio-vasculaire, un effet encore mal compris. Nous souhaitons donc étudier comment ce médicament influence le fonctionnement du cœur, en particulier la manière dont le muscle cardiaque utilise ses sources d’énergie. Normalement, le cœur consomme du sucre et des graisses pour produire l’énergie dont il a besoin. Nous pensons que la dapagliflozine modifie cet équilibre : elle réduirait l’utilisation du sucre et favoriserait celle des graisses, ce qui pourrait améliorer l’efficacité énergétique du cœur. Pour vérifier cette hypothèse, nous observerons comment le cœur des animaux utilise les graisses et le sucre grâce à des techniques d’imagerie avancées (Tomographie par Emission de Positon et Imagerie par Résonance Magnétique). Nous relierons ces résultats à des mesures complémentaires portant sur le fonctionnement du cœur, la composition des tissus et certains marqueurs biologiques. Enfin, nous vérifierons si les effets du médicament sont similaires chez les mâles et les femelles. Le projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs différents.
Bénéfices attendus
Bénéfices à court terme : Ce projet permettra de mieux comprendre comment la dapagliflozine agit sur le cœur. Grâce à l’imagerie, nous pourrons observer en temps réel les changements dans la façon dont le muscle cardiaque utilise ses sources d’énergie après l’administration du médicament. Ces observations seront comparées aux données sur le fonctionnement du cœur, l’inflammation et la structure du tissu cardiaque. Le projet montrera également l’intérêt decombiner les techniques d’imagerie pour mieux évaluer les effets bénéfiques des traitements du diabète sur le cœur. Enfin, il apportera des données expérimentales sur une possible différence d’effet du médicament entre les mâles et les femelles, un aspect encore peu étudié. Bénéfices à long terme : À plus long terme, ce travail contribuera à améliorer les connaissances sur les mécanismes d’action des traitements antidiabétiques de la famille de la dapagliflozine. Il permettra notamment de mieux comprendre le lien entre les troubles du fonctionnement cardiaque et les modifications du métabolisme énergétique chez les personnes diabétiques. Ces découvertes pourraient aider à identifier de nouvelles pistes de traitement des complications cardiovasculaires du diabète. Les résultats obtenus pourront également guider la pratique clinique, en précisant quels profils de patients pourraient tirer le plus de bénéfices de la dapagliflozine. Sur le plan méthodologique, le projet favorisera le développement de nouvelles approches d’imagerie cardiaque non invasive. Ces outils pourront ensuite être utilisés pour d’autres maladies du cœur, comme l’insuffisance cardiaque. Enfin, les données issues de ce travail constitueront une base solide pour de futurs essais cliniques chez l’humain. Si les résultats observés chez l’animal se confirment, ils pourraient contribuer à améliorer la prévention et la prise en charge des atteintes cardiaques liées au diabète. En résumé, ce projet apportera rapidement de nouvelles connaissances expérimentales sur les effets de la dapagliflozine sur le cœur, et à plus long terme, il pourrait ouvrir la voie à des progrès cliniques concrets dans le traitement des patients diabétiques.
Procédures
Induction du diabète de type 2: Les animaux reçoivent pendant 4 semaines une alimentation riche en graisses afin de reproduire un état de pré-diabète. Ils reçoivent ensuite deux injections à une semaine d’intervalle d’un produit (streptozotocine) qui perturbe légèrement la production d’insuline et permet de stabiliser un diabète modéré, similaire au diabète de type 2 humain. Les injections sont réalisées sous une anesthésie légère pour limiter le stress et la douleur. L’évolution de la glycémie est ensuite suivie pendant 8 semaines. Durée: environ 12 semaines. Traitement médical: Les animaux reçoivent ensuite la dapagliflozine, un médicament utilisé chez l’homme pour traiter le diabète, pendant 4 semaines, administrée dans l’eau de boisson de façon naturelle, sans contrainte pour l’animal. Durée : 4 semaines. Imagerie cardiaque: Chaque animal bénéficie d’un examen d’imagerie (Tomographie par Emission de Positons et Imagerie par Resonance Magnetique) pour observer la manière dont son cœur fonctionne et consomme les graisses comme source d’énergie. L’examen est réalisé sous anesthésie et dure environ 1 h 30 par animal. Une petite aiguille est placée dans une veine de la queue pour injecter un traceur non douloureux et prélever de très petites quantités de sang (trois fois au maximum, soit moins de 1 mL au total). Nombre d’animaux : 100. Spectroscopie du phosphore et mesures de relaxation cardiaque: Une seconde séance d’Imagerie par Resonance Magnetique permet de mesurer la composition énergétique du muscle cardiaque. Cette étape est aussi réalisée sous anesthésie et dure environ une heure par animal. Test d’effort: Les animaux effectuent un test d’endurance sur un tapis roulant, dans des conditions non douloureuses et sans stimulation électrique. La vitesse augmente progressivement jusqu’à ce que l’animal montre des signes de fatigue. Durée : environ 30 minutes par séance, une à deux fois par animal. Mesure des pressions cardiaques (PV loop): Cette procédure terminale se déroule sous anesthésie générale et analgésie. Un petit cathéter est inséré dans une artère du cou pour enregistrer la fonction mécanique du cœur pendant 45 à 60 minutes. À la fin de la mesure, l’animal est euthanasié sous anesthésie profonde afin d’éviter toute souffrance. À la fin de l’expérimentation, les tissus (cœur, muscle et peau) sont prélevés après euthanasie pour réaliser des analyses biologiques, histologiques et moléculaire.
Impact sur les animaux
Les effets secondaires liés aux procédures expérimentales et au traitement par dapagliflozine pourraient inclure : - Des douleurs et inconfort après injection IP de la streptozotocine: bien que limitée grâce aux mesures de gestion de la douleur - Une perte de poids : une surveillance stricte du poids sera effectuée pour détecter toute variation anormale. - En cas d’inactivité ou mobilité réduite : une diminution de l'activité spontanée peut être observée immédiatement après les interventions chirurgicales ou anesthésiques, mais elle devrait se résorber en 48 à 72 heures. - Le stress dû à l’expérimentation pourrait se manifester par une réduction du toilettage, une diminution de l'exploration ou des comportements de prostration. Le suivi post-procédure inclura une surveillance immédiate post-injection, avec observation de la fréquence cardiaque et respiratoire jusqu’au réveil complet. Une plaque chauffante sera utilisée pour maintenir la température corporelle des animaux sans augmenter leur consommation énergétique. Un suivi quotidien ou biquotidien sera assuré tout au long de l’expérimentation afin de détecter rapidement toute anomalie. L'état des animaux sera évalué en se basant sur des critères objectifs : comportement alimentaire normal, absence de perte de poids, comportement de fouissage et de toilettage normal, interactions sociales adaptées (absence d'agressivité), absence de stéréotypies et observation d'un déplacement actif. L’ensemble de ces mesures permettra de limiter au maximum les effets indésirables et d’assurer des conditions expérimentales respectueuses du bien-être animal. Le suivi quotidien des animaux inclura une évaluation clinique systématique. Une couverture analgésique est prévue pour toutes les procédures potentiellement douloureuses. Produit et voie d’administration : buprénorphine 0,05 mg/kg en sous-cutané (forme standard) ou 0,1 mg/kg (forme à libération prolongée) selon la durée de la procédure. Fréquence et durée d’administration : Une première injection est réalisée 30 minutes avant la manipulation. Une réinjection est prévue toutes les 12 heures pendant 24 à 48 h en cas de signes de douleur légère à modérée (évalués selon les grilles de Morton & Griffiths et l’échelle 4Avet). Si une douleur persistante ou plus marquée est observée, un traitement complémentaire par tramadol per os (5–10 mg/kg) mélangé à la nourriture (gelée aromatisée) pourra être administré pendant 48 à 72 h.
Devenir
A la fin de la procédure, les rats (n=90) seront euthanasiés par surdosage en pentobarbital pour analyses histologiques et biochimiques. Concernant les 10 animaux supplémentaires pour la mise en place du traceur ([¹¹C]Palmitate), ils seront également euthanasiés afin de permettre une analyse histologique de la distribution tissulaire du traceur au niveau cardiaque.
Remplacement
L’étude du métabolisme myocardique et de ses modifications sous l’effet de la dapagliflozine, de même la perte urinaire de glucose qu’elle engendre, nécessite une approche prenant en compte les interactions systémiques entre les organes (cœur, foie, rein, système vasculaire). L’utilisation d’un modèle animal vivant est indispensable pour : étudier les modifications dynamiques du métabolisme cardiaque en temps réel à l’aide d’imagerie métabolique comme la TEP au [¹¹C]Palmitate et la spectroscopie RMN du phosphore, évaluer l’impact fonctionnel du traitement sur la perfusion myocardique, l’inflammation et la fibrose, ce qui ne peut être réalisé sur un modèle ex vivo ou in vitro, reproduire un état pathologique complexe (diabète de type 2) qui intègre l’ensemble des interactions systémiques affectant le cœur. Les cultures cellulaires, notamment les cardiomyocytes en culture, permettent d’étudier certains aspects du métabolisme énergétique et des voies de signalisation intracellulaires. Cependant, elles ne reproduisent pas la complexité d’un organe fonctionnel, notamment les interactions entre les cellules myocardiques, l’environnement extracellulaire et le métabolisme global. De plus, l’impact de la dapagliflozine sur la perfusion myocardique, l’inflammation et la fibrose ne peut pas être correctement évalué sur un modèle cellulaire isolé.
Réduction
Se basant sur le principe de réduction du nombre d’animaux nécessaires, l’ensemble du projet inclura 100 animaux : 90 rats pour la phase principale d’imagerie, ainsi que 10 animaux supplémentaires pour la mise en place de l’utilisation du traceur ([¹¹C]Palmitate). En absence de données préliminaires chez l'animal, un calcul d'effectif ne peut pas être réalisé. Toutefois, un calcul de puissance sera réalisé après l’évaluation de 50% de l’effectif de façon a ré-évaluer ce chiffre en fonction des résultats et tenter de réduire le nombre total d’animaux finalement nécessaires.
Raffinement
Concernant le raffinement des conditions expérimentales, les animaux seront hébergés dans des cages standards aux normes européennes (type IV) avec une pression de 20-25Pa avec un renouvellement de 25 fois le volume d’air de la pièce toutes les heures et une température de 21°±1C. L’exposition à la lumière sera de 6h45 à 18h45. La nourriture, la boisson et la litière seront changées une fois par semaine. La litière de peuplier "aspen small", plus douce et variée pour les animaux permet de réduire le niveau de stress. Cette litière est plus chère mais possède les avantages d'être peu poussiéreuse, moins allergisante que le résineux. Les animaux sont hébergés par groupe de 2 afin de conserver les interactions sociales. La litière est enrichie avec de la litière cellulose Alpha Dry permettant la confection de nid. Les procédures expérimentales sont effectuées sous anesthésie et analgésie. A la suite des procédures, un suivi régulier est effectué pendant 5 jours par du personnel expérimenté et formé à l'évaluation des point limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
Dans cette étude, l’espèce sélectionnée est le rat Wistar, un modèle préclinique couramment utilisé pour l’évaluation des effets métaboliques et cardiovasculaires des traitements. Le stade de développement choisi est celui de rats âgés de 8 à 9 semaines au moment de l’expérimentation. L’utilisation de rats adultes permet de limiter les biais liés aux changements physiologiques associés à la croissance.
Etudes d’Imagerie et de Spectroscopie par Résonance Magnétique Nucléaire des muscles squelettiques et cardiaque dans les modèles canins de maladies neuromusculaires
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Les objectifs principaux de ce projet sont l'évaluation des méthodes non invasives pour caractériser structure et fonction des muscles dans des modèles pertinents de pathologies musculaires et établir des mesures fiables, voire des biomarqueurs qui décrivent le stade d'avancement de la maladie et son évolutivité. D'autre part, ces modalités seront utilisées pour evaluer un traitement innovant visant à rduire la fibrose musculaire
Bénéfices attendus
L’imagerie et la spectroscopie par résonnance magnétique représentent des techniques d’évaluation intrinsèquement non invasives et atraumatiques. L’utilisation d’un scanner à tunnel large et haute résolution permettent une évaluation corps entier ce qui permet donc d’avoir une bonne appréhension de la répartition des lésions musculaires. Le recours à diverses séquences permet d’obtenir divers contrastes ce qui traduit diverses propriétés des muscles. L'IRM devrait à terme aboutir à la définition de nouveaux biomarqueurs et d'établir des données de références permettant un diagnostic précoce par une méthode non invasive. Le développement de séquences entrelacées permet un raffinement supplémentaire de ces approches en raccourcsissant les durée d'examen. Le développement de nouveaux biomarqueurs devrait aider à l'évaluation de traitements innovants qui font encore défaut dans le contexte des maladies neuromusculaires.
Procédures
Une cohorte de chiens sera utilisée pour evaluer et valider de nouvelles méthodes d'imagerie médicale. Elle se décompose en chiens sains (M et F), de chiennes porteuses de la mutation et de chiens mâles atteints de la maladie. L’examen IRM (imagerie par résonnance magnétique), du fait de sa nature non invasive n’induit pas de douleur, mais une sédation est requise pour éviter les mouvements durant les acquisitions de données et améliorer le confort de l’animal. Les chiens seront donc endormis par médicament injectable, intubés et l'anesthésie entretenue par inhalation d’un anesthésique sous forme gazeuse. La durée de prépartion d'un chien est d'environ un quart d'heure. Un monitorage cardio-respiratoire continue ainsi que la surveillance de la température corporelle sont mis en place durant tout l'examen. Certaines séquences d'imagerie font appel à l'injection d'un produit de contraste. La durée d'un examen complet est limitée à 3 heures.
Impact sur les animaux
L’imagerie par résonnance magnétique (IRM) est certes non invasive et non douloureux, mais nécessite l’immobilité, d’où le besoin d’une anesthésie. L’induction de l’anesthésie par injection pourrait être source de stress et d’une douleur de courte durée au point de ponction de la voie intraveineuse. De même, la nécessité d’intuber pourrait causer une légère irritation. L’anesthésie nécessaire pour l’imagerie pourrait entrainer une hypothermie liée à l’immobilité et dans de rares cas de complications. Certaines séquences d’imagerie pourront nécessiter l’injection de produit de contraste pour l’IRM, ce qui ne devrait pas impacter l’animal (produit utilisé en pratique vétérinaire clinique).
Devenir
Tous les animaux retourneront à leur établissement d'origine qui gère la surveillance des chiens. La gestion des animaux en dehors de l'imagerie reste sous la responsabilité de l'équipe vétérinaire et n'implique pas le laboratoire de RMN. L'imagerie in vivo par une méthode non invasive comme l'IRM s'incrit dans ce contexte.
Remplacement
L’imagerie/spectroscopie par RMN répond au critère ‘remplacement’ de la règle des 3R en permettant de s’affranchir des prélèvements pour un grand nombre d’évaluations du tissu musculaire ; l’histologie tout comme la biochimie restent des méthodes invasives pouvant nécessiter l’euthanasie de l’animal pour le prélèvement. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de modèle in vitro qui imite la structure complexe et le métabolisme énergétique du muscle, qu’il soit squelettique ou cardiaque. Le recours à des modèles animaux présentant un phénotype cliniquement patent est donc indispensable pour une meilleure compréhension de sa physiopathologie et découvrir de nouvelles cibles thérapeutiques. Les modèles canins gardent ainsi une place irremplaçable aussi bien pour la recherche fondamentale que pour les études précliniques en thérapeutique. car ils présentent des similitudes phénotypiques avec les pathologies humaines (fibrose, cycles de dégénérescence / régénérescence des fibres musculaires, atteinte cardiaque et respiratoire, …).
Réduction
La complémentarité des techniques d’imagerie et de spectroscopie permet d’acquérir des données multiparamétriques chez l’animal vivant, et représente une des caractéristiques singulières de la méthode RMN. Il est ainsi possible à partir d’un même examen, consistant en acquisitions de plusieurs séquences d’imagerie er de spectroscopie, d’extraire plusieurs caractéristiques du tissu musculaire. De plus, la nature non-invasive de l’examen par RMN autorise l’observation du tissu musculaire sans induire de modifications durables de ce dernier. Par son caractère atraumatique, la RMN offre la possibilité de répéter un examen sur un même animal sans effets nocifs pour celui-ci rendant possible le suivi longitudinal de l’évolution des pathologies et l’étude de l’efficacité dans le cadre d’essais thérapeutiques. Ces trois spécificités de la RMN permettent dans le cadre de l’expérimentation in vivo de ‘réduire’ le nombre d’individus nécessaires à une expérience comme le stipule la règle des 3R. Les nouvelles modalités d’imagerie/spectroscopie par RMN nécessiteront une validation chez des animaux sains (mâles et femelles (20 + 20), des femelles porteuses de la mutation (40) et des animaux malades mâles (49), soit un total de 129 chiens. De ce sous-groupe de chiens ayant la maladie génétique, une cohorte (9) sera incluse dans un essai thérapeutique basée sur une approche de thérapie cellulaire. Le nombre total d’individu est estimé de façon à avoir un nombre suffisant d’individus par groupe pour réaliser des tests statistiques.
Raffinement
L’inclusion des animaux se fera selon des critères d’inclusion qui sont clairement établis en amont des examen RMN par l’équipe promotrice. En résumé, le statut génétique est établi et un examen clinique doit permettre d’établir un phénotype clairement décrit. Les animaux prévus ici devraient ainsi présentés un phénotype modéré. Toutefois en cas de dégradation de l’état clinique lié à la pathologie ou de survenue d’une pathologie intercurrente, les animaux seront exclus de notre protocole. En soi l’imagerie/spectroscopie par RMN est un examen non invasif et atraumatique. La RMN répond donc au critère de ‘Raffinement’, grâce au développement constant des outils méthodologiques couplé aux progrès technologiques. Toutes les expérimentations RMN se feront sous anesthésie par inhalation afin de maintenir les animaux immobiles pendant les acquisitions et réduire ainsi tout stress lié à l’examen. L’anesthésie bénéficie d’un monitorage cardio-respiratoire continue jusqu’au réveil de l’animal. Certains examens peuvent nécessiter l’injection d’un produit de contraste. La température corporelle de l’animal est maintenue autour de 38 degrés à l’aide d’un tapis chauffant. Fréquence respiratoire et saturation périphérique en oxygène sont contrôlés en permanence pendant toute la durée de l’examen. La surveillance clinique est assurée jusqu’au réveil complet de l’animal et les animaux pourront retourner à leur lieu d’hébergement habituel. Les chiens restent donc sous la surveillance constante du vétérinaire qui aura toute liberté d’interrompre un examen s’il le juge nécessaire.
Choix des espèces
Le muscle est un ensemble organisé de fibres musculaires, cellules hautement différenciées et spécialisées, et de tissu interstitiel. La fonction musculaire est dépendante du fonctionnement des cellules musculaires, mais aussi d’une combinaison des fonctions vasculaire et nerveuse de l’individu. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de modèle in vitro qui imite la structure complexe et le métabolisme énergétique du muscle, qu’il soit squelettique ou cardiaque. Le recours à des modèles animaux présentant un phénotype cliniquement patent est donc indispensable pour une meilleure compréhension de sa physiopathologie et découvrir de nouvelles cibles thérapeutiques. La règlementation sur le développement médicamenteux prescrit le recours à une expérimentation in vivo pertinente pour la pathologie humaine ciblée. Les modèles canins des maladies neuromusculaires, tels que le chien GRMD (Golden Retriever Muscular Dystrophy), sont très utilisés dans la recherche sur les pathologies neuromusculaires. En effet, le phénotype sévère lié à l’absence de dystrophine, observé chez ces animaux, présente des similitudes importantes avec l’expression de la maladie chez l’homme. Afin de diagnostiquer le plus tôt possible la pathologie neuromusculaire, les examens qui vont être évaluer ont recours à des chiens peu symptomatiques, d'un âge adultes jeunes.
Mise au point de techniques d’imagerie et de spectroscopie de Résonance Magnétique Nucléaire in vivo chez le rongeur sain
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Maladies animales
- Troubles endocriniens
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
Rats : 50
Objectifs
Un modèle animal permet d’étudier dans des conditions contrôlées de laboratoire les causes, les processus et les traitements éventuels d’une pathologie. Il doit présenter des similitudes avec la pathologie humaine correspondante en termes de symptômes et de mécanismes physiopathologiques. Une grande partie des connaissances en biochimie, physiologie ou pharmacologie ont été acquises grâce à l’étude des modèles animaux. Dans ce contexte, l’imagerie et la spectroscopie de résonance magnétique nucléaire (RMN) sont des techniques d’investigation non irradiantes, non invasives, n’entrainant pas de douleur ou de souffrance chez l’animal anesthésié. L’application de ces méthodes in vivo chez le petit animal permet la caractérisation et la compréhension de modèles de pathologies, tant d’un point de vue anatomique que fonctionnel. Elle permet également la validation préclinique de nouvelles molécules à visée thérapeutique et l’étude des mécanismes d’action de médicaments actuellement utilisés. Le premier avantage de l’imagerie RMN in vivo est la possibilité de suivre des phénomènes biologiques complexes chez un animal au décours de sa pathologie et donc d’utiliser moins d’animaux que lors d’approches in vivo invasives. Le second avantage de l’imagerie RMN in vivo tient au fait que les technologies utilisées (aimants RMN, produits de contraste) sont identiques à celles utilisées chez l’Homme, permettant ainsi une recherche biomédicale translationnelle. Or la mise au point de cette approche nécessite régulièrement de nouvelles séquences d’acquisition et méthodologies qui doivent être développées, évaluées et optimisées sur des animaux avant d’être applicables dans des projets de recherche. Ainsi les objectifs principaux du projet mené sur des rongeurs sont : • d’optimiser les paramètres d’acquisition de séquences existantes afin de les adapter au mieux au modèle biologique et à ses spécificités ; • de développer et mettre au point de nouvelles techniques d’imagerie et de spectroscopie RMN.
Bénéfices attendus
Le développement et la validation de nouvelles méthodes en imagerie et spectroscopie RMN contribuent à faire progresser les recherches de nos partenaires et de nos clients
Procédures
L’examen RMN est effectué sur un équipement dédié aux investigations chez le rongeurs sous anesthésie . Les animaux sont placés dans un système permettant de les réchauffer et de suivre leurs constantes physiologiques (température, fréquence respiratoire) pendant les 2h que dure l’IRM. Nous estimons que 3-4 examens RMN sous anesthésie seront réalisés sur un animal au cours du projet, avec un intervalle minimum d'une semaine entre 2 anesthésies.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont celles liées à l'injection d'un produit de contraste (réduites car l'injection est effectuée sous anesthésie). Aucune nuisance liée à l'imagerie in vivo n'est attendue.
Devenir
Les animaux seront utilisés pour plusieurs examens IRM, ils seront mis à mort lorsqu'ils auront atteint un poids de 500 G pour les rats et 45 G pour les souris (poids limite compatible avec nos équipements RMN disponibles en routine).
Remplacement
Avant d’être appliqués dans le cadre de pathologies d’intérêt, les développements méthodologiques et instrumentaux dédiés à l’imagerie in vivo du petit animal doivent être validés in vivo.
Réduction
Pour réduire le nombre d’animaux: - dans la mesure du possible, un maximum d’étapes nécessaires au développement méthodologique et instrumental sera réalisé sur fantôme ; - les animaux ayant subi une anesthésie gazeuse seront utilisés pour plusieurs examens RMN. Chaque examen sera espacé d’au moins 1 semaine. Un animal pourra être évalué plusieurs fois jusqu’à ce qu’il ait atteint un poids de 500g pour les rats et 45g pour les souris, poids limites compatibles avec les équipements RMN disponibles en routine. Aucune analyse statistique n’est envisagée en routine pour les validations des développements méthodologiques. Cette validation sera appréciée par la capacité à répondre à la question posée et la reproductibilité de la méthode sera évaluée chez 3-5 animaux.
Raffinement
Les animaux seront acclimatés pendant une période suffisante lors de leur arrivée. Ils seront hébergés en milieu enrichi (social et environnemental) afin de respecter au mieux leur confort et leur niveau de stress, dans une pièce thermorégulée ; accès à la nourriture et à l’eau ad libitum ; changement de litière 1 fois par semaine. Il faut considérer que les animaux seront habitués à être manipulés par l’expérimentateur et observés quotidiennement, ce qui permet de déceler des signaux de stress, de douleur ou d'inconfort. L’IRM est non invasive et effectuée sous anesthésie et suivi physiologique continu : installation de l'animal dans un berceau dédié avec suivi en continu de la température corporelle (utilisation d’un système de chauffage intégré dans le berceau dont la température est contrôlée et adaptée en fonction de la température de l’animal) ; monitoring de la fréquence respiratoire pendant toute la procédure (ce qui permet d'adapter la profondeur d'anesthésie). Ce monitoring permet de déceler un problème (fréquence respiratoire irrégulière et en baisse, température en baisse malgré le chauffage), ainsi l'acquisition peut être interrompue avant l'atteinte des points limites définis pour l'imagerie, l'anesthésie arrêtée et l'animal réveillé sous surveillance de l'expérimentateur.
Choix des espèces
Un modèle animal permet d’étudier dans des conditions contrôlées de laboratoire les causes, les processus et les traitements éventuels d’une pathologie. Il doit présenter des similitudes avec la pathologie humaine correspondante en termes de symptômes, de mécanismes physiopathologiques et/ou de traitements. Le rat et la souris sont très souvent utilisés comme modèle. Les modèles rongeur de pathologies sont obtenus par des méthodes physiques, chimiques et pharmacologiques ou par sélection de lignées spécifiques. De nombreux modèles génétiquement modifiés ont également été obtenus par ajout ou retrait de gènes (souris knock-in ou knock-out). Finaliser le développement et/ou la mise au point les méthodes RMN in vivo chez l’animal permettra de réaliser les expérimentations dans des conditions similaires aux futures études. Travailler chez le rat ou la souris offre la possibilité de confronter nos résultats avec une littérature abondante. Au début des expérimentations, les rats et les souris sont utilisés au stade de jeune adulte avec des poids de 200-250 g et 16-20g, respectivement. Au vu du caractère non invasif de la RMN, les animaux anesthésiés pourront être utilisés plusieurs fois et serviront à la validation de plusieurs procédures. Cependant, pour des contraintes matérielles (optimisées pour des rats d’un poids < 500 g et des souris d’un poids < 45 g) et pour nous affranchir des biais dus à des changements dans le métabolisme qui se développeraient plus tard dans la vie de l’animal, les rats seront utilisés jusqu’à ce qu’ils atteignent un poids de 500g et les souris un poids de 40-45g. Avant l'atteinte de ces poids limites, nous estimons à 3-4 anesthésies à l’isoflurane par animal avec un intervalle d’au moins 1 semaine entre chaque évaluation.
Développement de la spectroscopie et de l’imagerie métabolique par résonance magnétique nucléaire chez le rongeur et le primate non humain: Application à l’étude des altérations métaboliques au cours de l’activation cérébrale
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 90
Macaques à longue queue : 1
Macaques rhésus : 5
Objectifs
Notre projet vise à repousser les limites de l’imagerie métabolique par résonance magnétique nucléaire (RMN) à travers le développement et la validation d’outils dédiés à la résonance magnétique nucléaire à haut champ, notamment les antennes radiofréquences servant à l’excitation des spins nucléaires et la détection des signaux RMN, et les schémas d’acquisition optimisés pour les différents noyaux non-proton observables in vivo. Nous mènerons d’une part des expériences chez le rongeur (rat et souris) et le primate non humain sain anesthésié pour développer et valider nos nouveaux outils d’imagerie cérébrale. Nous attendons de ces expériences qu’elles nous permettent d’acquérir des données de référence qui seront comparées aux données de la littérature afin d’apporter la « preuve de concept » que nos outils sont performants et précis. D’autre part, ces méthodes seront mises en œuvre pour étudier l’activation cérébrale chez l’animal sain.
Bénéfices attendus
Les méthodes validées et données de référence acquises à l’occasion de ce projet seront utiles pour préfigurer les études de recherche biomédicale et de neurosciences à venir chez le rongeur, le primate non-humain et ultimement chez l’Homme par IRM à ultra-haut champ magnétique.
Procédures
Des prélèvements sanguins (de quelques secondes) seront éventuellement réalisées chez l’animal anesthésié (juste avant, juste après ou pendant l’examen IRM) pour la détermination de certains paramètres physiologiques). Des molécules à dose thérapeutique seront administrés occasionnellement (réalisée typiquement en quelques minutes) le jour de l’examen IRM. Le projet prévoit des examens IRM chez l’animal anesthésié à une fréquence maximale bimensuelle et une durée typique de 120 minutes. En pratique, nous envisageons moins de 50 examens IRM sur 5 ans pour les macaques et moins d’une dizaine pour les rongeurs. Un nombre maximal de 5 expériences de stimulations somato-sensorielle (quelques minutes) seront menées par animal durant certains examens IRM.
Impact sur les animaux
Les examens IRM sont en eux-mêmes non-invasifs. Par contre, le stress de la contention et les contrecoups de l’anesthésie répétée peuvent être délétères entrainant typiquement une perte de poids. A noter également que la stimulation somato-sensorielle des pattes chez le rongeur implique le plus souvent des douleurs les jours suivants nécessitant un traitement analgésique.
Devenir
Pour les rongeurs, les dispositifs expérimentaux présupposent un poids maximum au-delà desquels les souris ou les rats (ne peuvent plus être positionnés correctement et de façon stable dans le scanner IRM préclinique. Dans ce cas de figure, nous chercherons à transférer les animaux vers d’autres projets de formation en particulier. Après avis favorable du vétérinaire, les PNH pourront être réutilisés dans de nouveaux projets.
Remplacement
Nos tests préliminaires seront systématiquement menés sur des objet-tests aux dimensions et caractéristiques électromagnétiques comparables à celles d’un cerveau de souris, de rat ou de macaque adulte. Toutefois, la complexité anatomique, fonctionnelle et métabolique du cerveau ne peut être appréciée à l’aide d’objets-test aussi évolués soient-ils. Le passage par l’expérimentation animale (rongeur ou primate) est donc une nécessité.
Réduction
Nous comptons utiliser le nombre minimum d’animaux nécessaires à la mise au point et à l’affinement de nos méthodes. Aucun test statistique précis n’est envisagé à ce stade mais les analyses statistiques nécessaires à la validation de nos méthodes, notamment pour l’évaluation de leur reproductibilité et l’établissement de valeurs/images de référence seront déployées. Pour chaque espèce, les effectifs suffisant pour acquérir des données de références ont été évalué sur la base de nos études précédentes. Chaque animal sera réexaminé à plusieurs reprises avec un intervalle minimum de 15 jours (soit un nombre maximum de 120 examens par animal sur une période de 5 ans). Concernant la détection des variations locales de signal liée à l’activation cérébrale, nous considérons empiriquement que les effectifs prévus seront suffisants pour atteindre une significativité statistique. Dans la mesure du possible, nous comptons utiliser des macaques ayant déjà participé à d’autres projets de recherche afin de limiter globalement le nombre de primate nécessaires en recherche biomédicale.
Raffinement
Les animaux seront anesthésiés lors des examens RMN et leurs paramètres physiologiques (température corporelle, nombre de respirations par minute) seront suivis en continus afin d’éviter tout effet négatif ou inconfort pour les animaux. Le réveil après les anesthésies est également surveiller de près pour s’assurer que l’animal récupère bien et se nourrit. Un contrôle minutieux des points-limites est également mené tout le long du projet afin d’optimiser au maximum le bien-être des animaux . Les animaux seront hébergés en groupe sociaux stables.
Choix des espèces
Le rat et la souris sont des espèces ubiquitaires en recherche biomédicale. L’organisation, la physiologie et le métabolisme du cerveau des rongeurs sont bien connues dans le monde scientifique. Par ailleurs, de très nombreux modèles de souris transgéniques permettent aujourd’hui de valider la pertinence de nos biomarqueurs vers une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologiques en jeu chez la maladie humaine. Chacune de ces deux espèces de rongeur propose des challenges techniques spécifiques en terme de dimensionnement des dispositifs expérimentaux mais aussi en terme de quantité ou de stabilité des signaux RMN. Ainsi certaines méthodes ne seront pas réalisables pratiquement chez l’une ou l’autre espèce. Phylogénétiquement très proche de l'homme (développement cortical et sous-cortical), le macaque permet de poursuivre le développement des méthodes préalablement mises au point chez les rongeurs dans des conditions plus proches de l'examen chez l'homme notamment en termes de résolution et d'équipement. Il s'agit d'une étape nécessaire à la validation de nos approches avant l'application chez l’Homme. Pour des raisons pratiques (conceptions des équipements IRM et autres appareillages) de mise en œuvre, des animaux adultes seront examinés. Pour les rats, les individus devront être pesés de 200 à 450g. Pour les souris, leur poids devra être compris entre 20 et 40g. Des groupes homogènes en âge seront constitués. Pour le macaque, dans le souci de réduire, nous souhaitons réutiliser dans la mesure du possible des macaques adultes sains âgés de moins de 15 ans au début du projet.
Micro-antennes implantables pour l’IRM et la spectroscopie par Résonanace Magnétique
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
Objectifs
Les objectifs du projet de recherche portent sur le développement et la validation de nouveaux dispositifs pour l’imagerie par résonance magnétique (IRM) et à la spectroscopie par résonance magnétique (SRM). Ces dispositifs permettront de détecter et d’analyser de façon plus précoce, plus précise et plus sensible l’apparition et le développement de tumeurs. Ils permettront également de mieux évaluer la réponse des tumeurs aux traitements anti-tumoraux appliqués.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de la réalisation de ce projet sont la validation de nouveaux dispositifs d’analyse IRM et SRM utilisables pour améliorer la compréhension in vivo de processus physiologiques et pathologiques (dans le cas présent, un modèle de gliome) mais également pour évaluer plus finement et précocement l’effet de thérapies ciblants ces pathologies.
Procédures
Les animaux (128), seront soumis à l’implantation intratissulaire d’un dispositif de mesures pour l’IRM. La procédure d’implantation, d’une durée d’environ 30 minutes, sera réalisée sous anesthésie générale. A la suite de de cette implantation, des acquisitions IRM seront réalisées sur les animaux sous anesthésie générale pendant deux heures. Une partie de ces animaux (76) sera soumise également à l’induction de tumeurs (modèle de gliome) réalisée sous anesthésie générale pour une durée d’environ 30 minutes. Le développement de la tumeur se fera sur une période d’environ 10 jours avant l’implantation intratissulaire d’un dispositif de mesures IRM et l’acquisition IRM comme décrit plus haut.
Impact sur les animaux
Pour les animaux utilisés pour la procédure 1, les effets indésirables et nuisances attendus et possibles sont les suivants. La pose de la canule présente un risque de saignement avec des effets indésirables de douleur post-opératoire et de stress lié à la présence de la canule sur le crâne de l’animal. L’introduction de la micro-antenne présente un risque d’hémorragie. Pour les animaux de la procédure 2, sur lesquels l’induction de la tumeur est réalisée, les nuisances et effets indésirables attendus et possibles sont les suivants. L’implantation des cellules tumorales présente un risque d’effet indésirable liés à la douleur post-opératoire. La croissance tumorale intracérébrale peut être cause de troubles neurologiques pour l’animal. La pose de la canule présente un risque de saignement avec des effets indésirables de douleur post-opératoire et de stress lié à la présence de la canule sur le crâne de l’animal. L’introduction de la micro-antenne présente un risque d’hémorragie. Durant la réalisation des gestes, pour l’ensemble des animaux, existent également des risques de déshydratation et de sécheresse oculaire.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort à la fin de chaque procédure. La procédure subie par les animaux ne permettant pas de les maintenir en vie.
Remplacement
En ce qui concerne l’exigence de remplacement, la validation amont des protocoles de recherche sera réalisée dans la mesure du possible in vitro sur des solutions contenant des métabolites à des concentrations similaires à celles rencontrées in vivo ainsi que dans des fruits (raisins, kiwi, ...) et des gels d’agarose. Les antennes miniaturisées RF ont également été caractérisées in silico à l’aide de logiciel de simulation RF. L’ensemble de ces validations en amont permet de réduire le nombre d’animaux qui seront utilisés dans le projet et de s’assurer autant que possible de la pertinence de l’approche avant sa validation in vivo.
Réduction
En ce qui concerne l’exigence de réduction, la spectroscopie et l’imagerie par résonance magnétique (SRM et IRM) sont des techniques qui permettent de suivre longitudinalement l’évolution d’une pathologie ou les bénéfices d’une thérapie. De plus chaque animal peut être son propre témoin. Ceci permet de réduire fortement le nombre d’animaux nécessaire pour distinguer de façon statistiquement significative deux populations.
Raffinement
Le raffinement des conditions d’hébergement comprend l’installation dans les cages de cachettes, coton, frisures pour nidification en lanières de peuplier ou papier craft afin d’introduire de la nouveauté et briquette à ronger. L’hébergement se fait en groupe (3 rats par cage) durant la période d’acclimatation. Procédure 1 : L’état des animaux et leur niveau de souffrance seront évalués au niveau comportemental (posture anormale, isolement, réduction ou augmentation d’activité). L’administration d’analgésique (injection sous-cutanée Buprédine à 0,05 mg/kg) sera répétée dans le cas où l’animal montrerait des signes de souffrance (prostration, comportement, poils hérissés) aboutissant à un score inférieur à la moyenne calculée dans la fiche de suivi de l’animal. Les points limites pouvant entrainer l’arrêt de la procédure et la mise à mort de l’animal sont l’apparition de saignements trop importants au cours de la pose de la canule ou de l’introduction de l’antenne implantable, la perte de la résine et de la canule après le réveil de l’animal.Procédure 2 L’état des animaux et leur niveau de souffrance seront évalués quotidiennement au niveau comportemental (posture anormale, isolement, réduction ou augmentation d’activité). L’administration d’analgésique (injection sous-cutanée Buprédine à 0,05 mg/kg) sera répétée dans le cas où l’animal montrerait des signes de souffrance (prostration, comportement, poils hérissés) aboutissant à un score inférieur à la moyenne obtenue dans la fiche de suivi de l’animal. Les animaux seront pesés 2 ou 3 fois/ semaine jusqu’à la fin de l’étude. L’euthanasie de l’animal sera réalisée en cas de dépassement des points contrôles limites (perte de poids supérieur à 15 % et score obtenu dans la fiche de suivi de l’animal se maintenant à zéro). La taille des tumeurs sera mesurée à intervalle régulier (quelques jours) de façon non invasive par IRM. Une taille de tumeur supérieure à 5 mm sera considérée comme un point limite entrainant l’euthanasie de l’animal. Les autres points limites pouvant entrainer l’arrêt de la procédure et la mise à mort de l’animal sont l’apparition de saignements trop importants au cours de la pose de la canule ou de l’introduction de l’antenne implantable, la perte de la résine et de la canule après le réveil de l’animal.
Choix des espèces
Les rats sont les modèles animaux largement utilisés sur les plateformes d’imagerie IRM dites pré-cliniques. L’instrumentation et les protocoles sont spécifiques à cette espèce animale. Le rat type Wistar sera utilisé dans ce projet. Les animaux sont utilisés à l’âge adulte (entre 3 et 6 mois) afin de faciliter les procédures de chirurgie (pose de canule, implantation des antennes RF et croissance des tumeurs).
Rôle du glucose et du lactate en tant que substrat énergétique neuronal lors de l’activation cérébrale « BrainFuel2 »
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
La consommation du glucose par le cerveau est un dogme, cependant, une des particularités de cet organe réside dans sa diversité cellulaire, marquée par des liens métaboliques et fonctionnels étroits entre les neurones et les cellules gliales, notamment les astrocytes, cellules de soutien du cerveau. Cette complexité structurale implique une complexité mécanistique qui reste encore à décrypter et mène au questionnement du type cellulaire consommant le glucose. Il a été proposé que lors de l’activation cérébrale, les astrocytes captent le glucose depuis la circulation sanguine, le transforment en lactate qui est transféré aux neurones. Dans les neurones, ce lactate pourrait servir de carburant. Les preuves de ce processus ont été mises en évidence sur des cultures de cellules ou à partir de prélèvement de cerveaux mais jamais chez l’animal vivant. La validation de ce processus sur l’animal vivant est primordiale puisqu’elle prend en compte l’ensemble des processus physiologiques. L'objectif du projet est d'étudier in vivo le métabolisme énergétique cérébral de rongeurs, lors de l'activation cérébrale. Ce projet vise à déterminer quel est le carburant préférentiel des neurones lors de l’activation cérébrale. Cette question sera appréhendée de manière intégrative sur des animaux vivants pour conserver le contexte physiologique. L’imagerie par résonance magnétique sera utilisée afin de détecter l’activité cérébrale des rats lors de la stimulation de leurs moustaches. La spectroscopie par résonnance magnétique complétera les données afin de mesurer les quantités de lactate dans le cerveau activé. Pour déterminer quel est le carburant des neurones, des rats contrôles et des rats génétiquement modifiés seront utilisés. Les rats seront génétiquement modifiés pour empêcher l’entrée du glucose provenant de la circulation sanguine dans les neurones et donc son utilisation directe. Le maintien ou non de l’activité cérébrale chez ces rats permettra de statuer sur l’importance de la consommation neuronale du glucose dans l’activation neuronale. Outre l’importance de ces résultats au niveau fondamental, la compréhension de ces mécanismes pourra ouvrir de nouvelles pistes thérapeutiques pour des maladies où le métabolisme énergétique est défaillant (hypoxie-ischémie néonatale, cancer, maladies neurodégénératives).
Bénéfices attendus
La compréhension des mécanismes impliqués dans le métabolisme énergétique cérébrale (répondre à la question du type de cellules qui consomme du glucose) et des interactions entre les différentes cellules qui constituent le cerveau est crucial d'un point de vue fondamental. De plus la compréhension de ces processus pourrait aussi permettre de développer des stratégies thérapeutiques pour certaines maladies dans lesquelles ce métabolisme énergétique est dérégulé (hypoxie-ischémie néonatale, accident vasculaire cérébral, maladie d'Alzheimer, …).
Procédures
Les animaux seront soumis à de l'imagerie par résonance magnétique et de la spectroscopie par résonance magnétique. Ces deux techniques sont non-invasives pour les animaux. Durant cet examen, les animaux seront anesthésiés. Tous les animaux du projet subiront cet examen, d'une durée de 1 heure.
Impact sur les animaux
Les modèles d'inhibition des transporteurs pour le glucose utilisés dans ce projet sont bien connus des membres de l’équipe. La modification génétique n’entraîne pas de modifications au niveau pondéral, qualité du poil, appétit des animaux, activité et mobilité. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est une technique non invasive, cependant, l’utilisation d'IRM, un changement important du rythme cardiaque (rythme cardiaque supérieur à 200-400 battements par minute) et/ou respiratoire (30-60 battements par minute), mesurés grâce à un capteur placé sous l'animal, peut subvenir, du fait de la variabilité inter-animaux de la sensibilité aux anesthésiques. Cette nuisance entrainera l'arrêt de l'expérimentation.
Devenir
Ce protocole est rendu possible car l'imagerie par résonance magnétique est une méthode non-invasive qui permet d'utiliser les animaux pour d'autres procédures (réduction).
Remplacement
Des modèles de co-culture (lignées neuronales et astrocytaires) existent, cependant, ces modèles s’affranchissent de la physiologie de l’organisme entier. Le but final de notre projet de recherche a une envergure intégrative : décrypter le métabolisme énergétique cérébral. De ce fait, notre projet nécessitant le fonctionnement du cerveau dans son intégrité afin de définir quelle est la source énergétique qui permet l’activation neuronale (glucose ou lactate), il n'existe pas de remplacement disponible à notre modèle expérimental.
Réduction
Les études in vivo par imagerie de résonance magnétique seront privilégiées. Ces techniques sont non-invasives et non-ionisantes ; elles n’entraînent ni douleurs ni euthanasie. Les animaux pourront subir les examens plusieurs fois ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux nécessaires au projet. Nos précédentes études nous permettent de déterminer le nombre d'animaux nécessaire pour obtenir des différences significatives intergroupes. Ainsi, nos travaux précédant nous permettent de savoir qu’un nombre de 12 rats par groupe est suffisant pour lisser la variabilité interindividuelle et mettre en évidence les différences significatives entre les individus contrôles et ceux pour lesquels le glucose sanguin ne pourra plus entrer dans les neurones . Les résultats seront analysés avec des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les modèles d'inhinibition des transporteurs pour le glucose utilisés dans ce projet sont bien connus des membres de l’équipe. La modification génétique n’entraîne pas de modifications au niveau pondéral, qualité du poil, appétit des animaux, activité et mobilité. L’IRM est une technique non invasive, cependant, l’utilisation d’anesthésique peut entraîner des nuisances et des effets indésirables pour les animaux. Afin de limiter les nuisances éventuelles au bien-être des animaux, durant les expérimentations de résonance magnétique nucléaire, un changement important du rythme cardiaque et/ou respiratoire au cours de l'expérience (augmentation du rytme cardiaque, supérieur à 400 battements par minute, pouvant être le signe du réveil de l'animal ou au contraire, diminution de la fréquence respiratoire et cardiaque de l'animal, pouvant être le signe d'une dépression cardio-respiratoire) sera retenu comme point limite. Après l'examen, les animaux seront réhydratés et la récupération post-imagerie sera réalisé sous lampe chauffante jusqu’au réveil complet des animaux. Après leur retour en cage collective, les animaux seront observés de façon journalière par le zootechnicien et ou la personne en charge de l'expérimentation. Lors de ces observations, la capacité de l’animal à s’alimenter, le comportement et sa vivacité et l’état du pelage seront vérifiés. Un échange quotidien entre le zootechnicien et l’expérimentateur permettra une intervention et une prise de décision rapide en cas de souffrance constatée. Les animaux seront pesés 1 fois/semaine détecter une perte de poids .
Choix des espèces
Le rat Wistar sont utilisés depuis plusieurs années pour les études du métabolisme dans notre laboratoire, ainsi nous disposons déjà de nombreux groupes témoins permettant les comparaisons et limitant ainsi le nombre d’animaux témoins à refaire. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte, le métabolisme énergétique cérébral étant différent à des stades plus précoces.
Interactions métaboliques entre glioblastome et neurones “GLIONEUROMET” 1/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Le glioblastome est une tumeur cérébrale qui touche les astrocytes (les cellules de soutien du cerveau). Cette maladie est rare ; cependant son mauvais pronostic représente un problème de santé publique majeur. En effet, après traitement, le risque de récidive est très élevé. Les cellules tumorales migrent et envahissent les tissus avoisinants et forment des foyers tumoraux secondaires. Le lien métabolique entre les astrocytes et les neurones est très fort. L’hypothèse du projet est que la relation métabolique entre les cellules du glioblastome (astrocytes devenus tumoraux) et les neurones pourrait être impliquée dans l’invasion tumorale : les neurones pourraient aider au développement tumoral en stimulant les cellules du glioblastome. L’objectif global de ce projet est de décrypter les principales voies du métabolisme reliant les cellules du glioblastome et les neurones. L’inhibition de ce lien métabolique pourrait représenter une piste thérapeutique de choix. Les cannabinoïdes pourraient inhiber ce lien entre cellules du glioblastomes et neurones et donc inhiber l'invasion tumorale.
Bénéfices attendus
En dépit des traitements thérapeutiques, les cellules tumorales du glioblastome (cellules dérivées des astrocytes, cellules de soutien du cerveau) migrent et envahissent les tissus avoisinants pour former des foyers tumoraux secondaires, associés à un mauvais pronostic. Il existe un lien métabolique très fort entre les astrocytes et les neurones ; dans le cadre du glioblastome, les neurones pourraient aider au développement tumoral en stimulant les cellules du glioblastome. Le projet vise à évaluer les effets d’une diminution du lien entre cellules tumorales et neurones, sur l’invasion tumorale. Le bénéfice attendu est une réduction de la capacité invasive des cellules tumorales. La réduction de ce lien entre cellules tumorales et neurones par les cannabinoïdes pourrait représenter une stratégie thérapeutique complémentaire pour contrer les récidives de l'invasion tumorale, après le traitement.
Procédures
Les animaux seront soumis à de l'imagerie par résonance magnétique et de la spectroscopie par résonance magnétique. Ces deux techniques sont non-invasives pour les animaux. Tous les animaux du projet subiront cet examen, d'une durée de 20 minutes. Ce suivi sera réalisé 1 fois par semaine.
Impact sur les animaux
L’imagerie par résonance magnétique est une technique non invasive, cependant, durant l'examen d'imagerie par résonance magnétique, un changement important du rythme cardiaque (rythme cardiaque supérieur à 200-400 battements par minute) et/ou respiratoire (30-60 battements par minute), mesurés grâce à un capteur placé sous l'animal, peut subvenir, du fait de la variabilité inter-animaux de la sensibilité aux anesthésiques. Cette nuisance entrainera l'arrêt de l'expérimentation.
Devenir
Tous les animaux partiront pour un autre établissement pour être mis à mort pour des prélévements, dans la continuité de ce projet.
Remplacement
Des modèles de co-culture (lignées cellulaires, cellules GBM / neurones) existent, cependant, ces modèles s’affranchissent de la (patho)physiologie de l’organisme entier. Le but final de notre projet de recherche a une envergure translationnelle et nécessite donc une approche intégrative. De ce fait, notre projet nécessitant le fonctionnement du cerveau dans son intégrité afin de tester les effets de la modulation du métabolisme énergétique entre les cellules du GBM et les neurones dans les capacités invasives et métastatiques des cellules tumorales, il n'existe pas de remplacement disponible à notre modèle expérimental.
Réduction
Une réduction du nombre d’animaux est rendue possible par l’utilisation de l’IRM et de la RMN qui sont des techniques d’investigation non invasives et permettent donc une réduction du nombre d’animaux nécessaires à l’étude. De plus chaque animal peut être son propre témoin. Ceci permet de réduire fortement le nombre d’animaux nécessaire pour distinguer de façon statistiquement significative deux populations.
Raffinement
Les nuisances sur le bien-être animal seront minimisées par la mise en place de diverses procédures : (i) pesées régulières (2 fois par semaine en routine et 3 fois par semaine si une perte de poids > 10%. À partir de 10% de perte de poids, de la nourriture enrichie sous forme de gel (gel diet energy) sera déposée dans la cage). (ii) L’évolution des volumes tumoraux sera suivie de manière non invasive par IRM, une fois par semaine. Lors des anesthésies, nécessaires à l’examen IRM, du gel ophtalmologique (Ocrygel) sera appliqué. Pendant les sessions d’imagerie les animaux seront maintenus au chaud grâce à un système chauffant et monitoré. La respiration sera surveillée grâce à un capteur placé sous le ventre de l'animal. (iii) Au niveau de l’hébergement, les animaux seront élevés en cage collective enrichie avec une cachette en plexiglas teinté, des frisures de papier craft, du coton et des briquettes en bois à ronger. Les animaux seront observés de façon journalière par le zootechnicien et ou la personne en charge de l'expérimentation. Lors de ces observations, la capacité de l’animal à s’alimenter, son comportement et sa vivacité, l’état du pelage seront évalués. Un échange quotidien entre le zootechnicien et l’expérimentateur permettront une intervention et une prise de décision rapide en cas de souffrance constatée.
Choix des espèces
La souris est utilisée depuis plusieurs années pour les études du métabolisme dans notre laboratoire, ainsi nous disposons déjà de nombreux groupes témoins permettant les comparaisons et limitant ainsi de refaire tous les témoins. De plus, l'utilisation de l'espèce souris permet d'utiliser des animaux génétiquement modifiés adapté à l’implantation de xenogreffes (cellules tumorales P3). La capacité de ces souris à ne pas initier de rejet permettra aussi de diminuer le nombre d’animaux nécessaire à l’étude. Les animaux seront utilisés à l'âge adulte (entre 3 et 6 mois), le métabolisme cérébral étant différent à des stades plus précoces.
Mesure du glycogène cérébral par spectroscopie et imagerie métabolique par résonance magnétique nucléaire chez la souris : Application à l’étude du modèle transgénique de la maladie de Pompe et évaluation d’un traitement expérimental.
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
Au-delà du signal de l’eau, la spectroscopie et l’imagerie RMN in vivo permettent de détecter et quantifier de nombreux métabolites d’intérêt pour la biochimie, la physiologie et la pharmacologie que ce soit en conditions normales ou pathologiques. En particulier, les méthodologies à très hauts champs magnétiques permettent de détecter indirectement certains métabolites. Ces nouvelles approches d’imagerie offrent des perspectives extrêmement intéressantes pour l’étude non-invasive du métabolisme cérébral. Elles doivent permettre d’apporter une multitude d’informations physiologiques et biochimiques qui pourraient à terme aider à la compréhension des maladies cérébrales, mais aussi des maladies métaboliques affectant les muscles et de certains cancers. Ces méthodes pourraient surtout servir à l’évaluation de nouvelles thérapies. Par exemple, la spectroscopie et l’imagerie CEST/nOe à très haut champ magnétique permettent de détecter le glycogène cérébral (IRM glycoCEST/nOe) et peuvent servir de biomarqueurs non-invasifs de la progression de la maladie de Pompe et de la réponse positive à un traitement expérimental. La maladie de Pompe est une maladie métabolique rare liée à un déficience en enzyme alpha-glucosidase (GAA) fonctionnelle qui dégrade le glycogène lysosomial en glucose. Sa déficience entraîne une accumulation pathologique du glycogène dans les cellules qu’elles soient musculaires ou neuronales/gliales. Une thérapie enzymatique de remplacement existe et permet déjà d’améliorer le destin des malades mais ces enzymes de remplacement accède difficilement au cerveau. Des modèles de souris transgéniques de la maladie de Pompe ont été développés afin de mieux caractériser la maladie et aider à la découverte/validation de nouveaux traitements. Notre objectif principal est donc d’évaluer chez un modèle de souris transgénique de la maladie de Pompe (« 6neo/6neo »), l’IRM glycoCEST/nOe en tant qu’outil de suivi du processus pathologique et d’évaluation de l’efficacité d’un traitement expérimental en cours de développement.
Bénéfices attendus
Les résultats attendus sont : 1/ La démonstration de l’efficacité du traitement expérimental, c’est-à-dire la baisse du niveau de glycogène cérébral chez la souris modèle de la maladie Pompe traitée ; 2/ La confirmation que l’imagerie CEST/nOe du glycogène permet le suivi longitudinal et non-invasif de cette baisse en glycogène préfigurant un éventuel protocole d’imagerie CEST/nOe du glycogène chez le patient atteint de la maladie de Pompe.
Procédures
Les souris modèles de la maladie de Pompe seront soumises à un traitement d’un mois consistant en 4 injections intraveineuses (du candidat-médicament ou témoin) auxquelles s’ajouteront jusqu’à 6 injections intrapéritonéales d’anti-histaminique pour le groupe « traité », en prévention d’une éventuelle hypersensibilité au candidat-médicament. Par ailleurs, tous les animaux seront scannés à l’IRM sous anesthésie un maximum de 3 fois, la durée de chaque examen étant prévus de 2 à 4 heures.
Impact sur les animaux
Les souris modèles de la maladie de Pompe souffrent de symptômes (phénotype dommageable) à partir de l’âge de 6-8 mois. Leur statut clinique est décrit à l’aide d’une grille de score clinique définie selon 4 stades cliniques, le dernier stade entrainant la mort de l’animal sans intervention. Dans le cadre de cette étude, les animaux seront étudiés au stade 1 à 2. Le traitement expérimental peut induire une hypersensibilité de type « allergique » : baisse de température corporelle, posture voutée, léthargie dans les 10 minutes suivant l’injection.
Devenir
En fin de procédure, les animaux seront euthanasiés et leurs cerveaux prélevés afin de réaliser des analyses biochimiques post-mortem.
Remplacement
Un des problèmes que ce projet vise à évaluer concerne la capacité du traitement expérimental à agir au niveau cérébral en dépit de la Barrière Hémato-Encéphalique (BHE). Les modèles in vitro actuels de la BHE, voire de l’ensemble du cerveau ne permettent pas de mimer leur complexité anatomique, fonctionnelle et métabolique. Le passage par l’expérimentation animale demeure donc une nécessité.
Réduction
L’utilisation de l’IRM en tant que méthode d’imagerie cérébrale non-invasive et non-irradiante permet de mettre en place un protocole de suivi longitudinal du glycogène cérébral économe en animaux (par rapport aux seules alternatives que sont les dosages post-mortem) pour mettre en évidence l’éventuel effet thérapeutique du traitement expérimental. Des effectifs de 20 souris (10 mâles / 10 femelles) par groupe sont considérés sur la base de nos résultats précédents. Toutefois, afin de réduire le nombre d’animaux, nos expériences auront lieu en deux temps : d’abord des cohortes de 10 souris (5 males/5 femelles) seront étudiées. Les données seront collectées et analysées. En cas de résultat positif (diminution du glycogène cérébral chez les souris Pompe « traitées »), nous arrêterons l’étude. En cas de résultat négatif, nous complèterons l’étude pour atteindre des effectifs de 20 souris par groupe et confirmer le résultat.
Raffinement
Compte tenu des effets indésirables attendus, nous avons prévu : 1/ Nous favoriserons l’accès des animaux présentant des symptômes à la nourriture et la boisson (en plaçant la nourriture directement dans la cage en particulier des formulations d’eau et de nourriture gélifiées, ou en utilisant des biberons à pipette allongée). L’évolution clinique et le poids des animaux seront monitorés a minima une fois par mois avant l’apparition des symptômes, puis a minima une fois par semaine pour les souris symptomatiques. 2/ Pour prévenir les réactions d’hyper-sensibilité possiblement induites par le traitement expérimental, un anti-histaminique (prométhazine) sera systématiquement administré en parallèle des injections.
Choix des espèces
La souris est un modèle souvent employé dans les études en biologie et santé qui nécessitent le recours à un modèle animal. L’organisation, la physiologie et le métabolisme du cerveau des souris sont bien connus dans le monde scientifique. Par ailleurs, de très nombreux modèles de souris transgéniques permettent aujourd’hui de valider la pertinence de biomarqueurs et d’évaluer l’efficacité potentielle de traitement expérimentaux avant leur évaluation chez l’Homme. Des animaux adultes mâles et femelles âgées de 6 à 12 mois (donc avec la maladie) et contrôles seront examinés.
Validation de la spectroscopie ultrasonore quantitative comme technique d’imagerie non invasive des tumeurs solides chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Le projet a pour objectif de valider une nouvelle technique d’imagerie la spectrosocpie ultrasonore quantitative. Actuellement, la caractérisation du type et du grade d’une tumeur passe par la biopsie. Cet examen, est cependant invasif, local et une source de stress pour le patient. Il y a donc un besoin de développer de nouvelles techniques de caractérisation non-invasives, globales et rapides du cancer afin de déterminer à la fois la nature d’une tumeur et le type de cancer. Les tumeurs présentent des différences dans leurs microstructures tissulaire et vasculaire avec les tissus sains et entre elles : différences de propriétés mécaniques à l’échelle cellulaire, différences morphologiques , et structurelles (répartition plus compacte ou désordonnée des cellules) Des biomarqueurs de la microstructure tissulaire peuvent être évalués par ultrasons par la technique de spectroscopie ultrasonore quantitative. Ce projet a donc pour premier objectif d’évaluer la spectroscopie ultrasonore pour la caractérisation de tumeurs solides
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de valider in vivo dans des modèles mimant des évolutions cliniques de tumeurs osseuses, une méthode de détection et de suivi des tumeurs non invasive. Cette validation permettra de poursuivre le développement de cette imagerie et servira à l'amener vers les étapes de validations cliniques pour bénéficier aux patients.
Procédures
Les animaux vont tous etre soumis à une implantation de cellulles tumorales soit en position sous cutanée soit en position paratibiale. Cette implantation se fait par injection des cellules et est réalisée une fois en début de procédures, les animaux étant maintenus sous anesthésie gazeuse (5 min) et ayant reçu de la buprénorphine en préopératoire dans le cas des injections paratibiales. En fin de procédure, les animaux vont etre soumis à 2 examens d'imagerie: échographie et spectroscopie ultrasonore quantitative. Ces deux examens sont réalisés de manière consécutive les animaux étant sous anesthésie (20 et 2 min, respectivement).
Impact sur les animaux
L'ostéosarcome est une tumeur osseuse ; le modèle utilisé est implanté en position paratibiale (entre l'os et le muscle). De ce fait la croissance tumorale peut être douloureuse. Le boitement peut survenir ce qui est surveillée et est un des points limites. En cas de boitement douleureux, de la buprénorphine pourra être administrée (0,05mg/kg). A noter que nous choisissons la buprénorphine comme analgésique car le carprofène est un antiinflammatoire non stéroïdien qui peut influencer l’environnement inflammatoire des tumeurs osseuses. Le chondrosarcome est une tumeur cartilagineuse ; le modèle utilisé est implanté en position sous cutanée. C’est une tumeur de progression lente qui du fait de sa position d’implantation pourrait ulcérer. Ce point est particulièrement surveillé et est d’ailleurs un point limite.
Devenir
A l'issue de chaque procédure tous les animaux, même ceux n'ayant pas développé de tumeur à J25 ou atteints de point limite, seront mis à mort.
Remplacement
Des études in vitro ont été réalisées sur des culots cellulaires et des sphéroides et ont montré l’intérêt de la spectroscopie ultrasonore quantitative pour détecter les différences dans les structures cellulaires (zones de nécrose par exemple). Cette approche in vitro a permis de remplacer des études in vivo. Maintenant afin de pouvoir valider la spectroscpie ultrasonore quantitative et de l’emmener en clinique il est indispensable de tester cette méthode d’imagerie dans des modèles animaux mimant la clinique humaine.
Réduction
Des études in vitro préliminaires ont été réalisés et ont déjà permis de repousser le passage chez l’animal et de réduire le nombre d’animaux à inclure. Le nombre d’animaux a été réduit au minimum mais dans des mesures satisfaisantes pour pouvoir conclure sur l’efficacité de la spectroscopie ultrasonore quantitative pour détecter, caractériser les tumeurs musculosquelettiques et leurs changements en réponse à des thérapies.
Raffinement
Tout au court de ce projet, les précautions seront prises pour ne pas stresser l’animal. En cas de douleurs, les médicaments contre la douleur seront administrés par la voie intra-péritonéale ou intra-veineuse. L'administration des médicaments et de l'anesthésie pendant l'epxérimentation est effectuée seulement par un personnel formé à ces actes. A note que ce cas de figure ne s'est jamais présenté dans nos précédentes expérimentations. De l'enrichissement est ajouté dans les cages (nids, croquettes déposée dans la cage en cas de difficulté d'accès à la grille de croquettes).
Choix des espèces
Parmis les modèles d'ostéosarcome, le plus représentatif est un modèle murin obtenu par greffe de cellules aussi murines chez des souris immunocompétentes. L’évolution de ce modèle et sa réponse à des thérapies conventionnelles sont bien connues au niveau macroscopique et histologique. Ce modèle a déjà servi dans des études d’évaluation de thérapies et d’imageries. De part toutes ces caractéristiques et connaissances, il se prête donc parfaitement à une validation de technique d’imagerie nouvelle. Quant au chondrosarcome, peu de modèles sont disponibles. Pour des études d’imagerie, le modèle obtenu par greffe sous cutanée de cellules humaines sur des souris immunodéprimées est bien caractérisé et permettra d’avoir un accès facile à la tumeur pour assurer son suivi et réaliser la prouve de concept de l’utilisation de la spectroscopie ultrasonore quantitative. Cette technique serait utilisée pour le suivi de ces tumeurs cartilagineuses pour lesquelles aucune méthode d’imagerie ne permet à l’heure actuelle un suivi optimal.