Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Caractérisation phénotypique des souris E98G
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système endocrinien
Objectifs
L’objectif de ce projet est donc d’explorer si l’homéostasie des glucides et des lipides est altérée chez des souris qui expriment une enzyme du foie mutée.
Bénéfices attendus
Nous espérons que nos travaux permettront de démontrer l’intérêt thérapeutique de notre enzyme du foie mutée et ouvriront des perspectives sur la mise en place d’une réelle solution thérapeutique pour les patients hypercholestérolémiques.
Procédures
Les animaux vigiles subiront des prélèvements sanguins caudaux (20microlitres maximum, une fois par semaine sur une période de 16 semaines maximum ou une fois par mois sur une période d'environ 36 mois). Des injections seront pratiquées au maximum une fois par mois sur animaux vigiles.
Impact sur les animaux
En tant que protocole modéré, il y a peu d’effets indésirables attendus. Nous nous attendons à ce que nos souris présentent 1) des concentrations lipidiques plasmatiques plus faibles que les souris sauvages ; 2) une protection vis-à-vis de l’accumulation de lipides dans la paroi des artères. Ce phénotype est silencieux, sans altération du bien-être de l’animal. Les principaux effets indésirables prévus pour les animaux, concernent la répétition des prélèvements sanguins et les injections. Les expériences seront réalisées par une personne expérimentée. Afin de limiter la souffrance liée à la répétition des injections, nous utiliserons des seringues microfines, ferons varier les points d’injection et les volumes injectés seront faibles.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort.
Remplacement
Les données obtenues en clinique ou sur le petit animal valident l’intérêt de notre hypothèse sur l’effet fonctionnel de notre protéine et nous pousse à explorer son action dans un système complexe. En effet, les pathologies cardio-métaboliques résultent de processus intégrés et de communications inter-organes, impossibles à modéliser in-vitro avec les méthodes actuelles. Ainsi, l’utilisation de modèles animaux intégrés reste indispensable.
Réduction
Ce projet a été construit avec la volonté de mettre en place et de respecter « la règle des 3 R ». Seules les expériences absolument indispensables au succès du projet seront mises en œuvre. Le nombre d’animaux nécessaires pour chaque expérimentation a été défini en fonction de notre expérience passée. Nous avons pris soin d’optimiser au mieux nos expérimentations et les procédures ont été réfléchies afin de réduire au maximum le stress et les souffrances des animaux soumis aux expérimentations.
Raffinement
Nous avons pris en compte le bien-être animal, une visite quotidienne des animaux par les zootechniciens formés permettra de prévenir les risques de stress et de souffrance. De plus un examen clinique hebdomadaire sera réalisé par les responsables du protocole de recherche. Nous avons intégré la gestion de la souffrance animale en utilisant des procédures adaptées, notamment anesthésiques pour les injections virales et avant la mise à mort des animaux et analgésiques pour les prélèvements sanguins. Des signes cliniques définissant les points limites, au-delà desquels l’expérimentation serait arrêtée et l’animal mis à mort, ont été fixés. Nous utilisons des cages avec litières et des enrichissements (frisottis et un igloo ou un tube tunnel, en polycarbonate) et les animaux sont hébergés et maintenus en groupes sociaux.
Choix des espèces
Le modèle murin est le modèle de choix, il est utilisé depuis longue date pour caractériser de manière intégré les mécanismes de régulation de l'homéostasie lipidique. Il est assez simple de mimer, par des régimes ou des virus, les pathologies humaines telles que les dyslipidémies et le développement de lésions atherosclérotiques ? Ce modèle nous permet également d’avoir accès à de nombreux outils de biochimie et/ou de biologie moléculaire qui autorisent la découverte de nouveaux déterminants moléculaires. Nous utiliserons des jeunes souris adultes de 8 semaines.
fourniture de produits biologiques de primates non humains
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système respiratoire
- Système urogénital
Macaques à longue queue : 400
Macaques rhésus : 30
Singes vervets : 20
Objectifs
L’accès à des échantillons biologiques de primates non humains (PNH) est un élément clé dans le développement préclinique. Ils permettent de valider in vitro différentes hypothèses scientifiques et de tester l’efficacité ou la toxicité de candidats médicaments. Autrement dit, utiliser des échantillons de PNH 1) permet de réduire l’utilisation d’animaux de laboratoire en les remplaçant par l’utilisation in vitro de cellules (plusieurs produits testés avec les cellules d’un seul animal) ; 2) rend le développement d’un médicament plus fiable, grâce à une sélection objective de l’espèce animale la plus proche de l’homme. Les prélèvements sont réalisés sur des animaux anesthésiés en suivant les recommandations correspondant aux bonnes pratiques chez l’Homme. De plus, un hébergement spacieux en groupe sociaux et un enrichissement du milieu adapté sont fournis à ces animaux. Anesthésie, analgésie, hébergement en groupe sociaux et enrichissement participent ainsi au principe de raffinement. La réalisation de prélèvements biologiques suit donc parfaitement la règle des 3R, tant dans son concept que dans sa réalisation. Pour les besoins de la recherche scientifique , l'objectif de ce projet est de proposer et fournir à la communauté scientifique la fourniture d’échantillons biologiques (sang et dérivés sanguins, cellules, tissus, fluides…). Le besoin en prélèvements biologiques/cellules de PNH est dépendant de projets extérieurs à la plateforme
Bénéfices attendus
D’un point de vue scientifique, les prélèvements de sang, moelle osseuse, liquide céphalo-rachidien, urine, humeur aqueuse, humeur vitrée, sperme, biopsies cutanées, biopsies musculaires, lait et liquide bronco-alvéolaire peuvent avoir de nombreuses utilisations. On peut notamment citer parmi les utilisations faites par les utilisateurs de ces prélèvements : (i) des recherches sur les cellules primaires pour développer de nouvelles molécules de biothérapie en oncologie ou contre les maladies inflammatoires ; (ii) des pré études de sécurité pour mettre en place avec les doses adaptées les futures études de toxicologie sur les primates non humains ; (iii) des comparaisons avec le sang humain afin d’étudier la compatibilité des résultats obtenus sur les primates non humains lors de leur application chez l’Homme (iv) des études de bioanalyses pour le développement de médicaments ; (v) des recherches pour découvrir de nouvelles molécules pour inhiber l’immunité innée pour le traitement des maladies à médiation immunitaire.
Procédures
Les interventions réalisées sur les animaux dans ce projet diffèrent peu d'interventions de don du sang ou de prélèvements diagnostics menés chez l'humain. De plus, contrairement à ce qui est fait chez l'Homme, ces procédures sont ici réalisées sur animaux anesthésiés et analgésiés. Chaque intervention dure entre 15 min à 1 heure le temps de l'anesthésie et du prélèvement. 30 min à 1 heure supplémentaires sont ensuite nécessaires après le retour de l’animal dans son animalerie jusqu'à son réveil complet. Pour les prélèvements de sang, un prélèvement vigil pourra être effectué dans le seul cas où l'anesthésique affecteraits les analyses ou les expériences menées par le chercheur. L'ensemble de interventions sont des prélèvements biologiques : prise de sang, prélèvement de LCR, moelle osseuse, urine, lait, sperme et humeurs oculaires, biopsies de peau ou musculaire, lavage broncho-alvéolaire. Un même animal peut être prélevé de manière répétée, en respectant des volumes et des temps de récupération spécifiques afin de préserver la bonne santé de l'animal. En se basant sur les dernières années, un individu peut être prélevé en moyenne entre 1 à 6 fois par an, tout échantillon confondu.
Impact sur les animaux
La réalisation des prélèvements biologiques nécessite au minimum la capture et la contention des animaux. Ces deux actes sont stressants car réalisés de manière contrainte. La capture consiste à diriger les animaux vers un tunnel de capture installé dans chaque animalerie. Une fois dans le tunnel de capture, les animaux peuvent être triés et dirigés vers le sabot de contention au bout du tunnel équipé d’un fond de contention. Le fond de contention permet de manière sécurisée (i) d’attraper le bras de l’animal afin de pouvoir le tenir et le sortir en vigil du tunnel à l’aide de gants de contention, ou (ii) d’accèder à sa cuisse afin de pouvoir effectuer une injection intra-musculaire du produit anesthésiant. A noter que l’habituation des animaux ainsi que le renforcement positif permet de réduire la durée et l’intensité du stress de capture. Ces méthodes de raffinement sont appliquées le plus souvent possible. Les effets post-prélèvements peuvent également représenter une nuisance en termes de récupération physiologique et/ou physique des animaux. Il s’agira au maximum des effets secondaires liés à l’anesthésie (somnolence, nausée). Toutes les nuisances sont considérées comme légères. De plus, des mesures de raffinement sont mises en place propres à chaque type de prélèvements. A noter que -pour le prélèvement de lait, les petits sont séparés de leur mère pour une durée de 6h maximum engendrant un stress de séparation. Cette séparation sera la plus courte possible et n’entraine pas d’effet à long terme sur le petit. Des mesures particulières sont mises en place afin de limiter le stress immédiat des petits due à cette séparation comme la présence d’une peluche pour s’agripper si le petit est seul ou la mise en groupe des petits s’ils sont plusieurs. - pour le prélèvement de sperme, le mâle est séparé de son groupe la veille pour obtenir le meilleur prélèvement possible. Cette séparation engendre un stress chez l’animal. Afin de réduire au maximum ce stress, le temps de séparation est limité à 24h maximum et le mâle est relâché dans son groupe dès que possible. Le contact visuel avec le groupe est maintenu si possible.
Devenir
Les procédures de prélèvements biologiques étant des procédures très légères, les animaux sont gardés en hébergement standard ou pourront être réutilisé pour d'autres projets scientifiques.
Remplacement
Dans la mesure où les produits de synthèses ne permettent pas encore de reproduire toutes les réactions des différentes cellules visées dans ce projet, l’utilisation d’animaux en tant que donneurs non terminaux reste indispensable. Les prélèvements biologiques réalisés sur animaux vivants proposés dans ce projet permettent justement de remplacer l’utilisation d’animaux vivants « entiers » par des produits biologiques issus de ces animaux permettant ainsi d’éviter l’injection de composants en tests à ces animaux et de multiplier les essais réalisés sur les produits biologiques testés sans multiplier le nombre d’animaux utilisés.
Réduction
L’utilisation de produits biologiques à la place d’animaux entiers permet en soi de réduire le nombre d’animaux utilisés à des fins scientifiques puisqu’un même animal peut être réutilisé pour le prélèvement de plusieurs produits biologiques, dans la limite des volumes et de la fréquence maximale permettant à l’animal de retrouver son état de santé et de bien-être général entre chaque prélèvement. Concernant les prélèvements biologiques eux-mêmes, ceux-ci sont réalisés après une demande spécifique validée d’un demandeur (en général client chercheurs). Les animaux ne sont pas prélevés systématiquement s’il n’y a pas de demande pour la fourniture de produits biologiques qui ne seraient pas utilisés. Dans la mesure du possible, toutes les demandes sont couplées afin de limiter le nombre d’interventions pour un même groupe d’animaux hébergés ensemble et réduire le stress lié à la capture dans une même animalerie. Ainsi tout est fait pour prélever un minimum d’animaux pour satisfaire les demandes des chercheurs.
Raffinement
La plupart des prélèvements est réalisée sur des animaux anesthésiés en suivant les recommandations de prélèvement correspondant aux bonnes pratiques chez l’Homme. Dans les rares cas où l’anesthésie n’est pas réalisée (pour les prélèvements sanguins uniquement : demande spécifique de l'utilisateur : interraction de l’anesthésique avec leur recherche), il est jugé que le dommage engendré par la réalisation du prélèvement en vigil ne diffère pas de celui engendré par l’anesthésie (douleur de la piqure d’une aiguille + stress d’un prélèvement vigil vs douleur de la piqure d’une aiguille + réveil, respectivement). De plus, tous les animaux disposent d’un hébergement répondant à la règlementation en vigueur, avec accès extérieur (volume supplémentaire par rapport à la réglementation) le cas échéant et en groupes sociaux. Les animaleries intérieures et extérieures sont équipées d’enrichissements du milieu adaptés à chaque espèce (au minimum perchoirs, reposoirs, barrières visuelles, matériaux variés, jouets, litière). En ce qui concerne les méthodes de prélèvements des produits biologiques, des mesures de raffinement spécifique (dont analgésie si nécessaire) sont mises en place pour chaque procédure.
Choix des espèces
De nombreuses thématiques de recherche sont menées sur les PNH et peuvent nécessiter l’utilisation de produits biologiques (ici sang et dérivés, LCR, moelle osseuse, urine, humeurs oculaires, biopsies de peau ou musculaire, lait, liquide broncho-alvéolaire, sperme) soit pour des études préliminaires soit comme témoin négatif en comparaison aux produits récoltés lors de l’expérimentation. Les espèces PNH choisies sont celles utilisées le plus couramment en recherche biomédicale et pour lesquelles la communauté scientifique dispose du plus de données bibliographiques et de connaissances (Macaques cynomolgus, rhésus, singes verts et ouistitis). L’espèce prélevée est choisie sur demande du chercheur. Animaux de tous âges en fonction des demandes des utilisateurs. Les volumes prélevables sont ajustés en fonction de l’âge et du poids de l’animal.
Étude de corrélation entre atteintes fonctionnelles et altérations biologiques sur modèle rat de vestibulopathie bilatérale
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système endocrinien
- Système nerveux
Objectifs
Les atteintes vestibulaires bilatérales (ou BVL) sont des troubles qui touchent les organes de l’oreille interne responsables de l’équilibre. Ces problèmes, assez rares, peuvent être causés par des médicaments toxiques pour l’oreille, des infections, des chocs à la tête, des maladies auto-immunes (où le corps attaque ses propres cellules), ou simplement par le vieillissement. Cependant, dans la plupart des cas, on ne connaît pas la cause exacte. Les personnes atteintes de BVL peuvent souffrir de vertiges, de difficultés à garder leur équilibre, de problèmes pour marcher droit, ou encore d’une sensation de vision floue ou tremblotante (appelée oscillopsie). Ces symptômes augmentent le risque de chutes et rendent les activités quotidiennes plus difficiles. D’autres troubles, comme des perturbations de la température corporelle, du sommeil, de l’appétit ou de la solidité des os, pourraient aussi être liés aux BVL, mais les preuves scientifiques manquent encore pour le confirmer. Comme on ne connaît pas toujours la cause de ces troubles et qu’il n’existe pas de test biologique spécifique, il est souvent difficile de poser un diagnostic précis. Cela rend aussi le traitement plus compliqué. Notre équipe de recherche propose d’étudier ces troubles en créant un modèle chez le rat. L’idée est de provoquer des lésions similaires aux BVL et d’observer, sur cinq semaines, les conséquences sur l’équilibre, la marche, l’orientation, le stress, le sommeil et l’alimentation. Nous analyserons aussi des hormones dans le sang et les selles pour voir s’il existe un lien entre ces troubles et les déséquilibres hormonaux. Enfin, nous examinerons des tissus de l’oreille interne et du cerveau pour étudier les changements dans l’activité des cellules nerveuses. Ce projet pourrait aider à mieux diagnostiquer et traiter les patients atteints de VBL, en identifiant des marqueurs biologiques ou des pistes thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Ce projet de recherche utilise un modèle de rat pour étudier les troubles de l’équilibre et les vertiges causés par une atteinte des deux oreilles internes (vestibulopathie bilatérale, ou VBL). L’objectif est de découvrir si ces symptômes — comme les difficultés à marcher, les vertiges, la désorientation, les troubles du sommeil ou les changements d’appétit — sont liés à des variations hormonales spécifiques. Les rats permettent d’étudier en détail et de manière intégrée les liens entre les symptômes et les hormones. Grâce à eux, les chercheurs peuvent analyser non seulement les comportements (comme l’équilibre ou le sommeil), mais aussi les modifications biologiques dans l’oreille interne et certaines zones du cerveau. Cela inclut l’étude des récepteurs hormonaux, qui pourraient se réorganiser après la perte de la fonction vestibulaire.L’idée est de rassembler le plus d’informations possible pour chaque rat : données sur leur comportement, leur biologie et leurs hormones. Cela permet de dresser un tableau complet des conséquences des VBL, tant sur le plan physique que biologique. Par exemple, les chercheurs veulent savoir si, quelques jours ou semaines après la perte de la fonction vestibulaire, des changements apparaissent dans les zones du cerveau liées aux hormones.Des retombées concrètes pour les patients : En identifiant les mécanismes biologiques à l’origine de la diversité des symptômes, ce projet pourrait ouvrir la voie à de nouvelles méthodes de diagnostic et de traitement. L’objectif final est de proposer des solutions adaptées pour améliorer la qualité de vie des patients atteints de VBL, en ciblant les causes sous-jacentes de leurs troubles.
Procédures
Injection d’une solution chimique dans l’oreille moyenne sous anesthésie générale pour induire le syndrome vestibulaire (30 min). Implantation de diapositifs d’enregistrement des ondes cérébrales dans le cerveau et le cout. Test comportementaux ; les animaux seront isolés de leur congénères chaque semaine. Prélèvements sanguins à différents temps après la lésion vestibulaire (30 min).
Impact sur les animaux
Les animaux soumis à une lésion vestibulaire peuvent présenter un déficit d’hydratation dans les 24-48 heures suivant l’atteinte vestibulaire. Une perte de poids (environ 5 à 10%) est attendue chez les animaux les premiers jours après la lésion vestibulaire par déficit d’alimentation résultant des nausées. L’introduction d’un liquide dans l’oreille moyenne (pour la lésion vestibulaire) peut être source d’inconfort. Les déficits vestibulaires conduisent à d’autres effets indésirables tels que des problèmes de maintien de la posture, des pertes d’équilibre et de la fatigue. Les tests comportementaux peuvent être source de stress pour les animaux lorsqu’ils sont séparés temporairement de leurs congénères. Nuisances générées par l’hébergement individuelle : les animaux du protocole prise alimentaire seront privés de leurs congénères (sans isolement visuel et olfactif) de 24h et au-delà avec isolement en cage individuelle. Possibilité d’augmentation du stress, Anxiété accrue et diminution de l’exploration, Altération des comportements sociaux, comportement dépressif. Nuisances générées par l’injection des analgésiques, anesthétiques, eau physiologique pour hydratation qui peuvent générer des douleurs et inflammation ponctuelle ou déconfort temporaire. L’administration d’analgésiques, d’anesthésiques ou de solutions hydratantes par injection peut induire une douleur brève au point de ponction ainsi qu’un inconfort transitoire, parfois associé à une légère réaction locale (inflammation, rougeur, induration). La contention nécessaire peut également générer un stress aigu et une élévation transitoire des paramètres physiologiques. Ces nuisances restent toutefois limitées et réversibles. Afin de réduire leur impact, les injections seront réalisées avec des aiguilles de petit calibre par du personnel expérimenté, en alternant les sites d’injection et en préchauffant les solutions si nécessaire. Les animaux seront surveillés après administration afin de détecter et traiter toute réaction indésirable. Ces mesures de raffinement garantissent une limitation optimale de la douleur et du stress liés à la procédure, tout en assurant la fiabilité des données expérimentales. Nuisances générée par l’implantation des électrodes intracérébrales: douleur post-opératoire et l’inflammation locale, prévenues par une anesthésie générale adaptée et une analgésie multimodale administrée en phase pré-, per- et post-opératoire.
Devenir
La totalité des animaux du projet subiront une euthanasie soit pour récupérer les tissus pour des marquages immunohistochimiques, soit à titre d’euthanasie.
Remplacement
Il existe des alternatives n’utilisant pas de modèles animaux telles que les méthodes in silico ou in vitro. La méthode in silico utilise des modèles informatiques dans le but de prédire ce qui se passerait dans la réalité. Il n’existe pas à l’heure actuelle de modèle informatique mimant de manière aussi complexe la physiologie et la physiopathologie du syndrome vestibulaire. Un autre modèle serait le modèle in vitro qui consiste en l’étude d’éléments hors de leur environnement biologique en conditions définies et contrôlées. Dans le cadre de ce projet visant à rechercher de possibles corrélations entre atteintes fonctionnelles et altérations biologiques lors de vestibulopathies bilatérales, les modèles in vitro ne peuvent pas être utilisés, puisque nous avons besoin de l’individu dans son ensemble, tant pour les mesures comportementales, biologiques et histologiques.
Réduction
Le nombre d’animaux proposé pour cette étude repose d’une part sur notre expérience des analyses comportementales et histologiques réalisées au laboratoire sur les modèles rongeurs de vestibulopathies périphériques depuis deux décennies. En particulier nous avons montré dans plusieurs études, qu’un nombre minimum de 12 rats par condition et par sexe (mâles ou femelles), était nécessaire pour atteindre des significativités statistiques dans les études comportementales et qu’un nombre minimum de 8 rats par condition pour les études histologiques. Des études visant à analyser les variations hormonales sanguines dans d’autres modèles pathologiques chez le rat (puisque les expérimentations proposées dans la présente étude sont une première), ont démontré qu’un nombre minimum de 12 rats par condition était requis si l’on prenait en compte l’hétérogénéité des réponses biologiques des animaux aux situations pathologiques étudiées. Nous démontré par ailleurs démontré qu’un nombre minimum de 16 rats par condition et par sexe était nécessaire à l’obtention de données statistiquement significatives pour les tests de mémoire spatiale avec le labyrinthe en T. » En résumé, nous proposons donc les effectifs suivants de 8 par lot pour les dosages plasmatiques et études histologies, 12 par lot pour les tests comportementaux hors Labyrinthe en T et 16 par lot pour le test du labyrinthe en T. Ces 3 types d’effectifs par lot impliquent que certains des animaux engagés dans une procédure devront être mis à mort en fin de procédure sans qu’aucun prélèvement sanguin ou tissulaire terminal ne soient prévus pour eux.
Raffinement
Avant l’administration d’une solution chimique à travers le tympan pour induire les déficits vestibulaires, les animaux sont placés sous anesthésie générale. La température de l’animal est maintenue avec une couverture chauffante thermorégulée, et une solution d'hydrogel est appliquée sur les yeux pour l’hydratation oculaire. L’injection se fait sous anesthésie. Avant le réveil de l’animal, une solution sera injectée pour sa réhydratation et ainsi compenser les pertes liquidiennes liées à la chirurgie. Les biberons des cages des animaux seront équipés d’une pipette allongée et une solution nutritionnelle complète sera fournie dans la cage des animaux pour faciliter l’hydratation et l’alimentation durant la première semaine post-lésion. Le suivi de poids, ainsi que l’évaluation de l’apparence et du comportement des animaux (réalisée avec une grille de score adaptée), sont effectués quotidiennement durant la première semaine, puis deux fois par semaine jusqu’à la fin des tests comportementaux. Les animaux sont habitués à l’expérimentateur et à la salle d’expérimentation pendant 1 à 2 semaines pour limiter le stress. Une récompense (riz soufflé chocolaté) est donnée aux animaux après les tests comportementaux avant leur retour dans l’animalerie. Nous avons opté pour un hébergement des animaux en groupe pour limiter le stress. Lors du déplacement des animaux entre salle d’hébergement et salle d’expérimentation, le transport des animaux est effectué avec litière de la cage d’origine pour conserver les odeurs familières par exemple.
Choix des espèces
De par sa capacité à reproduire le syndrome vestibulaire humain, le modèle rat est le modèle animal le plus utilisé pour étudier les conséquences posturo-locomotrices et cognitives d’atteintes vestibulaires. La préférence du modèle rat par rapport au modèle souris pour la présente étude, résulte de la volonté de disposer d’une quantité suffisante de sang pour les dosages sanguins et de bénéficier des expérimentations réalisées et validées précédemment dans l’équipe. Afin de s’accorder avec les études de dosages hormonaux réalisés en parallèle chez des patients présentant des atteintes vestibulaires bilatérales dans plusieurs hôpitaux partenaires, nous avons choisi de réaliser la présente étude sur des rats jeunes adultes d’au moins 3 mois, âge auquel le système nerveux et les grandes fonctions biologiques sont considérées comme mature. Le poids des rats mâles sera compris entre 300 et 350 g, tandis que celui des femelles sera compris entre 200 et 250 g au début des expérimentations.
Statut parental en sélénium et tolérance au mercure chez les alevins de truite arc-en-ciel
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Bien-être animal
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Objectifs
Afin d’assurer la durabilité de l’aquaculture, il est nécessaire de réduire la dépendance aux farines et huiles de poissons. Les aliments alternatifs à base de protéines et huiles végétales peuvent limiter la croissance des poissons. Les coproduits de thon, représentant jusqu’à 65 % du poisson non commercialisé, constituent une ressource alternative intéressante et ont montré leur efficacité sur les performances des poissons. Cependant, le thon et ses coproduits peuvent contenir du mercure, souvent sous forme de méthylmercure, en quantité supérieure aux seuils réglementaires pour l’alimentation humaine et animale. Ce composé, facilement absorbé et lentement éliminé, s’accumule dans les tissus et exerce une toxicité liée à son effet pro-oxydant. Il perturbe les défenses antioxydantes, induit un stress oxydant et une réponse pro-inflammatoire, en particulier durant les stades précoces du développement. Chez les poissons, peu d’études ont examiné les conséquences d’une exposition alimentaire précoce au méthylmercure sur les mécanismes de défense antioxydante et inflammatoire. Le sélénium, élément trace essentiel présent également dans le thon, joue un rôle clé dans la régulation du stress oxydant et pourrait limiter la toxicité du méthylmercure. Il favorise la déméthylation du méthylmercure, accélère son excrétion et stimule l’expression de gènes antioxydants et de détoxication. Le statut en sélénium des géniteurs pourrait ainsi moduler la sensibilité de leur descendance à l’exposition au mercure. Mieux comprendre cette interaction est essentiel pour évaluer les risques liés à l’incorporation de coproduits de thon dans les aliments aquacoles, dans une perspective de durabilité.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’acquérir des connaissances nouvelles sur les interactions entre mercure et sélénium, notamment sur les mécanismes antioxydants et les voies de détoxication impliquées. Les résultats attendus contribueront à : 1) mieux comprendre les effets d’une exposition alimentaire au méthylmercure chez les poissons pendant les stades précoces du développement ; 2) préciser le rôle du sélénium parental dans la tolérance et la protection de la descendance ; 3) évaluer la faisabilité d’utiliser des coproduits de thon dans les régimes destinés à l’aquaculture sans compromettre la sécurité sanitaire ni la performance des poissons. Au-delà des retombées pour la filière aquacole, ces travaux apporteront également des éléments utiles à l’évaluation des risques liés à l’exposition alimentaire au méthylmercure dans les populations humaines, en particulier chez les jeunes enfants. L’expérimentation proposée s’inscrit ainsi dans une démarche de durabilité intégrant à la fois la santé animale, la santé humaine et la protection de l’environnement.
Procédures
Les alevins, d’un poids moyen initial d’environ 100 mg, seront exposés pendant 21 jours à un aliment expérimental contenant du méthylmercure, à une concentration de 2 mg de mercure par kg d’aliment. À l’issue de cette période, ils seront soumis à une privation alimentaire de 16 heures avant l’échantillonnage, correspondant à un dernier repas distribué à 17 h, suivi d’une nuit sans alimentation. Le lendemain matin à 9 h, les animaux seront euthanasiés dans un bain de tricaïne (150 mg/L), puis pesés et prélevés.
Impact sur les animaux
Les alevins seront exposés à un aliment supplémenté en méthylmercure à une concentration de 2 mg/kg, correspondant à quatre fois la limite légale pour les aliments aquacoles et à environ quatre fois la teneur maximale attendue pour un aliment intégrant des coproduits de thon faiblement contaminés. Cette concentration a été choisie pour provoquer un stress oxydant et inflammatoire mesurable tout en évitant la mortalité et des effets sévères sur le métabolisme. Les effets indésirables potentiels sur les poissons incluent un stress oxydant léger, une possible altération temporaire du métabolisme antioxydant et des réponses inflammatoires légères. Aucun effet grave n’est attendu, car la dose a été validée par des essais antérieurs chez la truite à différents stades de développement. La survie, la croissance et le comportement alimentaire devraient rester globalement normaux. Ainsi, les effets indésirables attendus sont jugés légers et transitoires, correspondant à un stress physiologique contrôlé permettant d’atteindre les objectifs scientifiques.
Devenir
Les 6000 poissons mis en expérimentation seront euthanisés et prélevés pour analyse afin d’évaluer le rôle protecteur du statut parental en sélénium vis-à-vis de la toxicité du méthylmercure chez les alevins de truite arc-en-ciel.
Remplacement
Le remplacement n’est pas possible, car l’étude des effets d’un régime alimentaire chez un animal ne peut pas se faire in vitro ou par des systèmes de mesures informatiques.
Réduction
Le nombre d’alevins a été calculé pour obtenir des données fiables sur la croissance, le métabolisme et la biodynamique du mercure tout en utilisant le minimum d’animaux nécessaire. La conception expérimentale, incluant la répartition des lots parentaux et des régimes testés dans plusieurs bassins, permet de maximiser l’information obtenue par animal et de limiter le nombre total de poissons utilisés.
Raffinement
Toutes les conditions d’élevage ont été optimisées pour le bien-être des alevins : température contrôlée (17 ±1 °C), photopériode naturelle, densité conforme aux recommandations physiologiques, renouvellement continu de l’eau, et alimentation à satiété visuelle plusieurs fois par jour. Le suivi du bien-être animal sera réalisé par la mise en place d'une fiche d'évaluation et de points limites adaptés. Les manipulations seront limitées au strict nécessaire et effectuées par du personnel formé. Les prélèvements pour analyses seront réalisés après euthanasie et conforme aux recommandations en vigueur, afin de limiter la souffrance. Les mesures de l’environnement et de l’aliment permettent de minimiser l’exposition au mercure et de réduire le risque de stress supplémentaire pour les poissons.
Choix des espèces
En plus d'être la principale espèce piscicole produite en France, la truite arc-en-ciel est un poisson à gros oeufs riches en sélénium. Les animaux utilisés seront des alevins de truite arc-en-ciel, qui commencent à s'alimenter, avant que les réserves vitellines endogènes ne soient totalement épuisées. Les alevins seront nourris avec les régimes expérimentaux pendant 3 semaines, jusqu’à résorption complète des réserves vitellines. Ce stade de développement a été choisi car : -Les stades précoces sont particulièrement sensibles aux effets du méthylmercure, notamment en termes de stress oxydant et de réponse inflammatoire, ce qui permet de mettre en évidence des différences liées au statut en sélénium parental. -Les réserves vitellines fournies par la mère permettent un apport initial en sélénium, ce qui est nécessaire pour étudier l’influence du statut parental sur la tolérance à l’exposition alimentaire au mercure. -L’alimentation exogène à ce stade permet un contrôle précis de l’apport en méthylmercure et en sélénium, ce qui est essentiel pour évaluer la biodynamique d’accumulation et d’élimination du mercure. Ainsi, l’utilisation des alevins à ce stade permet de répondre directement aux objectifs du projet tout en limitant l’exposition à des stades plus avancés et donc en réduisant le nombre total d’animaux nécessaires.
Utilisation de souris transgéniques pour étudier des intéractions protéiques lors de la mobilisation des graisses – MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
Objectifs
Le foie est un organe majeur qui est capable de s’adapter aux différents changements nutritionnels auxquels nous sommes exposés (période de jeûne, régime enrichi ou carencé en certains nutriments, …). Par exemple, lors d’un jeûne, le foie est le lieu de production du sucre nécessaire au fonctionnement de l’organisme en période de carence en nutriments. Cette grande capacité du foie à s’adapter à différents statuts nutritionnels est principalement assurée par des protéines spécifiques. Parmi ces protéines importantes lors de périodes de jeûne figure la protéine PPARa, qui est également importante lors de la consommation d’un régime cétogène (très riche en graisses et pauvre en sucres). Dans ce projet, pour étudier les interactions entre PPARa et 2 autres protéines lors d'un afflux d'acides gras arrivant au foie, nous générerons des souris dont le gène PPARa et le gène d’autres protéines ne sont plus fonctionnels dans le foie. Les animaux seront soumis à une période de jeûne ou à un régime cétogène ou traités avec une molécule pharmacologique.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre les différentes protéines qui sont impliquées lors du jeûne et de la consommation d’un régime cétogène, qui sont 2 interventions nutritionnelles actuellement étudiées pour leurs effets bénéfiques dans plusieurs pathologies. Ainsi, les résultats obtenus lors de ces expériences apporteront ainsi une contribution à la recherche biomédicale.
Procédures
Des groupes d’animaux seront nourris à volonté avec un régime standard ou un régime cétogène riche en graisses et pauvre en sucre pendant 2 semaines. MODIFICATION : durée du régime réduite à 9 jours. Les animaux seront pesés chaque semaine. MODIFICATION : pesée des animaux tous les jours. La glycémie sera mesurée chaque semaine (2 fois au total) par prélèvement d’une seule goutte de sang à la queue (petite piqûre de la veine caudale avec une lancette de 1 mm). La mesure ne nécessite pas de contention mais uniquement une prise en main de la queue et prend moins de 5 secondes. MODIFICATION : mesure de la glycémie tous les 2 jours. Juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire. D’autres groupes d’animaux seront nourris à volonté avec un régime standard ou mis à jeun pendant 20h. Après les 20h de jeûne et juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire. D’autres groupes d’animaux seront traités par gavage avec une molécule pharmacologique permettant la libération d’une grande quantité de graisses dans la circulation sanguine. Le gavage prend moins de 30 secondes. Six heures après et juste avant la mise à mort, un prélèvement de sang sera réalisé à la veine sous mandibulaire.
Impact sur les animaux
Le jeûne peut induire une baisse de la glycémie et de la température corporelle. Le régime cétogène peut induire une perte de poids et une baisse de la glycémie. MODIFICATION : le régime cétogène peut induire une diminution de la prise alimentaire conduisant à une réduction de la mobilité. La piqûre de la queue pour prélever la goutte de sang peut entraîner une légère douleur. Le prélèvement de sang terminal peut entraîner un stress des animaux lié à la contention et une légère douleur. Le gavage peut entraîner un stress des animaux.
Devenir
A la fin des procédures, tous les animaux seront euthanasiés afin de récolter le sang et différents organes pour effectuer les analyses permettant de répondre à la question scientifique.
Remplacement
Ce projet nécessite l’utilisation de l’animal entier car les réponses de l’organisme engendrées par les interventions pharmacologiques nutritionnelles (jeûne et régime cétogène) étudiées sont complexes et ne peuvent pas être mimées avec fidélité en culture cellulaire. En effet, plusieurs organes de l'organisme communiquent entre eux. L’utilisation de souris transgéniques de laboratoire est appropriée car il est possible d'étudier le rôle de protéines spécifiques.
Réduction
Le nombre d'animaux pour ce projet est défini pour permettre d'une part de répondre aux questions scientifiques et d'autre part de respecter la réduction du nombre d'animaux au maximum. Ainsi nous utiliserons le plus petit nombre d'animaux possible qui est requis pour répondre à nos questions scientifiques et conduire à des résultats exploitables et statistiquement significatifs. Ce nombre d'animaux a été déterminé par des tests statistiques appropriés et est basé sur des résultats provenant d'expériences antérieures du laboratoire.
Raffinement
Nous veillerons au bien-être des animaux tout au long des expérimentations en leur assurant les meilleures conditions d’hébergement (hébergement collectif, environnement contrôlé, enrichissements du milieu de vie). Les animaux seront habitués à l’expérimentateur et les gestes techniques seront réalisés par une personne formée et expérimentée. Une crème anesthésiante sera appliquée sur la queue de l'animal avant la piqûre permettant de prélever une goutte de sang. Nous surveillerons également attentivement l’apparence physique externe, le poids et le comportement des animaux, et nous mesurerons les consommations alimentaire et hydrique. Des points limites gradés seront mis en place pour l’évaluation de ces différents paramètres. Si un critère d'arrêt est atteint, l'animal sera retiré de la procédure et replacé en conditions d’hébergement standard après examen par la vétérinaire référente.
Choix des espèces
L’utilisation de souris de laboratoire est appropriée car elle permet d’étudier le rôle de protéines spécifiques en utilisant des souris transgéniques. Ces modèles existent uniquement chez la souris. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (7 semaines d’âge minimum) car nous nous intéressons au métabolisme chez l’individu adulte.
Maintien d’une lignée de rats mutants déficients en AIRE présentant un phénotype dommageable
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Objectifs
L’objectif de notre travail est de maintenir une lignée de rats atteints d’une maladie auto-immune rare. Ces rats ont été spécialement créés car les modèles utilisés auparavant (comme les souris) ne montraient que très peu de symptômes, ce qui rendait les recherches difficiles. En revanche, ces rats développent des signes très proches de ceux observés chez les personnes malades. Cela en fait un modèle particulièrement utile pour mieux comprendre cette maladie et le rôle de certaines cellules du système immunitaire dans son développement. Grâce à eux, nous espérons faire avancer la recherche et, à terme, contribuer à de meilleures prises en charge .
Bénéfices attendus
Cette lignée de rats a été développée par notre équipe et n’est pas disponible dans le commerce. Elle constitue un modèle unique que nous utilisons pour tester un traitement innovant à base d’anticorps, destiné à soulager les symptômes d’une maladie auto-immune rare qui perturbe le fonctionnement du système immunitaire. Chez les individus atteints de cette maladie, certaines cellules du système immunitaire appelées lymphocytes T régulateurs ne fonctionnent pas correctement. Grâce à une modification génétique, ces cellules sont rendues visibles chez nos rats, ce qui nous permet de les suivre facilement et d'étudier leur comportement dans un contexte de maladie. Ce modèle animal, bien qu’il présente des symptômes, est essentiel pour mieux comprendre comment une mutation du gène AIRE provoque des dérèglements du système immunitaire, et pour explorer de nouvelles pistes thérapeutiques.
Procédures
Une seule biopsie de 1 mm par raton est réalisée entre 10 et 15 jours de vie. Le geste dure environ 2 minutes et sert à identifier et analyser s’ils sont porteurs de la mutation d’intérêt.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sont principalement liés à la biopsie d'oreille sur ratons de 10-15jours (douleur légère et de courte durée) et stress de la mère, et au phénotype dommageable, observé à partir de 6 mois d'âge.
Devenir
Les rats hétérozygotes seront gardés pour renouveler les reproducteurs. Les rats mutantes et d'intérêt sont gardés pour les procédures expérimentales. Les reproducteurs sont renouvelés tous les 6-8 mois.
Remplacement
Des recherches ont déjà été menées en laboratoire, sur des cellules isolées, mais ces approches restent limitées. Elles ne permettent pas de reproduire la complexité du corps humain, en particulier celle du système immunitaire. Comme cette maladie est très rare, il est aussi très difficile d’obtenir des échantillons chez les patients pour mener des études approfondies. C’est pourquoi l’utilisation d’un modèle animal reste indispensable pour faire avancer la recherche sur cette pathologie et mieux comprendre les mécanismes de la maladie.
Réduction
Les croisements entre les rats sont réalisés uniquement en fonction de nos besoins, que ce soit pour maintenir les reproducteurs ou pour obtenir des animaux destinés aux expériences. Le mode de reproduction que nous utilisons permet d’avoir une production régulière d’animaux, tout en évitant de faire naître plus de ratons que nécessaire. Nous utilisons aussi bien les mâles que les femelles, ce qui permet de réduire le nombre d’animaux non utilisés et d’optimiser les reproductions.
Raffinement
Pour identifier les rats et analyser leur patrimoine génétique, une petite biopsie est réalisée sur l’oreille des animaux. Cette intervention se fait sous anesthésie générale, afin d’éviter toute douleur ou stress. Elle est rapide, précise et réalisée dans des conditions confortables, aussi bien pour l’animal que pour le personnel. Les rats sont logés par petits groupes (3 à 4 par cage ) pour éviter l’isolement. Leur environnement est enrichi avec des objets comme des briquettes de bois ou des tunnels en carton, afin de stimuler leur comportement naturel. Si un animal devient affaibli, il peut être isolé temporairement pour éviter qu’il ne soit blessé par ses congénères. Certains rats développent des signes visibles de maladie à partir de l’âge de 6 mois : dépigmentation de la peau (vitiligo), perte de poils (alopécie) ou anomalies des ongles. Ces signes sont attendus car ils imitent les symptômes de la maladie humaine que nous étudions. Ce modèle est donc essentiel à la recherche. Les animaux font l’objet d’un suivi très rigoureux, avec des contrôles plusieurs fois par semaine. Notre expérience avec cette lignée nous permet de bien prendre en charge ces symptômes. Si un animal présente des signes de souffrance grave, il sera euthanasié de manière éthique, conformément aux règles en vigueur.
Choix des espèces
Les rats que nous utilisons ont été spécialement développés parce que les souris, souvent utilisées en recherche, ne présentent que très peu de symptômes de la maladie humaine que nous étudions, contrairement aux patients humains. Ces rats, eux, montrent des signes beaucoup plus proches de ceux observés chez les personnes atteintes, ce qui en fait un modèle très utile pour mieux comprendre cette maladie rare. Les animaux servent à la fois à maintenir l’élevage de la lignée et à produire des groupes de rats utilisés pour les expériences scientifiques. Les rats mâles et femelles utilisés sont adultes (âgés de 6 à 8 semaines) et peuvent être suivis jusqu’à l’âge d’un an au maximum.
Comprendre le métabolisme de la souris présentant une altération du compartiment énergétique cellulaire
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
Objectifs
Les mitochondries, petites structures essentielles au bon fonctionnement des cellules, jouent un rôle central dans la régulation du métabolisme de l’organisme. Elles envoient des signaux importants pour permettre aux organes de communiquer entre eux. Ces signaux dépendent de l’état de leur membrane, de leur capacité à changer de forme pour s’adapter, et de leurs systèmes de contrôle de qualité, notamment la dégradation sélective des mitochondries défectueuses. Le rôle direct des protéines qui assurent ces fonctions dans la régulation du métabolisme dans l’organisme vivant reste pourtant mal compris. Notre projet vise à analyser ce qui se passe lorsque certaines de ces protéines sont absentes. Grâce à des modèles de souris modifiées, nous étudierons comment ces perturbations influencent le transfert d’énergie entre les cellules, l’équilibre du métabolisme, et la communication entre organes. Ces travaux permettront de mieux comprendre comment la stabilité des mitochondries contribue au bon fonctionnement global de l’organisme et d’identifier de nouvelles pistes thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront de mieux comprendre comment la qualité et le bon fonctionnement des mitochondries influencent l’équilibre métabolique de l’organisme. En identifiant les mécanismes qui permettent aux cellules de s’adapter à des contraintes physiologiques (changement de température, d’alimentation ou d’activité), ce travail pourrait aider à mieux prévenir ou traiter des maladies chroniques liées au métabolisme (obésité, diabête, maladie du foie et de coeur). À terme, il pourrait contribuer au développement de nouvelles approches thérapeutiques centrées sur la préservation de la fonction mitochondriale.
Procédures
La mesure de la balance énergétique sera réalisée sur une période de 5 à 20 jours, impliquant l’individualisation des animaux pendant 13 à 70 jours. La température d’hébergement variera de 30 °C (5 jours) à 14 °C (5 jours), avec une phase intermédiaire à 22 °C (5 jours). Trois mesures d’imagerie sous anesthésie générale, d’une durée d’environ 20 minutes chacune, seront effectuées. Les animaux recevont un régime pour induire une prise de poids d'une durée maximal de 91 jours. Les animaux seront mis à jeun une fois et durant 24heures. Les animaux réaliseront un test d'effort de 30 minutes maximum et 16 sessions d’endurance de 50 minutes maximum chacune afin de stimuler l’activité physique. La mesure de la composition corporelle sera réalisée par imagerie magnétique, l'examen non invasif dure 2 minutes et il sera effectué un maximum de 13 fois par souris.
Impact sur les animaux
Individualisation (13 à 70 jours) : isolement social et absence de contacts tactiles → stress comportemental (nuisance modérée). Régime alimentaire enrichi en graisses : prise de poids (20–25 %) et surcharge métabolique progressive → nuisance modérée. Analyse de composition corporelle (~2 min) : immobilisation temporaire → stress léger. Variations de température (22 °C, 30 °C, 14 °C) : perturbation physiologique, risque de stress thermique surtout à 14 °C → nuisance modérée. Échocardiographie sous anesthésie: induction et réveil → stress léger à modéré ; faible risque d’effets transitoires (désorientation, altération comportementale). Mise à jeun de 24 h -> nuisance modérée, peut entraîner un stress transitoire, une légère perte de poids et une hypoglycémie modérée, sans effet délétère durable attendu. Tests sur tapis roulant : apprentissage du fonctionnement du tapis → nuisance légère (stimulation aversive, comportement d'évitement), tests d’effort/endurance → épuisement transitoire (nuisance modérée).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort, afin de réaliser les prélévements nécessaires à l'étude.
Remplacement
L’étude du rôle des protéines mitochondriales (siége de la production d'énergie) dans le métabolisme nécessite de comprendre leurs interactions dans l’organisme entier, car plusieurs organes communiquent entre eux pour maintenir l’équilibre énergétique. Ces échanges complexes ne peuvent pas être reproduits uniquement dans des modèles cellulaires. Cependant, chaque fois que cela est possible, nous utiliserons des approches in vitro (cultures cellulaires, lignées ou cellules primaires) pour limiter le recours aux animaux. Ces expériences permettront de mieux comprendre les mécanismes de base et de confirmer ensuite, de manière ciblée, les observations faites chez la souris.
Réduction
Le nombre d’animaux a été calculé à partir de nos données préliminaires afin de garantir la robustesse des résultats, tout en limitant leur utilisation au strict nécessaire. Les effectifs retenus permettent d’obtenir des résultats fiables et seront analysés avec des méthodes statistiques adaptées. Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, plusieurs mesures sont mises en place. Les souris seront également utilisées après leur mise à mort pour des analyses complémentaires, ce qui évite d’élever des animaux supplémentaires. L’imagerie permettra de suivre les mêmes animaux sur le long terme, ce qui limite la constitution de nouvelles cohortes. De plus, l’utilisation de cages de calorimétrie indirecte rend possible la combinaison de plusieurs mesures (activité, alimentation, dépense énergétique, etc.) sur une même souris, ce qui réduit la variabilité et par conséquent le nombre d’animaux requis.
Raffinement
Les analyses calorimétriques et les mesures de composition corporelle sont non invasives. Les souris, une fois séparées de leurs congénères, sont logées individuellement dans un environnement enrichi comprenant une nacelle et du coton pour la nidification, ce qui favorise leur bien-être et garantit la fiabilité des données. Du matériel supplémentaire pour construire le nid est ajouté afin de permettre aux animaux de s’adapter aux variations de température et de maintenir leur température corporelle, même à des températures basses. Les cages sont non hermétiques pour permettre la circulation des odeurs, un contact visuel indirect et l’absence d’interférence avec les vocalisations des congénères. En cas de douleur ou d’inconfort, une anesthésie et/ou analgésie adaptées sont utilisées. Pour les tests sur tapis roulant, des points limites ont été établis pour éviter l’épuisement. Les souris sont surveillées en permanence, et le tapis est arrêté si un animal ne peut plus le remonter après trois passages ou s’il semble gêné dans sa course. Dans un objectif de raffinement, une fiche d’observation détaillée est utilisée pour chaque procédure, avec une évaluation hebdomadaire. Ces évaluations permettent de détecter rapidement toute anomalie comportementale ou physiologique. Toute atteinte des points limites entraîne une décision rapide, pouvant inclure la mise à mort anticipée si nécessaire, conformément aux principes éthiques de l’expérimentation animale.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus pertinent pour étudier ce processus in vivo, en raison de la forte conservation des mécanismes métaboliques et de la disponibilité d’outils génétiques et analytiques adaptés. Les animaux jeunes adultes (entre 8 et 18 semaines) seront utilisés pour les explorations en cages de calorimétrie indirecte, car à cet âge les structures cérébrales et la masse corporelle sont stabilisées, ce qui garantit des mesures fiables et comparables au cours du temps. Pour la première expérience, les animaux seront reçus jeunes, à 5 semaines, afin de permettre une semaine d’adaptation et quatre semaines de régime alimentaire avant les mesures. Trois analyses de la fonction cardiaque seront réalisées, entre 8 et 16 semaines, et deux mesures en calorimétrie indirecte seront effectuées, entre 10 et 18 semaines. Les résultats obtenus dans cette première exploration permettront de déterminer l’âge des animaux pour la suite de l'étude, en respectant la contrainte que les mesures en calorimétrie ne seront réalisées que chez des animaux âgés de 10 à 18 semaines.
Rôle du variant K460X-ANGPTL6 dans l’anévrisme intracrânien chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Objectifs
Notre objectif global est d'améliorer notre connaissance des mécanismes physiopathologiques de l'anévrisme intracrânien. L'anévrisme est une anomalie cérébrovasculaire fréquente et généralement asymptomatique affectant environ 3 % de la population générale. L'anévrisme intracrânien se caractérise par une dilatation localisée et un amincissement de la paroi des artères intracrâniennes, le plus souvent au niveau des bifurcations des artères cérébrales. La complication dévastatrice de l'anévrisme est sa rupture et l'hémorragie intracrânienne qui en résulte, mortelle dans la moitié des cas ou laissant des séquelles neurologiques majeures. Encore aujourd’hui, il n'existe aucun traitement permettant de prédire la formation ou le devenir d'un anévrisme. Les facteurs de risque tels que l'hypertension, l'âge, le tabagisme, les antécédents familiaux d'anévrisme mais également le sexe féminin, prédisposent à la formation et à la rupture de l'anévrisme. Le laboratoire a récemment identifié une mutation dans plusieurs familles atteintes d’anévrisme. Ce gène code pour une protéine circulante, essentiellement exprimée au niveau du foie, et décrite pour favoriser la croissance et le développement des vaisseaux sanguins. Cette mutation conduit à l'expression d'une protéine plus petite, non sécrétée. Cette protéine est également connue pour être impliquée dans le métabolisme énergétique, le métabolisme du glucose mais aussi celui des lipides. Pour comprendre pourquoi cette mutation prédispose à l'anévrisme, nous avons développé un modèle de souris exprimant cette mutation. Nos premiers résultats suggèrent que cette protéine joue un rôle majeur dans la physiopathologie de l’anévrisme, avec un impact plus fort chez les femelles que chez les mâles. La compréhension des mécanismes physiopathologiques conduisant à la formation de l’anévrisme intracrânien est donc une condition préalable à l'amélioration de l'évaluation de la maladie et de la prise en charge des patients atteints d'anévrisme intracrânien.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont: 1) Apporter de nouvelles connaissances sur les mécanismes moléculaires à l'origine de la formation de l'anévrisme et identifier les voies régulées par la mutation de notre gène d'intérêt. Notre projet pourrait ainsi, à court terme, contribuer à clarifier le lien entre les troubles métaboliques et l'anévrisme, et permettrait d'améliorer la qualité de vie des personnes atteintes d'anévrisme intracrânien. 2) Identifier les voies dérégulées par notre mutation d'intérêt. Notre projet, à court terme, pourrait ainsi aider à clarifier le lien entre les troubles métaboliques et l'anévrisme, et ouvrirait de nouvelles voies pour la recherche de biomarqueurs de progression de l'anévrisme afin d'optimiser l'évaluation du risque pronostique pour prévenir les hémorragies intracérébrales aiguës. 3) Découvrir de nouvelles cibles pharmacologiques potentielles qui, à moyen/long terme, pourraient être utilisées pour développer des thérapies innovantes afin de limiter ou de prévenir la progression de l'anévrisme.
Procédures
1fois/semaine, prélèvement de sang pour contrôler la glycémie (1 min). Toutes les 2 semaines, 1 prélèvement de sang réalisé pour contrôler les concentrations plasmatiques lipidiques (durée 2min). Pour le test de tolérance au glucose, glycémie contrôlée toutes les 30 minutes pendant 2heures, soit 5 prélèvements. Durée de chaque prélèvement : 1 à 2 minutes. Pour le test de tolérance à l’insuline, 7 prélèvements de sang pour contrôler la glycémie (durée: 1 à 2 min). Enfin, prélèvement de sang par ponction cardiaque lors de l’euthanasie (animal sous anesthésie pendant le prélèvement: durée: 5 minutes)
Impact sur les animaux
Il s’agit d’une procédure légère, nous n’attendons pas d’effets indésirables notables. Les nuisances pourraient concerner : - les prélèvements de sang : petite douleur possible au niveau de l’incision, - le gavage lors du test de tolérance au glucose peut induire un stress - l’injection intrapéritonéale lors du test de tolérance à l’insuline (stress lié à la contention et douleur liée à l’introduction de l’aiguille).
Devenir
Les animaux sont mis à mort à l'issue de la procédure pour réaliser des prélèvements d'organes en vue d'analyses histologiques, biochimiques et transcriptomiques.
Remplacement
Le métabolisme énergétique et le développement de l'obésité sont des processus physiologiques complexes, impliquant l’action combinée d’une multitude d’organes et de diverses voies métaboliques. Il est donc actuellement impossible d’étudier ce paramètre d’une façon intégrale ex vivo ou in vitro et nous sommes malheureusement contraints d’utiliser les modèles animaux.
Réduction
Ce projet a été construit avec la volonté de mettre en place et de respecter « la règle des 3 R ». Seules les expériences absolument indispensables au succès du projet seront mises en œuvre. Le nombre d’animaux nécessaires pour chaque expérimentation a été défini avec un logiciel de statistique. Nous avons pris soin d’optimiser au mieux nos expérimentations en choisissant la lignée murine la plus adaptée à l’étude. Les procédures ont été réfléchies afin de réduire au maximum le stress et les souffrances des animaux soumis aux expérimentations.
Raffinement
Les procédures, de classe légère, ont été réfléchies afin de réduire au maximum le stress et les souffrances des animaux soumis aux expérimentations. Les animaux seront hébergés à 4 ou 5 par cage dans un environnement contrôlé. Les cages seront enrichies par des frisottis et un dôme en carton. Une surveillance quotidienne des animaux sera réalisée. Une grille de score et de points limites seront mises en place pour permettre d'identifier tout signe précoce de souffrance et y remédier si besoin. Si la douleur ne peut être traitée, l’animal sera alors mis à mort. De plus, tout geste invasif sera réalisé sous analgésie et/ou anesthésie adaptées.
Choix des espèces
Pour le système vasculaire et les mécanismes de régulation de l’homéostasie énergétique, il est fondamental d’étudier les potentielles anomalies sur l’animal entier, soumis à l’ensemble des systèmes régulateurs, de façon parfaitement intégré. Le modèle murin reste donc le modèle de choix. Nous choisissons donc de travailler sur la souris, cette dernière nous permettant plus facilement de mettre en œuvre l’étude du gène Angptl6 identifié en amont Les procédures débuteront chez des animaux adultes jeunes, matures, soit à partir de 8 semaines de vie.
Création d’un modèle de souris transgéniques permettant d’évaluer le rôle de la production rénale de glucose au cours du jeûne et du diabète.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Objectifs
Pour que notre corps fonctionne correctement, il est essentiel de maintenir le taux de sucre (glycémie) dans le sang autour de 1 g/L. Lors d’un repas, ce sucre, appelé glucose, est apporté par la nourriture et est stocké dans le foie sous forme d’une molécule complexe, le glycogène. Entre les repas, le foie va d’abord dégrader ses stocks de glycogène, puis si le jeûne se prolonge, le corps peut produire lui-même du glucose, en utilisant d’autres substances (comme certains acides aminés ou des lipides). Alors que le foie est reconnu depuis longtemps comme l’organe central de la production de glucose par l’organisme, on sait aujourd’hui que les reins et l’intestin peuvent aussi produire du glucose de novo. Après utilisation du glycogène, le foie ralentit sa production de glucose, alors que les autres organes augmentent leur production au cours du jeûne prolongé, pour éviter une chute de la glycémie (hypoglycémie) qui peut être fatale. Des études ont montré que : -qu’une production trop importante de glucose par le foie peut dérégler l’équilibre glycémique et énergétique et favoriser le développement du diabète, caractérisé par des hyperglycémies ; -à l’inverse, l’induction de la production par l’intestin peut avoir des effets bénéfiques, comme lutter contre le diabète et le développement de foie gras. Aujourd’hui, la contribution des reins à la production endogène de glucose est encore mal comprise, et souvent sous-estimée. Ce projet vise à mieux comprendre cette fonction physiologique, en particulier lors du jeûne prolongé dans le maintien de l’équilibre glycémique et énergétique. Pour cela, nous allons créer des souris génétiquement modifiées dans lesquelles le rein ne pourra plus produire de glucose. Après validation du modèle, nous analyserons comment cette suppression affecte régulation de la glycémie pendant un jeûne court ou long. Nous étudierons aussi le rôle du rein dans le diabète, en nourrissant ces souris avec un régime très riche en calories, pour voir si les reins ont un effet protecteur ou néfaste sur le métabolisme. Ce modèle pourrait aussi devenir un outil précieux pour mieux comprendre la maladie rénale associée à la glycogénose de type I, qui est une maladie rare induite par une perte de la production de glucose par l’organisme. Les patients développent de graves hypoglycémies, des problèmes de foie et des maladies rénales à long terme
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de créer une souris « génétiquement modifiée » dans laquelle les reins ne produisent plus du tout de glucose. Cela permettrait de mieux comprendre à quel point les reins participent à la production de sucre dans le corps, surtout pendant un jeûne prolongé. Ce modèle de souris pourrait aussi aider à mieux comprendre comment les reins contribuent à maintenir l’équilibre énergétique dans le corps — ce qui est très important pour développer de nouveaux traitements contre des maladies comme le diabète. On sait déjà que diminuer la production de sucre par le foie est un objectif important pour limiter le développement du diabète. Des études récentes montrent à l’inverse que l’induction de la production de glucose par l’intestin a des effets positifs contre le diabète et contre l’accumulation de graisse dans le foie. Dans ce contexte, il devient donc essentiel d’étudier aussi le rôle des reins dans la production de sucre, car cela pourrait influencer le développement ou la prévention du diabète. Plus globalement, ce projet remet en question l’idée que seul le foie est responsable de produire du glucose quand on jeûne. Il pourrait permettre d’en apprendre davantage sur la façon dont le sucre est fabriqué et utilisé dans l’organisme. Enfin, ce modèle de souris pourrait aussi servir à mieux comprendre une maladie rare appelée glycogénose de type Ia (GSDIa), qui touche les reins. Cette maladie a beaucoup de points communs avec la maladie rénale observée chez les personnes diabétiques. Ces souris pourraient donc aider à tester de nouveaux traitements, utiles en diabétologie et en néphrologie. Aujourd’hui, il n’existe pas de traitement qui empêche efficacement l’aggravation des maladies rénales sévères sur le long terme. Pourtant, de plus en plus de patients diabétiques ou atteints de GSDIa en souffrent. Par exemple, 70 à 80 % des personnes atteintes de glycogénose de type I développent une maladie rénale chronique.
Procédures
Interventions réalisées sur toutes les souris : Dans le cadre de ce projet de recherche, nous allons utiliser des souris génétiquement modifiées pour mieux comprendre certaines maladies liées au métabolisme du sucre. Pour identifier les souris porteuses des modifications nécessaires, nous prélèverons un petit échantillon de tissu (biopsie) de manière rapide (quelques secondes). Les souris recevront ensuite une injection quotidienne, sous la peau et pendant 5 jours, d’une solution permettant de bloquer un gène impliqué dans la production de glucose. Ce traitement vise à reproduire, dans leurs reins, une glycogénose de type I. En fin de toutes les procédures, toutes les souris seront mises à jeun pendant 6h et une prise de sang sera réalisée, juste avant la mise à mort, pour des mesures biochimiques. Cette prise de sang sera réalisée en environ 20 secondes. -Interventions spécifiques: -Un premier lot de souris nourris ad libitum sera utilisé pour valider le modèle et évaluer le bien-être. Ces souris ne subiront pas d’autres interventions que celles décrites ci-dessus. - Deux lots de souris seront mis à jeun pendant 24 heures ou entre 30 heures et 48 heures au maximum. Une goutte de sang sera prélevée après l’incision de l’extrémité de la queue pour la mesure de la glycémie grâce à un glucomètre (appareil utilisé par les diabétiques). Ce geste n’est réalisé qu’une seule fois et est très rapide (1-2 secondes). Le massage de la queue permet d’obtenir les prélèvements suivants. Ce geste peut induire un léger stress. - Un lot de souris sera mis à jeun 24h et leur glycémie sera mesurée régulièrement (sept fois, comme décrit ci-dessus) pendant 2 heures après l’injection d’un substrat. Le même test sera réalisé avec un autre composé à une semaine d’intervalle. L’injection du composé sera réalisée en moins d’une minute. Toutes les injections de substrat qui seront réalisées nécessitent une contention en main de la souris de quelques secondes.
Impact sur les animaux
À l’âge de 7 à 10 jours, un petit prélèvement de tissu sera effectué, ce qui peut provoquer une légère douleur de très courte durée ; le risque de saignement est extrêmement faible. Ce moment peut être légèrement stressant pour les petits, car ils doivent être immobilisés quelques secondes. Les injections sous la peau peuvent également entraîner une courte sensation de douleur et un peu de stress. Les injections dans le péritoine sont généralement un peu plus douloureuses et nécessitent une contention en main entrainant un léger stress. Deux lots de souris seront privées de nourriture pendant une période de 24h ou au maximum 48 heures. Ce jeûne prolongé peut provoquer un inconfort, une perte de poids (principalement liée à la perte d’eau et à la fonte musculaire), ainsi que des changements de comportement : au début, elles peuvent devenir anormalement actives, puis s'affaiblir progressivement en cas de jeûne prolongé. Les animaux peuvent aussi devenir plus agressifs. Leur température corporelle peut baisser, mais ces effets sont réversibles dès qu’ils sont réalimentés. Si la perte de poids dépasse 20% de leur poids initial, les animaux seront retirés de l’étude pour éviter toute souffrance. Le suivi de la glycémie permettra aussi de vérifier leur état de santé : une baisse modérée du glucose dans le sang ne provoque pas de gêne, mais si ce taux devient trop bas, les souris peuvent présenter des signes de mal-être importants (faiblesse, inactivité, frissons), nécessitant alors une intervention rapide (injection de glucose ou nécessité de mise à mort de l’animal pour raisons éthiques). Le prélèvement de sang à l’extrémité de la queue est limité en quantité et n’entraine pas de mal-être. La première incision de la queue peut être cependant légèrement douloureuse. D’autres prélèvements sanguins seront effectués par une piqûre sous la mâchoire, ce qui peut causer une gêne passagère et, dans de rares cas, un petit saignement. La maladie rénale étudiée dans ce projet n’entraîne généralement pas de signes visibles de souffrance chez les souris, même lorsqu’elles sont nourries avec une alimentation riche en graisses et en sucres. Toutefois, si une insuffisance rénale devait survenir, les signes suivants seraient surveillés de près : perte de poids importante, léthargie, absence de toilette, yeux mi-clos, et respiration rapide. Ces signes déclencheront des mesures appropriées pour préserver le bien-être des animaux.
Devenir
Les animaux transgéniques seront produits en zone d’élevage et seront mis à mort en fin d’expérimentation pour le prélèvement des tissus (foie, rein et intestin) qui seront analysés au niveau structurel et moléculaire
Remplacement
Même si les chercheurs savent aujourd’hui fabriquer en laboratoire de petites structures qui ressemblent à des petits reins, appelées organoïdes, il est encore nécessaire d’étudier certaines fonctions complexes, comme la production de sucre par le corps, directement chez des animaux. En effet, des organes comme le foie, les reins et l’intestin travaillent ensemble pour réguler le taux de sucre dans le sang, en particulier pendant le jeûne, et ces mécanismes impliquent aussi des signaux hormonaux et nerveux qu’on ne peut pas reproduire en laboratoire. De plus, certaines maladies rénales, comme la maladie rénale chronique, mettent des mois à se développer, dans l’organe complexe qu’est le rein, ce qui n’est pas possible à observer avec des cellules cultivées en laboratoire. Pour étudier une maladie rare appelée glycogénose de type 1a, les scientifiques utilisent un modèle de souris spécialement modifiées. Ces souris reproduisent les symptômes rénaux de la maladie tout en maintenant la production de sucre par le foie et l’intestin, ce qui est essentiel pour comprendre la maladie dans son ensemble. De plus, il est très difficile d’étudier cette maladie directement chez les patients, car elle est extrêmement rare (seulement 1 naissance sur 100 000). Enfin, la souris est aussi un modèle très proche de l’humain en ce qui concerne le métabolisme.
Réduction
Pour planifier ces expériences, nous avons utilisé un logiciel spécialisé afin de calculer le nombre d’animaux nécessaires, en tenant compte de la précision des mesures, de la variabilité entre les individus, et du fait que nous devons inclure aussi bien des mâles que des femelles, car le métabolisme est régulé différemment selon le sexe. Au total, le projet nécessitera 180 souris : 90 souris ne produisant pas de sucre au niveau des reins et 90souris en bonne santé servant de groupe témoin. Les naissances de souris seront arrêtées dès que nous aurons atteint ce nombre. Enfin, toutes ces expériences sont prévues avec le plus grand soin pour limiter le nombre d’animaux utilisés, en s’appuyant sur nos connaissances antérieures et en appliquant des méthodes statistiques rigoureuses pour garantir la fiabilité des résultats.
Raffinement
Pour réduire la douleur, les prélèvements de tissus (biopsies) seront réalisés sur des souriceaux âgés de 7 à 10 jours, à un moment où leurs terminaisons nerveuses ne sont pas encore totalement développées. Afin d’éviter le stress dû à la séparation d’avec leur mère, les soigneurs manipuleront les petits en portant des gants imprégnés de la litière de leur cage, pour conserver leur odeur familière. Pour habituer les souris à être manipulées et réduire leur stress, elles seront régulièrement en contact avec les expérimentateurs et seront prises en main à l’aide d’un petit tunnel plutôt qu’attrapées directement. Quand cela est possible, les injections seront réalisées sous la peau plutôt que dans le ventre, pour réduire la douleur due aux injections. Les points d’injection seront changés chaque jour pour limiter les irritations. Dans cette expérience, seuls les reins sont ciblés génétiquement, ce qui évitera aux souris de souffrir de fortes baisses de sucre dans le sang, car leur foie et leurs intestins continueront de produire du glucose. Lors des périodes de jeûne, les souris resteront en groupe dans de grandes cages enrichies (petites maisons, tunnels) pour limiter leur stress et éviter qu’elles deviennent agressives entre elles. Une partie de la cage sera chauffée. Pour les prises de sang, la queue des souris sera réchauffée pour faciliter le prélèvement et nettoyée pour éviter les infections. Les volumes de sang prélevés resteront très limités conformément aux recommandations internationales sur le bien-être animal. Pour les mesures répétées de la glycémie, une petite incision de l’extrémité de la queue sera réalisée après application d’une pommade anesthésiante. Le sang sera ensuite prélevé sans autre incision en grattant la croute pour éviter toute autre incision. Les prélèvements d’urine se feront de manière naturelle, sans avoir besoin d’isoler les souris. Au début, la maladie rénale étudiée n’aura pas d’effet visible sur la santé des souris. Ce n’est que plus tard, en cas d’insuffisance rénale, qu’on pourra observer une perte de poids importante. Grâce à une bonne connaissance de ce modèle, des critères précis (une grille d’évaluation avec des points limites) permettront de suivre l’évolution de la maladie et de décider quand il sera nécessaire de mettre fin à la vie des animaux pour éviter toute souffrance inutile.
Choix des espèces
Nous avons choisi d’utiliser la souris pour notre projet de recherche car, contrairement à d’autres espèces comme le poisson, elle possède des mécanismes de régulation de la glycémie similaires à ceux de l’être humain. De plus, il est possible dans cette espèce de désactiver précisément un gène important dans les reins grâce à des techniques génétiques avancées. Ce modèle de souris devrait imiter très fidèlement la maladie chronique rénale associée à la glycogénose de type I, ce qui en fait un outil précieux pour mieux comprendre cette pathologie et développer de nouvelles approches. Au laboratoire, tous les outils nécessaires, comme des anticorps spécifiques à la souris, sont disponibles pour analyser les effets de la maladie et des traitements. Les manipulations sur les souris seront limitées et réalisées à différents âges : une petite biopsie de l’oreille sera faite chez les bébés souris (entre 7 et 10 jours) pour vérifier leur patrimoine génétique. Ensuite, un traitement spécifique sera administré à l’âge de 6 à 8 semaines pour déclencher la modification du gène étudié. Les tests pour mesurer l’impact de cette modification seront réalisés quand les souris seront adultes, entre 2 et 4 mois après le traitement. L’étude se terminera avant que les souris n’atteignent 6 mois.
Maintien et gestion de lignées de souris immunodéprimée pour des études en cancérologie.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système immunitaire
Objectifs
L’objectif est d’entretenir et de gérer des lignées de souris immunodéprimées utilisées pour les travaux sur un plateau technique dédié cancérologie. Ces souris, fragiles en raison de leur déficit immunitaire, servent surtout à greffer des cellules tumorales, ici des tumeurs solides. Leur élevage nécessite des soins particuliers et un hébergement adapté pour éviter que leur fragilité ne s’exprime. La mise en place d’un élevage interne est justifiée par des contraintes expérimentales. Elle permet d’assurer la disponibilité de souris hôtes en nombre, d’âge et de sexe précisément définis, condition indispensable à la synchronisation avec les manipulations cellulaires réalisées en amont et les analyses prévues en aval. Par ailleurs, l’élevage interne garantit la maîtrise des conditions d’élevage et d’hébergement et permet d’assurer une traçabilité individuelle complète des animaux utilisés, tant sur le plan sanitaire qu’expérimental.
Bénéfices attendus
L’utilisation de souris immunodéficientes en cancérologie permet le développement de modèles expérimentaux pertinents pour l’étude de la tumorigenèse humaine. L’absence ou l’altération de la réponse immunitaire chez ces animaux autorise l’implantation et la croissance de cellules tumorales humaines, permettant ainsi l’analyse des mécanismes biologiques impliqués dans l’initiation, la progression et la dissémination tumorales. Ces modèles constituent un outil essentiel pour l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques, notamment l’étude de l’efficacité et de la toxicité de traitements anticancéreux, dans un contexte in vivo contrôlé. Ils contribuent également à l’identification de biomarqueurs pronostiques ou prédictifs de réponse aux traitements. Enfin, le recours à ces modèles permet de limiter le nombre d’animaux utilisés grâce à une meilleure reproductibilité des protocoles expérimentaux et à une réduction de la variabilité biologique.
Procédures
La manisfestation du phénotype dommageable d'immunodéficience soumet les souris à un risque d'infection par des agents pathogènes extérieurs. En conséquence, elles sont hébergées dans des cages ventilées et manipulées sous hottes filtrantes pour garantir les barrières sanitaires afin de les protéger de ce risque.
Impact sur les animaux
L’immunodéficience de ces souris les rend plus sensibles aux infections que les souris classique dites "immunocompétentes", c'est à dire capable de se défendre contre un agent pathogène par le biais du système immunitaire. Un risque rare, mais possible, de développer des infections peu apparaitre. Ce risque est présent en cas de mise en défaut des mesures barrières sanitaires lors de l’hébergement de ces lignées (Dysfonction du système de filtration des armoires ventilées, de la hotte de change, rupture de la stérilité de l'aliment ou de l'eau de boisson etc.). Dans ce cas, les animaux seraient exposés à des agents pathogènes et développeraient un syndrome infectieux qui conduiraient à leur mort en quelques jours.
Devenir
Tout les animaux seront mis à mort en fin de procédure dans les DAP dans lesquelles ils seront inclus. Tous les animaux générés seront utilisés.
Remplacement
Malgré le développement de technique in vitro sur cellules permettant de limiter l’utilisation des animaux, il est impossible à ce jour de remplacer totalement le modèle animal car celui-ci nous permet de comprendre les interactions entre les cellules tumorales et le microenvironnement dans toute sa complexité.
Réduction
La reproduction n’est utilisée que pour produire le nombre d’animaux prévu dans les projets autorisés. Cette production est basée sur les besoins expérimentaux établis de façon statistiques pour chaque projet. Les caractéristiques de reproduction propres à chaque lignée (nombre de petits par portée, nombre de modifications génétiques, …) sont prises en compte pour planifier la fréquence et le type de croisements dans le but de ne produire aucun animal superflu et se limiter au nombre d'animaux requis pour chaque étude.
Raffinement
Afin d’éviter toute contamination, les animaux sont hébergés en armoires ventilées dans un secteur spécifique pour les animaux à risque d'infection. Des contrôles sanitaires réguliers (tests bactériologiques sur gélose une fois par an) sont réalisés, l’eau est autoclavée, la nourriture est irradiée, l’air des enceintes d’hébergement est filtré, nous réalisons un change de tenue et protections individuelles réguliers concernant le personnel en contact avec les aniaux. Les animaux sont surveillés tous les jours pour vérifier l’absence d’atteintes des points limites. Les points observés sont les suivants : -Hyperactivité ou hypoactivité -Isolement et indifférence au milieu extérieur -Modifications des périodes de sommeil (Hyperactivité en période diurne) -Tout comportement inhabituel (activité stéréotypée, déplacement erratique, passivité à l'environnement, interaction sociale modifiée...). -Dos vouté, yeux enfoncés, poils hérissés -Perte de poids (supérieur à 10% pendant plus de 24h). Lors des reproductions, le nid est également enrichi par des frisottis et du coton pour accompagner les femelles durant leur gestation. Pour limiter le stress, le nid parental est conservé pendant le change. Afin de faciliter l’accès à la nourriture aux petits lors des sevrages, des croquettes sont mises directement dans la cage. Dans le but de limiter le risque d’infection par des agents opportunistes, la fréquence des changes est augmentée et l’ensemble du matériel d’hébergement est autoclavés (cages, biberons, grilles, enrichissements...). Les animaux seront hébergés à raison de 2 à 5 par cages.
Choix des espèces
Les souches de souris élevées sont choisies en fonction des besoins des projets de recherche autorisés. Grâce à la bonne connaissance de ces souches d'un point de vue biologique, leur utilisation en cancérologie est très standardisée. Ce sont des modèles étudiés depuis longtemps, avec beaucoup de données scientifiques disponibles, ce qui permet de préparer les expériences avec précision et de prévoir leurs réactions grâce aux données accumulées dans la littérature. Les souris seront mises en accouplement entre 6 et 24 semaines (période de capacité de reproduction optimale) pour une durée correspondant aux recommandations spécifiques de chaque souche, en fonction des objectifs de production pour nos projets. Le phénotype dommeageable d'immunosensibilité n'a pas d'impact sur la reproduction puisque les animaux sont maintenus en condition stérile qui empêche sa manisfestation.
Rôle de la sécrétion des plaquettes sanguines dans les maladies métaboliques hépatiques (EU (2/2))
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
Objectifs
Les maladies du foie liées au métabolisme, appelées maladies hépatiques métaboliques sont des atteintes du foie qui apparaissent dans le cadre du syndrome métabolique. Ce syndrome correspond à l’association de plusieurs troubles liés à l’obésité, comme une augmentation de la graisse abdominale, un diabète, une hypertension ou des anomalies des graisses dans le sang. Ces maladies du foie peuvent rester longtemps silencieuses, mais elles peuvent aussi évoluer vers des formes graves comme la cirrhose ou le cancer du foie. Dans ce dernier cas, le pronostic est très sombre, avec un taux de survie d’environ 10 % à 5 ans. Atteignant plus de 30 % de la population dans les pays occidentaux, ces maladies hépatiques représentent un véritable enjeu de santé publique. L’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) les considère désormais comme la première cause de maladies du foie dans ces pays. Même si ces maladies sont souvent associées à l’obésité et au syndrome métabolique, leur origine exacte varie selon les patients et reste encore mal comprise. Cela rend leur prévention et leur traitement particulièrement difficiles. L’une des questions importantes et encore peu explorées concerne le rôle des plaquettes sanguines. Les plaquettes sont de petites cellules du sang qui permettent d’arrêter les saignements et de maintenir l’intégrité des vaisseaux sanguins. Comprendre comment elles pourraient influencer l’apparition ou l’évolution des maladies hépatiques métaboliques ouvre une nouvelle piste de recherche très prometteuse. Ce travail s’inscrit dans une approche globale en tenant compte de l’ensemble du fonctionnement du corps, des organes et de leurs interactions. Cette vision globale est essentielle pour comprendre ces maladies complexes et multifactorielles. Ce projet se déroulera dans 2 établissements utilisateurs (EU) différents (EU1 et EU2).
Bénéfices attendus
Ces résultats devraient permettre de mieux appréhender le rôle et l’impact des plaquettes dans les maladies métaboliques hépatiques et ses conséquences. Ces résultats apporteront donc des informations à la fois fondamentales dans la connaissance de la physiopathologie hépatique et aideront à évaluer l’intérêt thérapeutique de cibler les plaquettes pour prévenir les maladies métaboliques du foie.
Procédures
La souris sera soumise à différents régimes alimentaires riches en lipides de 1, 8, 12, 16 ou 52 semaines en fonction du régime utilisé et du stade de la maladie étudié. La souris sera soumise à des procédures avec des injections (intra-orbitaire : 1 injection de 15 sec, intra-péritonéale : 1 à 2 injections de 15 sec et sous-cutané : 1 injection de 15 sec). 7 prélèvements sanguins de 15 sec sur souris vigile ou 1 prélèvement sanguin terminal de 1-2 minutes sur souris anesthésiée seront réalisés. La souris sera mise à jeun (8h ou 16h) pour les tests de tolérance. Pour une procédure, la souris sera isolée individuellement en cage métabolique d’une surface de 500cm2 sur une durée de 72h. Pour une procédure, une perfusion intra-cardiaque (1 minute) sera réalisée suite à une anesthésie générale et une antalgie locale.
Impact sur les animaux
La mise en régime riche en lipides chez la souris induit différents effets indésirables telles qu’une prise de poids et une accumulation de graisses dans le foie associée à une inflammation de l’organe ou un cancer du foie. Les animaux utilisés dans ce projet pourront éprouver un stress modéré et un inconfort à cause d'injections, de mise à jeun et de mise en isolement.
Devenir
A la fin de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement sanguin (1 ml de sang) et d’organes pour les procédures 1 et 3. Pour la procédure 2, tous les animaux seront mis à mort ne pouvant pas etre utilisés pour d’autres procédures dû au stress après isolement de 72h.
Remplacement
Les processus qui contrôlent les plaquettes sanguines et les maladies du foie font intervenir de nombreux types de cellules et plusieurs organes, comme le foie, les vaisseaux sanguins, le tissu adipeux ou encore l’intestin. Aujourd’hui, il n’existe pas de modèle en laboratoire capable de reproduire fidèlement toutes ces interactions complexes. A ce jour, aucun système expérimental ne permet d’imiter un foie complet avec ses différents types de cellules et ses vaisseaux et de modéliser ses échanges avec d’autres organes. Notre projet étudie une maladie du foie qui résulte de plusieurs problèmes combinés : des troubles du métabolisme des graisses, de l’inflammation et des anomalies des vaisseaux sanguins. Pour comprendre ces mécanismes, il est nécessaire d’utiliser un modèle vivant capable de reproduire l’ensemble des échanges métaboliques, hormonaux et immunitaires d’un organisme. L’expérimentation animale reste donc, à ce jour, la seule méthode permettant d’étudier cette maladie dans toute sa complexité.
Réduction
Plusieurs résultats seront obtenus à partir d’un seul animal. Nous limiterons aux seules expériences considérées comme absolument indispensables. Le nombre de souris utilisées sera réduit au minimum sur la base des études précédentes déjà réalisées au laboratoire et d’analyses statistiques permettant d’obtenir des résultats fiables. Les paramètres mesurés seront analysés à l’aide d’une analyse de variance.
Raffinement
Le suivi des souris sera réalisé 2 fois par jour par les zootechniciens et l’expérimentateur. De l’aliment hydratée pourra être mise à disposition dans la cage. Du papier sopalin, du carton et/ou des cubes de bois seront rajoutés dans la cage. Si des plaies apparaissent, des soins/désinfections seront prodigués à la souris. En fonction de son état, la souris peut être aussi momentanément séparée de ces congénères. Toutes les procédures invasives utilisent des analgésiques généraux ou locaux. Certains animaux seront transportés à pied selon un tracé bien défini de 5 minutes dans leur cage d’origine placée dans des sacs isotherme de transports à raison de 2 cages par sac de transport. Ceci permet de réduire le stress des animaux car dans l’obscurité et à une température contrôlée. Tout animal faible ou malade ne sera pas transporté et mis à mort avant transport. Les animaux sont ensuite placés dans la salle d’expérimentaion pour une acclimation de 2 h avant l’expérimentation. Si des signes décrits dans la grille de score apparaissent, le zootechnicien ou l’experimentateur doivent se referrer à cette grille de score et agir avec l’accord du responsable du projet. Au bout de 48h si les signes persistentet les points limites atteints, la souris sera mise à mort.
Choix des espèces
Nous utilisons des modèles murins car nous disposons de modèles de souris génétiquement modifiées ainsi que d'outils pharmacologiques commercialement disponibles et couramment utilisés pour modifier le nombre de plaquettes sanguines chez la souris. Les modèles de drosophiles ou de poissons zèbres ne sont pas utilisables dans le contexte de ce projet de recherche car les plaquettes sanguines sont phénotypiquement et mécanistiquement très différentes de celles de l'Homme, ce qui n'est pas le cas chez les rongeurs. Nous utiliserons des souris de 10 à 12 semaines (âge adulte, système cardiovasculaire et métabolique mature).
Évaluation de l’effet d’une supplémentation alimentaire en poudre de pomme et en infusion de Satureja nepeta (fausse marjolaine) sur le métabolisme, l’inflammation et la résistance à l’insuline dans un modèle d’obésité induite par l’alimentation chez la souris mâle.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Objectifs
L’un des objectifs de ce projet est de mieux comprendre l’impact des traitements appliqués au cours de la récolte et en post-récolte sur la qualité nutritionnelle des fruits, ainsi que les effets santé associés chez la souris. De nombreux travaux ont mis en évidence un effet protecteur des fruits sur le maintient du métabolisme du glucose, effet attribué en partie à la présence de sucres complexes et, très probablement, à une modulation bénéfique du microbiote intestinal. Afin d’évaluer les effets santé et de déterminer l’impact du traitement par UV au cours de la récolte et en post-récolte, nous comparerons des poudres de pomme obtenues à partir de fruits cultivés en plein champ ), et traitées avant ou durant la période de stockage selon plusieurs modalités. Parallèlement, l’étude inclura l’administration d’une infusion de Satureja nepeta (fausse marjolaine), plante médicinale traditionnellement utilisée pour ses propriétés anti-inflammatoires, antioxydantes et métaboliques, afin d’évaluer son effet sur le métabolisme de la souris et son microbiote intestinal. Les différentes modalités de fruits et de la plante seront administrées à des souris males durant 12 semaines, dans le cadre d'une alimentation riche en graisse. Une prise de sang sera réalisée à 6 semaines, ainsi qu'un test de tolérance à l'insuline à la 9ème semaine et un test de tolérance au glucose à la 10ème semaine. Les fèces seront également récoltées et le microbiote des animaux sera analysé.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à évaluer l’impact de traitements lors de la récolte et en post-récolte sur la pomme, ainsi que leurs effets sur la santé métabolique des souris et sur la composition de leur microbiote intestinal. En parallèle, l’étude inclura l’administration d’un extrait infusé de Satureja nepeta, plante reconnue pour ses propriétés anti-inflammatoires et antioxydantes, afin d’examiner son effet potentiel, sur les paramètres métaboliques et microbiotiques. Ce travail s’inscrit dans le cadre d’un programme de recherche plus large, visant à mieux caractériser et valoriser les effets santé de ces aliments et extraits végétaux, tout en s’insérant dans une perspective de pratiques agricoles plus durables et responsables.
Procédures
Un prélèvement de sang sur animal vigile sera réalisé au début de l'étude et après 6 semaines (2 au total). Pour ce faire les animaux seront mis sous contention durant environ 2 minutes. Un test de tolérance à l'insuline et un test oral de tolérance au glucose seront pratiqués respectivement en 9ème et 10ème semaine. Ces tests nécessitent une mise en contention d'une minute pour réaliser un gavage dans le cas du test de tolérance au glucose, et une injection intrapéritonéale lors du test de tolérance à l'insuline. Le déroulé du test nécessite ensuite une mise en hébergement individuel des animaux de 2 heures afin de suivre l'évolution de leur valeur de glucose dans le sang. Un test de perméabilité intestinale sera réalisé en semaine 11. Ce test nécessitera une mise en contention d'une minute pour réaliser le gavage avec la solution permettant d'évaluer la perméabilité intestinale. Durant le protocole, 3 recueils de fèces nécessitant d’isoler temporairement (environ 30 minutes) l’animal seront effectués.
Impact sur les animaux
Stress social lié à l'isolement de l'animal de ses congénères lors du test de tolérance à l'insuline (ITT), ou de tolérance au glucose (OGTT) et du recueil de fèces. Douleurs possibles lors de l'incision à la queue pour les prises de sang, du perçage des oreilles pour l'identification des animaux et lors du gavage avec une dose de glucose (OGTT), ou une dose d'une molécule utilisée pour mesurer la perméabilité intestinale et lors des injections intrapéritonéales d'insuline (ITT). Ces nuisances ou effets indésirables sont toutes temporaires et réversibles. Lors des tests OGTT et ITT les animaux seront soumis à des restrictions alimentaires afin de réaliser les tests sur animaux à jeun (4h ou 6h). De même, la vielle au soir de l'euthanasie, les animaux seront mis à jeun. Les souris subiront deux gavages durant le protocole, deux prises de sang à la veine caudale et une injection intrapéritonéale, qui pourraient engendrer des douleurs temporaires et reversibles. Contention des animaux à plusieurs reprises lors des tests OGTT et ITT.
Devenir
Les animaux de cette procédure seront mis à mort afin de prélever les tissus d'intérêt qui seront ensuite étudiés (expression génique, histologie, dosages protéiques) et de démontrer les effets métaboliques de la supplémentation en poudre de pomme mais aussi les effets anti-inflammatoires des différents extraits de la plantes Satureja nepeta
Remplacement
L’étude d’une supplémentation en poudre de pomme et de l’extrait infusé de la plante Satureja nepeta sur la santé métabolique et le microbiote ne peut s'envisager que dans un modèle in vivo. Il n'existe pas de modèle alternatif à l'heure actuelle permettant d'étudier ces paramètres in vitro.
Réduction
Le nombre d'animaux (9 par groupes) est le nombre minimum nécessaire pour mettre en évidence des différences significatives entre les groupes, à l'aide d'un test de Student, notamment en ce qui concerne la prise de poids. Deux protocoles indépendants ont été regroupés en un même protocole afin de limiter le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en cage de 3, et l'environnement sera enrichi par la présence d'un igloo en plastique ou en carton. Les animaux seront manipulés régulièrement pour les habituer à notre contact et ainsi limiter leur stress. Des conflits entre animaux au sein d’une même cage pourraient se produire et engendrer des blessures. Dans ce cas, l’animal blessé sera soigné et placé dans une cage individuelle permettant de garder des contacts visuels, olfactifs et auditifs avec ses congénères jusqu’à rétablissement. Des points limites gradés et précis ont été définis pour chaque acte expérimental. Un arbre décisionnel en fonction des observations faites permettra l'application des points limites et la mise en application de critères d'arrêt. Aucune analgésie n'est prévue lors de ce protocole.
Choix des espèces
Le modèle souris est un modèle reconnu pour les études portant sur l’obésité et les pathologies associées. Les mécanismes d’adaptation à une alimentation riche en matière grasse chez la souris sont très proches des mécanismes observés chez l’Homme. Les animaux seront âgés de 6 semaines à l’achat et d’environ 7 semaines lors du début du protocole. Ces animaux correspondent donc à de jeunes adultes, afin de ne pas faire intervenir de paramètres confondants tels que le vieillissement.