Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Etude d ‘une lignée de souris Mtm/GFP à phénotype dommageable
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le but de notre équipe est de générer et caractériser des modèles souris de maladies musculaires humaines (myopathies). Notre travail est principalement axé sur les maladies génétiques affectant les muscles et plus particulièrement les myopathies centronucléaires (CNM) qui sont un groupe de myopathies congénitales sévères, caractérisées par une importante faiblesse musculaire. Les myopathies centronucléaires sont souvent présentes/déclarées dès la naissance ou au début de l’enfance, résultant d’une faiblesse musculaire sévère et d’un décès précoce. Aucun traitement efficace n'existe pour les patients à l 'heure actuelle. Nous planifions d 'utiliser des souris pour comprendre cette pathologie dans un organisme vivant et spécifiquement pour ce modèle la compréhension de l 'emplacement central des noyaux dans les cellules musculaires.
Bénéfices attendus
Cette lignée de souris très spécifique (avec des noyaux musculaires fluorescents) permettra une étude très ciblée de ces noyaux. La compréhension de cette migration des noyaux au centre des cellules musculaire permettra d élucider et de comprendre un des mécanismes clé de cette maladie. Ces nouvelles connaissances permettront peut être à terme de proposer une thérapie innovante pour le traitement de ces myopathies très sévères.
Procédures
Aucun prélèvement ou procédure sur animaux vigiles n est prévu. Tous les prélèvements de tissus ou d 'organes se feront au stade post mortem.
Impact sur les animaux
Pour cette étude , nous utiliserons un modèle atteint de Myopathie myotubulaire (MTM1). Cette souris développe une faiblesse musculaire et peut montrer des difficultés de locomotion qui apparaissent vers 4 semaines d' âge en moyenne. Une partie des animaux (720) seront malades (myopathie) ce qui entraine une perte de poids à partir de 3 semaines après la naissance, une scoliose et une cyphose entre la quatrème et la 8eme semaine de vie, une faiblesse musculaire et une durée de vie réduite par rapport à des animaux contrôles (les animaux survivent rarement plus de 8 semaines). Pour ce modèle, seuls les mâles seront affectés car cette maladie est localisée sur le chromosome X.
Devenir
Les souris seront prélevées en post mortem, en particulier le muscle, pour procéder à des protocoles d 'extration de noyaux pour analyses ultérieures.
Remplacement
Pour comprendre et élucider la position centrale des noyaux dans les cellules musculaires de cette myopathie (Mtm1) nous souhaitons étudier un modèle souris. La souris étant physiologiquement et structurellement assez proche de l’Homme, elle nous permettra d’étudier la position centrale des noyaux dans les cellules. D' autre part, une étude sur culture de cellules mutantes ne peut être envisagée car la pathologie ne se développerait pas suffisamment, notamment le déplacement des noyaux au centre des cellules musculaires.
Réduction
Le nombre d’animaux sera réduit au maximum pour obtenir une puissance statistique suffisante. Nos connaissances sur ces modèles animaux mutants et les études réalisées par des collaborateurs montrent que 6 souris par groupe seront suffisantes. Au total nous prévoyons de produire 720 animaux malades pour cette étude ainsi que le maintien de la lignée. Environ 600 de ces animaux KO seront utilisés pour les expériences (8 à 10 animaux/mois X 60 mois) ; le surplus de production (environ 120 souris) seront euthanasiés vers l âge de 3 semaines (avant l apparition des symptômes dûs à la myopathie.)
Raffinement
Un certain nombre de procédures seront mises en place afin d’améliorer le bien-être de l’animal. Si des difficultés de locomotion apparaissent, de la nourriture sera placée dans la cage afin de soulager l’animal dans ses déplacements. Des nids seront disposés dans chaque cage pour le bien être des animaux. Les cages d’accouplements seront constituées de deux femelles par cage facilitant l’élevage des petits. Le bien-être des animaux sera contrôlé quotidiennement afin de détecter au plus tôt les premiers signes de souffrance comme l’apathie, la prostration, l’abaissement des paupières et l’apparition d’une cyphose. Pour le nouveau-né, la souffrance sera évaluée visuellement : capacité à se retourner, couleur de la peau, capacité à se mouvoir. À partir du sevrage, une non prise de poids pendant 2/3 jours conduira à la mise à mort. En cas de douleur detectable,, un analgésique pourra être administré. Si le lendemain, on n' observe aucune amélioration , une seconde dose identique d' analgésique sera injectée. Si la douleur persiste au troisième jour, la souris sera mise à mort.
Choix des espèces
Cette étude ne peut pas être réalisée sur d'autres espèces évolutivement plus éloignées de l’homme car la structure du muscle est différente. De plus, la souris est la seule espèce physiologiquement et structurellement assez proche de l’Homme dans laquelle nous pouvons réaliser les manipulations génétiques pour obtenir ces modèles de pathologie humaine. Les souris ont des caractéristiques biologiques très utiles pour la recherche comme le comportement, la petite taille, une durée de vie plutôt courte et une durée de gestation courte. D’ autre part, les souris sont couramment utilisées dans un grand nombre de recherches dans ce domaine, ainsi que dans notre équipe (autres modèles déjà caractérisés pour recouper les données), ce qui nous permettra de mieux comprendre le développement de cette maladie. Nous utiliserons ce modéle souris à l âge de 7 semaines, ce qui correspond à un stade adulte et au phénotype "maximal" concernant la centralisation des noyaux dans les cellules musculaires.
Dysrégulation des réseaux neuroendocriniens dans des modèles précliniques de sclérose latérale amyotrophique
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles endocriniens
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Objectifs
La sclérose latérale amyotrophique (SLA) est une maladie grave qui touche les nerfs contrôlant les muscles. Elle provoque une paralysie progressive et entraîne le décès en quelques années. Les traitements actuels ne permettent que de ralentir légèrement son évolution. Des travaux récents ont montré que, bien avant les premiers signes de paralysie, les personnes atteintes peuvent présenter d’autres symptômes : perte de poids, modification du métabolisme et troubles du sommeil. Ces problèmes apparaissent parfois plusieurs années avant les difficultés motrices. Notre groupe de recherche a observé, chez des patients et chez des souris modèles de la maladie, que ces signes précoces sont liés à des anomalies dans une zone du cerveau qui régule l’appétit, l’énergie du corps et l’alternance veille-sommeil. Dans ce projet, nous cherchons à mieux comprendre comment ces circuits du cerveau sont perturbés au début de la maladie. Pour cela, nous utiliserons des souris génétiquement modifiées reproduisant certains aspects de la sclérose latérale amyotrophique. L’objectif est d’identifier des cibles thérapeutiques très précoces pour tenter de ralentir l’évolution de la maladie avant l’apparition des symptômes moteurs. Nous testerons notamment l’effet de traitements déjà utilisés chez l’humain pour améliorer le sommeil, afin de voir s’ils peuvent aussi agir sur l’évolution de la sclérose latérale amyotrophique. Mieux comprendre et traiter ces signes précoces pourrait, à terme, contribuer à améliorer la qualité de vie et l’espérance de vie des patients.
Bénéfices attendus
Ces expériences permettront de mieux comprendre les mécanismes moléculaires et génétiques impliqués dans la voie de signalisation de l’orexine dans les modèles de sclérose latérale amyotrophique. Elles pourraient conduire à l’identification de nouvelles voies ou cibles thérapeutiques potentielles, tout en apportant un éclairage sur les effets bénéfiques que pourrait avoir la modulation de cette voie chez les patients atteints de sclérose latérale amyotrophique. Le sommeil, dont les altérations précèdent les symptômes moteurs, constitue un déficit prodromal de la maladie en partie dépendant de la signalisation à l’orexine. Agir sur cette voie pourrait ainsi contribuer à ralentir la progression de la sclérose latérale amyotrophique.
Procédures
Toutes les souris subiront un prélèvement tissulaire sur animal vigile, d’une durée inférieure à une minute, pour leur identification génétique. Un premier lot sera soumis à une intervention chirurgicale unique sous anesthésie générale, d’une durée d’environ une heure. Après récupération, ces animaux seront temporairement isolés à plusieurs reprises pour réaliser des mesures physiologiques, comprenant des enregistrements cérébraux (EEG) et métaboliques. Chaque session pourra durer jusqu’à sept jours, avec un total de cinq à huit sessions, espacées de dix jours à un mois selon le groupe. Une partie de ces animaux recevra un traitement comprenant une injection quotidienne pendant trente jours, tandis que l’autre partie recevra deux injections espacées d’un jour. La manipulation, incluant la contention, ne dépassera pas quinze secondes par injection. Un second lot ne subira pas de chirurgie mais sera suivi du point de vue comportemental. Ce suivi comprendra des évaluations courtes, d’environ trois minutes chacune, permettant d’apprécier la capacité motrice, la motricité fine et les interactions sociales. Ces évaluations seront réalisées à intervalles réguliers, tous les quinze à vingt jours ou selon la nature du test. Ces animaux recevront également, selon le groupe, soit un traitement quotidien de trente jours, soit deux injections espacées d’un jour, avec une durée totale de manipulation inférieure à quinze secondes. En résumé, les interventions prévues incluent : un prélèvement bref sur animal vigile pour tous les individus ; une chirurgie unique suivie de sessions de mesures physiologiques pour un premier lot ; des évaluations comportementales pour un second lot ; et, pour l’ensemble des animaux traités, des injections ponctuelles ou répétées de très courte durée.
Impact sur les animaux
Chez les souris SOD1 G86R, des altérations motrices progressives des pattes arrière peuvent apparaître à partir de 90 jours, évoluant ensuite vers les pattes avant, accompagnées d’une perte de poids pouvant atteindre 20 %. Ces signes seront suivis de près à l’aide de points limites prédéfinis pour anticiper toute souffrance et décider d’une euthanasie si nécessaire. Les animaux subiront également un stress lié à la contention et à l’isolement temporaire, notamment lors des mesures physiologiques (EEG et calorimétrie). Bien que les animaux soient progressivement habitués à la manipulation, un stress de courte durée est inévitable mais maîtrisé grâce à l’enregistrement en temps réel de paramètres physiologiques permettant de détecter toute détresse. La chirurgie d’implantation peut induire une inflammation locale et une douleur post-opératoire. Ces effets sont limités par la formation expérimentale, la prise en charge adaptée et l’utilisation systématique d’analgésiques et d’antalgique conformément aux protocoles en vigueur. D’autres nuisances possibles incluent une altération temporaire du comportement liée à la manipulation, à l’isolement et aux interventions expérimentales. Ces effets sont surveillés quotidiennement et des mesures correctives seront appliquées si nécessaire, afin de garantir le bien-être des animaux tout au long de l’étude
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever leurs cerveaux ainsi que leurs tissus.
Remplacement
La sclérose latérale amyotrophique est une maladie neurodégénérative complexe qui touche divers types de neurones le long de l’axe moteur et implique l’interaction de plusieurs types cellulaires, neuronaux et non neuronaux, comme les cellules gliales et les muscles striés. Notre projet vise à étudier les mécanismes neuronaux du sommeil dans les modèles expérimentaux de sclérose latérale amyotrophique, ainsi que les effets d'un traitement chronique par un somnifère. Cette approche ne peut être menée qu’in vivo, sur l’organisme entier.
Réduction
Pour réduire le nombre d’animaux, les animaux de comparaison issus des mêmes portées seront utilisés. Le nombre de souris a été calculé à partir de données préliminaires pour garantir que les résultats soient fiables, sans utiliser plus d’animaux que nécessaire. Toutes les interventions chirurgicales seront réalisées par une personne déjà formée, donc aucun animal supplémentaire ne sera utilisé pour l’apprentissage. Les opérations se feront progressivement, par petits groupes, ce qui permet d’ajuster le protocole selon les premiers résultats. Si aucun effet n’est observé, le nombre d’animaux pourra être réduit, voire l’expérimentation arrêtée. Les mêmes animaux serviront à plusieurs mesures, comme l’étude du sommeil et des paramètres métaboliques, ce qui limite encore le nombre total d’animaux utilisés. Ainsi, chaque étape a été pensée pour obtenir des résultats fiables tout en réduisant au maximum l’utilisation d’animaux.
Raffinement
Le bien-être des animaux sera assuré par un environnement enrichi répondant à leurs besoins naturels. Les enrichissements fournis incluront des bâtonnets à ronger pour satisfaire leur comportement naturel de mastication, du coton compressé et des frisures de papier pour la construction de nids, favorisant le confort thermique et réduisant le stress, ainsi qu’un tunnel de transfert pour faciliter une manipulation douce. Les animaux seront hébergés en groupes compatibles, sauf contraintes expérimentales, et feront l’objet d’une surveillance quotidienne afin de détecter tout signe de souffrance ou de changement comportemental. La nourriture pourra être placée au sol si nécessaire. Avant les injections répétées et certains tests comportementaux, les animaux seront progressivement habitués à la manipulation et à une contention douce pour réduire le stress. Une période d’habituation est également prévue avant les mesures physiologiques. Les animaux subissant une chirurgie recevront une thermorégulation appropriée et des analgésiques avant, pendant et après l’intervention. Des points-limites préalablement définis permettront d’arrêter toute manipulation ou procédure si un animal montre des signes de souffrance, garantissant ainsi que leur confort et leur sécurité soient prioritaires tout au long de l’étude.
Choix des espèces
La souris est un modèle important et pertinent dans l’étude de la sclérose latérale amyotrophique. Pour intégrer la complexité de la pathologie, et notamment des implications du dysfonctionnement de hypothalamus, il est indispensable de travailler avec un modèle animal possédant une structure hypothalamique bien caractérisée. De plus, les modèles transgéniques de souris sont des modèles expérimentaux très puissants (génétique connue, commercialisation d’outils moléculaires, etc.). En conséquence, dans le cadre de la question biologique posée, le modèle animal choisi ne saurait être remplacé par un autre. Dans toutes les procédures expérimentales, un de nos modèles sera utilisées à un âge compris entre 50 et environ 120 jours et l’autre entre 3 mois et 10 mois. Pour chaque modèle, cette période correspond à la fenêtre temporelle durant laquelle les troubles caractéristiques de la maladie se manifestent. Elle permet ainsi d’évaluer les effets du traitement à la fois en phase présymptomatique, en débutant l’intervention à 60 jours ou 3 mois, et en phase post-symptomatique, avec un traitement initié à 75 jours ou 7 mois. Cette approche garantit une analyse complète de la progression pathologique.
fourniture de produits biologiques de primates non humains
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système respiratoire
- Système urogénital
Macaques à longue queue : 400
Macaques rhésus : 30
Singes vervets : 20
Objectifs
L’accès à des échantillons biologiques de primates non humains (PNH) est un élément clé dans le développement préclinique. Ils permettent de valider in vitro différentes hypothèses scientifiques et de tester l’efficacité ou la toxicité de candidats médicaments. Autrement dit, utiliser des échantillons de PNH 1) permet de réduire l’utilisation d’animaux de laboratoire en les remplaçant par l’utilisation in vitro de cellules (plusieurs produits testés avec les cellules d’un seul animal) ; 2) rend le développement d’un médicament plus fiable, grâce à une sélection objective de l’espèce animale la plus proche de l’homme. Les prélèvements sont réalisés sur des animaux anesthésiés en suivant les recommandations correspondant aux bonnes pratiques chez l’Homme. De plus, un hébergement spacieux en groupe sociaux et un enrichissement du milieu adapté sont fournis à ces animaux. Anesthésie, analgésie, hébergement en groupe sociaux et enrichissement participent ainsi au principe de raffinement. La réalisation de prélèvements biologiques suit donc parfaitement la règle des 3R, tant dans son concept que dans sa réalisation. Pour les besoins de la recherche scientifique , l'objectif de ce projet est de proposer et fournir à la communauté scientifique la fourniture d’échantillons biologiques (sang et dérivés sanguins, cellules, tissus, fluides…). Le besoin en prélèvements biologiques/cellules de PNH est dépendant de projets extérieurs à la plateforme
Bénéfices attendus
D’un point de vue scientifique, les prélèvements de sang, moelle osseuse, liquide céphalo-rachidien, urine, humeur aqueuse, humeur vitrée, sperme, biopsies cutanées, biopsies musculaires, lait et liquide bronco-alvéolaire peuvent avoir de nombreuses utilisations. On peut notamment citer parmi les utilisations faites par les utilisateurs de ces prélèvements : (i) des recherches sur les cellules primaires pour développer de nouvelles molécules de biothérapie en oncologie ou contre les maladies inflammatoires ; (ii) des pré études de sécurité pour mettre en place avec les doses adaptées les futures études de toxicologie sur les primates non humains ; (iii) des comparaisons avec le sang humain afin d’étudier la compatibilité des résultats obtenus sur les primates non humains lors de leur application chez l’Homme (iv) des études de bioanalyses pour le développement de médicaments ; (v) des recherches pour découvrir de nouvelles molécules pour inhiber l’immunité innée pour le traitement des maladies à médiation immunitaire.
Procédures
Les interventions réalisées sur les animaux dans ce projet diffèrent peu d'interventions de don du sang ou de prélèvements diagnostics menés chez l'humain. De plus, contrairement à ce qui est fait chez l'Homme, ces procédures sont ici réalisées sur animaux anesthésiés et analgésiés. Chaque intervention dure entre 15 min à 1 heure le temps de l'anesthésie et du prélèvement. 30 min à 1 heure supplémentaires sont ensuite nécessaires après le retour de l’animal dans son animalerie jusqu'à son réveil complet. Pour les prélèvements de sang, un prélèvement vigil pourra être effectué dans le seul cas où l'anesthésique affecteraits les analyses ou les expériences menées par le chercheur. L'ensemble de interventions sont des prélèvements biologiques : prise de sang, prélèvement de LCR, moelle osseuse, urine, lait, sperme et humeurs oculaires, biopsies de peau ou musculaire, lavage broncho-alvéolaire. Un même animal peut être prélevé de manière répétée, en respectant des volumes et des temps de récupération spécifiques afin de préserver la bonne santé de l'animal. En se basant sur les dernières années, un individu peut être prélevé en moyenne entre 1 à 6 fois par an, tout échantillon confondu.
Impact sur les animaux
La réalisation des prélèvements biologiques nécessite au minimum la capture et la contention des animaux. Ces deux actes sont stressants car réalisés de manière contrainte. La capture consiste à diriger les animaux vers un tunnel de capture installé dans chaque animalerie. Une fois dans le tunnel de capture, les animaux peuvent être triés et dirigés vers le sabot de contention au bout du tunnel équipé d’un fond de contention. Le fond de contention permet de manière sécurisée (i) d’attraper le bras de l’animal afin de pouvoir le tenir et le sortir en vigil du tunnel à l’aide de gants de contention, ou (ii) d’accèder à sa cuisse afin de pouvoir effectuer une injection intra-musculaire du produit anesthésiant. A noter que l’habituation des animaux ainsi que le renforcement positif permet de réduire la durée et l’intensité du stress de capture. Ces méthodes de raffinement sont appliquées le plus souvent possible. Les effets post-prélèvements peuvent également représenter une nuisance en termes de récupération physiologique et/ou physique des animaux. Il s’agira au maximum des effets secondaires liés à l’anesthésie (somnolence, nausée). Toutes les nuisances sont considérées comme légères. De plus, des mesures de raffinement sont mises en place propres à chaque type de prélèvements. A noter que -pour le prélèvement de lait, les petits sont séparés de leur mère pour une durée de 6h maximum engendrant un stress de séparation. Cette séparation sera la plus courte possible et n’entraine pas d’effet à long terme sur le petit. Des mesures particulières sont mises en place afin de limiter le stress immédiat des petits due à cette séparation comme la présence d’une peluche pour s’agripper si le petit est seul ou la mise en groupe des petits s’ils sont plusieurs. - pour le prélèvement de sperme, le mâle est séparé de son groupe la veille pour obtenir le meilleur prélèvement possible. Cette séparation engendre un stress chez l’animal. Afin de réduire au maximum ce stress, le temps de séparation est limité à 24h maximum et le mâle est relâché dans son groupe dès que possible. Le contact visuel avec le groupe est maintenu si possible.
Devenir
Les procédures de prélèvements biologiques étant des procédures très légères, les animaux sont gardés en hébergement standard ou pourront être réutilisé pour d'autres projets scientifiques.
Remplacement
Dans la mesure où les produits de synthèses ne permettent pas encore de reproduire toutes les réactions des différentes cellules visées dans ce projet, l’utilisation d’animaux en tant que donneurs non terminaux reste indispensable. Les prélèvements biologiques réalisés sur animaux vivants proposés dans ce projet permettent justement de remplacer l’utilisation d’animaux vivants « entiers » par des produits biologiques issus de ces animaux permettant ainsi d’éviter l’injection de composants en tests à ces animaux et de multiplier les essais réalisés sur les produits biologiques testés sans multiplier le nombre d’animaux utilisés.
Réduction
L’utilisation de produits biologiques à la place d’animaux entiers permet en soi de réduire le nombre d’animaux utilisés à des fins scientifiques puisqu’un même animal peut être réutilisé pour le prélèvement de plusieurs produits biologiques, dans la limite des volumes et de la fréquence maximale permettant à l’animal de retrouver son état de santé et de bien-être général entre chaque prélèvement. Concernant les prélèvements biologiques eux-mêmes, ceux-ci sont réalisés après une demande spécifique validée d’un demandeur (en général client chercheurs). Les animaux ne sont pas prélevés systématiquement s’il n’y a pas de demande pour la fourniture de produits biologiques qui ne seraient pas utilisés. Dans la mesure du possible, toutes les demandes sont couplées afin de limiter le nombre d’interventions pour un même groupe d’animaux hébergés ensemble et réduire le stress lié à la capture dans une même animalerie. Ainsi tout est fait pour prélever un minimum d’animaux pour satisfaire les demandes des chercheurs.
Raffinement
La plupart des prélèvements est réalisée sur des animaux anesthésiés en suivant les recommandations de prélèvement correspondant aux bonnes pratiques chez l’Homme. Dans les rares cas où l’anesthésie n’est pas réalisée (pour les prélèvements sanguins uniquement : demande spécifique de l'utilisateur : interraction de l’anesthésique avec leur recherche), il est jugé que le dommage engendré par la réalisation du prélèvement en vigil ne diffère pas de celui engendré par l’anesthésie (douleur de la piqure d’une aiguille + stress d’un prélèvement vigil vs douleur de la piqure d’une aiguille + réveil, respectivement). De plus, tous les animaux disposent d’un hébergement répondant à la règlementation en vigueur, avec accès extérieur (volume supplémentaire par rapport à la réglementation) le cas échéant et en groupes sociaux. Les animaleries intérieures et extérieures sont équipées d’enrichissements du milieu adaptés à chaque espèce (au minimum perchoirs, reposoirs, barrières visuelles, matériaux variés, jouets, litière). En ce qui concerne les méthodes de prélèvements des produits biologiques, des mesures de raffinement spécifique (dont analgésie si nécessaire) sont mises en place pour chaque procédure.
Choix des espèces
De nombreuses thématiques de recherche sont menées sur les PNH et peuvent nécessiter l’utilisation de produits biologiques (ici sang et dérivés, LCR, moelle osseuse, urine, humeurs oculaires, biopsies de peau ou musculaire, lait, liquide broncho-alvéolaire, sperme) soit pour des études préliminaires soit comme témoin négatif en comparaison aux produits récoltés lors de l’expérimentation. Les espèces PNH choisies sont celles utilisées le plus couramment en recherche biomédicale et pour lesquelles la communauté scientifique dispose du plus de données bibliographiques et de connaissances (Macaques cynomolgus, rhésus, singes verts et ouistitis). L’espèce prélevée est choisie sur demande du chercheur. Animaux de tous âges en fonction des demandes des utilisateurs. Les volumes prélevables sont ajustés en fonction de l’âge et du poids de l’animal.
Analyse des mécanismes moléculaires de la myopathie de Duchenne dans un modèle de poisson zèbre
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
La contraction du muscle squelettique dépend d’un signal envoyé par un neurone moteur. Ce signal provoque une hausse du calcium dans les cellules musculaires, ce qui déclenche la contraction. Dans la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), une maladie génétique grave, il manque une protéine appelée dystrophine, essentielle au bon fonctionnement des muscles. L’absence de cette protéine perturberait la régulation du calcium, entraînant progressivement la dégradation des fibres musculaires. Des recherches menées chez différents modèles animaux ont montré que les poissons zèbres dépourvus de dystrophine présentent des atteintes musculaires proches de celles observées chez les patients atteints de DMD. Chez ces poissons, les premiers signes de dégradation apparaissent dès 3 jours de vie, et leur survie diminue après 8 jours. Notre projet utilise ce modèle pour étudier la contraction musculaire entre 6 et 8 jours de vie. L’objectif est de mieux comprendre comment l’absence de dystrophine altère la régulation du calcium dans le muscle et provoque la dégénérescence musculaire.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à mieux comprendre comment l'absence de dystrophine, une protéine essentielle pour les muscles, perturbe le processus qui permet aux muscles de se contracter. Cela pourrait aider à mieux cerner les problèmes musculaires des personnes atteintes de la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). Le poisson zèbre sapje présente des symptômes très similaires à ceux des patients atteints de DMD, et constitue ainsi un modèle fiable pour mieux comprendre les mécanismes de la pathologie. Les résultats de cette étude pourront contribuer au développement de nouveaux traitements, notamment des médicaments permettant de corriger les perturbations de l’excitation musculaire et la dégénérescence musculaire, afin de traiter cette maladie grave et incurable qui touche environ un garçon sur 3500.
Procédures
Les poissons adultes subiront une procédure pour sélectionner les poissons portant une seule copie mutée du gène de la dystrophine (hétérozygotes), grâce à une analyse de leur ADN. Pour cela, Les poissons âgés de 4 mois sont transférés dans un bac contenant de l’anesthésique qui induit leur perte de conscience en 20-40 secondes. De petits échantillons de nageoires qui serviront à l’analyse ADN sont ensuite prélevées à l'extrémité de la queue : ce prélèvement est rapide (
Impact sur les animaux
- Elevage des poissons hétérozygotes sur 5 ans : aucun effet indésirable dû à la mutation chez les poissons hétérozygotes mais présence d’un stress dû à la capture et la manipulation nécessaire pour anesthésier les poissons et faire le prélèvement d’une petite portion de nageoire - Prélèvement de petits échantillons de nageoire à l’extrémité de la queue - Isolement partiel des individus pendant une période courte (en moyenne 6 h et 24h au maximum) - Pour l'analyse moléculaire de la mutation conduisant à la myopathie: faible perte de mobilité à partir de l’âge de 3 jours et jusqu'à 8 jours (âge maximal des individus utilisé pour l'analyse)
Devenir
La lignée de poissons zèbres est maintenue à l’état hétérozygote pour la mutation du gène de la dystrophine. Les animaux âgés auront une capacité de reproduction affaiblie et peuvent également présenter une dégénérescence liée à l’âge. Ainsi ils seront mis à mort à l'âge de 12 mois. Afin de renouveler la population de géniteurs pour maintenir la lignée sur 5 ans, des accouplements et une analyse du génome des poissons produits seront réalisés tous les ans : les éventuels animaux en excédent seront également mis à mort. Les alevins issus de l’accouplement des hétérozygotes entre eux seront mis à mort entre 6 et 8 jours pour analyser leur génome et à prélever leurs muscles afin d’effectuer l’analyse moléculaire de l’excitation musculaire.
Remplacement
Les alternatives à l’utilisation de l’animal disponibles consisteraient à utiliser des cultures de cellules musculaires. Notre laboratoire a déjà expérimenté sur des cellules musculaires de souris en culture et a constaté que leurs propriétés étaient très immatures, rendant les résultats obtenus peu exploitables et difficilement transposables au muscle humain adulte. La caractérisation détaillée du processus de contraction musculaire ne peut donc se faire que sur des cellules prélevées chez l’animal qui présentent une maturité suffisante.
Réduction
La lignée de poissons sera maintenue sous forme hétérozygote, c’est-à-dire que les animaux porteront la mutation sans être malades. Seul le nombre minimal de reproducteurs nécessaire au maintien de la lignée sera conservé, soit 30 mâles et 30 femelles. Un renouvellement annuel des géniteurs sera effectué. Pour cela, des croisements contrôlés seront réalisés et la descendance sera élevée jusqu’à l’âge de 4 mois. Le nombre total d’alevins produits chaque année est limité à 312 poissons, ce qui correspond au minimum nécessaire pour 1/garantir un équilibre entre mâles et femelles, 2/ assurer la transmission stable de la mutation, et 3/compenser la présence éventuelle de mauvais reproducteurs. À l’âge de 4 mois, un petit fragment de nageoire sera prélevé au niveau de la queue afin d’effectuer une analyse génétique. Le nombre d’animaux prélevés sera strictement limité : les prélèvements seront interrompus dès que le nombre requis de poissons porteurs aura été identifié. Pour l’étude de la fonction musculaire, des croisements entre hétérozygotes seront effectués, produisant une descendance composée de 25 % d’animaux homozygotes mutants, 25 % de type sauvage et 50 % d’hétérozygotes. Les analyses seront menées sur les cellules musculaires de poissons mutants homozygotes et sauvages issus des mêmes croisements, ce qui permet d’éviter la production de poissons contrôles supplémentaires. Le nombre d’animaux utilisés pour cette étude a été calculé statistiquement afin de garantir la puissance nécessaire tout en minimisant le nombre d’animaux, soit 234 poissons âgés de 6 à 8 jours. Enfin, si des résultats concluants sont obtenus avec un nombre d’animaux inférieur, la taille des élevages sera révisée à la baisse.
Raffinement
Le prélèvement de l'extrémité de nageoire des poissons zèbres adultes sera réalisé sous anesthésie générale après 12h de jeûne afin de limiter régurgitation et contamination fécale. Le prélèvement se fera rapidement et sans saignement et concernera la plus petite portion de nageoire possible. A l’issue du prélèvement, le poisson sera transféré dans un bac de « réveil » où il sera surveillé pendant 10 min. Le réveil doit survenir en quelques minutes et si l’activité des branchies ne revient pas rapidement à la normale, une pipette sera utilisée pour aider au passage de l’eau dans les branchies. Le temps de l'analyse génétique, les poissons zèbres seront maintenus isolés en les plaçant 2 par aquarium de part et d’autre d’un séparateur transparent, afin de limiter le stress de l'isolement. Ils seront maintenus ainsi pendant une durée maximale de 24 h. Concernant les alevins comportant la mutation sapje à l’état homozygote, les défauts de motricité restent très faibles avant l'âge de 8 jours. Ainsi, afin de réduire au maximum les atteintes au bien-être tout en s’assurant que les muscles squelettiques soient suffisamment matures pour permettre l’étude de l’excitation des cellules musculaires, tous les alevins seront mis à mort entre 6 et 8 jours. Les alevins seront observés à chaque nourrissage, 4 fois par jour, et tout alevin présentant des signes d’altération du bien-être sera mis à mort. Le nourrissage se fera avec de la poudre de nourrissage très fine qui sera déposée à la surface et qui, une fois dissoute dans l’eau, permettra aux alevins de se nourrir facilement.
Choix des espèces
Nous avons déjà étudié le processus moléculaire de l'excitation dans des cellules musculaires de poisson zèbre sain et celui-ci présente de nombreuses similitudes avec celui du muscle humain. Cette étude préliminaire nous a permis aussi de développer une expertise spécifique à cette espèce et aux cellules musculaires de cette espèce . Par ailleurs, le modèle poisson zèbre, en reproduisant plus fidèlement les symptômes de la dystrophie musculaire de Duchenne en l’absence de la dystrophine, c'est à dire une perte de mobilité progressive, constitue un modèle animal susceptible de fournir des données plus pertinentes que le modèle souris (souris mdx) pour élucider les conséquences de la maladie au niveau de la cellule musculaire. L’entretien de la lignée nécessite des animaux en âge de procréer (agés de 4 à 12 mois) qui seront régulièrement renouvelés grâce à des accouplements réalisées tous les ans. La caractérisation détaillée du processus d’excitation des cellules musculaires sera réalisée sur des cellules obtenues à partir des muscles de poissons de type homozygotes et de type sauvage âgés entre de 6 et 8 jours. A ce stade, les cellules musculaires sont suffisamment matures pour pouvoir étudier de façon fiable le processus de la contraction au niveau cellulaire.
Rôle de deux facteurs de croissance dans la régénération musculaire EU2/2
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
L'activité physique est reconnue pour ses effets bénéfiques sur la santé et son rôle dans la prévention de certaines maladies. Avec l'âge, la perte de force et de masse musculaire peut réduire l'autonomie des individus. Le maintien d'un bon fonctionnement musculaire, notamment grâce à l'exercice, contribue à préserver la mobilité et l'indépendance des personnes âgées. Dans nos travaux, nous avons étudié des substances produites par les muscles lors de l'exercice, qui pourraient jouer un rôle dans la régénération musculaire. Deux d’entre elles semblent particulièrement impliquées dans ce processus et pourraient avoir un effet bénéfique sur la récupération musculaire après un effort ou une blessure. Afin de mieux comprendre son rôle, nous avons développé des animaux transgéniques, permettant d'observer son action dans un organisme vivant. L'objectif de ce projet est d'explorer comment ces mécanismes pourraient être utilisés pour améliorer la santé musculaire, en particulier chez les personnes âgées ou celles souffrant de maladies affectant les muscles. Ce projet se déroulera dans deux établissements utilisateurs, en fonction du matériel qui est à disposition dans les établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à mieux comprendre comment les muscles se réparent après un effort ou une blessure. Il s'intéresse particulièrement à certaines substances produites par l'organisme qui pourraient jouer un rôle clé dans ce processus. Pour cela, des études sont menées sur des animaux transgéniques afin d'observer leur impact sur la récupération musculaire. En intégrant des facteurs comme l'âge et le sexe, cette recherche permettra d'affiner les approches existantes pour étudier la régénération musculaire, avec une meilleure prise en compte des situations rencontrées dans la réalité. À terme, ces travaux pourraient ouvrir la voie à de nouvelles stratégies pour préserver la force musculaire et lutter contre les effets du vieillissement sur les muscles. Ils pourraient aussi avoir des applications pour certaines maladies qui altèrent la masse et la fonction musculaire.
Procédures
Dans le cadre de ce projet, différents types d'interventions pourront être soumis aux animaux en fonction de la procédure à laquelle ils sont ratachés. Voici les différents types d'interventions : un hébergement individuel pendant cinq jours ; des injections uniques ou quotidiennes sur une durée de quatres jours, n’excédant pas 10s par injections ; 10 prélèvements sanguins sur animal vigile à l’extremité de la queue n’excédant pas deux min ; une alimentation enrichie en lipides durant maximum 4 semaines consécutives ; un seul exercice sur tapis de course d’une durée de 2h maximum ;placées une fois dans un système d’imagerie optique pendants 5mins ; placées une fois dans un appareil de mesure par résonance magnétique nucléaire pendants 2mins.
Impact sur les animaux
Certaines étapes de ce projet peuvent entraîner un inconfort temporaire pour les animaux : L’hébergement individuel peut causer un stress aux animaux. Les injections nécessaires pour l’étude peuvent provoquer une douleur locale et une inflammation passagère au niveau du muscle durant un à deux jours. De même, l’administration des molécules étudiées peut entraîner un inconfort léger et temporaire (légère inflammation dû à l'injection dans le muscle). Les exercices physiques réalisés sur tapis roulant peuvent entraîner des micros lésions musculaires, associées à un inconfort modéré pendant quelques jours. Les tests fonctionnels, comme la course ou l’évaluation de la force musculaire, peuvent également induire un stress temporaire, mais ils restent non invasifs. Un régime alimentaire particulier, plus riche en graisses, est utilisé dans certaines expériences. Bien qu’il puisse entraîner une prise de poids, celle-ci reste contrôlée pour ne pas affecter la mobilité des animaux. Enfin, certains tests nécessitent des prélèvements sanguins ou des mesures comporelles. Les prises de sang, réalisées peuvent générer un stress modéré. Les mesures de composition corporelle demandent un bref placement des souris dans un dispositif de contention, provoquant un stress léger qui ne dure que quelques minutes.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour récolter des tissus d'intérêts.
Remplacement
Avant de recourir à des modèles animaux, différentes approches ont été explorées pour étudier la régénération musculaire. Des expériences en laboratoire sur des cellules musculaires ont permis d’analyser certains mécanismes impliqués dans ce processus. De plus, des analyses informatiques ont aidé à identifier des molécules potentiellement impliquées dans la réparation des muscles. Cependant, ces méthodes ne permettent pas de reproduire toute la complexité des interactions qui se produisent dans un organisme vivant. C'est pourquoi l'utilisation de modèles animaux reste nécessaire pour mieux comprendre comment les muscles se régénèrent et comment certaines substances pourraient aider à améliorer ce processus. Tout au long du projet, le recours aux animaux est strictement encadré et limité au minimum nécessaire. Leur bien-être est une priorité, et toutes les mesures sont prises pour réduire leur inconfort.
Réduction
Ce projet a été conçu pour utiliser le moins d'animaux possible, tout en garantissant des résultats fiables. Le nombre d'animaux a été déterminé sur la base d'études précédentes et de tests préliminaires, afin de s'assurer que chaque expérience apporte des informations précises tout en limitant leur recours. Pour réduire encore davantage le nombre d’animaux nécessaires, des analyses informatiques ont été réalisées en amont afin de mieux cibler les molécules d’intérêt. De plus, si certains résultats sont obtenus plus rapidement que prévu, les tests seront ajustés afin d’éviter toute utilisation inutile d’animaux. Tout au long du projet, une attention particulière est portée à l’optimisation des protocoles afin de concilier progrès scientifique et respect du bien-être animal.
Raffinement
Le bien-être des animaux est une priorité dans ce projet. Ils seront surveillés chaque jour par des professionnels afin de détecter rapidement tout signe d'inconfort. Leur poids, un des reflets de la bonne santé de l’animal, sera contrôlé chaque semaine . Les souris seront hébergées en petits groupes dans des cages adaptées, avec du matériel leur permettant d’exprimer leur comportement naturel (papier, bâtonnets de bois, abris). Elles ne seront pas isolées, sauf si cela est strictement nécessaire pour certaines expériences, et elles resteront toujours en contact visuel et olfactif avec leurs congénères. Dans le cadre de transport, les animaux sont transportés selon une charte de transport définie par la zootechnie de départ et garantissant le bien-être des animaux. Ils sont transportés dans leur cage d'origine avec leurs congénères pour éviter tout stress supplémentaire pendant le transport. Les interventions prévues dans ce projet ont été soigneusement étudiées pour limiter leur impact. La majorité des injections sera réalisée sous anesthésie et avec des dispositifs permettant d'assurer le « confort » des animaux. De même, les exercices physiques seront adaptés aux capacités des animaux afin d'éviter toute contrainte excessive. Les animaux hébergés individuellement recevront le maximum d’enrichissement comme il est le cas dans leur cage d’origine, ici la roue d’activité est également considéré comme un enrichissement en plus pour les animaux. De plus, des grilles de scoring ont été faites pour chaque procédure afin d'établir des points limites important au bien être des animaux.
Choix des espèces
Ce projet utilise la Souris comme modèle d’étude, car il s’agit de l’animal le plus couramment étudié en recherche biomédicale. Son organisme présente des similitudes avec celui de l’être humain, ce qui permet d’obtenir des résultats pertinents pour mieux comprendre certains mécanismes biologiques. Pour que ces recherches soient encore plus représentatives, différents paramètres sont pris en compte, comme l’âge (3mois et 24mois), le sexe (mâle et femelle) et l’alimentation des animaux. De plus, certaines souris utilisées dans ce projet ont été modifiées génétiquement afin d’étudier plus précisément le rôle de certains gènes impliqués dans la régénération musculaire.
Caractérisation des mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués dans le développement de l’ostéopathie induite par le méthotrexate (MTX) et efficacité des modalités thérapeutiques : évaluation des conséquences osseuses chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
L'objectif de ce projet est de préciser les mécanismes impliqués dans le développement des problèmes osseux liés au méthotrexate (MTX). En effet, les premiers cas ont été décrits dans le cadre des leucémies aigues chez des enfants, dans les années 70. Le méthotrexate a par la suite été largement et reste largement utilisé dans un grand nombre de rhumatismes (avec des doses de traitements moins importantes). Pourtant, il existe aussi des problèmes osseux à des doses faibles.
Bénéfices attendus
Les cas rapportés de problèmes osseux liés au Méthotrexate se multiplient ces dernières années. Ce traitement est fréquemment utilisé dans un grand nombre de rhumatismes. Ce travail a pour but d’avancer dans la compréhension afin de mieux identifier les sujets ou situations à risque, mais surtout de proposer un traitement adapté.
Procédures
Les animaux bénéficieront d'une ovariectomie en amont du projet auprès du fournisseur. Concernant les interventions, les animaux seront soumis à la réalisation hebdomadaire d'une injection sous-cutanée réalisée dans des conditions d'analgésie et d'anesthésie adaptées. Un groupe sera soumis à une injection journalière sous cutanée 5 jours sur 7 réalisée dans des conditions d'analgésie et d'anesthésie adaptées. Les injections seront de faible volume et rapide.
Impact sur les animaux
Pas de toxicité attendue du méthotrexate à cette dose que ce soit au niveau du foie, des reins ou osseux. Stress et douleurs lors des procédures (pose de minipompe et injections sous-cutanées) pris en charge par analgésie et anesthésie.
Devenir
Mise à mort de l'ensembles des 90 animaux pour analyse de la microarchitecture osseuse
Remplacement
Dans une optique de remplacement, ce projet s’associe à des travaux expérimentaux in vitro sur des cellules osseuses qui ne permettent pas d'englober l'ensemble des métabolismes mis en jeu car limité à un type cellulaire (contre 3 types de cellules osseuses fonctionnant conjointement dans un os). Par ailleurs, l'analyse osseuse sur animal vivant (comme par scanner) ne permet pas d'obtenir les informations recherchées, les anomalies étant d’ordre microarchitecturale.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit dans ce projet par l’utilisation de modèles icellulaires. La cohorte constituée de 90 souris sera répartie en 6 groupes expérimentaux (10 animaux/groupe ou 20 animaux/groupe). La taille de l’échantillonnage de chaque groupe a été définie à partir d’un test statistique. Le caractère variable entre les groupes entre 10 et 20 individus est basé sur les observations cliniques retrouvant une amélioration à l'arrêt du traitement par méthotrexate.
Raffinement
L'équipe appliquera un ensemble de démarches pour réduire au maximum le stress et la souffrance des souris utilisées dans ce projet. Les animaux bénéficieront d'une prise en charge par analgésie et anesthésie adaptée à la situation tout au long du projet. Les animaux seront hébergés dans des cages enrichies avec jouets et tunnel. De plus, tout au long de la durée du protocole, les animaux suivront un contrôle quotidien avec questionnaire effectué par les chercheurs via un registre journalier et individuel. L'enrichissement sera modifié dans le groupe de souris bénéficiant de minipompes pour éviter tout frottemente et donc douleur sur la plaie (retrait du plastique et mise de carton ou coton). Le questionnaire fait ressortir les signes visibles de douleur et d’inconfort chez le rongeur. En cas d'atteinte des points limites décrits dans chacune des procédures, nous procèderons à la sortie de la souris du protocole.
Choix des espèces
La souris est le modèle répondant parfaitement à la problématique pour évaluer le tissu osseux sur ces deux versants. L'équipe a fréquemment utilisé ce type de souris permettant d’utiliser des protocoles de mise à mort bien connus. Le fait de cibler un sexe féminin exclusif répond à la problématique de la pathologie d'intérêt touchant de façon préférentielle (environ 80% des cas) des femmes. Enfin, l'utilisation de souris ovariectomisées de 12 semaines est aussi basée sur la description clinique des patients atteints (90% des femmes atteintes sont ménopausées)
Evaluation de l’impact de deux molécules immuno-modulatrices sur le développement du Syndrome de Leigh chez la souris MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Objectifs
Il n'existe aucun traitement disponible pour la plupart des maladies mitochondriales, maladies génétique du métabolisme entraînant un handicap grave et une mort prématurée. Le syndrome de Leigh en est une des formes plus graves. Il est causé par des mutations dans de nombreux gènes différents affectant la fonction des mitochondries, les centrales énergétiques de nos cellules. Cliniquement, cette maladie affecte généralement le cerveau et les muscles. Une étude récente a rapporté un effet positif de deux médicaments agissant sur l'inhibition du système immunitaire chez un modèle de souris développant un syndrome de Leigh suite à l'inactivation d'un gène mitochondrial particulier. Le but de notre projet est de tester ces deux molécules sur un deuxième modèle de souris du syndrome de Leigh, impliquant un autre gène, afin de déterminer si ces deux traitements peuvent être généralisable à tous les patients atteints par cette maladie.
Bénéfices attendus
Le projet vise à étudier l'implication du système immunitaire en tant que mécanisme principal à l'origine du syndrome de Leigh et la possibilté d'approches thérapeutiques le ciblant . Si les résultats sont solides et montrent des améliorations significatives, cela devrait permettre le développement de traitements cliniques pour le syndrome de Leigh et potentiellement pour d’autres maladies mitochondriales.
Procédures
Traitement pharmacologique: administration de deux molécules thérapeutiques dans la nourriture, de l'âge de 21 jours jusqu'à la mise à mort de l'animal basée sur l'observation de signes cliniques. Basé sur une publication sur un modèle similaire, le traitement pourrait s'étendre sur 6 mois. Test de coordination motrice: les souris seront placées sur une machine (rotarod) permettant de vérifier leur capacité à coordonner les mouvements de leurs pattes. Il y aura une phase d'entrainement à l'âge de 30 jours, puis une phase de mesure à 40 jours. Basé sur des publications scientifiques, les souris restent en moyenne 10 minutes sur le rotarod, par mesure. Trois mesures seront effectuées, espacées de 15 minutes de récupération.
Impact sur les animaux
Les souris utilisées sur ce projet ont un phénotype dommageable qui commence par une perte de poids et un retard de croissance (vers 4 semaines), puis des difficultés progressives à se mouvoir, et enfin des difficultés respiratoires peu avant le décès (à 7-8 semaines). Les traitements pharmacologiques en question ont été déjà appliqués dans des études scientifiques publiés qui ne semblent pas attribuer effets indésirables spécifiques.
Devenir
Tous les animaux prévus sur ce projet seront mis à mort en fin de protocole expérimental en vue de prélèvements post-mortem
Remplacement
Nous ne pouvons pas remplacer ce modèle en absence d’autre modèles cellulaires qui permettent d’étudier la réponse du système nerveux à des immunotraitements in vivo. De plus, les modèles physiopathologiques par définition étudient les conséquences pathologiques de la mutation sur l’ensemble de l’organisme. Les lignées cellulaires tels que les cellules de peau de patients atteints par le syndrome de Leigh ne peuvent pas reproduire les mécanismes complexes d'adaptation physiologique systémiques liés à ces dysfonctionnements des mitochondries.
Réduction
Nous réduisons au maximum le nombre d'animaux à utiliser pour obtenir des résultats exploitables au niveau statistique et les effectifs ont été calculés à l'aide d'un logiciel. Ainsi nous allons utiliser les mêmes souris pour les analyses cliniques, pathologiques et moléculaires.
Raffinement
Nous raffinons nos conditions d'expérimentation et d'hébergement pour le bien-être de nos animaux. En concertation avec la structure de bien-être animal, les animaux sont hébergés dans des cages aux normes (au minimum par 2 et au maximum par 5) suivant l’âge et le poids des animaux. De plus les cages sont enrichies par des jouets (maisons, copeaux, papier…). En raison du phénotype dommageable des souris, nous ajoutons de la nourriture directement dans les cages, et utilisons des biberons avec tétine longue, pour permettre aux animaux de s'alimenter plus facilement. Pour limiter l’inconfort lié aux procédures, les manipulations seront réalisées par des personnes compétentes et expérimentées. Le bien-être des animaux fera l’objet d’un contrôle quotidien par le personnel de l'établissement utilisateur et du laboratoire. De plus, dans le cadre du protocole expérimental, à partir du début du traitement à lâge de 3 semaines, le poids corporel, la température rectale, la consommation alimentaire, l’état clinique seront évalués en aveugle au moins trois fois par semaine (lundi, mercredi, vendredi). Une pesée supplémentaire sera effectuée le dimanche à partir de l’âge de 6 semaines. Un score sera attribué aux signes cliniques. Dès que les souris obtiendront un score de 3 points, elles seront mises à mort (point limite).
Choix des espèces
La souris est un excellent modèle pour les maladies humaines, car l'organisation de ses gènes est très similaire à celle de l'homme. De plus, la disponibilité de souris génétiquement modifiées permet d'étudier finement les mécanismes sous-tendant la pathogenèse de ces maladies mitochondriales. Dans le cas présent, cela permettra de tester l'efficacité de molécules thérapeutiques sur le syndrome de Leigh à l'échelle d'un organisme par des observations concrètes sur la survie et l'évolution pondérale. Le début du traitement commencera dès le sevrage des animaux à 21 jours car les molécules testées étant dans la nourriture, il faut que les souris puissent se nourrir seules. Le traitement continuera jusqu'au moment de la décision d'euthanasier les souris, basée sur notre grille de score, car le critère principal d'efficacité du traitement pharmacologique est la survenue plus tardive des signes cliniques pathologiques.
Anticorps anti-TNF alpha et anticorps anti-IL6 pour le traitement curatif de l’arthropathie hémophilique dans un modèle murin d’hémophilie B
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système musculosquelettique
Objectifs
L’hémophilie est une maladie hémorragique héréditaire rare liée à déficit en facteur VIII (FVIII) de la coagulation pour l’hémophilie A et le facteur IX (FIX) pour l’hémophilie B. La sévérité de l’hémophilie est définie par les taux de FVIII ou FIX plasmatiques. La forme sévère, où le taux du FVIII ou FIX est indétectable dans le sang, est caractérisée par des saignements spontanés surtout au niveau articulaire. Les saignements articulaires répétés, peuvent conduire à une atteinte articulaire handicapante appelée arthropathie hémophilique. Il s’agit d’une complication grave, de la maladie. La présence anormale du sang dans la cavité articulaire conduit à une inflammation et à terme à la destruction progressive de l’articulation. L’arthropathie hémophilique partage certaines caractéristiques avec d’autres maladies articulaires telles que la polyarthrite rhumatoïde. Comme dans le stade précoce de l’arthropathie hémophilique, chez les patients atteints de polyarthrite rhumatoïde, il existe une inflammation articulaire. Le pilier du traitement de l'hémophilie est la substitution du facteur de coagulation manquant, afin de prévenir les saignements récurrents responsables de l'arthropathie. Cependant, aucun traitement actuellement disponible ne cible spécifiquement l’inflammation articulaire, pour la faire régresser afin de bloquer la progression de l’arthropathie hémophilique, alors que les anticorps anti-TNF alpha et anti-IL6 largement utilisés dans le traitement de la polyarthrite rhumatoïde entant que médicament de première intention pourrait être potentiellement efficace. Il s’agit de médicaments visant à contrôler l’inflammation. Il a été montré que les anti-TNF alpha étaient efficaces chez 60 à 70 % des patients avec polyarthrite rhumatoïde et les anti-IL6 ont montré une efficacité chez 55% des patients avec la polyarthrite rhumatoïde qui ont eu une rémission. Nous avons fait l’hypothèse que le ces anticorps pourrait réduire l’inflammation de la synovite comme traitement curatif chez les hémophiles et empêcher l’évolution de cette arthropathie handicapante, comme il fait dans la polyarthrite rhumatoïde. L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité curative des anticorps anti-TNF alpha et anti-IL6 pour traiter la synovite de l’arthropathie hémophilique et de bloquer ainsi l’évolution de l’atteinte articulaire chez les souris hémophiles B
Bénéfices attendus
La comparaison entre le traitement habituel par concentré de facteur de coagulation et les anticorps anti-TNF alpha et anti-IL6, va permettre d’évaluer l’efficacité potentielle de ces médicaments dans le contexte d’arthropathie hémophilique, médicament couramment utilisée dans la polyarthrite rhumatoïde dont les dégâts articulaires sont similaires à ceux causés par l’hémophilie. Si les résultats de l’étude montrent une efficacité suffisante de ces anticorps dans l’arthropathie hémophilique, une étude clinique pourra alors être proposée pour évaluer l’efficacité de ces anticorps chez des patients hémophiles.
Procédures
Les souris seront séparées en 3 groupes : Groupe 1 : recevant un traitement par FIX pour traiter et prévenir les saignements tel qu’il est recommandé actuellement pour les patients hémophiles sévères Groupe 2 : recevant un traitement par FIX en association avec l’anticorps anti-TNF alpha avec l’objectif de contrôler voire faire régresser l’inflammation articulaire Groupe 3 : recevant un traitement par FIX en association avec l’anticorps anti-IL6 avec l’objectif de contrôler voire faire régresser l’inflammation articulaire Nous induirons un saignement articulaire responsable d’arthropathie chez des souris hémophiles B par ponction articulaire, réalisée sous anesthésie générale et médicament anti-douleur, selon la technique déjà publiée par notre groupe. Une mesure quotidienne du diamètre des genoux, sur 15 jours, étudiera la variation du diamètre qui sera exprimée en pourcentage par rapport à la valeur avant ponction. Le 15ème, une 2eme ponction sera réalisée sur le même genou (droit) afin de mimer des saignements articulaires à répétition qui caractérisent la maladie, le genou contrôle ne subira aucune ponction articulaire. Un traitement par FIX à demi-vie allongée tous les 4 jours sera administré chez toutes les souris et sera poursuivi pendant 15 jours. Les souris du groupe 2 et 3 recevront pendant 15 jours un traitement combiné associant l’anticorps anti-TNF alpha ou anti-IL6 2 fois/semaine le même jour que la prophylaxie par FIX afin de limiter le risque d’hématome post-injection. Ensuite, un prélèvement sanguin sera réalisé pour la mesure des marqueurs inflammatoires (IL6 et TNF alpha). Tous les actes qui peuvent engendrer une douleur ou un stress sont effectués sous anesthésie générale et administration d’un médicament anti-douleur. Les souris bénéficieront d’un enrichissement adapté améliorant leur bien-être et compte tenu des douleurs du genou, les conditions d’alimentation seront adaptées afin de leur éviter le redressement sur des pattes arrières avec nourriture et eau gélifiée au sol. Les souris seront mises à mort et les pattes arrière seront disséquées pour l’étude histologique à la recherche d’une inflammation articulaire. Les animaux seront soumis, sous anesthésie générale, à 1. deux ponctions articulaires : 2-3 min 2. Un prélèvement sanguin : 1 min 3. La mesure du genou siège d’arthropathie : 30 sec 4. des injections: groupe 1 : 2 min, groupe 2 et 3 : 3-7 min 5. Un prélèvement sanguin de 1mL et mise à mort : 3-5 min
Impact sur les animaux
Au cours du projet, tous les gestes sont réalisés sous anesthésie à l’isoflurane. • Après le réveil suite à l’induction de l’arthropathie et de l’injection, l’expérience de notre groupe ne nous fait attendre aucune douleur. Une possible gêne locomotrice peut être attendue, en cas d’apparition, de l’eau et de la nourriture seront mis à disposition dans la cage, au sol, pour éviter la station debout aux souris et le redressement sur les pattes arrière pour chercher leur nourriture. Les anticorps anti-TNF alpha et anti-IL6 peuvent augmenter le risque d’infection. Les règles d’asepsie seront attentivement appliquées afin de réduire ce risque (tonte, désinfection cutanée avant ponctions, essuyage par compresse stérile, gants stériles) et surveillance clinique quotidienne.
Devenir
La mise à mort est justifiée par la nécessité de prélèvement de 1mL de sang total, non compatible avec le maintien en vie de l'animal
Remplacement
La nécessité d’un modèle animal est justifiée par le besoin d’un modèle vivant, dynamique et doté d’un système vasculaire et locomoteur pour cette étude sur les dégâts articulaires handicapants induits par l’hémophilie et son traitement. La mise au point des techniques in vitro est réalisée au maximum avant l’utilisation des souris ce qui nous permet de conserver le modèle de souris hémophile, modèle éprouvé et fiable pour notre étude.
Réduction
En accord avec l’expérience acquise par le groupe, le nombre d’animaux utilisé dans ce projet est réduit à son minimum sans compromettre la validité statistique des résultats. De plus, les tests développés au laboratoire nous permettent d’effectuer un maximum de mesures et d’études sur le même animal. Les mesures biologiques réalisées sur une souris vivante sont corrélées aux mesures histologiques de cette même souris et chaque souris constitue son propre contrôle pour l‘étude de l’articulation du genou droit.
Raffinement
Application des points limites strcits et spécifiques du projet pour préserver le bien-être de l’animal avec en outre l'utilisation de l'analgésie et de l'anesthésie. Quand cela est possible, les souris sont maintenues en groupe par fratrie avec l’utilisation de biberon à longues tiges, de l’eau gélifiée et de la nourriture dans la cage en cas de problèmes locomoteurs. Tous gestes traumatiques ou stressants seront réalisés sous anesthésie et analgésie.
Choix des espèces
La souris représente la seule espèce animale, après le chien hémophile, à permettre la mesure de l’activité des médicaments de l’hémophilie et d’étudier la destruction articulaire induite par la maladie. Il est important de préciser que la souris hémophile, paradoxalement à la forme humaine de cette maladie, n’est pas victime de saignement spontané et les saignements sont provoqués que par des traumatismes. Pour cette étude, nous allons utiliser des souris matures. Il est important de travailler avec des jeunes adultes dont la croissance est finie. Les souris très jeunes sont à éviter car leur croissance articulaire n’est pas encore terminée et les souris très âgées sont également à éviter en raison de la modification possible de la coagulation avec l’âge et par conséquent la tendance hémorragique.
Impact de la fibrose sur la régénération musculaire et sur des stratégies thérapeutiques innovantes chez la souris dystrophique MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Nous nous intéressons aux dystrophies musculaires, un groupe de maladies génétiques qui touchent le muscle squelettique. Elles sont caractérisées par une faiblesse musculaire, une dégénérescence progressive des muscles du corps. Dans certains types de dystrophies musculaires, comme par exemple la dystrophie musculaire de Duchenne (incidence 1 sur 3500 naissances de garçons), la dystrophie musculaire oculo-pharyngée (1 sur 100000) ou la dystrophie musculaire des ceintures (prévalence entre 1 et 3 personnes sur 125000) entre autres, l’apparition de tissu cicatriciel (appelé fibrose) dans les muscles est également observée. Le processus fibrotique représente une réponse progressive qui aboutit, suite à la production excessive de tissu cicatriciel remplaçant le tissu, à une dysfonction de l’organe et à dans certains cas peut amener à la mort de l’individu. Dans le muscle squelettique (comme dans nombreux autres tissus), le processus qui amène l’apparition de tissu cicatriciel reste un processus très peu connu et son impact sur la régénération musculaire et son influence sur certaines des thérapies innovantes utilisées dans des essais cliniques dans le cadre des dystrophies musculaires, reste mal compris. Ce projet consiste à 1) étudier l'impact de la fibrose musculaire sur la régénération musculaire; 2) étudier comment la fibrose musculaire peut influencer certaines approches thérapeutiques comme la thérapie génique et la thérapie cellulaire; 3) tester des approches thérapeutiques visés à diminuer la fibrose et améliorer la fonction musculaire dans des modèles de dystrophie musculaire. Le projet nécessite une modification avec augmentation du nombre d'animaux afin d'étudier de nouvelles approches thérapeutiques anti-fibrotiques chez la souris dystroophique.
Bénéfices attendus
Ce projet aidera à comprendre comment la présence de tissu cicatriciel (fibrose musculaire) au sein du muscle squelettique est capable de modifier la régénération du muscle. Également, il permettra de comprendre comment la fibrose peut influencer l’efficacité de certaines stratégies thérapeutiques, comme la thérapie cellulaire par transfert de myoblastes et la thérapie génique, qui représentent des thérapies envisageables pour des maladies génétiques comme les dystrophies musculaires. Enfin, il permettra de tester des approches thérapeutiques visés à diminuer la fibrose et améliorer la fonction musculaire dans des modèles de dystrophie musculaire.
Procédures
Différents groupes d’animaux seront soumis à différentes procédures. Un lot d'animaux sera soumis à l'injection d'une toxine musculaire sous anesthésie. Il s'agit d'une intervention de très courte durée (l'injection de la toxine elle-même ne dure que quelques secondes et la manipulation de la souris ne demande que quelques minutes); Un lot d'animaux sera soumis à l’injection de molécules thérapeutiques ou de cellules (sous anesthésie/analgésie). Il s'agit également d'une intervention de très courte durée (l'injection elle-même ne dure que quelques secondes et la manipulation de la souris ne demande que quelques minutes); Un lot d'animaux sera soumis alternativement pour une durée de traitement estimé à environ 13 semaines à :i) l’injection d’une molécule thérapeutique (maximum deux fois par jour, sur animaux vigils) ; ii) le gavage d’une molécule thérapeutique (maximum deux fois par jour sur animaux vigils) ;iii) l’administration d’un molécule thérapeutique dans la nourriture (animaux vigils); iv) l’injection de molécules thérapeutiques sous anesthésie. Les manipulations des souris dans ces interventions sont de très courte durée (moins qu’une minute) ; Un lot d'animaux sera soumis à une greffe musculaire, une procédure chirurgicale réalisée sous anesthésie générale et analgésie d’une durée de 30 minutes ; Un lot d'animaux sera soumis à une mesure in situ de la contractilité du muscle squelettique (durée de 15 minutes) qui est un acte sans réveil effectuée sous anesthésie et analgésie. Cet acte est suivi de l’euthanasie (réalisée sous anesthésie et analgésie) des tous les animaux afin de permettre le prélèvement des organes d’intérêt.
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés présentent une fibrose musculaire à partir de 2 mois (selon le modèle utilisé) sans signe clinique associés. Certains animaux seront également immunodéficients et sont donc plus sensibles aux infections. Dans notre projet, nous injectons des cellules ou des molécules à effet thérapeutique chez la souris. Pour certaines souris cela sera après avoir effectué un dommage musculaire du muscle tibialis anterior. D’autre animaux auront une greffe musculaire. L'effet indésirable qui peut se produire sur les animaux est une inflammation/infection de la peau au site d’injection, l'animal pourrait alors ressentir une douleur locale au niveau du site d'injection. Certains animaux auront un traitement en systémique. L'effet indésirable qui peut se produire sur les animaux est une inflammation/infection de la peau au site d’injection ou un des effets secondaires liés à la molécule administrée. Lors des anesthésies effectuées pour l'ensemble des gestes techniques, les risques/contraintes peuvent être les suivants : effets sur les variables physiologiques affectant le maintien de l'homéostasie pendant l'anesthésie (hypothermie, hypotension, hypoxie)
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés à la fin de la procédure. L’analyse des muscles injectés et des autres organes (foie, etc) est indispensable pour ce projet. L'euthanasie de l’ensemble des animaux est donc requise.
Remplacement
La thérapie cellulaire, génique, la régénération musculaire et la fibrose sont des processus qui peuvent être investigués exclusivement in vivo et pour le quel un remplacement in vitro en respect de la règle de 3R n’est pas encore possible.
Réduction
Chaque groupe sera constitué de 8-20 animaux pour obtenir des résultats statistiques. Dans le respect de la règle des 3R, une première série d’ expériences sera réalisée sur 5-12 souris. Le nombre sera incrémenté exclusivement si besoin. En outre, afin de réduire le nombre de souris utilisées (dans le respect de la règle des 3R) pour chaque souris, quand possible, les deux muscles Tibialis Anterior (gauche et droite) seront injectés. Au maximum un total de 1284 souris seront utilisées dans ce projet. Afin de comparer les groupes de sujets, nous réaliserons une analyse statistique.
Raffinement
Pour le raffinent, les animaux sont stabulés en portoirs ventilés avec un système d'abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture. Les conditions de température et d'hygrométrie sont contrôlées. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères et l'isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, maisons ou tunnel en carton ou carré de coton compacté. Suite à la procédure chirurgicale, qui est réalisé sous anesthésie/analgésie, les animaux seront surveillés quotidiennement pendant toute la durée de l’expérience afin de déceler des signes de douleur. Pour l’injection de vecteurs AAV- virus adéno-associés- en intramusculaire, pour l’injection de la myotoxine et l’injection de cellules, les souris sont anesthésiées. Les critères tels que l’activité générale, la prise de nourriture et d’eau, la perte de poids, des plaies au site d’injection, une croissance excessive des dents seront évalués régulièrement. Les animaux qui montrent un signe quelconque de détérioration de leur santé seront euthanasiés immédiatement.
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est le modèle le plus commun utilisé dans des études de régénération musculaire et de compréhension des mécanismes physiopathologique du muscle squelettique, ainsi que dans des études pour évaluer la participation des myoblastes humains à la régénération musculaire et de thérapie génique. Nous utiliserons de souris présentant de la fibrose musculaire pour pouvoir étudier l’effet de la fibrose sur la régénération musculaire, la thérapie cellulaire et génique et tester des approches thérapeutiques visés à diminuer la fibrose et améliorer la fonction musculaire dans des modèles de dystrophie musculaire. Nous utiliserons des souris d’âge adulte (2 mois et plus): puisque c’est à partir de cet âge qu’elles présentent de la fibrose au niveau musculaire.
Marquage des noyaux de la jonction myotendineuse par administration de Cre via un AAV.
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Les muscles sont constitués de longues fibres qui contiennent de nombreux noyaux cellulaires. Ces noyaux ne sont pas tous identiques : certains ont des fonctions spécifiques dépendantes de leur emplacement dans le muscle. À l'extrémité des fibres musculaires, à l’endroit où elles s'attachent aux tendons, se trouve une région appelée jonction myotendineuse (JMT). Cette région absorbe la majeure partie de la force de traction lorsque les muscles travaillent et c'est souvent à cet endroit que se produisent les blessures. À l'heure actuelle, les scientifiques ne disposent pas de lignées de souris génétiquement modifiées pour étudier uniquement les noyaux de cette jonction. Les méthodes existantes affectent tous les noyaux d'une fibre musculaire à la fois, ce qui rend impossible d'observer précisément le rôle des noyaux de la JMT. Dans le cadre de ce projet, nous souhaitons créer de nouvelles lignées génétiquement modifiées chez la souris dont seuls les noyaux de la JMT seraient marqués. Cela nous permettrait de les observer et de les étudier en détail.
Bénéfices attendus
Grâce à ces nouvelles lignées de souris, les scientifiques pourront observer le comportement des noyaux de la jonction myotendineuse dans des muscles sains, lors d'une blessure et en cas de maladie. Cela nous aidera à comprendre un aspect important mais peu étudié de la biologie musculaire. À l'avenir, ces connaissances pourraient orienter le développement de nouveaux traitements visant à protéger ou à réparer les muscles.
Procédures
Le 1er groupe d’animaux sera injecté très rapidement, en environ 30 secondes, par voie locale dans les 2 membres postérieurs avec un virus adéno-associé pour activer le marquage des noyaux de la jonction myotendineuse des muscles injectés. Le 2éme groupe d’animaux sera injecté très rapidement, en quelques secondes, par voie systémique dans le sinus retro-orbital avec le même virus pour activer le marquage des noyaux de la jonction myotendineuse de tous les muscles accessibles par cette voie. Les injections de virus des 2 groupes seront faites sous anesthésie générale grâce à une injection qui sera réalisée en quelques secondes. 30 min avant l’injection du virus nous injecterons un antalgique qui prendra en charge la douleur de la procédure et celle résultant de la procédure. Après les injections de virus adéno-associés un antidote à l’anesthésie sera injecté pour accélérer et améliorer le réveil. .
Impact sur les animaux
Notre projet n'entraîne aucune nuisances ou effets néfastes au-delà des injections locales et systémiques de vecteurs viraux, et des injections d’anesthésiques et d’analgésiques. Les souris mutantes utilisées expriment une protéine rapporteuse fluorescente dans les noyaux des cellules, fonctionnellement neutre, dont l’expression est dépendante d’une protéine qui n’a pas d’effet nocif..
Devenir
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux utilisés, nous collecterons les biopsies musculaires de tous les animaux à la fin de chaque procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Remplacement
Bien que les cellules musculaires puissent être différenciées in vitro, elles ne forment pas de jonctions myotendineuses (JMT), car cela nécessite des interactions complexes entre le tendon et le muscle. Par conséquent, cet aspect de la biologie musculaire ne peut pas être étudié à l'aide de modèles de culture cellulaire.
Réduction
Il s'agit d'une étude pilote visant à tester notre stratégie de marquage dans différentes conditions. Le projet est intentionnellement conçu pour être réduit avant d'être étendu à des expériences à plus grande échelle. Nous avons déterminé que 3 animaux/groupe (3 femelles et 3 mâles) seront suffisants pour obtenir une robustesse statistique. Nous analyserons les données des femelles et des mâles séparément et si les résultats sont statistiquement semblables alors nous regrouperons les données des 2 sexes. Afin de minimiser davantage l'utilisation d'animaux, nous procéderons de manière séquentielle, en testant d'abord l’injection intramusculaire avec la concentration de virus adéno-associé la plus forte. Si le virus fonctionne comme attendu alors nous testerons dans un second la concentration intermédiaire, puis la plus faible. Dans cette voie d’administration, les deux membres postérieurs seront injectés afin de maximiser les données provenant de chaque animal. Si le virus fonctionne avec ce mode d’administration alors nous testerons l’injection au sinus retro-orbital qui touche tout l’organisme. Nous ferons 2 analyses différentes sur le même animal pour les 2 procédures ce qui réduira ainsi le nombre d’animaux qui seront utilisés par 2. Les tests statistiques appropriés seront utilisés pour analyser les résultats obtenus.
Raffinement
Nous ne nous attendons pas à voir apparaitre un phénotype douloureux résultant des injections de virus adéno-associés mais uniquement une gêne transitoire suite à l’injection intramusculaire (IM) qui sera réalisée sous anesthésie et couverture antalgique, néanmoins tout signe de douleur sera pris en charge par des mesures appropriées en fonction du niveau de douleur observé (0 à 3). Nous n’attendons pas de douleur supérieure à une douleur de niveau 1, c’est-à-dire une douleur légère comme un inconfort du membre injecté ou une légère boiterie. Si une douleur sévère (niveau 3) venait à être observée alors un antalgique serait injecté à l’animal concerné 2 fois/ jour. Si 2h après la 2é injection le niveau de douleur n’est pas redescendu à 0, alors l’animal sera mis à mort. Les souris seront surveillées quotidiennement les 3 jours suivants l’injection du virus puis 2 à 3 fois par semaine jusqu’à la fin de la procédure. Le suivi de nos souris comprend une observation du comportement général (perte de poids, motricité, apathie, aspect du pelage, aspect physique, vigilance, interaction sociale, toilettage). Cette observation est visuelle car nous n’attendons pas de phénotype douloureux et aucune dégradation de l’état général des animaux, en dehors de la gêne transitoire suite à l’injection local ou systémique de virus adéno-associé qui sera faite sous anesthésie générale et sous couverture d’un analgésique. Une attention particulière sera également portée aux sites d’injections. Mais si un signe d’inconfort, de détresse ou de douleur était constaté lors de la surveillance alors celle-ci deviendrait quotidienne pour les animaux concernés. De plus si des souris devaient présenter des difficultés à se déplacer et donc des difficultés à manger de la nourriture solide (croquettes), de la nourriture en gel sera placée dans la litière de la cage et le suivi serait renforcé avec avis vétérinaire en cas de besoin.
Choix des espèces
Les virus adéno-associés que nous utiliserons ont tous été développés pour les souris et sont spécifiquement conçus pour infecter efficacement les muscles. De plus la validation de l’activité du promoteur utilisé qui cible notre région d’intérêt, la jonction myotendineuse, résulte d’une étude précédente (APAFIS #37568-202206031219283 v4) réalisée chez la souris. Par conséquent, le modèle murin est le choix le plus approprié. Les injections seront effectuées sur des souris âgées d’au moins 10 semaines. Cet âge correspond au début de l'âge adulte, lorsque le développement musculaire est achevé et que des titres viraux plus faibles peuvent être utilisés efficacement.
Liraglutide pour le traitement préventif de l’arthropathie hémophilique dans un modèle murin d’hémophilie B
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles cardiaques
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système musculosquelettique
Objectifs
L’hémophilie est une maladie hémorragique héréditaire rare liée à déficit en facteur VIII (FVIII) de la coagulation pour l’hémophilie A et le facteur IX (FIX) pour l’hémophilie B. La sévérité de l’hémophilie est définie par les taux de FVIII ou FIX plasmatiques. La forme sévère, où le taux du FVIII ou FIX est indétectable dans le sang, est caractérisée par des saignements spontanés surtout au niveau articulaire. Les saignements articulaires répétés, peuvent conduire à une atteinte articulaire handicapante appelée arthropathie hémophilique (AH). Il s’agit d’une complication grave, de la maladie. La présence anormale du sang dans la cavité articulaire conduit à une inflammation et à terme à la destruction progressive de l’articulation. Le pilier du traitement de l'hémophilie est la substitution du facteur de coagulation manquant, afin de prévenir les saignements récurrents responsables de l'arthropathie. Cependant, aucun traitement actuellement disponible ne cible spécifiquement l’inflammation articulaire, pour la faire régresser afin de bloquer la progression de l’AH, alors que le liraglutide visant à contrôler l’inflammation pourrait avoir un effet bénéfique, protecteur contre l’AH handicapante. L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité préventive du liraglutide pour traiter la synovite de l’AH et de bloquer ainsi l’évolution de l’atteinte articulaire chez les souris hémophiles B
Bénéfices attendus
La comparaison entre le traitement habituel par concentré de facteur de coagulation et le liraglutide, va permettre d’évaluer l’efficacité potentielle de ce médicament dans le contexte d’arthropathie hémophilique, médicament couramment utilisée dans d’autres pathologies et ayant un effet anti-inflammatoire significatif sans effet secondaire majeur. Si les résultats de l’étude montrent une efficacité suffisante du liraglutide dans l’arthropathie hémophilique, une étude clinique pourra alors être proposée pour évaluer l’efficacité du liraglutide chez des patients hémophiles.
Procédures
Les souris seront séparées en 2 groupes pour comparer l'effet d'un adjuvent au traitement de référence dans la prise en charge de l'arthropathie hémophilique. Pour cela, les souris auront trois ponctions articulaires pour mimer la maladie et recevront soit le traitement de référence seul par injection ou le traitement de référence plus l'adjuvent par injection. Au terme de l'expérimentation, un prélèvement de sang total sera effectué. Les animaux seront soumis, sous anesthésie générale, à 1. Une ponction articulaire : 2-3 min 2. Un prélèvement sanguin: 1 min 3. La mesure du genou siège d’arthropathie : 30 sec 4. Une injection (groupe 1) et deux injections (groupe 2) : 1-2 min 5. Un prélèvement sanguin et mise à mort : 3-5 min
Impact sur les animaux
Au cours du projet, tous les gestes sont réalisés sous anesthésie et certains post mortem. Après le réveil suite à l’induction de l’arthropathie et de l’injection retro-orbitale, l’expérience de notre groupe ne nous fait attendre aucune douleur. Les injections répétées des traitements peuvent provoquer une douleur légère (piqûre d’aiguille). Le modèle de souris hémophile KO ne présente pas de saignements spontanés mais des risques d’hémorragie en cas de blessure. Une possible gêne locomotrice suite aux ponctions répétées et une possible perte de poids suite à l’administration de la molécule testée peuvent se présenter au cours du protocole.
Devenir
La mise à mort est justifiée par la nécessité de prélèvement de 1mL de sang total, non compatible avec le maintien en vie de l'animal
Remplacement
La nécessité d’un modèle animal est justifiée par le besoin d’un modèle vivant, dynamique et doté d’un système vasculaire et locomoteur pour cette étude sur les dégâts articulaires handicapants induits par l’hémophilie et son traitement. La mise au point des techniques in vitro est réalisée au maximum avant l’utilisation des souris ce qui nous permet de conserver le modèle de souris hémophile, modèle éprouvé et fiable pour notre étude.
Réduction
En accord avec l’expérience acquise par le groupe, le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est réduit à son minimum sans compromettre la validité statistique des résultats. De plus, les tests développés au laboratoire nous permettent d’effectuer un maximum de mesure et d’étude sur le même animal. Les mesures biologiques réalisées sur une souris vivante sont corrélées aux mesures histologiques de cette même souris et chaque souris constitue son propre contrôle pour l‘étude de l’articulation du genou droit.
Raffinement
Toutes les mesures seront prises pour préserver le bien-être de l’animal. Quand cela est possible, les souris sont maintenues en groupe par fratrie avec l’utilisation de biberon à longues tiges, de l’eau gélifiée et de la nourriture dans la cage en cas de problèmes locomoteurs. Tout gestes traumatiques ou stressants seront réalisés sous anesthésies et analgésie
Choix des espèces
La souris représente la seule espèce animale, après le chien hémophile, à permettre la mesure de l’activité des médicaments de l’hémophilie et d’étudier la destruction articulaire induite par la maladie. Il est important de préciser que la souris hémophile, paradoxalement à la forme humaine de cette maladie, n’est pas victime de saignement spontané et les saignements sont provoqués que par des traumatismes. Pour cette étude, nous allons utiliser des souris matures. Il est important de travailler avec des jeunes adultes dont la croissance est finie. Les souris très jeunes sont à éviter car leur croissance articulaire n’est pas encore terminée et les souris très âgées sont également à éviter en raison de la modification possible de la coagulation avec l’âge et par conséquent la tendance hémorragique.
Evaluation préclinique de produits de santé pour l’orthopédie – MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Cochons d'Inde : 120
Lapins : 600
Chiens : 240
Cochons : 60
Chèvres : 330
Moutons : 660
Objectifs
Ce projet vise à évaluer la tolérance (ou sécurité) ainsi que la performance (ou efficacité) des produits de santé en orthopédie . Ces produits destinés à être mis en contact avec le corps humain doivent être préalablement testés pour garantir le bon rétablissement des patients après chirurgie, et pour garantir leur efficacité lors de l'utilisation clinique. La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. Compte-tenu de la complexité des mécanismes de régulation d'un organisme vivant, le recours au modèle animal est nécessaire pour répondre aux objectifs du projet.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir dans différents modèles animaux des données de performance et de tolérance des produits de santé en orthopédie. Ainsi, il est possible d’étudier ces produits en vue de répondre aux exigences des autorités réglementaires dans l'obtention d'une autorisation de mise sur le marché, élargissant l’offre et améliorant ainsi les chances de guérison et le confort des patients humains traités.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester (cette intervention chirurgicale peut durer entre 0h30 et 3h00). Cette intervention a toujours lieu sous anesthésie générale (chimique et gazeuse), analgésie et antibiothérapie . Certains animaux peuvent être soumis à une intervention chirurgicale supplémentaire si le but de l'étude est aussi d'évaluer la cicatrisation après retrait du dispositif de son site d'implantation (cette intervention chirurgicale peut durer entre 00h30 et 3h00). Cette intervention aura lieu dans les mêmes conditions que celles précédemment citées. Des prélèvements sanguins peuvent être réalisés en cours d'étude. Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres type d'interventions non douloureuses, de type scanner ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie légère (en général, en fonction de la durée de l'étude (plusieurs années possibles), 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent etre envisagées en cours d'étude.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - douleur et stress liés à la chirurgie (nuisance modérée). - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours (nuisance légère)- risque infectieux lié à la chirurgie (nuisance modérée à sévère)- hématome ou oedème au niveau du site opératoire, pouvant entrainer une gêne locomotrice en plus de la douleur (exemple : déficit sensitif et/ou moteur des membres postérieurs) (Nuisance légère à modérée).
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induit par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : tests mécaniques sur des vertèbres pour évaluer la fusion dans le cadre de la procédure de stabilisation de la colonne vertébrale ). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation. A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de santé en orthopédie.
Réduction
Pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu) pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening précédemment citées permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêts à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes", sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc). Le nombre d’animaux est arbitré à partir du nombre de sites requis en analyse. Le nombre total d’animaux utilisés dépend directement du nombre d’études signées avec les différents donneurs d’ordre durant les 5 années du projet. MODIFICATION V15: De cette façon, le nombre d’animaux précisé ci-dessus constitue une estimation basée sur l’historique des essais conduits durant ces dernières années. De plus les normes requierent un nombre minimal d'animaux par produit analysé et par délai d'analyse, et le type de dispositif implanté ne permet pas toujours la réalisation d'un grand nombre de sites par animal. Le nombre d’études sur 5 ans est donc estimé à 39 (3 x 13 procédures expérimentales ; pour 660 ovins ; 330 caprins ; 240 chiens ; 600 lapins ; 210 Rats ; 120 cobayes; 60 porcs).
Raffinement
Des mesures sont mises en place pour limiter : - Le stress des animaux : Avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire, pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations. Des enrichissements sont présents dans l’environnement des animaux (en fonction de l'espèce : jouets, plateforme de repos…), et ces mesures sont renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements alimentaires…). - La douleur des animaux : En phase post-opératoire, les suivis sont renforcés et completée par des scores de suivi de la douleur. La présence d'un vétérinaire sur site permet également la réalisation de soins post-opératoires spécifiques et adaptés. Les signes cliniques servant de points limites sont listés dans le document joint en annexe, pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans le(s) texte(s) de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs ou le lapin. MODIFICATION V15: Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le chien, porcins ou les ovins/caprins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (pour une étude sur le long terme, utilisation d’espèces à longue durée de vie). Le choix entre les grands modèles repose aussi sur les similarités avec l’Homme : - Caractéristiques anatomiques (structure des os, épaisseur du cartilage...), poids, propriétés mécaniques et régénération osseuse des porcs, ovins/caprins et des chiens - Caractéristiques anatomiques et mécaniques des lapins, des cobayes et des rats. Ces espèces sont souvent utilisées également pour des raisons économiques et éthiques (exemple : réalisation d’études de faisabilités via la réutilisation d’animaux d’études précédentes ) - Colonne vertébrale uniforme et régulière simplifiant les procédures chirurgicales, structure et biomécanique de la colonne lombaire et thoracique similaires.