Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Évaluation de l’effet antalgique de traitements innovants dans l’endométriose
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
- Système urogénital
Objectifs
En France, l'endométriose touche environ deux millions de femmes, soit une femme sur dix. Elle se caractérise par l'extension hors de la cavité utérine d'un tissu endométrial responsable, en outre, de douleurs aigües particulièrement invalidantes. L'émergence de nouvelles stratégies thérapeutiques visant à contrôler cette différenciation tissulaire ainsi que les douleurs qui en résultent sont une priorité de santé publique. Nous possédons différents composés pouvant moduler deux cibles impliquées dans la douleur : des composés agissant sur le récepteur des estrogènes, connue pour lier l'estradiol, et des composés agissant sur le système endocannabinoïde. Ces composés présentent des effets antalgiques dans d’autres modèles de douleurs et seraient impliquées dans l’endométriose. Nous n'avons pas encore exploré l'action de ces molécules sur l'endométriose mais nous suspectons fortement une action bénéfique de celles-ci sur l'endométriose. Nous souhaitons réaliser une étude qui permettra 1) de caractériser le modèle murin d’endométriose et valider sa pertinence par rapport à la clinique, 2) d’évaluer l’effet antalgique de 12 molécules administrées par voie systémique de manière aigue, ainsi que 3) l’effet de l’administration chronique par voie systémique des 6 molécules les plus antalgiques (3 molécules par cibles) sur l’inflammation, la douleur, la progression de la pathologie et les comorbidités associées.
Bénéfices attendus
Les résultats nous permettrons de montrer l’intérêt de différents composés en tant que traitements de l’endométriose permettant de soulager symptômes douloureux, la pathologie en elle-même et l’atteinte de la qualité de vie des patientes. En effet, il n’existe actuellement aucun traitement efficace hormis l’hystérectomie, impactant définitivement la fertilité des patientes. Bien que ce projet ne montre pas de bénéfice chez la patiente à court terme, il pourra en avoir à long terme. Bien que les composés évalués dans ce projet ont déjà été testés dans des modèles in vitro afin de ne sélectionner que les candidats ayant la meilleure réponse pharmacologique, cela ne prédit pas l’action thérapeutique. S'agissant d'étude sur la douleur, l’anxiété, la dépression, la locomotion et le bien-être général, l'animal vivant est nécessaire pour explorer et évaluer les troubles du comportement par le biais de tests comportementaux. Les approches alternatives in vitro ne permettent pas de prendre en compte l’organisme vivant dans sa totalité et ne peuvent, à l’heure actuelle, se substituer à l’utilisation de modèles animaux pour ce projet. Ce type d'étude sur modèle animal est donc pour le moment nécessaire avant le passage en phase clinique chez l’Homme.
Procédures
*L’ensemble des animaux subiront des injections pour administrer l’estradiol benzoate (chez les souris donneuses), les cellules endométriales et des composés à tester. La piqure d'aiguille pour l’injection est réalisée sur animal vigil et entraîne une douleur légère de courte durée. *L’application de filaments au niveau de la patte de l’animal vigile sera réalisée tous les 7 jours afin d’évaluer la douleur. Ce test est susceptible d’entrainer une douleur faible de quelques secondes chez l’animal. L’animal est libre de retirer sa patte. *Certains animaux subiront une distension colorectale et vaginale consistant, après insertion de sonde sous anesthésie gazeuse, à évaluer les contractions réflexes dues au gonflement du ballonnet. Cela sera réalisé une seule fois. Durée : 4 x 30 secondes.
Impact sur les animaux
L’induction de l’endométriose chez l’animal sera une nuisance à part entière, mais indispensable à la conduite de l’étude. La pathologie sera associée à des désordres nociceptifs qui seront évalués dans le cadre du projet. Elle pourra aussi être responsable d’une diminution du gain de poids des animaux. À noter que ce type d’étude ayant recours à des tests comportementaux pour suivre l’endométriose nécessite un bon état général des animaux. Il pourra être noté un inconfort, un stress lié aux injections.
Devenir
L'ensemble des animaux sera mis à mort. En effet, la mise à mort des animaux donneurs est indispensable avant de prélever leur utérus. La mise à mort des animaux receveurs (modèle d'endométriose) sera nécessaire afin d'évaluer le développement de l'endométriose par le biais du prélèvement de tissus. Les 2 groupes ne subissant pas d’induction de modèles d’endométriose (36 animaux) seront également mis à mort pour prélèvement de la moelle épinière et observation de l’absence de lésions dans la cavité abdominal afin d’avoir une référence contre qui comparer les autres groupes.
Remplacement
L’étude de l’endométriose repose sur 2 types de modèles, les modèles précliniques in vitro, impliquant la culture de tissus humain et permettant d’évaluer l’action de composés sur la vascularisation et la survie des lésions endométriales, ainsi que sur des modèles in vivo, reposant sur l’utilisations de rats, souris ou primates, et permettant d’évaluer le bien être général par l’interaction des lésions avec le reste de l’organisme. Les composés évalués dans ce projet ont déjà été testés dans des modèles in vitro afin de ne sélectionner que les candidats ayant la meilleure réponse pharmacologique. S'agissant d'étude sur la douleur, l’anxiété, la dépression, la locomotion et le bien-être général, l'animal vivant est nécessaire pour explorer et évaluer les troubles du comportement par le biais de tests comportementaux. Les approches alternatives in vitro ne permettent pas de prendre en compte l’organisme vivant dans sa totalité et ne peuvent, à l’heure actuelle, se substituer à l’utilisation de modèles animaux pour ce projet. Ce type d'étude sur modèle animal est donc pour le moment nécessaire avant le passage en phase clinique chez l’Homme.
Réduction
Ces travaux ont été précédés par des études in vitro permettant de sélectionner les molécules les plus prometteuses à des doses adaptées. Une forte expertise du laboratoire s’étendant sur plusieurs années d’expériences concernant les tests comportementaux et modèles animaux permet d’affiner le nombre d’animaux. De plus le nombre d’animaux de ce projet a été défini de façon à utiliser le minimum d’animaux tout en obtenant des données statistiquement suffisantes (effectif de n=12 par groupe). La mise en place du modèle d’endométriose fait l’objet d’une collaboration avec une autre équipe qui maitrise ce modèle, et les expérimentateurs de notre équipe ont été formé au sein de cette équipe. De plus, Une première expérimentation préliminaire est une étape de validation du modèle, permettant de caractériser le modèle murin et de vérifier sa pertinence clinique, afin d’éviter l’induction d’un modèle d’endométriose induisant un phénotype éloigné de ce qui est observé chez la femme. Plusieurs expérimentations sont des étapes de GoNoGo, c’est-à-dire que si les résultats de celles-ci sont négatifs (pas de douleur dans le modèle ou pas d’effet antalgique de chaque composé) alors l’étude s’arrête et les procédures suivantes ne seront pas réalisées. Les lésions et moelle épinières des animaux seront prélevés afin d’évaluer par coloration histologique et immuno histologique la progression de la pathologie et l’activité des neurones impliqué dans la douleur. De plus, les lésions et ganglions rachidiens de certains animaux seront également prélevés pour archivage et partage des tissus. Toutes les procédures seront réalisées sur des groupes randomisés avec un groupe témoins négatif (recevant du véhicule), et les toutes les procédures seront menées par un expérimentateur en aveugle. L’ensemble des résultats, y compris négatifs, feront l’objet d’une publication afin d’éviter la reproduction d’expérience.
Raffinement
Des méthodes de raffinements sont utilisées afin d'augmenter au maximum le bien-être des animaux inclus dans ce projet. Pour cela les conditions d'hébergement seront optimales (température, hygrométrie, luminosité). Le nombre d’animaux est adapté à la taille de la cage et en adéquation avec la règlementation (5 souris de 20-30 g dans une cage de 530 cm2). De plus, le milieu est enrichi par du matériel de nidification (coton et sizzle), un abri (dôme carton) et des matériaux à ronger (bois tendre). L’hébergement en groupe est maintenu pour le bien-être animal. Une surveillance des conflits sera réalisée. Une observation quotidienne des animaux sera réalisée par le personnel de l’animalerie qui est sensibilisé aux différents modèles. Les expérimentateurs sont tous titulaires du niveau « concepteur et réalisateur de projet » ainsi que de la formation de chirurgie sur rongeurs. Après leur arrivée à l’animalerie, une période de repos d’une semaine est observée afin d’acclimater les animaux à leur nouvel environnement. Pour limiter l’anxiété des animaux, ils sont habitués à la contention dès leur arrivée à l’animalerie et à l’appareillage des tests comportementaux pendant 3 jours avant le test. De plus, le personnel de l’animalerie et les expérimentateurs utilisent dès que possible la technique du cupping pour limiter l’anxiété des souris lors du transfert des animaux. Afin de limiter la souffrance liée au tatouage des animaux, ils sont identifiés par un marquage sur la queue réalisé une fois par semaine, suivi de la proposition de Régilait pour réduire le stress des animaux par renforcement positif. Enfin, le poids des animaux et leur aspect général (mobilité, comportement social/isolement, fréquence respiratoire, aspect de la fourrure, hydratation, réaction à la contention) sera suivi 3 fois par semaine à l’aide d’une grille d’évaluation.
Choix des espèces
La souris est habituellement utilisée pour ces travaux portant sur l’endométriose. D’autres travaux antérieurs internationaux sur cette thématique ont eu recours à la même espèce et souche, ce qui permet de bénéficier d’une expertise et de données antérieures, sans utilisation de primates. Enfin, la souris possède une activité et un comportement spontanée tout à fait adaptés à l’étude de la douleur au travers de tests comportementaux permettant de confirmer l’induction de l’endométriose. Les animaux auront 8 semaines à la réception à l'animalerie, et ils auront 1 semaine d'acclimatation, pour avoir un âge d’environ 9 semaines au début des expérimentations. L’âge de 9 semaines est communément choisi pour ce type de projet. La souris femelle est utilisée dans toute les procédures car l’endométriose est une pathologie liée au sexe se développant chez les sujets de sexe féminin.
Etude des mécanismes et réponses immunitaires des allergies alimentaires chez la souris, test de candidats médicaments et thérapies innovantes
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Objectifs
Les allergies alimentaires et les réactions graves qu’elles peuvent provoquer, comme l’anaphylaxie (une réaction très rapide pouvant mettre la vie en danger), constituent aujourd’hui un important problème de santé publique. Leur fréquence augmente et elles peuvent être très sévères. En Europe, on estime que 3 à 6 % des adultes et 6 à 13 % des enfants sont concernés. L’allergie à l’arachide est l’une des plus redoutées. Lorsqu’une personne allergique en consomme, elle peut développer des symptômes digestifs (vomissements, diarrhée, douleurs au ventre), cutanés (gonflements), respiratoires (difficultés à respirer) et cardiovasculaires (baisse de la tension), pouvant aller jusqu’à la perte de connaissance et, dans de rares cas, au décès. Pour mieux comprendre ces allergies et développer de nouveaux traitements, les chercheurs utilisent des modèles animaux, notamment des modèles chez la souris. Cela permet d’étudier de près les mécanismes biologiques qui déclenchent l’allergie et l’anaphylaxie. L’objectif de ce projet est de créer et d’analyser un modèle de souris allergiques à l’arachide (par exemple au beurre d’arachide). Ce modèle aidera à mieux comprendre comment l’allergie se développe, comment la réaction allergique survient et quels sont les mécanismes immunologiques impliqués. À terme, il servira aussi à tester de nouveaux médicaments ou stratégies thérapeutiques contre l’allergie à l’arachide. Le projet se déroule en trois procédure autour des objectifs spécifiques suivants : 1. Développer le modèle d’allergie alimentaire o Mettre au point un protocole reproductible pour rendre les souris allergiques à l’arachide et déclencher une réaction allergique. o Déterminer les doses, la fréquence et les conditions qui provoquent une réaction allergique fiable et spécifique. 2.Tester des composés à visée thérapeutique o Évaluer l’efficacité de candidats médicaments pour réduire ou prévenir la réaction allergique. 3. Etudier les mécanismes biologiques impliqués o Analyser les voies de signalisation et les réponses immunitaires activées dans ce modèle.
Bénéfices attendus
L’allergie à l’arachide est l’une des allergies alimentaires les plus graves. Elle peut durer toute la vie et provoquer des réactions très violentes, comme le choc anaphylactique, qui peut être mortel. Aujourd’hui, il n’existe aucun traitement pour guérir cette allergie : la seule solution est d’éviter complètement l’arachide et de savoir réagir en cas d’urgence. Ce projet vise plusieurs objectifs importants : • Mieux comprendre comment et pourquoi le corps devient allergique à l’arachide, en étudiant les mécanismes du système immunitaire impliqués dans ces réactions. • Créer un modèle animal fiable pour pouvoir tester de nouveaux médicaments, des méthodes pour rendre les patients moins sensibles à l’arachide, ou de nouvelles formes d’immunothérapie. • Identifier des marqueurs biologiques capables de prédire la gravité de l’allergie ou la manière dont un patient répondra à un futur traitement. Ces avancées permettront d’améliorer la prise en charge des personnes allergiques, de réduire le nombre d’hospitalisations dues aux réactions graves, et de favoriser le développement de traitements plus ciblés et mieux tolérés à l’avenir.
Procédures
L’administration de traitement par injections répétées pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. La contention de l'animal ainsi que la piqure de l'aiguille pour l'injection des traitements et le prélèvement submandibullaire (5x maximum, et 1x/semaine) peuvent induire une douleur légère, de courte durée (quelques secondes) et un stress. L'administration intragastrique peut entraîner chez les animaux des lésions au niveau de l’œsophage et du foie, ainsi qu’un stress important lié à la manipulation répétée. Les souris en expérimentation sont observées tous les jours pour identifier d’éventuels effets indésirables et d’éventuels signes de souffrance.
Impact sur les animaux
Ce modèle induit des douleurs inflammatoires à l'animal liées au développement de la pathologie par exemple diarrhée, douleurs abdominales comme chez l’homme. La douleur pourra générer une hypothermie et/ou une perte de poids. L’administration de traitement par injections répétées pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. L'administration intragastrique peut entraîner chez les animaux des lésions au niveau de l’œsophage et du foie, ainsi qu’un stress important lié à la manipulation répétée. La contention de l'animal ainsi que la piqure de l'aiguille pour l'injection des traitements et le prélèvement submandibullaire peuvent induire une douleur légère, de courte durée (quelques secondes) et un stress. Les souris en expérimentation sont observées tous les jours pour identifier d’éventuels effets indésirables et d’éventuels signes de souffrance. Nous proposons donc une procédure de suivi utilisant une grille de score. Les souris génétiquement modifiées utilisées dans ce projet pourront présenter un phénotype dommageable du fait de leur sensibilité plus élevée aux infections, car elles présentent une absence de défenses immunitaires efficaces. Si elles sont contaminées par des bactéries et/ou virus, cela entrainerait leur décès. Si nous sommes amenés à en utiliser, elles seront donc hébergées en portoir ventilé où il y a une très haute protection contre ces agents pathogènes empêchant ainsi l’expression de ce phénotype. Ce statut est également garanti durant les différentes manipulations pendant lesquelles des procédures strictes sont respectées (désinfection du matériel, entretien des locaux, ordre de passage des souris s'il y a lieu).
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort afin d'effectuer des prélèvements qui permettront d’analyser différents paramètres immunologiques et histologiques nécessaires à la validation du modèle et l’analyse de l’effet des différentes molécules et thérapies testées.
Remplacement
La mise en place d’un modèle murin d’allergie alimentaire à l’arachide implique nécessairement l’utilisation d’un organisme entier. En effet, les mécanismes allergiques requièrent une complexité physiologique et immunologique qui ne peut être reproduite in vitro à ce jour. Néanmoins, une stratégie active de remplacement partiel a été intégrée dans la conception du projet : • Avant de démarrer les phases in vivo, une caractérisation biochimique poussée des extraits /ou beurre d’arachide est effectuée in vitro, afin de valider les lots expérimentaux et limiter les tests sur animaux. • Des cultures cellulaires primaires ou lignées humaines sont utilisées pour tester in vitro la réactivité aux extraits. Ces approches permettent d’optimiser la qualité des extraits et de prédire leur capacité à induire une réponse immunitaire. Cependant, le déclenchement et l’étude fine de la réaction allergique, de l’inflammation intestinale in situ et des paramètres cliniques systémiques nécessitent une approche in vivo. Aucun substitut ne permet actuellement d’évaluer de manière fiable les conséquences physiopathologiques complètes d’une exposition répétée à un allergène alimentaire chez l’humain.
Réduction
Une attention particulière est portée à la réduction du nombre d’animaux utilisés tout au long du projet. Cette réduction repose sur une planification expérimentale rigoureuse, sur l’analyse statistique en amont, et sur l’exploitation optimale des données récoltées. Plusieurs mesures concrètes de réduction sont mises en œuvre : 1. Tests pilotes préalables : Un petit nombre d’animaux (n < 10) sera utilisé dans une phase préliminaire pour identifier les doses optimales d’allergène, les modalités de sensibilisation et les fenêtres de provocation les plus pertinentes. Cela évitera les essais multiples à grande échelle. 2. Calcul de puissance statistique : Les effectifs animaux par groupe sont justifiés par une analyse de puissance (power analysis) permettant d’atteindre une significativité statistique avec un minimum d’animaux (généralement 6 à 10 par groupe selon les variables mesurées). 3. Utilisation de groupes partagés : Certains groupes témoins (souris naïves ou sensibilisées mais non provoquées) peuvent être communs à plusieurs sous-expériences si les conditions restent identiques. Cela limite le nombre total de groupes expérimentaux.
Raffinement
Le projet intègre de nombreuses mesures de raffinement visant à minimiser la douleur, le stress, et les souffrances potentielles des animaux, tout en améliorant la qualité des données scientifiques obtenues. Les mesures principales ci-dessous listées seront mises en œuvre : Sélection des méthodes les moins invasives possibles : o La voie intragastrique est privilégiée à la voie intrapéritonéale lorsque possible. o L’utilisation d’aiguilles fines, la réduction du nombre d’injections, et le recours à des formulations douces sont privilégiés. Nous n'envisageons pas de faire un apprentissage d'administration du beurre d'arachide de manière volontaire sans passer par l'administration intragastrique car cela demande une étape d'entrainement importante avant de pourvoir réaliser ce geste et de garantir la quantité prise par administration.
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est l’espèce la plus pertinente pour ce projet en raison de sa réponse immunitaire bien caractérisée et de sa forte sensibilité aux allergènes alimentaires. Les souris de différentes lignées classiques sont particulièrement adaptées pour modéliser la sensibilisation à l’arachide et les réactions allergiques. La souris permet une reproductibilité expérimentale élevée, un suivi longitudinal individuel, et offre un accès à de nombreux outils immunologiques et génétiques (anticorps, lignées transgéniques). Les animaux sont utilisés au stade adulte, de 7 à 16 semaines à l'arrivée afin de disposer d’organes avec un processus de développement terminé et dont le système immunitaire est mature (développement thymique achevé).
Détermination de la dose maximale sans effet toxique sur la souris de traitements antitumoraux innovants
- Recherche appliquée
- Cancers
Objectifs
Le but de ce projet est de tester la toxicité de nouveaux traitements contre le cancer sur l’organisme des souris. En effet, dans le cadre du développement de médicaments, il est essentiel d’identifier les doses de traitement tolérées par l’organisme et de mettre en évidence les effets secondaires potentiels. Ces analyses peuvent être effectuées sur des animaux sains, c’est-à-dire qui n’a pas développé de cancer, ou bien sur des animaux qui ont développé un cancer pour mettre en relation les effets du traitement et avec ceux du cancer. Pour les animaux ayant développé un cancer, nous utiliserons des modèles de tumeurs humaines implantés chez la souris. Ces modèles, appelés xénogreffes dérivées de patients (PDX), permettent de reproduire au mieux les caractéristiques des tumeurs humaines, comme leur morphologie, leurs mutations et leur comportement biologique. Grâce à cela, ils offrent un moyen fiable d’évaluer l’action de nouveaux médicaments avant qu’ils ne soient testés chez l’Homme. Notre collection de modèles PDX couvre la majorité des cancers solides (par exemple : sein, poumon, côlon, foie, rein, peau, pancréas, ovaire, vessie, cerveau ou prostate) et reflète la diversité des patients. Chaque modèle est soigneusement étudié afin de mieux comprendre ses particularités et de relier ces informations à la réponse observée aux différents traitements anticancéreux. Les 20 études prévues dans ce projet sont réalisées à un stade précoce du développement des médicaments, elles permettent d’obtenir des résultats francs sur la toxicité des nouveaux traitements. Elles consistent à tester une gamme de différentes doses d’un ou plusieurs traitements sur un nombre strictement nécessaire d’animaux, afin de mettre en évidence les effets secondaires associés à chaque dose, et d’identifier une dose maximale tolérée par l’organisme. Une fois la dose maximale déterminée, l’efficacité des traitements à cette dose sera étudiée sur de plus grands effectifs pour obtenir des données robustes sur l’effet antitumoral.
Bénéfices attendus
Chaque année, dans le monde, près de 20 millions de personnes sont diagnostiquées atteintes d’un cancer (tous types confondus) dont plus de 400 000 en France, et on recense plus de 10 millions de décès (1/6) dont plus de 150 000 en France. Le nombre de personnes atteintes d’un cancer est en constante évolution, mais les progrès en terme de développement de traitements depuis 25 ans ont permis d’observer une diminution de la mortalité. La recherche de nouvelles solutions thérapeutiques est essentielle pour espérer diminuer le taux de mortalité dû au cancer, ainsi que limiter les effets indésirables pour les cancers avec des taux de guérison les plus élevés. En effet, les traitements sont souvent nocifs pour l’organisme, par exemple le cisplatine est un traitement utilisé dans plusieurs types de cancers et qui provoque des effets toxiques sur les reins, la moëlle osseuse ou encore l’audition avec de nombreux enfants atteints de cancers devenant malentendants. Dans ce contexte, ce projet a pour objectif de déterminer la dose maximale de médicament tolérée, sans effet toxique, pour chaque médicament antitumoral en développement. Les tests sont réalisés sur des animaux n’ayant pas développé de tumeur pour observer de façon directe les effets toxiques, ou sur des animaux avec une tumeur en développement pour y associer les effets de la tumeur (elle peut modifier l’action des traitements). Les traitements les plus prometteurs, pour lesquels les effets indésirables et toxiques seront absents ou moindres à une certaine dose, seront sélectionnés afin de tester l’effet antitumoral de cette dose. A terme, ces travaux devraient permettre de proposer de nouvelles alternatives thérapeutiques aux patients pour lesquels les traitements actuels provoquent de nombreux effets secondaires. Ils participeront également à améliorer l’efficacité des traitements actuels ou identifier de nouveaux médicaments pour les patients pour lesquels les traitements sont inefficaces ou inexistants.
Procédures
Greffe (le cas échéant): implantation d’un fragment tumoral sous la peau. Le temps de chirurgie n’excèdera pas 10 minutes. Identification : des puces électroniques sont implantées en sous cutané ou un marquage aux oreilles est réalisé. Surveillance des animaux : observation quotidienne du comportement par déplacement et/ou ouverture des cages d’hébergement. Administration de médicament : préhension des animaux à une fréquence dépendant du schéma de traitement jusqu’à 4 administrations par jour. La durée de préhension n’excèdera pas 1 minute.
Impact sur les animaux
Stress dû à l’administration de molécules: nuisance transitoire (plusieurs minutes) de classe légère, jusqu’à 4 administrations par jour selon le schéma de traitement ; Douleurs post-opératoires: nuisance transitoire (plusieurs heures) de classe modérée ; Risque d’infection: nuisance transitoire (plusieurs jours) de classe modérée ; Perte de poids (cachexie, anorexie ou perte d’appétit): nuisance transitoire (plusieurs jours) de classe modérée ; Diarrhées: nuisance transitoire (plusieurs jours) de classe modérée.
Devenir
Les animaux porteurs de tumeur et non porteurs de tumeurs seront tous euthanasiés pour réaliser les analyses associées (biologiques) et compte tenu des nuisances occasionnées.
Remplacement
Le développement de nouveaux traitements permettant de lutter contre le cancer nécessite la réalisation de tests précliniques afin de valider leur absence de toxicité sur l’organisme et leur efficacité sur la croissance tumorale, avant une application chez l’Homme. Il existe des méthodes alternatives et préalables à la réalisation de tests sur les animaux (prédictions informatiques, in vitro …), permettant de tester rapidement un grand nombre de molécules, et de sélectionner celles qui semblent les plus efficaces. Cependant, ces méthodes réalisées en dehors du cadre d’un organisme vivant n’offrent pas la possibilité de lier les effets indésirables des traitements avec la complexité de l’organisme, par exemple elles ne prennent pas en compte l’effet de la circulation sanguine ou le rôle du foie dans la transformation et la distribution des médicaments. Cela limite la possibilité de prévoir comment un traitement agira réellement dans le corps d’un patient. C’est pourquoi, une fois les tests préliminaires terminés, et les molécules les plus prometteuses identifiées, il est nécessaire de poursuivre leur évaluation chez l’animal. Ces études sont réalisées sur un nombre strictement minimal pour obtenir des résultats francs sur la toxicité des molécules testées.
Réduction
Ce projet utilise le nombre d’animaux strictement nécessaire pour obtenir des résultats francs lors des étapes précoces d’évaluation des traitements. Les traitements évalués ont été sélectionnés au préalable par des études in vitro et/ou in vivo pour leur potentiel thérapeutique. Les expériences sont réalisées sur des groupes de souris de taille minimale pour observer l’effet toxique des médicaments testés en tenant compte des variations environnementales et des effets indésirables pouvant survenir indépendamment des traitements, avant de valider l’efficacité tumorale de ces médicaments et avant des essais cliniques chez l’Homme.
Raffinement
Pour prévenir l’hypothermie durant l’acte chirurgical (le cas échéant), les animaux seront placés sur un tapis chauffant. Pour la prévention de la douleur et la souffrance lors de l’acte chirurgical et lors de prélèvements invasifs (le cas échéant), les animaux recevront une anesthésie générale. Les produits d’anesthésie générale proposés sont suffisants pour obtenir un effet anti-douleur en plus de l’effet anesthésique profond pour le temps et le type d’intervention réalisée. Pour les soins, si une lésion ou une sécheresse sont observées au niveau de la sphère oculaire, une solution nettoyante et/ou protectrice sera appliquée. Si une lésion cutanée est observée, une solution antiseptique sera appliquée. En cas d’infection, des analyses bactériologiques et/ou virologiques pourront être effectuées pour instaurer une thérapie adéquate et l’animal pourra être isolé pour lui permettre de se rétablir sans la présence de ses congénères. Dans ce cas, divers matériaux ajoutés pour atténuer l’effet d’isolement et permettre la création d’un cocon. Après l’administration de molécules, l’animal sera observé pour détecter tout comportement inattendu. Aussi, un point de compression sera réalisé au site d’administration si nécessaire. Si ces points de raffinement ne sont pas suffisants, les mesures associées aux points limites de ce projet seront appliquées.
Choix des espèces
Nous utilisons des souches murines immunodéficientes qui sont classiquement utilisées pour des greffes de tumeurs humaines et dans le cadre d'évaluations pharmacologiques. Ces souris présentant un système immunitaire résiduel qui se développe avec l'âge et qui peut réduire le taux de prise de greffe, nous utiliserons des animaux âgés de 5 à 13 semaines en fin de période d'acclimatation, pour augmenter nos chances de succès. Afin d'homogénéiser les conditions entre les différentes études, nous utiliserons également des souches murines immunodéficientes pour les études sur souris non porteuses de tumeur, âgées de maximum 13 semaines en fin de période d'acclimatation.
Développement d’un traitement innovant des douleurs chroniques liées aux cancers
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
Les cancers qui touchent 18 millions de personnes par an dans le monde conduisent chez plus de 50% des patients à des douleurs chroniques. Les douleurs chroniques liées aux cancers sont de type neuropathique et/ou inflammatoire et sont soit induites par la tumeur et les métastases soit provoquées par les traitements du cancer. La prise en charge de ces douleurs est difficile car elles sont persistantes et rebelles aux traitements usuels. Les médecins sont donc démunis devant les patients en souffrance, d’où la nécessité de trouver de nouvelles cibles et stratégies thérapeutiques. Le projet consiste à tester l’efficacité d’une molécule médicament que nous venons de développer pour traiter différents types de douleurs liées aux cancer. Notre molécule médicament a déjà démontré son efficacité pour le traitement des douleurs chroniques dans une étude in vitro et in vivo préalable. Aujourd’hui notre objectif est de tester in vivo son efficacité pour soulager les douleurs chroniques liées aux cancers et de déterminer la dose et la fréquence optimales du traitement. Des injections de la molécule médicament seront effectuées sur 2 types de modèle de douleurs liées aux cancers : les douleurs cancéreuses liées à une tumeur et les douleurs consécutives à une chimiothérapie.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont de démontrer l’efficacité de notre molécule thérapeutique pour soulager les douleurs liées aux cancers et nous espèrons ainsi pouvoir proposer une nouvelle piste thérapeutique pour les patients atteints de cancer qui souffent de douleurs chroniques conséquentes à cette maladie. Les résultats précliniques de ce projet pourront soutenir la mise en place d’un essai clinique avec cette molécule.
Procédures
Il est prévu d’utiliser 720 rats pour ce projet. Les animaux seront soumis à deux types d’intervention : des injections de cellules cancéreuses et des chimiothérapies. Notre molécule thérapeutique, dont nous souhaitons évaluer l’efficacité pour soulager les douleurs chroniques liées aux cancers, sera injectée une fois par semaine soit en sous-cutané soit en intraveineux soit en intrathécal durant 6 à 8 semaines. Chaque type d'injection dure entre 2 à 3 min par animal. Les animaux seront anesthésiés pendant les injections. Une surveillance post-injection sera assurée par l’expérimentateur et les zootechniciens. Les animaux seront ensuite observés quotidiennement au cours de l'expérimentation et nous utiliserons une grille de score d'évaluation de la douleur et/ou souffrance pour évaluer l'état général et la douleur des animaux. Différents paramètres sont observés tels que l'apparence, l'alimentation, le comportement naturel et la respiration. Les animaux seront pesés et leur hypersensibilté sera évaluée quotidiennement à l'aide de tests de référence, la duré de ces gestes techniques est de maximum 4 min par animal. La sensibilité thermique aux températures sera quant à elle évaluée trois fois au cours de l’expérience, en début, après induction de la douleur et en fin de l’étude. Cette dernière évaluation dure 3 minutes par animal. Les jours où la sensibilté thermique est évaluée, les tests d'hypersensibilité ne sont pas réalisés.
Impact sur les animaux
Ce projet porte sur la douleur est nécessite l’utilisation de procédures sévères pour induire des douleurs neuropathiques et/ou inflammatoires. Il est donc attendu que les animaux présentent des symptômes de sensibilité douloureuse. L’objectif du projet étant l’évaluation du soulagement de ces symptômes douloureux par notre molécule médicament, l'utilisation de médicaments anti-douleur suite à l'établissement du modèle de douleur est proscrite. Une surveillance post-injection sera assurée par l’expérimentateur et les zootechniciens. En effet, une tuméfaction au point d’injection des cellules cancéreuses pourrait apparaitre.
Devenir
A l’issue de chaque procédure, les animaux sont euthanasiés et les organes seront prélevés pour analyses.
Remplacement
- Remplacer : la douleur est une réponse de l’organisme entier face à une agression. Ce phénomène ne peut donc être étudié autrement qu’en utilisant l’organisme entier lui-même. Il n’est actuellement pas possible de remplacer le modèle animal pour ce type d'analyse. Néanmoins, il est possible d’étudier in vitro certains mécanismes utilisés par la réponse douloureuse et c’est ainsi que nous avons pu identifier le gène cible du traitement. Nous développons un modèle in vitro de cellules souches humaines différenciées en neurones sensoriels pour mieux comprendre le fonctionnement de notre gène cible dans les neurones de la douleur. Cependant, pour étudier le rôle de cette molécule dans la réponse douloureuse globale, le recours à l’animal est obligatoire.
Réduction
- Réduire : le nombre de rats utilisé sera réduit au minimum afin de limiter l’utilisation d’animaux vivants mais de manière à avoir des effectifs compatibles avec les tests statistiques utilisés. Le nombre d’animaux par lot est basé sur la littérature où un effet statistiquement significatif est mis en évidence à partir d’un seuil de 6 mâles et 6 femelles par lot. L’étude nécessitant de nombreuses cohortes associé au fait que notre étude précédente avec cette molécule médicament donnait des résultats très homogènes dans un même lot, nous avons choisi de constituer des lots de 6 animaux par sexe pour réduire au maximum le nombre d’animaux et respecter la règle des 3R.
Raffinement
- Raffiner : pour limiter l’angoisse due aux tests pratiqués, une acclimatation est réalisée durant laquelle les animaux à leur arrivée sont laissés 5 jours dans les cages pour qu’ils s’habituent aux locaux de notre animalerie. Durant une semaine, les animaux sont ensuite manipulés et présentés aux différents appareils de tests comportementaux qui seront utilisés dans l’étude, mais aucun test n’est pratiqué, afin que les animaux s’habituent à l'expérimentateur ainsi qu’aux différents équipements de test. Cette étape d'habituation permet aux animaux de s’habituer à l’environnement, à l'expérimentateur et de limiter le stress lié à la procédure. Les cages auront un enrichissement du milieu. Ce milieu est constitué d’un tunnel cylindrique pour procurer un sentiment de sécurité à l’animal, du papier cartonné pour stimuler les instincts naturels de nidification et de jeu et des copeaux de pin pour réchauffer les rats en cas d’hypothermie. Les points limites sont répertoriés dans une grille de score d’évaluation avec une notation de 0 à 2 pour chaque point limite. Un suivi journalier des animaux sera effectué. En cas de score égal ou supérieur à 4, une observation attentive de l’animal sera effectuée et des soins appliqués lorsque cela est possible. Un animal avec un scoring entre 4 et 6 est observé de manière attentive c’est à dire 4 fois par jour par l’expérimentateur et l’équipe de zootechnie jusqu’à 3 jours. Si aucune amélioration n’est observée les animaux sont sortis du projet et euthanasiés par asphyxie au CO2. Les animaux avec un score inférieur à 4 sont observés 1 fois par jour, tous les jours. Et les animaux avec un scoring supérieur à 6 sont sortis du projet et euthanasiés par asphyxie au CO2.
Choix des espèces
Pour l'étude pharmacologique, la formulation chimique de notre molécule médicament est spécifique du génome du rat et de l’homme et nécessite des tests comportementaux chez le rat plutôt que chez la souris pour l'obtention de résultats transposables à l'homme. Ce projet nécessite d’utiliser des animaux au stade adulte qui correspond au stade d’expression optimale de notre cible thérapeutique. Tous les animaux arriveront au sein de l’animalerie au stade post-natal de 5 semaines. Ce stade a été déterminé par nos expériences antérieures. En effet, en arrivant à 5 semaines au laboratoire et après la période d’acclimatation et d’habituation, les animaux sont alors à un stade adulte de 6,5/7 semaines adéquat pour la réalisation des différentes procédures.
Évaluation de l’efficacité d’une méthode innovante de délivrance intramusculaire d’outils d’édition génique dans un modèle de dystrophie musculaire de Duchenne.
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Objectifs
Les dystrophies musculaires constituent un groupe de maladies génétiques rares et graves pouvant affecter différents tissus, principalement le muscle squelettique. L’une des formes les plus sévères, la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), est causée par des anomalies du gène codant la dystrophine, une protéine essentielle au bon fonctionnement des fibres musculaires. En l’absence de cette protéine, les muscles s’affaiblissent progressivement, entraînant d’abord une perte de la capacité à marcher, puis des complications respiratoires et cardiaques. À ce jour, aucun traitement curatif n’est disponible, bien que plusieurs pistes thérapeutiques soient activement explorées. Certaines approches visent la réparation ciblée des mutations génétiques, afin de corriger le gène défectueux. Dans ce contexte, le système CRISPR-Cas9, souvent appelé « ciseaux moléculaires », offre une capacité puissante pour modifier l’ADN de manière précise, en supprimant ou insérant des fragments de séquence afin de corriger les mutations responsables. L’une des principales difficultés demeure la délivrance efficace et sûre de cet outil dans les cellules musculaires. Ce projet propose d’évaluer une méthode innovante d’administration du CRISPR-Cas9, reposant sur l’introduction directe et transitoire de la protéine Cas9 – ainsi que d’autres composants d’édition génétique – dans les cellules musculaires, de façon non toxique et sécurisée. L’objectif est de tester l’efficacité de cette approche chez un modèle animal présentant des symptômes et caractéristiques similaires à ceux des patients, afin de déterminer si cette méthode permet de restaurer la production de dystrophine à différents stades de la maladie. Le protocole inclura également l’évaluation de l’impact des administrations successives (deux injections) en comparaison avec une administration unique. Bien que ce type de thérapie ne constitue pas une guérison définitive, il peut être envisagé comme une option complémentaire aux traitements existants. L’objectif à long terme est de développer cette approche comme une thérapie permettant, par exemple, de renforcer la force des bras pour manipuler les fauteuils roulants, ou celle des doigts pour saisir des objets et utiliser les commandes des fauteuils, améliorant ainsi l’autonomie quotidienne et la qualité de vie des patients.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à valider l’efficacité et la sécurité d’une méthode innovante d’administration des outils d’édition génique directement dans les cellules musculaires, dans un modèle de dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). L’objectif principal est de démontrer que cette approche, appliquée à des muscles spécifiques, permet de restaurer la production de dystrophine et d’induire une amélioration de la force musculaire, contribuant ainsi à renforcer la fonction motrice. Un avantage majeur de cette méthode, selon les données préliminaires, est qu’elle n’active pas le système immunitaire, ce qui permet des administrations répétées pour renforcer l’effet thérapeutique sur un même muscle ou pour traiter différents muscles. De plus, la stratégie sera testée à différents stades de la maladie (précoce et avancé), afin d’évaluer son efficacité tout au long de l’évolution de la dystrophie. Cela ouvre la possibilité d’une application chez des patients d’âges variés, y compris ceux présentant une forme avancée de la maladie. En ciblant des muscles spécifiques plutôt qu’en diffusant le traitement de manière systémique, cette approche se positionne comme un traitement complémentaire, visant à améliorer l’autonomie et la qualité de vie des patients. À long terme, si les résultats précliniques se confirment, cette stratégie pourrait ouvrir la voie à des essais cliniques chez l’humain, avec l’objectif d’aider les patients à renforcer la force des bras pour manipuler les fauteuils roulants, ou celle des doigts pour saisir des objets et utiliser les commandes, facilitant ainsi les activités quotidiennes et l’indépendance. Ainsi, ce projet pourrait poser les bases d’une thérapie innovante et sûre, capable d’améliorer durablement la qualité de vie des patients et de leurs familles.
Procédures
Dans ce projet, le traitement sera administré par injection dans un muscle de chacune des pattes arrière, soit deux injections par animal, ou quatre dans le cas de doses répétées. Toutes les injections seront réalisées sur des animaux préalablement traités avec un médicament contre la douleur. Ce traitement pourra être répété toutes les 12 heures pendant deux à trois jours, uniquement si des signes de douleur sont observés. À la fin de la procédure, un prélèvement sanguin sera effectué sur des animaux complètement endormis (anesthésiés au moyen d’une injection). Ce prélèvement sera réalisé une seule fois pour chaque animal. Chaque injection sera effectuée en moins d’une minute, et le prélèvement sanguin en moins de trois minutes. Au total : - 36 animaux, chacun recevant 2 à 7 injections d’un médicament contre la douleur et 2 injections du traitement, une dans chaque patte. - 16 animaux, avec 3 à 13 injections d’un médicament contre la douleur et 4 injections avec le traitement, deux dans chaque patte.
Impact sur les animaux
Des études antérieures utilisant cette méthode ont montré l’absence d’effets toxiques ou secondaires liés à l’administration du traitement. Par conséquent, aucun effet indésirable significatif n’est attendu chez les animaux dans le cadre de ce projet. L’administration dans le muscle peut toutefois provoquer une légère gêne ou douleur, en particulier chez des animaux présentant déjà des lésions musculaires. Deux types des interventions seront réalisées : 1. L’administration d’un médicament anti-douleur, qui ne devrait pas entraîner de gêne notable. 2. L’administration du traitement dans un muscle de chaque patte arrière. Ces interventions peuvent provoquer une douleur locale transitoire. Ils seront effectués chez des animaux âgés de 4, 12 et 16 semaines, à un stade où les muscles sont peu (4 semaines) ou modérément (12 et 16 semaines) affectés, avec un impact très limité ou plus marqué respectivement, selon l’âge. Les animaux seront suivis jusqu’à un âge compris entre 3 et 6 mois, avant l’apparition des symptômes les plus graves de la maladie (vers 9 mois), afin de limiter autant que possible leur souffrance liée à l’évolution naturelle de la pathologie.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure afin de prélever les échantillons nécessaires aux analyses génétiques, histologiques et moléculaires.
Remplacement
La dystrophie musculaire de Duchenne touche plusieurs organes interconnectés (muscle, cœur, cerveau, tube digestif), mais le muscle squelettique est l’un des plus affectés. La méthode thérapeutique proposée est une approche innovante d’administration des outils d’édition génique dans les cellules musculaires, permettant de corriger de manière précise le gène défectueux responsable de cette maladie. Aucun produit n'est testé chez nos animaux sans qu’un mécanisme et un effet biologique robustes aient été préalablement établis. Avant les essais précliniques sur les animaux issus de nos lignées modèles, l’efficacité et la sécurité de cette thérapie ont été testées sur des cultures de cellules musculaires (in vitro), avec des résultats très encourageants : la méthode montre une forte efficacité pour modifier le gène défectueux, sans altérer la santé ni le fonctionnement normal des cellules. De plus, afin d’évaluer l’efficacité et la toxicité dans un organisme entier, cette stratégie a été testée in vivo sur un modèle animal de plus petite taille, confirmant que la méthode permet d’introduire efficacement les outils de réparation dans les fibres musculaires, sans toxicité, sans effets secondaires visibles et sans déclencher de réponse immunitaire chez les animaux traités. Le présent projet cherche à valider cette stratégie (en termes d’efficacité et d’innocuité) chez un organisme mammifère sévèrement atteint par la maladie, plus proche de la réalité humaine, et présentant des signes cliniques similaires à ceux observés chez les patients (perte musculaire, faiblesse et évolution progressive de la maladie), y compris dans la complexité de la réponse de l’organisme à l’administration du traitement.
Réduction
Lors des essais précliniques, le traitement de moins de 10 individus permet généralement d’obtenir des données suffisantes pour confirmer ou infirmer un effet majeur d’un candidat médicament sur l’évolution de la maladie. Des analyses statistiques ont été réalisées, permettant de réduire le nombre moyen d’animaux nécessaires pour répondre aux questions biologiques posées lors des expérimentations. Pour les objectifs de ce projet, nous avons mis en place des procédures pilotes et en cascade, permettant de n’utiliser que le nombre d’animaux strictement nécessaire selon la progression du projet. Le nombre d’animaux témoins pour les procédures pilotes a été réduit au minimum, tout en permettant que leurs données soient analysées et intégrées dans notre banque d’échantillons.
Raffinement
Les animaux sont habitués dès leur plus jeune âge à des manipulations douces et régulières. Ils sont hébergés par groupes de deux ou plus, dans un environnement enrichi afin de prévenir l’ennui et le stress. Pour anticiper tout signe de douleur, des critères de suivi du bien-être ont été établis et sont évalués quotidiennement, y compris les week-ends et jours fériés. Ces critères portent sur l’aspect général des animaux (pelage, yeux), leur comportement (mobilité) et leur état général (masse corporelle). En cas de signes de douleur, des mesures sont mises en place : surveillance renforcée biquotidienne et administration de médicaments visant à atténuer ou supprimer la douleur. Dans le but de prévenir toute souffrance animale, des points limites ont été établis et feront l’objet d’un suivi rigoureux, avec application immédiate de procédures préétablies. Par ailleurs, pour réduire au maximum le stress lié aux manipulations ou aux tests, les animaux sont préhabitués et familiarisés avec l’expérimentateur 2 à 3 jours avant le début des procédures, afin d’éviter toute réaction de peur ou de stress lors des manipulations scientifiques.
Choix des espèces
Le rat est un mammifère appartenant à la même classe que l’être humain. Cette proximité évolutive en fait un modèle particulièrement apprécié pour la recherche biomédicale. Il partage de nombreux aspects anatomiques et physiologiques avec l’homme, notamment la constitution et le fonctionnement des organes ainsi que les processus métaboliques. Grâce aux outils génétiques récents, le rat est devenu un modèle de choix pour l’étude des troubles musculaires. Les modèles de rat reproduisent de manière très fidèle ce type de maladies humaines, tout en conservant les avantages des rongeurs : courte durée de gestation, taille raisonnable et longévité compatible avec l’évaluation à long terme des médicaments sur des individus âgés. Le rat constitue ainsi un excellent complément aux autres modèles animaux, permettant de mieux comprendre la physiopathologie et d’évaluer l’efficacité et la sécurité de nouvelles thérapies. Les animaux seront âgés de 1 et 3 mois au moment de la procédure, correspondant aux stades précoce et avancé de la maladie. Ces stades permettent d’explorer les muscles et d’évaluer l’effet de la thérapie à la fois fonctionnellement et morphologiquement, en tenant compte des différents degrés de progression pathologique.
Évaluation par Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) de l’innocuité et de l’efficacité de molécules innovantes pour le traitement des AVC chez la souris et le rat.
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Rats : 5000
Objectifs
Les accidents vasculaires cérébraux (AVC), qu'ils soient hémorragiques ou ischémiques, constituent des pathologies neurologiques majeures, causées respectivement par la rupture ou l'occlusion d'un vaisseau cérébral. À ce jour, il n'existe aucune stratégie pharmacologique efficace pour atténuer les conséquences d'un AVC hémorragique, et les traitements de l'AVC ischémique sont limités par des effets secondaires et une efficacité variable. Notre laboratoire a développé et validé plusieurs modèles murins (souris et rats) qui reproduisent fidèlement les différentes formes d'AVC. Ces différents modèles sont essentiels pour refléter la diversité étiologique et épidémiologique observée chez l'Homme, permettant ainsi d'évaluer l’innocuité et l'efficacité de nouvelles stratégies thérapeutiques proposées par les industriels. Chaque modèle d’AVC a fait l’objet d'une DAP spécifique, regroupant des projets de recherche distincts avec des paramètres d'évaluation communs. Toutes les procédures expérimentales décrites dans ces DAP sont réalisées au sein de l’établissement principal, à l'exception de l'imagerie par résonance magnétique (IRM) faisant l’objet de la présente DAP. L'IRM, réalisé dans un laboratoire partenaire, est un outil central dans toutes nos études et pour l’intégralité de nos modèles d’AVC. Elle permet de mesurer la taille et la localisation des volumes lésionnels et hémorragiques, d'évaluer l'intégrité de la barrière hématoencéphalique, le niveau d’inflammation parenchymateux ainsi que la diffusion sanguine et tissulaire dans des zones cérébrales précises. Ces informations sont essentielles pour comprendre les mécanismes de réponse aux traitements et leur efficacité. Cette DAP concerne l'ensemble des animaux des DAP précédemment déposées et acceptées, décrivant l’utilisation de l’IRM.
Bénéfices attendus
Actuellement, la prise en charge des patients en phase aigüe de l'AVC ischémique repose sur l'administration de l'activateur tissulaire du plasminogène (tPA), capable de dissoudre les thrombi, associée ou non à une thrombectomie chirurgicale. Cependant, en raison des effets secondaires du tPA et de la complexité de la procédure de thrombectomie, seule une minorité de patients (
Procédures
Les nuisances ou effets indésirables attendus pour les animaux se limitent principalement à l’anesthésie générale nécessaire pour les examens d'IRM. Cette procédure, bien que potentiellement répétée dans le temps, reste relativement courte : entre 10 et 45 minutes environ. La randomisation et l’équilibrage des groupes expérimentaux permettra de réduire la fréquence d’examen et donc la durée de l'anesthésie pour chaque animal. En dehors de cet aspect, l'IRM offre un avantage majeur : c'est une méthode non invasive, qui permet de déterminer l'efficacité des traitements sur de nombreux paramètres sans intervention chirurgicale ou prélèvement. Ainsi, les contraintes pour les animaux restent limitées, garantissant une approche respectueuse du bien-être animal. Les acquisitions IRM, programmées aux moments clefs de chaque projet (J0, J1, J2, J5 et J14), se dérouleront sous anesthésie générale. Après une, l’animal sera installé sur le berceau de l’IRM, où l’anesthésie sera maintenue. Pour éviter la sécheresse ophtalmique, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux de l'animal. Durant l’examen, une surveillance continue sera assurée grâce à un module de contrôle respiratoire, et le berceau sera chauffé pour maintenir le confort thermique. L’administration d’un agent de contraste intraveineux sera nécessaire pour certaines séquences spécifiques, impliquant la mise en place d’un cathéter dans une veine de la queue de l’animal sous anesthésie générale. Cette procédure chirurgicale est légère.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus pour les animaux se limitent principalement à l’anesthésie générale nécessaire pour les examens d'IRM. Cette procédure, bien que potentiellement répétée dans le temps , reste relativement courte : entre 10 et 45 minutes environ. La randomisation et l’équilibrage des groupes expérimentaux permettra de réduire la fréquence d’examen et donc la durée de l'anesthésie pour chaque animal. Il convient de noter qu’au cours du transport des animaux entre nos locaux et l’appareil d’IRM situé à Cyceron, le trajet inclut un passage extérieur d’une dizaine de mètres. Pour minimiser le stress, nous utilisons un chariot de transport adapté, totalement fermé, maintenant les animaux dans l’obscurité complète. En dehors de cet aspect, l'IRM offre un avantage majeur : c'est une méthode non invasive, qui permet de déterminer l'efficacité des traitements sur de nombreux paramètres sans induire de douleur à l’animal. Ainsi, les contraintes pour les animaux restent limitées, garantissant une approche respectueuse du bien-être animal.
Devenir
A la fin du projet, tous les animaux seront donc mis à mort selon la DAP correspondante permettant le prélèvement du cerveau post fixation pour analyse.
Remplacement
Ces projets représentent des étapes cruciales des tests d'innocuité et d'efficacité de nouvelles thérapies in vivo, faisant suite aux nombreuses expérimentations et validations menées in vitro par nos partenaires industriels financeurs. À ce jour, aucune méthode alternative ne permet d'atteindre le niveau d'information fourni par l'expérimentation animale. Les connaissances actuelles, issues de la littérature et de l'expérience de notre laboratoire, positionnent la souris et le rat comme modèles de choix pour nos projets. Les rongeurs sont en effet parmi les espèces les plus étudiées dans le domaine de l'AVC, permettant ainsi une analyse comparative et critique fiable des résultats. L’utilisation de l’IRM constitue en lui-même une réduction et raffinement dans la mesure où il permet d’avoir un diagnostic de façon non invasive, répété longitudinalement sur le même animal. Obtenir les mêmes informations que celles produites par l’IRM utiliseraient un nombre d’animal beaucoup plus important puisque l’équivalent des données fournies par chaque séquence IRM équivaut à une analyse immunohistochimique du cerveau de l’animal. De plus, les données fournies sont translationnelles avec la clinique.
Réduction
Les données issues de la littérature préclinique, combinées à une analyse de puissance régulièrement actualisée avec nos propres résultats, permettent d’estimer le nombre minimal d’animaux par groupe, en fonction du modèle d’AVC et des procédures expérimentales. Cette estimation repose sur une analyse de puissance et une répartition équilibrée entre les groupes. Cette approche garantit la détection de différences significatives tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Cette approche nous offre la capacité de visualiser des différences réelles de manière statistiquement significative entre les groupes étudiés. Pour limiter le nombre d’acquisition IRM par animal, nous avons réparti les animaux en sous-groupes, chacun passant les examens à des jours spécifiques selon les besoins de l'étude. Cela permet de réduire la fréquence des anesthésies pour chaque animal tout en garantissant des données complètes et pertinentes pour chaque projet. Cette approche nous permet d'obtenir des données robustes tout en respectant les principes éthiques de réduction du nombre d'animaux utilisés, garantissant ainsi la validité scientifique de nos résultats.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages standards conformes aux normes européennes et isolés des bruits extérieurs. Chaque cage sera équipée d’enrichissements variés dépendamment des souches animales et donc des projets. Ils auront également un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau pendant toute la durée de leur séjour dans nos locaux. Leur bien-être sera suivi par du personnel qualifié, avec des contrôles biquotidiens cinq jours par semaine et quotidiens les week-ends et jours fériés. De plus, les animaux seront régulièrement pesés, au moins deux fois par semaine. Les animaux seront transportés de nos locaux à l’IRM situé dans le laboratoire partenaire dans un chariot adapté et fermé, garantissant un environnement sombre pour limiter leur stress. Ce transport, qui s’effectue en environ 5 minutes, inclut un passage extérieur d’une dizaine de mètres. Pendant les examens IRM, les animaux seront anesthésiés et un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux pour prévenir la sécheresse oculaire. L’anesthésie générale sera maintenue jusqu’au réveil. La température corporelle sera contrôlée grâce à une couverture chauffante. La fréquence et l’amplitude respiratoire seront surveillées en continu, permettant à l’expérimentateur d’ajuster l’anesthésie si nécessaire. Bien que la surveillance soit continue durant l'examen IRM, elle sera intensifiée pendant les premières heures suivant le réveil. En cas de signes de stress ou de souffrance non anticipés, la procédure sera immédiatement interrompue. Si les points limites définis dans cette DAP sont atteints, l’animal sera euthanasié conformément aux protocoles établis.
Choix des espèces
La souris et le rat occupent une place prépondérante dans la recherche sur les maladies neurodégénératives, particulièrement dans le développement de stratégies thérapeutiques. Cette prééminence découle de divers facteurs, notamment les homologies vasculaires et génétiques entre l’Homme et le rongeur, ainsi que la facilité de manipulation génétique, le coût relativement bas, et la logistique aisée associée à l'élevage et la stabulation de ces rongeurs. Ces caractéristiques (entre autres) font de ces espèces des modèles animaux privilégiés pour la recherche préclinique. Les souris utilisées seront âgées d’environ 10 semaines le jour de l’induction de l’AVC pour un poids moyen de 35g pour les SWISS et OF1 et de 25g pour les C57BL/N. Les rats seront quant à eux âgés de 6 à 10 semaines le jour de l’induction de l’AVC pour un poids allant de 250 à 350g. Nous effectuerons notre modèle sur des adultes afin de pouvoir comparer les données de cette étude avec celles déjà disponible dans notre laboratoire et dans la littérature scientifique du domaine.
Développement et caractérisation des effets d’un nouveau traitement innovant de la maladie d’Alzheimer à l’aide de modèles murins.
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
La maladie d’Alzheimer est une maladie neurodégénérative incurable qui, en raison du vieillissement croissant de la population, est devenue un problème majeur de santé publique. La maladie d’Alzheimer est caractérisée par l’accumulation anormale de différentes protéines dans le cerveau des patients, qui se propagent d’une région cérébrale à l’autre et se dépose sous forme de plaques ou s’agrège à l’intérieur des neurones. Un obstacle majeur au développement de thérapies efficaces dans la maladie d’Alzheimer repose sur l’existence d'une barrière sang-cerveau qui contrôle les entrées et sorties entre le cerveau et l’extérieur. Cette barrière a pour rôle de protéger le cerveau, cependant, elle rend aussi difficile le passage de molécules thérapeutiques. Ces dernières années, une technologie de petites molécules thérapeutiques, appelée nano-anticorps a été développée, avec un potentiel plus élevé pour traverser cette barrière, diffuser et atteindre ces cibles dans le tissu cérébral. Une approche complémentaire pour contourner cette barrière, consiste à administrer les médicaments par voie nasale. En effet, certaines zones situées à l’avant du cerveau, près du bulbe olfactif (zone du cerveau impliqué dans l’odorat), au-dessus des fosses nasales, offrent un passage plus accessible grâce à de petites ouvertures dans l’os du crâne et permettent ainsi la pénétration accélérée de molécules thérapeutiques. Par ailleurs, il existe des types de matériaux particuliers appelés thermogel qui à température ambiante sont liquides, ce qui les rend faciles à appliquer et qui au contact de la chaleur du corps, se transforment en gel. Cette transformation permet au médicament de rester en place et d’être libéré progressivement sur plusieurs heures. Cela en fait une excellente option pour ce projet, car ils aident les petites molécules thérapeutiques, comme les nano-anticorps, à adhérer à la muqueuse nasale et à atteindre le cerveau plus efficacement. En résumé, ce projet vise à évaluer la combinaison de ces différentes technologies pour le traitement de la maladie d’Alzheimer. Des nano-anticorps visant les agrégats de protéines seront diffusés à partir de thermogels appliqués dans les fosses nasales. Nous déterminerons si cette stratégie, testée chez l’animal modèle de maladie d’Alzheimer (souris génétiquement modifiées pour reproduire des accumulations de protéines), permet de freiner la propagation des lésions et d’améliorer les capacités de mémoire des animaux traités.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à évaluer une stratégie thérapeutique innovante pour le diagnostic et le traitement de la maladie d’Alzheimer. Si les résultats s’avèrent concluants cela pourrait contribuer à évaluer cette nouvelle méthode de diagnostic de la maladie et cette nouvelle stratégie thérapeutique chez l’homme. Ainsi, à plus long terme, ces recherches pourraient donc permettre le développement de stratégies thérapeutiques et diagnostiques innovantes pour les patients et, parallèlement, une meilleure compréhension des mécanismes biologiques à l’origine de la maladie d’Alzheimer.
Procédures
Tous les jeunes souriceaux produits auront un prélèvement, à l’état vigile, d'un fragment de l’extrémité de la queue pour définir leur patrimoine génétique (moins d’une minute par animal, une fois). Une partie des animaux recevra une seule administration de notre thérapie ou son contrôle. Cette administration sera réalisée (durée de l’administration : 45 secondes environ) sous anesthésie générale pour une durée de maximum 5 minutes Pour une partie de ces animaux des séances d’imagerie par résonance magnétique (IRM) seront effectuées avant et, ou, après l’administration : 1 à 3 séances d’IRM (3 heures maximum par séance, à 44h d’intervalle minimum), le tout sous anesthésie générale. Si la mise en place du thermogel est validée sur les procédures précédentes, une autre partie des animaux recevra plusieurs administrations de notre thérapie ou son contrôle (19 administration au total, durée de chaque administration : 45 secondes environ), le tout sous anesthésie générale (durée de maximum 5 minutes).Ces animaux réaliseront ensuite des tests comportementaux visant à évaluer leur mémoire (des objets et des lieux) : 2 tests répartis sur une durée de 9 jours. Le premier test sera composé de 3 essais de 10 minutes répartis sur 3 jours, et le deuxième test consistera en 4 essais par jour pendant 5 jours (essais de 90 secondes maximum) puis 1 essai de 90 secondes maximum le sixième jour. A la fin des expériences les animaux seront euthanasiés par une méthode règlementaire.
Impact sur les animaux
Les souris transgéniques utilisées dans cette étude présentent des signes cliniques et développent vers l’âge de 6 à 8 mois (parfois plus tôt) des lésions cérébrales entraînant une paralysie partielle des membres postérieurs. Ce tableau clinique s’accompagne d’un amaigrissement. Les animaux ressentiront une légère et brève douleur au moment du prélèvement du fragment de queue pour définir leur patrimoine génétique. Un léger saignement est à prévoir. Les administrations et examens d’imagerie sont réalisés sous anesthésie générale et donc sont associés aux risques anesthésiques suivants : risque d’hypothermie, risque de déshydratation et risque d’anomalies cardiaques et respiratoires. Le risque sera très faible pour les administrations puisque la durée d’anesthésie sera inférieure à 5 minutes. Les administrations pourront générer une légère douleur et un inconfort et possiblement des saignements locaux limités. Les tests comportementaux impliqueront un stress lié au placement dans un nouvel environnement et un risque d’hypothermie lorsque l’animal sera mouillé.
Devenir
A l’issue de toutes les procédures, l’ensemble des animaux seront euthanasiés d’une part pour le prélèvement de leurs cerveaux post-mortem à visée d’analyse et d’autre part parce qu’ils ne pourront pas être replacés ou réutilisés du fait de leur modification génétique.
Remplacement
L’étude préclinique, fondamentale ou appliquée de la maladie d’Alzheimer, nécessite le recours aux modèles animaux, seuls à même de reproduire le contexte physiologique de cette pathologie neurodégénérative complexe. Il n’est donc pas possible de substituer aux souris transgéniques une alternative non-animale. En effet les études in vitro, dans des cellules, ne permettent pas d’évaluer l’effet de thérapies sur des fonctions complexes (comme la mémoire ou d’autres fonctions mentales). Dans le cadre de ce projet les études vitro ont permis de sélectionner les meilleurs agents thérapeutiques à tester sur l’animal. Par ailleurs les travaux sur les modèles souris qui miment les lésions et les symptômes de la maladie humaine ont permis ces dernières années des avancées importantes dans le domaine thérapeutique, notamment le développement d’anticorps qui ont ensuite été testés avec succès chez l’homme.
Réduction
Le nombre d’animaux pour ce projet (1284 souris) est réduit au maximum. Nous piloterons notre élevage de manière raisonnée afin de ne produire que le nombre d’animaux nécessaire pour nos lots expérimentaux et nos recherches. La taille des groupes d’animaux utilisés pour les études a été définie en fonction de nos expériences antérieures et des données de la littérature. Les résultats seront analysés avec les tests statistiques appropriés. Les animaux surnuméraires produits seront cédés, dans la mesure du possible, pour être utilisés dans d’autres projets.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans un établissement agréé, dans des conditions conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce. Ils bénéficieront d’un enrichissement de leur environnement (coton ou kraft pour faire un nid, bâtonnets de bois à ronger, maisonnettes). Un programme de suivi rapproché des lignées de souris modèles de maladie d’Alzheimer est mis en place afin de détecter l’apparition de symptômes cliniques liés à la modification génétique. Ce suivi sera réalisé à partir de 5 à 6 mois en fonction de la lignée et permettra de détecter les animaux avec des signes cliniques et de prendre des mesures adaptées. Le suivi rapproché des animaux au cours de la phase d’élevage et d’expérimentation permettra d’identifier l’atteinte de points limites et d’intervenir le plus précocement possible pour minimiser toute souffrance animale. La biopsie de queue pour connaitre le patrimoine génétique des animaux sera de la plus petite taille possible, elle sera réalisée dans un endroit calme et le petit sera replacé immédiatement après le geste avec sa mère et le reste de la portée. Il sera surveillé immédiatement puis environ 30 minutes après pour s’assurer qu’il ne saigne pas et qu’il soit bien pris en charge par sa mère. Pour prendre en charge les différents risques liés à l’anesthésie générale des animaux plusieurs mesures seront mises en place (tapis chauffant, réhydratation, surveillance rapprochée de la sédation). Une surveillance post-anesthésie sera également mise en place. Pour vérifier l’innocuité et la tolérance de nos administrations intranasales, nous ferons un suivi rapproché des animaux traités afin d’assurer une prise en charge rapide des éventuelles gênes ou douleurs qui pourraient être visibles avec l’avis du vétérinaire. Enfin, l’étape d’évaluation de la mémoire repose sur des comportements spontanés et innés de l’animal, n’impliquant pas de stress majeur. Nous réaliserons des périodes d’habituation à l’expérimentateur et au nouvel environnement avant les tests pour minimiser le stress induit. Pour l’épreuve de nage les essais seront espacés d’une heure minimum pour minimiser la fatigue motrice (pas d’épuisement des animaux) et le risque d’hypothermie sera minimisé par le séchage régulier des souris.
Choix des espèces
Les souris sont des modèles particulièrement pertinents et largement utilisés dans la recherche, notamment pour l’étude du système nerveux. Leur génome est connu et de nombreux outils sont disponibles pour le modifier, permettant ainsi d’introduire des mutations génétiques spécifiques pour la modélisation de pathologies humaines. Dans le cadre de notre projet 2 lignées transgéniques d’intérêt nous permettront de mener à bien nos recherches. Nous utiliserons ces souris transgéniques qui développent des lésions similaires à celles des patients atteints de maladie d’Alzheimer. Il n’existe pas à notre connaissance de modèle autre que ces souris transgéniques permettant d’atteindre les objectifs du présent projet. Les animaux produits seront prélevés pour connaitre leur patrimoine génétique à l’âge de 7 à 10 jours après leur naissance. Cet âge est choisi car il permet de bénéficier de la cicatrisation rapide observée chez les jeunes animaux et de connaitre très tôt leur génotype. Toutes les expérimentations visant à évaluer notre thérapie seront réalisées sur l’animal à l’âge adulte. Les administrations seront effectuées sur les animaux jeunes adultes (âgés de 2 à 7 mois). Dans le cadre diagnostique, les administrations intranasales et examens d’imagerie associés seront initiés à 6 ou 7 mois (lésions denses). Les traitements thérapeutiques seront eux initiés à 2 ou 3 mois (début des lésions) sur une durée de 4 mois avant évaluation comportementale. L’euthanasie des animaux sera réalisée à l’âge de 6,2 ou 7,2 mois. L’évolution des lésions pourra ainsi être évaluée et leur régression après traitement mesurée.
Évaluation in vivo de l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants pour le glioblastome chez le rat
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Le glioblastome est une forme de cancer du cerveau particulièrement agressive. Malgré les traitements actuels (chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie), l’espérance de vie des patients dépasse rarement 15 mois. Deux grands défis limitent l’efficacité des traitements : une barrière naturelle du cerveau qui empêche les médicaments d’atteindre facilement la tumeur et la présence de cellules cancéreuses très résistantes, difficiles à éliminer. Après chirurgie, la tumeur revient souvent près de la zone où elle a été retirée. Cette région, appelée le bord chirurgical, favorise la repousse des cellules cancéreuses. Pour améliorer les traitements, les chercheurs explorent actuellement deux stratégies prometteuses. La première consiste à implanter directement dans le cerveau des matériaux contenant des traitements, comme des médicaments ou des molécules qui bloquent certains gènes responsables des récidives. Cette méthode permet de libérer les substances actives là où elles sont vraiment nécessaires, et sur une longue durée. La seconde approche repose sur les nanomédicaments, de minuscules transporteurs capables de protéger le médicament, de mieux cibler les cellules cancéreuses, de franchir les barrières du cerveau et de limiter les effets secondaires. Ce projet vise à tester et comparer l’efficacité de deux traitements administrés localement dans le cerveau et de deux nanomédicaments administrés dans tout le corps, afin de mieux lutter contre ce type de cancer.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse de quatre nouveaux traitements véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les retombées de ce projet pourraient permettre de répondre à un besoin médical non pourvu dans le traitement du glioblastome qui n’a pas bénéficié d’innovation thérapeutique depuis 2005.
Procédures
Les animaux subiront : 1) une intervention chirurgicale pour réaliser la greffe tumorale ; 2) une excision chirurgicale de la tumeur suivie de l’administration, en une seule dose, d’un traitement innovant soit dans la cavité laissée par la chirurgie, soit par voie sanguine. Certains animaux recevront également un traitement médicamenteux par voie orale ainsi que de la radiothérapie, accompagnés d’anesthésies répétées. La durée approximative de chaque chirurgie ou de tout acte nécessitant une anesthésie ne dépassera pas 30 minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances anticipées dans ce projet concernent la greffe, l'excision chirurgicale de la tumeur, l'administration de traitements et la douleur liée aux actes chirurgicaux. La manipulation, contention des animaux, les injections répétées d'anesthésiques ou d'analgésiques sont générateurs de stress pour les animaux. Les injections entrainent également une douleur légère de courte durée. La résection peut induire des hémorragies locales et avec la craniotomie elles peuvent générer des douleurs post-opératoires. La radiothérapie est susceptible de provoquer des troubles moteurs. La progression tumorale induite par la maladie (glioblastome) provoque à terme une perte d'appétit, donc une malnutrition et finalement une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de la procédure expérimentale. Ceux de l’étude de survie seront mis à mort dès qu’ils atteindront l’un des points d’arrêt définis (modifications du poids corporel, changements dans l’apparence physique, le comportement, les réponses aux stimuli, ou apparition de signes cliniques de souffrance évalués à l’aide d’une grille de score adaptée). Si ces critères ne sont pas atteints au jour 120 post-greffe tumorale, les animaux seront considérés comme guéris et euthanasiés pour analyses post-mortem. Quant aux animaux de l’étude de tolérance, visant à évaluer la sécurité des traitements, ils seront euthanasiés une semaine après le traitement pour réaliser des analyses post-mortem.
Remplacement
L’objectif de ce projet est de vérifier l’efficacité anticancéreuse des traitements innovants véhiculant des agents thérapeutiques pour le glioblastome. Les équipes impliquées dans le projet ont établi les différentes étapes expérimentales sur la base des résultats obtenus préalablement. L'étape de validation de l'efficacité du traitement in vivo est indispensable avant toute évaluation clinique chez le patient. Il n’existe à l’heure actuelle, aucune autre méthode qui pourrait se substituer à l’expérimentation animale dans ce domaine.
Réduction
Le nombre d'animaux prévu dans chaque groupe est basé sur un calcul d'effectif permettant de prédire que nous avons 80% de chance d’obtenir un résultat statistiquement significatif. Animaux des deux sexes seront utilisés dans les procédures expérimentales.
Raffinement
Les rats seront hébergés à raison de 2 animaux par cage et leur bien-être sera assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose, de dômes autoclavables et de morceaux de bois à ronger, dans toutes les cages. Les animaux seront soumis à une observation quotidienne, et familiarisés avec des comportements susceptibles de provoquer du stress afin de minimiser les nuisances. Une échelle d'évaluation de la souffrance sera utilisé pour quantifier la souffrance en fonction des changements de poids corporel, des changements dans leur apparence physique, comportement, de réponses aux stimuli ou de l’apparition de signes cliniques de souffrance. En fonction du score total obtenu grâce à cette échelle des mesures visant à soulager la détresse (ex. eau gélifiée, nourriture dans la cage, ajout d’enrichissement, remise d’un animal isolé en hébergement de groupe) et la douleur (ex. analgésie) seront mises en place.
Choix des espèces
Le modèle rat (avec le modèle souris) représente le modèle le plus étudié dans le traitement des tumeurs cérébrales. Nous avons choisi un modèle de rat pour tester nos traitements locaux et non pas un modèle souris car il représente un modèle plus grand et qui permettra donc d'obtenir une meilleure localisation in vivo de la tumeur, de la distribution du traitement dans le tissu cérébral et d'administrer des volumes plus importants de traitement, ce qui nous rapproche davantage de la clinique. Les différents travaux scientifiques dans ce domaine ont utilisé très majoritairement des rats Fischer 344 de 5 à 8 semaines : afin de pouvoir confronter nos résultats avec la littérature et avec nos travaux précédents nous avons choisi d’utiliser des rats de 5-8 semaines.
Efficacité de traitements innovants sur un modèle murin de fibrose rénale
- Recherche appliquée
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
Objectifs
La fibrose est une augmentation anormale de la quantité de tissu conjonctif fibreux dans un tissu ou un organe. Cette fibrose entraine des défauts d'organes puisque les cellules spécialisées de l'organe sont remplacées par des fibres non fonctionnelles d’où le nom de fibrose. Les maladies fibrotiques, telles que la fibrose rénale associée à l’insuffisance rénale chronique (IRC), constituent des enjeux thérapeutiques majeurs en raison de l’absence de traitements curatifs. Des résultats récents suggèrent que des récepteurs cellulaires de molécules présentes dans le rein lors de l'IRC jouent un rôle prépondérant dans l’initiation et la progression de la fibrose rénale. Dans ce projet, nous allons tester l’effet thérapeutique de molécules innovantes ciblant ces facteurs pro-fibrotiques dans un modèle murin de fibrose rénale. L’évaluation du degré de fibrose rénale après traitement avec les molécules innovantes permettra d’évaluer le potentiel thérapeutique de ces molécules pour traiter les patients atteints de fibrose rénale.
Bénéfices attendus
Les résultats générés par ce projet permettront d’envisager la mise en place en clinique de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant la fibrose rénale et ainsi d’améliorer la prise en charge des patients souffrant d’insuffisance rénale chronique.
Procédures
Les animaux recevront une injection pour induire la fibrose rénale. Les molécules thérapeutiques seront ensuite administrées par injections (2 à 6 maximum) ou par gavage. Durée des injections : 3 à 5 secondes. Durée des gavages : environ 10 secondes. Les collectes d’urines permettant de suivre la fonction rénale se feront par une méthode non-invasive, à savoir par miction spontanée lors de la préhension des souris.
Impact sur les animaux
Les souris utilisées dans ce projet ne présentent aucun phénotype dommageable. Le produit injecté en début d'étude va entrainer une fibrose rénale qui peut avoir des conséquences sur l’état de santé général des souris. Les injections répétées des produits thérapeutiques peuvent occasionner une gêne et une inflammation au niveau du site d’injection. Les gavages répétés peuvent induire une gêne et une irritation de l’œsophage. Les contentions pour traitement et prélèvement d’urine peuvent occasionner un stress.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés afin de permettre la réalisation d’analyses histologiques de leurs reins.
Remplacement
Les composés thérapeutiques innovants que nous testerons dans ce projet on fait l’objet d’études in vitro préliminaires. Néanmoins, le but de ce projet est de définir le potentiel thérapeutique de ces molécules dans l’apparition de la fibrose rénale. La complexité des processus cellulaires responsables de la fibrose ne peut être étudiée que dans un modèle in vivo intégrant tous ces facteurs.
Réduction
Pour cette étude nous avons dimensionné les groupes d’animaux en utilisant un plan d’expérimentation permettant d’obtenir des résultats statistiquement exploitables et ainsi de garantir l’obtention de résultat pertinents biologiquement et exploitable tout en minimisant le nombre d’animaux.
Raffinement
Notre expérience sur le modèle nous a permis d’adapter la fréquence de suivi et de préciser les différents points d’observation clinique qui caractérisent de manière précoce et prédictive les points limites. Ainsi nous accélèrerons la fréquence de suivi de animaux et de pesé dès la deuxième semaine après traitement afin de s’adapter à la cinétique réelle d’apparition de la maladie. Un examen clinique sera réalisé 2 à 3 fois par semaine dès le début des études et le remplissage d'une grille de score lors de ces examens cliniques permettra de déterminer de façon objective le devenir de l'animal.
Choix des espèces
Le but de ce projet est de tester l’effet thérapeutique de molécules innovantes ciblant la fibrose rénale. La souris apparait comme un excellent modèle pour répondre à cette question car elle présente de grandes similitudes avec l’être humain. En effet, le rein des souris est histologiquement et physiologiquement similaire à celui des humains. Dans ce projet, nous allons utiliser des animaux jeunes (2 à 6 mois). En effet, les animaux de cette tranche d’âge ont un fonctionnement rénal optimal qui n’est pas encore altéré par le vieillissement.
Sécurité des Thérapies cellulaires par transfert de gène : preuve de concept dans des modèles cancer chez la souris
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Objectifs
Les thérapies géniques et cellulaires représentent une avancée majeure dans le traitement de nombreuses maladies, notamment les cancers. Grâce à des technologies innovantes comme les cellules génétiquement modifiées, il devient possible de modifier certaines cellules pour qu’elles reconnaissent et éliminent des cellules malades dans l’organisme. Après des résultats prometteurs dans les cancers diffus, notamment certaines leucémies, ces approches sont désormais autorisées pour le traitement de cancers solides tels que le mélanome. Elles marquent ainsi une véritable révolution en immunothérapie. Malgré leur efficacité, ces thérapies ne sont pas sans risques. Leur action prolongée dans l’organisme et leur caractères difficilement réversible peuvent entrainer des effets secondaires graves. Le plus fréquent est une réaction immunitaire excessive, pouvant provoquer des troubles neurologiques voire dans de rares cas la formation de cancers secondaires liés aux cellules modifiées. Pour faire face à ces risques, des systèmes de sécurité sont actuellement en cours de développement. L’objectif est de pouvoir activer ou désactiver précisément ces traitements de façon ciblée dans le temps et dans le corps. Ces systèmes permettraient de mieux contrôler l’effet des thérapies géniques et cellulaires afin d’offrir des thérapies plus sûres aux patients.
Bénéfices attendus
L’immunothérapie représente une avancée majeure dans le traitement de nombreuses maladies graves, notamment certains cancers et maladies auto-immunes. Mais ce type de traitement n’est pas sans risque. En stimulant fortement les défenses du corps, il peut entrainer des réactions indésirables parfois sévères. Il devient donc essentiel de pouvoir en contrôler précisément l’intensité et la durée. Des stratégies récentes cherchent à rendre l’immunothérapie plus sûre et plus modulable. L’une d’entre elles repose sur la thérapie génique. Elle consiste à insérer un gène dans les cellules du patient à l’aide de transporteurs, appelés vecteurs souvent des virus modifiés. Ce gène agit comme un interrupteur, permettant ainsi d’activer ou de d’arrêter le traitement si des effets secondaires apparaissent. Ces systèmes offrent un véritable progrès en matière de sécurité. Avant d’être utilisés chez l’Humain, ces dispositifs doivent être testés sur des modèles biologiques complets comme la souris. Cela permet de vérifier à la fois leur efficacité et l’absence d’effets indésirables majeurs dans un organisme vivant. A terme, ce type d’approche pourrait améliorer la prise en charge de nombreux patients pour lesquels les traitements actuels restent insuffisants. C’est le cas de certains cancers très résistants, comme le cas du cancer du foie dont le taux de survie à 5 ans est d’environ 18 pour cent. En rendant ces traitements plus contrôlables, ces avancées ouvrent la voie à une immunothérapie plus personnalisée, mieux tolérée et potentiellement accessible à un plus grand nombre de patients.
Procédures
Dans ce projet de recherche, des souris sont utilisées pour évaluer l'efficacité, la distribution et la tolérance de traitements innovants dans l'organisme en conditions saines ou pathologiques. Les animaux suivent différentes étapes expérimentales. Certains reçoivent une seule injection d'un des deux produits thérapeutiques sur souris soit vigile soit anesthésiées d'une durée inférieure à 30 secondes. Pour créer des modèles tumoraux, plusieurs méthodes sont utilisées: une injection unique de cellules tumorales disséminées (sous anesthésie, 30 secondes), injection de cellules tumorales solides (1 fois, sous anesthésie, 45 secondes) ou injection directe dans un organe (1 chirurgie par souris, moins de 20 minutes, sous anesthésie générale avec une analgésie préventive et post opératoire pendant 3 jours). Les traitements expérimentaux comprennent l'injection de cellules thérapeutiques (1 fois, sous anesthésie, 30 secondes), de vecteurs viraux (1 fois, sur souris vigile, 30 secondes) et de médicaments complémentaires (1 fois par jour pendant 3 à 5 jours, sur animal vigile, 30 secondes). Le suivi de la tumeur repose sur des mesures manuelles (1 à 2 fois par semaines, 2 minutes sur animal vigile), de l'imagerie par bioluminescence (1 à 2 fois par semaine pendant 4 à 8 semaines, soit 7 à 10 fois par animal, anesthésie légère 10 minutes accompagné de l'injection d'un agent de contraste 30 secondes et de l'échographie (1 fois, 15 minutes, sous anesthésie). Les souris subissent aussi des prélèvements sanguins hebdomadaires (5 à 8 fois sur animal vigile à jeun 4 à 6heures, 30 secondes, une pesée quotidienne (contention 30 secondes) réalisée à la suite de l'implantation tumorale (de J0 à J4 soit 4 pesées) puis tous les 2 à 3 jours (soit 2 à 3 pesées par semaine) dont la fréquence est réaugmentée à un rythme quotidien si l'état général des animaux le justifie. Une observation clinique quotidienne est également maintenue tout au long du protocole. A la fin de l'étude, les animaux reçoivent une anesthésie avec une analgésie préventive (1 injection de 30 secondes, 30 minutes avant l'anesthésie) puis le prélèvement sanguin suivi de l'euthanasie est réalisé sous anesthésie en 10 minutes. Toutes les interventions sont réalisées par du personnel formé dans le respect de la réglementation avec une prise en compte du bien-être de l'animal à chaque étape.
Impact sur les animaux
(i)Nuisance physiologique. Une mise à jeun de 4 à 6 heures peut être appliquée dans le cadre des modèles développés dans ce projet et est susceptible de provoquer une sensation de faim légère. L’induction des vecteurs ainsi que la progression tumorale dans certains modèles peut entrainer une perte de poids réelle supérieure à 15%. (ii)Nuisance comportementale. Les phases de contention (pesée, injection, prélevement sanguin, mesure du volume tumoral) peuvent générer un stress ponctuel ainsi qu'une douleur légère et transitoire généralement inférieur de 30 secondes. L'anesthésie gazeuse utilisée dans certaines procédures peuvent accentuer l'anxiété et provoquer une perte transitoire de chaleur corporelle. (iii)Nuisance liée au statut immunodéficient. Les souris immunodéficientes présentent une vulnérabilité accrue aux infections. (iv)Nuisance liée au développement tumoral. Le développement tumoral peut conduire à l'apparition de lésions cutanées au point d'injection ainsi qu'à des altérations du bien-être notamment au niveau du toilettage, la mobilité ou l'alimentation. (v)Nuisance liée aux interventions chirurgicales. L'anesthésie gazeuse prolongée utilisée dans certaines procédures peut entrainer une perte transitoire de chaleur corporelle. La suture peut occasionner une réaction inflammatoire locale transitoire au niveau de la cicatrice.
Devenir
Tous les animaux inclus dans les procédures expérimentales sont euthanasiés en fin d’étude. Cette euthanasie est scientifiquement indispensable car elle permet la réalisation de prélèvements d’organes et de tissus nécessaires à l’atteinte des objectifs du projet. Plus précisément, les tumeurs sont prélevées pour des analyses histopathologiques. Le sang et la rate sont recueillis pour l’analyse phénotypique des cellules thérapeutiques administrées. Les organes sont prélevés dans leur totalité afin de permettre la validation du ciblage tissulaire spécifique des vecteurs de thérapie génique. La nature des prélèvements ne permet pas la survie des animaux. Ainsi aucun animal n’est conservé après les procédures, l’ensemble des animaux est euthanasié de manière programmée et encadrée conformément aux règles en vigueur.
Remplacement
Les thérapies géniques et cellulaires offrent des pistes très prometteuses pour soigner certaines maladies, mais elles doivent être rigoureusement contrôlées avant de pouvoir être utilisées chez l’humain. Il est notamment essentiel de vérifier si elles ciblent bien la zone souhaitée comme une tumeur ou un organe précis et de s’assurer qu’elles n’agissent pas par erreur sur d’autres parties du corps. Des premiers tests ont déjà été réalisés en laboratoire sur des cellules. Ces expérimentations ont permis d’évaluer l’expression du transgène, la viabilité cellulaire. Elles fournissent des données essentielles pour comprendre le fonctionnement initial du traitement. Cependant, ces vérifications ne peuvent pas se limiter aux expériences sur cellules. Les études réalisées chez l’animal sont indispensables pour observer la diffusion et l’action du traitement dans un organisme complet et ainsi recueillir les informations nécessaires pour juger de sa sécurité et de son efficacité avant toute application chez l’humain.
Réduction
Conformément au principe des 3R, ce projet repose sur plusieurs approches concrètes visant à réduire le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la robustesse scientifique. Trois principaux leviers sont mobilisés pour optimiser la conception expérimentale et limiter l’impact sur les animaux. L’étude prend en compte les 2 sexes (mâles et femelles) afin d’inclure la variable sexe dans le plan expérimental, ce qui augmente la portée statistique et réduit les biais d’interprétation. Ne pas considérer cette variable peut conduire à des résultats non reproductibles ou non généralisables. Les différences de pharmacocinétique entre les mâles et les femelles peuvent également fausser des conclusions lorsqu’elles sont extrapolées d’un sexe à l’autre. Bien que cela soit contre intuitif, l’intégration des 2 sexes apporte une valeur scientifique renforcée aux données recueillies. Grâce à l’imagerie in vivo, chaque animal est utilisé de façon optimale afin d’obtenir un maximum d’informations. Les groupes expérimentaux sont conduits en parallèle, ce qui limite le recours aux groupes témoins. Chaque individu fait l’objet d’un protocole d’analyse complet permettant de rassembler un grand nombre de données tout en réduisant le nombre total d’animaux mobilisés. Ainsi 4038 animaux sont utilisés dans le cadre de ce projet.
Raffinement
Des mesures précises et rigoureuses seront mises en œuvre pour assurer le bien-être des animaux. (i) Les points limites sont définis suivant une observation de signes cliniques dictant un arbre décisionnel. Les signes cliniques sont ceux altérant l’apparence physique, le poids et le comportement qui dictent l’intervention à tenir allant du soin à l’euthanasie. (ii) La gestion de la douleur se fait par administration d’analgésiques en cas de souffrance détectée. (iii) Le suivi rigoureux et proactif des animaux se fait par une surveillance quotidienne des animaux par un personnel qualifié, formé aux procédures, qui prend en charge conformément aux protocoles établis et à la grille de suivi garantissant une réponse rapide et adaptée. (iv) Dans un environnement enrichi, l’hébergement (de 2 à 5 individus par cage) en groupes sociaux compatibles des animaux favorise les comportements exploratoires et réduit ainsi le stress avec une période d’acclimatation de 10 jours avant les procédures. (v) L'anesthésie gazeuse utilisée pour certaines procédures provoque une perte transitoire de chaleur corporelle compensée par l'installation de l'animal sur un plateau chauffant pendant l'intervention puis par un réveil en cage thermostatée. (vi) Les souris immunodéficientes sont maintenues dans des conditions strictes d'hébergement et de manipulation afin de limiter les risques d'exposition aux agents infectieux.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix pour étudier la formation tumorale grâce son taux élevé de prise de greffe et à sa petite taille qui facilite la manipulation. La disponibilité de diverses lignées immunodéficientes permet d’utiliser des greffes d'une autre espèce sans risque de rejet tandis que les lignées dépourvues de poils facilitent le suivi visuel de la croissance tumorale. De plus, le vaste éventail de modèles génétiquement modifiés et la connaissance approfondie du génome murin permettent d’étudier en détail les mécanismes moléculaires du cancer. Le cycle de vie court de la souris favorise la constitution de cohortes pour garantir une bonne puissance statistique, et l’existence de nombreux protocoles standardisés simplifie la comparaison des résultats entre études. Enfin le comportement bien documenté des souris permet d’identifier rapidement les signes de souffrance évaluable assurant ainsi une prise en charge efficace. Les souris utilisées seront des jeunes adultes sexuellement matures âgées de 8 à 12 semaines. Ce choix correspond à une période où les fonctions physiologiques, notamment immunitaires et métaboliques, sont pleinement développées, tout en restant stables et homogènes d’un individu à l’autre. A cet âge, les animaux présentent également un comportement plus stable, ce qui réduit la variabilité expérimentale et les réactions excessives liées au stress. L’utilisation de cette tranche d’âge permet donc à la fois de garantir la maturité biologique, de limiter les biais comportementaux liés à l’anxiété et de favoriser la robustesse des résultats.
Évaluer les effets de traitements innovants dans un modèle de sepsis pulmonaire chez le rongeur
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Rats : 98
Objectifs
Le sepsis est une maladie grave, causée par une réponse incontrôlée du système immunitaire à une infection. Elle fait 11 millions de victimes par an dans le monde, en particulier chez les jeunes enfants et les personnes âgées, dont le système immunitaire est plus fragile. Aujourd’hui, les traitements actuels visent à réduire l’inflammation et combattre l’infection. En collaboration avec une autre équipe de recherche, nous avons testé une nouvelle molécule prometteuse. Cette molécule réduit l’activation des macrophages, un type de cellule immunitaire, et améliore la survie de souris atteintes de sepsis. Cependant, les modèles précliniques utilisés ont leurs limites, en manquant de représentativité avec le sepsis humain, ou en étant invasif et difficiles à reproduire. Bien que cette molécule semble efficace, nous avons encore beaucoup à apprendre sur son fonctionnement global. Nous pensons qu’elle influence plusieurs aspects du système immunitaire et qu’il est essentiel de confirmer son efficacité dans un modèle plus proche du sepsis humain. Objectifs de l’étude: 1. Développer un modèle de sepsis pulmonaire: Comme la majorité des cas de sepsis pulmonaires sont causés par une bactérie (Streptococcus pneumoniae), souvent associée à des infections virales comme la grippe, nous infecterons des rongeurs avec ces agents. Cela nous permettra de vérifier si ces modèles reproduisent les symptômes des patients humains atteints de sepsis. 2. Tester la molécule dans ces conditions : Nous administrerons différentes doses pour identifier la dose optimale et étudier comment elle se distribue dans le corps par des techniques d’imagerie. Nous analyserons aussi la réponse immunitaire, notamment l’activité des cellules et des molécules responsables de l’inflammation. 3. Explorer en combinaison avec des corticoïdes : Les corticoïdes, souvent utilisés pour réduire l’inflammation, peuvent avoir des effets secondaires importants. En combinant ces deux traitements, nous espérons réduire ces inconvénients tout en améliorant l’efficacité du traitement. Nous mesurerons les mêmes paramètres pour évaluer les bénéfices de cette combinaison. En conclusion, cette recherche nous permettra de mieux comprendre les effets de la nouvelle molécule dans un modèle plus proche du sepsis humain. Ces avancées ouvriront potentiellement la voie à des essais cliniques et, à terme, à une utilisation thérapeutique, seule ou associée à d’autres traitements comme les corticoïdes.
Bénéfices attendus
Le sepsis provoque la majorité des admissions dans les unités de soins intensifs. Il se manifeste par une réponse inflammatoire généralisée due à une infection incontrôlée. Malgré les avancées médicales et l’application des directives internationales, les traitements actuels restent principalement symptomatiques, sans solution curative véritable. Dans le cadre de notre projet, nous souhaitons évaluer l’efficacité d’un traitement curatif prometteur nouvellement synthétisé. Si nos résultats sont concluants, ce traitement pourrait avoir un impact significatif non seulement sur la santé humaine et vétérinaire.
Procédures
La plupart des animaux (plus de 90 %) seront soumis à des injections et des prélèvements de sang pratiqués sous anesthésie générale. Un animal subira un maximum de 2 injections par jours sur une durée de 72h, et les prélèvements ne dépasseront pas 7,5 % du volume sanguin de l’animal. Nous estimons à 64 le nombre d’animaux qui subiront une procédure chirurgicale sous anesthésie générale. Celle-ci sera précédée d’une injection d’anti- douleur, et suivie par une ou plusieurs injections de traitement. Les animaux pourront subir également des prélèvements de sang dans les 72h qui suivent la chirurgie, dans la limite de 7,5 % du volume sanguin de l’animal.
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés pour reproduire le sepsis présentent des changements de comportement. Ils ont tendance à s’isoler, montrent une faiblesse physique qui affecte leur démarche, et peuvent avoir des écoulements, comme un nez qui coule. On observe également une perte de poids et une baisse de leur température corporelle.
Devenir
La majorité des animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure, afin de collecter les échantillons et mesurer les changements aux niveaux tissulaires, cellulaires ou moléculaires. Certains animaux pourront être gardés en vie, s’ils ont subi une procédure modérée ou légère et ne démontrent pas de signes pathologiques. Ils seront alors réutilisés.
Remplacement
Dans cette étude, l’utilisation d’animaux est nécessaire en raison de la complexité du sepsis, qui affecte plusieurs organes en même temps. Pour bien comprendre cette maladie, il est indispensable d’étudier ses effets sur un organisme entier. Par ailleurs, les résultats obtenus chez les rongeurs, lorsqu’ils sont cohérents entre différents modèles, reflètent généralement bien ce qui se passe chez l’Homme. Dans le cas où notre projet révèle certains mécanismes qui peuvent être étudiés sur cellules, nous remplacerons l’utilisation de modèles animaux par les cultures cellulaires.
Réduction
Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, nous nous sommes basés sur les travaux précédents menés dans notre laboratoire, ainsi que sur une analyse approfondie de la littérature scientifique sur cette maladie. Nous avons aussi optimisé les prélèvements sanguins et les échantillons de tissus (cœur, foie, reins, poumons, glandes surrénales, muscles, moelle épinière, et omentum) prélevés après l’euthanasie de chaque animal. De plus, nous avons effectué un test statistique appelé "test de supériorité" (avec une puissance de 90 % et un seuil d’erreur de 5 %) pour déterminer précisément le nombre d’animaux nécessaires par groupe. Enfin, les variations des données collectées seront analysées à l’aide d’une méthode statistique spécifique (analyse de variance à deux facteurs) pour évaluer les effets du modèle et du traitement.
Raffinement
Une attention particulière sera portée au bien-être des animaux tout au long de l’étude. Nous surveillerons régulièrement les rongeurs pour détecter toute douleur excessive, car cela pourrait fausser nos résultats. Pour évaluer leur bien-être, nous utiliserons cinq critères standardisés, chacun noté sur 4 points, permettant d’obtenir un score global sur 20 : • L’état physique, le comportement, et les sécrétions seront vérifiés visuellement. • Le poids sera suivi à l’aide d’une balance. • La température corporelle sera mesurée avec un thermomètre rectal adapté aux rongeurs. Les rongeurs seront placés dans des armoires ventilées, où la température et la pression seront contrôlées. Ils auront un accès permanent à l’eau, à la nourriture, ainsi qu’à du papier et du coton pour construire leur nid. Nous ajouterons également des éléments d’enrichissement pour encourager le jeu et l’activité. Étant des animaux sociaux, aucun rongeur ne sera isolé dans sa cage, sauf en cas d’agressivité ou si des soins particuliers sont nécessaires.
Choix des espèces
Depuis 40 ans, plus de 10 000 études ont été publiées sur le sepsis en utilisant des rongeurs comme modèle animal. Leur utilisation nous permet de mieux situer nos résultats dans un contexte scientifique global. Ces modèles de rongeurs ont été largement étudiés, et l’on connaît bien leur cycle de vie ainsi que leurs éventuels impacts sur les expérimentations. Les rongeurs sont compatibles avec un large éventail de techniques pour analyser différents paramètres et mécanismes, y compris ceux que nous utiliserons dans cette étude. Une étude future pourrait se concentrer sur les mécanismes physiopathologiques liés à l’administration de la supformine. L’utilisation de souris est donc recommandée, notamment pour faciliter de futures comparaisons avec des souris transgéniques. Enfin, le rat présente l’avantage de fournir un volume de sang suffisant pour réaliser plusieurs analyses, ce qui réduit le nombre d’animaux nécessaires tout en limitant les différences entre individus Les souris seront âgées de quelques jours à 24 mois. Cette grande amplitude permettra de moduler le système immunitaire dès le plus jeune âge et d’évaluer les effets de nos traitements sur des souris âgées plus représentatives des patients touchés par le sepsis. Les rats mâles auront un poids compris entre 200 et 400 g et agés de 5 à 10 semaines lors de leur utilisation soit l’âge de leur maturité sexuelle pour cette espèce. La grande majorité des animaux (80-90%) seront des souris. Les rats (10-20%) ne seront employés que pour les études nécessitant un grand volume de sang, et ce afin de réduire le nombre d'animaux employés.
Etude de l’efficacité de traitements innovants pour traiter le syndrome hématologique radio-induit chez le primate non humain (PNH)
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Dans un contexte de guerre nucléaire ou d’accident nucléaire majeur, l’exposition à une forte dose de rayonnement ionisant conduit notamment à des dommages de la moelle osseuse, qui produit les cellules sanguines. Ces atteintes sont parmi les premières causes de mortalité des victimes civiles comme militaires. En dépit des avancées des dernières décennies, le besoin d’une molécule capable de réduire ces effets et de mise en œuvre facilitée dans le contexte d’un afflux de nombreuses victimes demeure. Le but du présent projet est d’évaluer l’efficacité d’une nouvelle molécule pour 1) réduire la gravité des dommages de la moëlle osseuse et 2) accroitre le taux de survie des victimes. Cette évaluation sera réalisée chez le primate non humain (PNH). En effet, le présent projet est mené en parallèle du développement clinique de cette molécule et il apportera les données d’efficacité qu’il n’est pas possible d’obtenir chez l’humain. Les résultats obtenus seront inclus dans le dossier d’enregistrement. Une étude de pharmacologique préliminaire a déjà été réalisée chez le PNH et ses résultats seront utilisés dans raffiner notre étude. Conformément aux recommandations européennes, l’évaluation de l’efficacité thérapeutique sera réalisée chez des modèles animaux mâles et femelles. Des molécules dérivées de la nouvelle molécule pourront éventuellement être testées en complément, dans le cadre d’études pilotes. Cette étude comportera 2 phases : • une phase d’efficacité pilote, réalisée étape par étape, sur de petits nombres d’animaux, • si la la phase pilote est concluante, une étude d’efficacité incluant suffisamment d’animaux pour permettre une analyse statistique robuste.
Bénéfices attendus
Valider un nouveau traitement des lésions de la moelle osseuse après une exposition à des radiations, en particulier dans les situations d'urgence où il y a un grand nombre de victimes. L'objectif est de trouver une méthode efficace pour traiter ces lésions le plus rapidement possible et améliorer les chances de guérison des personnes touchées.
Procédures
Irradiation corporelle totale unique sous anesthésie générale Administration quotidienne pendant 30 jours de traitements médicamenteux (médicamenteux (voie orale, sous-cutanée ou intraveineuse ; durée de chaque traitement : 10 minutes maximum). Une éventuelle implantation d’une chambre d’administration du traitement sous anesthésie générale. Durée de l’intervention 30 minutes. Suites possibles : réaction locale au site d’incision : gonflement, suintement de la plaie rare, durée de 1 à 5 joursPonctions de sang veineux (16 ponctions maximum sur une durée de 3 mois) et de moelle osseuse (6 maximum sur une durée de 3 mois) sous anesthésie générale durant 30 à 45 minutes chacune.
Impact sur les animaux
Après l’irradiation, les animaux qui ne peuvent reconstituer leur hématopoïèse sont victimes de petits saignements visibles sur la peau sous la forme de pétéchies, conséquence du manque de plaquettes. La perte de sang correspondante provoque une anémie et une fatigue jusqu’à des difficultés de respiration, entre 10 et 20 jours après irradiation. Des troubles gastro-intestinaux tels que nausées, vomissements, diarrhées et saignements digestifs peuvent se produire. Une anorexie résultant en une faible perte de poids est possible, entre 10 et 40 jours après irradiation. Une atteinte des points limite est attendue chez environ la moitié des animaux témoins. L’administration des molécules peut causer un stress.. L’éventuelle chirurgie pour implanter une chambre d’administration du traitement peut induire une réaction locale au site d’incision -gonflement, suintement de la plaie), rarement : une hémorragie et/ou une infection. Les anesthésies peuvent induire une légère perte d’appétit dans les premières heures qui suivent, pouvant causer une déshydratation chez les animaux qui sera surveillée et compensée au besoin.
Devenir
Animaux irradiés : mise à mort pour analyse anatomopathogique et constitution d’une tissuthèque Animaux non irradiés : les animaux ayant reçu uniquement le traitement pourront être réutilisés dans d’autres protocoles après un avis vétérinaire favorable.
Remplacement
Il n’existe pas d’alternative à l’utilisation de modèles animaux pour réaliser ce projet. L’évaluation de l’efficacité d’une molécule pharmacologique capable de réduire la durée et la profondeur l’atteinte de la moelle osseuse radio-induite sévère chez l’humain nécessite une étude de la réponse intégrée à l’échelle de l’organisme entier. D’autant plus qu’en cas d’irradiation corporelle totale où d’autres tissus que le tissu hématopoïétique, notamment le système digestif, sont impliqués. Il est donc nécessaire d’utiliser un organisme entier présentant les caractéristiques physiologiques et immunologiques les plus proches de l’humain que possible. Le modèle expérimental primate non humain (macaque) répond à ces requis entrant pleinement dans le cadre de l’évaluation d’un traitement d’une « maladie » létale . Il reproduit de plus le caractère intrinsèquement hétérogène des dommages radio-induits observés après irradiations accidentelles, lié notamment à l’atténuation du rayonnement par l’épaisseur corporelle. Ce paramètre est fondamental pour tester la capacité d’une molécule à stimuler l’hématopoïèse résiduelle issue des zones relativement sous exposées.
Réduction
Le nombre d’animaux a été réduit au minimum nécessaire. L’étude préliminaire inclura les animaux de façon échelonnée, pour tirer parti des résultats des cohortes précédentes afin de minimiser le nombre d’animaux inclus. Dans la même optique de réduction, nous réaliserons une phase de preuve de concept avec un nombre réduit d’animaux par groupe (n=4 ou 5), avec des cohortes échelonnées. Cette phase sera considérée un jalon décisif pour la poursuite de l'étude. L’étude permettant une analyse statistique robuste, qui inclut un nombre plus important d’animaux par groupe (n=8), nécessaire pour démontrer l’efficacité de la molécule candidate, utilisée seule ou en combinaison, selon les recommandations des agences réglementaires, ne sera réalisée que si la preuve de concept est concluante. Le nombre d’animaux par groupe a été calculé pour permettre de mettre en évidence l’efficacité du traitement selon les méthodes statistiques en vigueur.
Raffinement
Les interventions et l’irradiation seront effectuées sur des animaux anesthésiés. Les animaux seront suivis quotidiennement par du personnel formé et des mesures seront réalisées à chaque anesthésie. Une grille de suivi clinique et biologique, basé sur notre expérience et sur la bibliographie, a été établi. Ce score pourra être adapté si besoin afin de suivre de plus près l’évolution clinique des animaux pour limiter au mieux la souffrance. Les traitements seront réalisés en première intention sur les animaux vigiles après un entrainement comportemental par conditionnement opérant de type click-training, faisant appel à la collaboration des animaux. Après l’éventuelle chirurgie pour implanter une chambre d’administration des traitements,une surveillance accrue sera réalisée pendant 15 jours avec une échographie de contrôle à J15 post implantation. En cas de douleurs, une analgésie sera mise en place. Suivi quotidien : • Suivi de l’état général des animaux vigiles (1x/j minimum, week-end compris). En cas de modification de comportement de l’animal ou de signe de souffrance, un signalement vétérinaire sera effectué. • Les animaux seront scorés chaque jour avec la grille précédemment établie avec les vétérinaires de l’installation. Cette grille a une valeur prédictive quant à la possible dégradation de l’animal. Si un PNH venait à atteindre un score limite, un vétérinaire et le directeur d’étude seront consultés immédiatement pour prendre une décision rapide quant au devenir de l’animal. • Si des atteintes inattendues surviennent ou si l’animal démontre une souffrance non anticipée, une analgésie sera mise en place si pertinente et un vétérinaire et le directeur d’étude seront également consultés immédiatement pour prendre une décision rapide quant au devenir de l’animal. Suivi lors des prélèvements : En plus du suivi clinique (poids, température), un suivi biologique complémentaire sera réalisé. Ce suivi sera réalisé à une fréquence plus rapprochée au début de l’étude puis progressivement espacée lorsque la période critique sera passée. Transport : les animaux seront transportés vigiles, par paire au minimum. Des jouets, de l’eau et de la nourriture seront à leur disposition. Hébergement : les animaux seront hébergés en accord avec la réglementation et bénéficieront d’un l’enrichissement multimodal : sensoriel, alimentaire, social et ludique (jouets fixes et mobiles).
Choix des espèces
Le macaque cynomolgus jeune adulte (2 à 8 ans), qui est notre modèle animal historique, a été retenu pour ce projet car : - Il présente des caractéristiques physiologiques, hématologiques et immunologiques proches de l’humain adulte. - Il permet de plus de par sa taille, son âge (hématopoïese mature non sénescente) et son épaisseur corporelle de reproduire le caractère hétérogène des irradiations accidentelles (gradient de dose et donc de dommage antéro-postérieur significatif) fondamental pour tester la capacité d’une molécule à stimuler l’hématopoïèse résiduelle post accidentelle.