Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
Impact du vieillissement sur la vaso-réactivité post-accident vasculaire cérébral
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système immunitaire
- Système nerveux
Objectifs
Dans la pathogenèse des accidents vasculaires cérébraux (AVC) ischémiques, différents compartiments vont être séquentiellement touchés : le compartiment vasculaire sera immédiatement affecté, suite à la formation d’un thrombus qui induit in situ une diminution du débit sanguin cérébral (DSC). S’ensuit une perte de l’intégrité de la barrière hémato-encéphalique (BHE) et l’apparition de dommages parenchymateux. L’âge est connu pour être un des principaux facteurs de risque de l’AVC. D’une part, le vieillissement détériore la structure et la fonction vasculaire. D’autre part, la vieillesse est associée à un état inflammatoire plus élevé et il est connu que l’inflammation joue un rôle central dans l’extension de l’atteinte vasculaire au parenchyme. Ainsi, dans ce projet, nous allons caractériser l’influence de la vieillesse sur la vaso-réactivité cérébrale et la reperfusion post-ischémie dans un modèle d’AVC thrombo-embolique avec et sans traitement thrombolytique. Afin de respecter la règle des 3R, l’ensemble les procédures sera réalisées sur les mêmes souris et des protocoles d’anesthésie et d’analgésie seront mis en place afin d’éviter la souffrance des animaux. De plus, des points limites sont mis en place afin de palier à la présence de souffrance potentielle. L’utilisation de méthodes alternative à l’utilisation d’animaux n’est pas envisageable car nous réalisons des techniques d’imagerie fonctionnelle, de perfusion et de l’inflammation in vivo, permettant une translation la plus proche de la clinique..
Bénéfices attendus
D’un point de vue scientifique, cette étude va nous permettre d’acquérir des données fondamentales visant à améliorer les connaissances sur la physiopathologie de l’AVC et plus particulièrement sur la modulation de la vaso-réactivité et de la reperfusion post-ischémie en lien avec le vieillissement.
Procédures
Les animaux seront soumis : A 3 chirurgies : Une chirurgie de pose de prothèse crânienne sous anesthésie générale et couverture analgésique d'une durée de 20 minutes. Une chirurgie permettant une pose de cathéter caudal et l'accès à l'artère cérébrale moyenne par craniotomie sous anesthésie générale et couverture analgésique d'une durée de 30 à 45 minutes. Une chirurgie d'induction de l'ischémie sans anesthésie générale, sous couverture analgésique et sous anesthésie locale. - A 1 protocole comportemental : Un protocole d'habituation à la contention et à l'IRM vigile pendant 4 jours consécutifs, avec des cessions augmentant progressivement de 15 min jusqu'à 1h30 au total. - A 4 protocoles d'imagerie vigile : Deux protocoles d'imagerie ultrasonore ultrarapide, avec 3 aquisitions où chaque acquisition dure 5 minutes avec une injection de produit de contraste lors de la dernière acquisition Deux protocoles d'IRM à 2 et 5 acquisitions respectifs pour une durée totale respectivement de 30 minutes en vigile et 30 minutes en vigiles suivi de 40 minutes sous anesthésie avec injection d’un produit de contraste.
Impact sur les animaux
L’hébergement des animaux s’effectuera au moins 7 jours avant le début des procédures pour leur habituation et la gestion de leur stress. Les nuisances et effets indésirables étant susceptibles d’apparaître seraient : une perte de poids, des douleurs post-opératoires, du stress, des déficits fonctionnels. Tous les animaux auront un suivi attentif et régulier par l’expérimentateur et par le personnel animalier qualifié (prise journalière du poids, observation dans la cage en s’assurant du bien-être des animaux, Mouse Grimace Scale, prise alimentaire et boisson). Un système de pastilles à code couleur collé sur la cage permettra en un simple coup d’œil d’identifier les animaux les plus « à risque ».
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure afin de pouvoir récupérer leurs tissus pour des analyses cytologiques et histologiques.
Remplacement
Les procédures expérimentales pour réaliser ce projet ont un caractère de stricte nécessité et ne peuvent pas être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information. En effet, l’utilisation de lignées cellulaires ou de modèles in silico ne permettent pas aujourd’hui de répondre à notre hypothèse scientifique. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. La souris est, avec le rat, l’espèce animale la plus étudiée dans le domaine des AVC. La physiopathologie est donc globalement établie, ce qui nous permettra d’interpréter nos résultats de manière fiable. Le projet est justifié d’un point de vue scientifique car il permettra des recherches fondamentales, translationnelles et/ou appliquées pour le diagnostic et le traitement d’une pathologie humaine neurovasculaire : l’AVC.
Réduction
Notre projet ne nous permet pas d’utiliser d'autres moyens que l’expérimentation animale. Avant de procéder à une telle étude, nous nous sommes assurés d’utiliser le nombre minimal d’animaux adéquat pour atteindre le résultat souhaité afin de souscrire au principe de réduction. Dans ce projet, le nombre minimum d’animaux pour chaque procédure a été défini à partir de nos expériences précédentes, de nos données sur chaque modèle et des données disponibles dans la littérature. Le calcul de la taille de l'échantillon a été effectué pour permettre une comparaison robuste des paramètres d'imagerie entre les groupes. Pour détecter une différence de 20% à 25% sur les valeurs de CBV (fUS) ou de signal T2* (IRM moléculaire), avec un écart-type estimé à 15% (basé sur la littérature), le calcul de puissance (G*Power, test t de Student pour échantillons indépendants) indique qu'un effectif de n=20 par groupe est nécessaire pour obtenir une puissance statistique de 80% avec un risque alpha de 0,05. En fonction de l'expérimentateur (habileté, expérience, prédisposition pour ce type de gestes), le nombre d'animaux pourra être revu à la baisse en fonction de son aisance. L’ensemble des échantillons collectés permettra un partage de tissus, une réutilisation et donc une réduction du nombre d'animaux nécessaires.
Raffinement
Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés pendant tout le projet. Le bien-être des animaux sera contrôlé 7j/7 par du personnel qualifié. Cette surveillance quotidienne permettra de détecter tout signe clinique de souffrance et d’agir rapidement pour mettre fin à une éventuelle détresse. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire pour les techniques utilisées dans ce projet montre que les animaux se déplacent et s'alimentent normalement, prennent bien soin de leur pelage, n’émettent aucun son audible à l'oreille humaine et ne présentent aucun « sickness behavior syndrom ». Une fois entrés en protocole, les animaux seront pesés tous les jours pour surveiller leur poids et mis à mort si une perte de poids de plus de 15% est observée et/ou si leur score sur l’échelle de la douleur (Mouse Grimace Scale) est supérieur à 7 pendant les 48h critiques au modèle. Tout le matériel et les consommables utilisés seront neufs (comme les seringues et aiguilles) ou soigneusement nettoyés et désinfectés (pour le matériel réutilisable comme les pinces métalliques). Durant la mise en place des modèles, les souris seront sous anesthésie générale (isoflurane 2% O2/N2O 30/70%) et sous analgésie (buprénorphine à 0,1 mg/kg, injection sous cutanée minimum 20 min avant le début de la chirurgie). Les animaux recevront également une anesthésie locale sur la peau au niveau de l'artère cérébrale moyenne (ACM) (Xylocaine 5%, nébuliseur). Les yeux seront couverts (vitamine A en gel et gel oculaire) afin de ne pas éblouir les animaux avec la lampe de la loupe binoculaire et prévenir la déshydratation. Après chirurgie, les souris seront placées dans des enceintes post opératoires chauffées avant d’être remises dans leurs cages propres et disposeront de croquettes humides dans une coupelle sur le sol de leur cage pour faciliter la prise de nourriture et l'hydratation. Un système de pastilles à code couleur collé sur la cage permettra en un simple coup d’œil d’identifier les animaux les plus « à risque ».
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est l’espèce animale la plus étudiée dans la recherche sur les AVC et les techniques employées sont bien maitrisées. L’anatomie du système nerveux murin et la physiologie de la souris sont également bien connues et sont proches de celles de l’Homme, ce qui fait des modèles utilisés dans ce projet des approches expérimentales fiables. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement intéressante pour cette étude. Qui plus est, il n’existe pas de modèle fiable utilisant des vertébrés moins sensibles ou des invertébrés, compte tenu de leur anatomie et de leur physiologie très différentes de l’Homme. L’utilisation de la souche C57BL/6J se justifie par la présence de plus de collatérales ce qui est plus proche de la vascularisation chez l’Homme. Concernant l’ensemble des procédures, des animaux adultes âgés de 12 semaines (souris jeunes) et de 18 mois (souris âgées) seront nécessaires afin d’étudier l’effet de l’âge.
Etude des mécanismes contrôlant la différenciation des cellules dendritiques
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Le système immunitaire joue un rôle majeur dans l’élimination des tumeurs et le contrôle des métastases. Cependant, par différents mécanismes, les tumeurs altèrent les fonctions des cellules immunitaires et compromettent l’efficacité de la réponse immunitaire. Plusieurs essais cliniques d’immunothérapies montrent que le système immunitaire peut être reprogrammé pour contrôler différentes tumeurs comme par exemple : des mélanomes métastatiques ou certains cancers du sein. Néanmoins, le taux de réponse objective à ces traitements demeure encore limité, et la composition de cellules immunitaires de la tumeur apparaît comme un biomarqueur prédictif majeur de l’efficacité thérapeutique. Ainsi, de nombreuses études précliniques suggèrent que l’efficacité de ces immunothérapies dépend principalement de la localisation intra-tumorale de cellules immunitaires, appelées cellules dendritiques qui ont pour rôle d’activer le système immunitaire. L’un des enjeux majeurs de l’immuno-oncologie est donc d’identifier des stratégies optimisant la fonction de ces cellules dendritiques au sein des tumeurs afin d’améliorer les immunothérapies. Nous avons identifié différents facteurs limitant la fonction des cellules dendritiques des tumeurs. Notre objectif est maintenant de déterminer si ces facteurs pourraient être des cibles thérapeutiques permettant de reprogrammer ces cellules dendritiques et d’induire une réponse immunitaire permettant le rejet des tumeurs et métastases. Ces études pré-cliniques chez la souris pourraient conduire au développement de nouvelles immunothérapies.
Bénéfices attendus
Ce projet apportera d’une part des connaissances fondamentales sur les signaux régissant la programmation des cellules dendritiques en condition physiologique. D’autre part, les connaissances générées par ce projet apporteront une meilleure compréhension des mécanismes empéchant le rejet des tumeurs par le système immunitaire et pourront contribuer, à terme, au développement de nouvelles stratégies d’immunothérapie anticancéreuse.
Procédures
Pour ce projet il est envisagé que: - 360 souris recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'environ 10 secondes pendant 3 à 4 jours- 360 souris seront irradiées et recevront une injection intraveineuse d'une durée maximale de 30 secondes- 240 souris recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'environ 10 secondes pendant 3 à 4 jours, une injection intraveineuse d'une durée maximale de 30 secondes et une injection sous-cutanée d'une durée maximale de de 30 secondes - 240 souris seront irradiées et recevront deux injections intraveineuses d'une durée maximale de 30 secondes chacune, espacées de 3 semaines et une injection sous-cutanée d'une durée maximale de 30 secondes- 720 souris recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'une durée de 10 secondes pendant 3 à 4 jours et une injection intraveineuse d'une durée maximale de 30 secondes- 1400 souris recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'une durée de 10 secondes pendant 3 à 4 jours et une injection sous-cutanée de tumeurs d'une durée maximale de 1 minute- 180 recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'une durée maximale de 10 secondes pendant 3 à 4 jours, une injection sous-cutanée de tumeurs puis 3 injections sous-cutanées - 720 souris seront irradiées et recevront deux injections intraveineuses espacées de 3 semaines et une injection sous-cutanée de tumeurs d'une durée maximale de 30 secondes- 1400 souris seront irradiées et recevront une injection intraveineuse d'une durée maximale de 30 secondes et une injection sous-cutanée de tumeurs d'une durée maximale de 1 minute- 120 souris recevront un traitement quotidien par voie intrapéritonéale d'une durée maximale de 10 secondes chacune pendant 3 à 4 jours et 2 injections sous-cutanée de tumeurs d'une durée maximale de 1 minute séparées de 6 à 8 semaines
Impact sur les animaux
Les tumeurs utilisées ne métastasent pas mais peuvent occasionner des modifications du comportement général (prise alimentaire et hydrique, posture, déplacements, interactions sociales, comportement de nidification), une perte de poids, des difficultés respiratoires, une augmentation du rythme respiratoire ainsi qu’une altération de la température corporelle. Les mêmes nuisances peuvent être observées suite à l’injection de molécules régulant la fonctions des cellules dendritiques. Certains modèles de mélanome utilisés dans ce projet peuvent présenter, à des stades avancés, des zones de nécrose non hémorragiques qui peuvent s'infecter. Une immunosuppression transitoire induite par l'irradiation peut rend les animaux plus susceptibles aux infections et des risques de diarrhées, amaigrissement, déshydrations et des changements de comportement (prostration, réduction des déplacements et des interactions sociales).
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés soit pour prélèvement d'organe et analyse fonctionnelle du système immunitaire soit lorsqu'ils auront atteint le point limite
Remplacement
L’utilisation de modèles expérimentaux intégrés est essentielle à ce projet. En effet, la diversité cellulaire du stroma des tumeurs est encore peu connue ainsi que son organisation tridimensionnelle. Cette complexité n'est à ce jour pas reproduite fidèlement par les organoides ou organes sur puce. Ces paramètres ont un rôle clé dans le recrutement des cellules immunitaires et les interactions cellulaires (stroma- cellules immunitaires- cellule dendritique) essentielles à la programmation des cellules dendritiques, la question de ce projet. Par ailleurs, il n'existe à ce jour aucun modèle expérimental permettant de générer in vitro la diversité des sous-population de cellules dendritiques retrouvées dans différents tissus in vivo.
Réduction
L’ensemble des expériences est conçu de manière à réduire au strict minimum le nombre d’animaux utilisés, tout en garantissant la robustesse scientifique et statistique des résultats. Nos études préliminaires ont permis une maîtrise approfondie des modèles employés, permettant ainsi d’optimiser les effectifs expérimentaux. Les molécules dont l'action sur les cellules dendritiques seront sélectionnés sur la base de données expérimentales de notre équipe ainsi que de données de la littérature. Afin de prendre en compte les variations expérimentales et interindividuelles, tout en limitant le nombre total d’animaux utilisés, les expériences seront réalisées sur des lots de 3 à 5 souris, chaque expérience étant répétée au minimum deux fois, et uniquement jusqu’à l’obtention de résultats statistiquement significatifs. Seules les molécules montrant un effet lors du premier test seront testées dans les réplicatats expérimentaux.
Raffinement
Le bien-être animal, identifié comme un facteur potentiel de variabilité expérimentale, fait l’objet d’une attention particulière tout au long du projet. Les animaux sont suivis quotidiennement par les personnels de la zootechnie, et tous les deux à trois jours par l’expérimentateur après le début des procédures expérimentales, ou plus fréquemment si nécessaire. Toute modification du comportement général (prise alimentaire et hydrique, posture, déplacements, interactions sociales, comportement de nidification) fait l’objet d’une évaluation systématique et des mesures appropriées sont mise en oeuvre dès les pemiers signes cliniques observés. Toutes les procédures expérimentales sont réalisées sous anesthésie. Les animaux sont hébergés en conditions sanitaires controlées exemptes de pathogènes spécifiques, dans des portoirs ventilés, à raison de 5 souris/ cages de 500 cm² enrichi par la mise à disposition d'objets permettant de se faire un nid abrité. La nourriture et l’eau sont disponibles ad libitum. Une diffusion sonore contrôlée est assurée afin d'atténuér les bruits environnementaux. Les opérations de change et les expériences sont réalisées dans des conditions permettant de maintenir ce statut sanitaire afin de limiter les risques infectieux.
Choix des espèces
La possibilité de générer des modèles soit sur-exprimant soit déficient pour une molécule d’intérêt font des souris un modèle de choix pour mieux comprendre les interactions entre le système immunitaire et les tumeurs naissantes. Par ailleurs, les modèles murins pré-cliniques ont montré leur pertinence dans la découverte et le développement de nouvelles immunothérapies. En effet, le système immunitaire et ses régulations sont très similaires entre l'homme et la souris et les immunothérapies aujourd'hui utilisées en cliniques ont été découvertes et validées dans des modèles de souris. Des souris adultes de 6 à 16 semaines sont utilisées
Étude des fonctions des neutrophiles chez la souris au cours du sepsis
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Le sepsis est une pathologie grave caractérisée par une réponse inflammatoire généralisée consécutive à une infection non contrôlée, responsable de plus de 11 millions de décès par an dans le monde. Malgré la mise en œuvre de recommandations internationales, les progrès médicaux et les milliards investis chaque année, le traitement du sepsis reste essentiellement symptomatique, en raison d’une compréhension encore incomplète des mécanismes impliqués. Les neutrophiles, acteurs centraux du système immunitaire, constituent la première ligne de défense contre les infections. Ils ont la capacité de se déplacer rapidement vers les sites infectieux, d’ingérer les agents pathogènes et de libérer des substances toxiques pour les détruire. Plus récemment, il a été montré que les neutrophiles peuvent également produire des pièges extracellulaires constitués de leur propre ADN associé à des composés microbicides, capables de capturer et de tuer les pathogènes. Ce mécanisme est essentiel pour contrôler la propagation des infections. Lors d’un sepsis, les fonctions des neutrophiles sont profondément perturbées, ce qui contribue à l’aggravation de l’état clinique. Ils ne se développent pas correctement, se déplacent moins efficacement et produisent en excès des substances toxiques et des pièges extracellulaires. Ces mécanismes, normalement protecteurs, deviennent alors délétères : ils aggravent les lésions des organes et augmentent le risque de mortalité. La complexité du sepsis, impliquant des interactions entre cellules immunitaires, vaisseaux sanguins, coagulation et organes, ne peut être reproduite fidèlement in vitro. Les modèles animaux, notamment murins, permettent de reproduire les principales caractéristiques du sepsis humain et restent nécessaires pour évaluer l’effet de candidats traitements dans un organisme vivant. Notre laboratoire a démontré le bénéfice de certains candidats thérapeutiques sur la survie et l’état clinique d’animaux septiques, souvent associé à une modulation de l’activité des neutrophiles. Nous cherchons désormais à mieux comprendre les mécanismes responsables de la dérégulation des neutrophiles au cours du sepsis et l’impact de différents candidats traitements.
Bénéfices attendus
La dysfonction des neutrophiles au cours du sepsis est décrite comme un phénomène aggravant les symptômes et contribuant à la sévérité de la maladie chez les patients septiques. Ce projet a pour objectif d’évaluer l’effet de différents candidats traitements sur différentes fonctions des neutrophiles dans le contexte du sepsis, afin d’identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques susceptibles d’améliorer la prise en charge de cette pathologie.
Procédures
Une partie des animaux inclus dans cette étude pourra subir une ou plusieurs injections de molécules thérapeutiques avant la mise à mort. Les nuisances associées à ces procédures sont considérées comme légères, car elles n’entraînent que le stress lié à la manipulation des animaux et une douleur limitée à celle induite par l’introduction d’une aiguille, sans douleur persistante. Certains de ces animaux pourront également faire l’objet de prélèvements sanguins, notamment par voie rétro-orbitale. Dans ce cas, une anesthésie locale sera systématiquement mise en place, en complément de l’anesthésie générale, afin d’éviter toute douleur inutile lors du prélèvement. Par ailleurs, certains animaux recevront une injection permettant de mimer une infection bactérienne, induisant des symptômes proches de ceux observés lors du sepsis humain, sur une durée maximale de 48 heures avant l’euthanasie. Ces animaux recevront un analgésique systémique permettant d’éviter toute souffrance inutile. Au cours de cette études les animaux pourront recevoir jusqu’à 2 injections (l’injection d’une solution se fait en moins de 5 min) et pourront subir jusqu’à 3 prélèvements sanguins dont un terminal juste avant l’euthanasie (le temps de manipulation des animaux pour ces prélèvements et également estimé à 5 min). Ces prélèvements seront espacés d’au moins 6 heures.
Impact sur les animaux
Une partie importante du projet sera réalisée sur des animaux sains, afin d’obtenir des neutrophiles matures et pleinement fonctionnels. Ces animaux ne seront soumis qu’aux manipulations nécessaires à l’euthanasie et, éventuellement, à une injection sous-cutanée réalisée environ deux heures avant celle-ci, dans le but d’augmenter la concentration de neutrophiles circulants. Ces interventions sont considérées comme faiblement invasives et génèrent un stress limité et transitoire. L’autre partie du projet sera effectuée sur des animaux traités par une injection intrapéritonéale (i.p.) d’une molécule permettant de mimer une infection bactérienne, administrée 24 heures avant les prélèvements, afin de reproduire un état physiopathologique proche du choc septique humain. Les animaux développent certains des signes cliniques se rapprochant du sepsis humain : modification du comportement (isolement), altération de l’état général (faiblesses locomotrices), perte de poids et hypothermie. Dans l’ensemble des protocoles, les manipulations nécessaires (capture, contention, injection de molécules, prélèvements sanguins, anesthésie à l’isoflurane) sont susceptibles d’engendrer un stress temporaire pour l’animal.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à l'issue de la procédure
Remplacement
La dysfonction des neutrophiles au cours du sepsis résulte d’une dérégulation systémique du système immunitaire. Par exemple, la molécule, que nous utilisons pour induire un choc endotoxinique chez les animaux, provoque in vivo une augmentation significative de la production de pièges extracellulaires, alors que cette même molécule n’en induit aucun mesurable in vitro. Ces dysfonctions résultent de mécanismes complexes, dépendant de l’activation simultanée de multiples populations cellulaires immunitaires et non immunitaires, et demeure difficile à reproduire fidèlement in vitro. Le remplacement des neutrophiles primaires par des lignées cellulaires n’est pas envisageable dans ce contexte. Bien que certaines lignées myéloïdes différenciées présentent des similarités avec les neutrophiles, elles demeurent imparfaites, ne reproduisant pas de manière fiable le comportement de neutrophiles primaires dans l’organisme. L’utilisation de neutrophiles primaires isolés à partir d’animaux reste donc nécessaire pour évaluer l’effet des traitements dans un contexte physiopathologique pertinent.
Réduction
Pour les études in vitro, la collecte d’un nombre suffisant de neutrophiles nécessite l’utilisation de plusieurs animaux, car la proportion de neutrophiles circulants chez la souris est naturellement faible, ce qui limite la quantité de cellules obtenues pour les différentes conditions expérimentales. Afin de pallier cette contrainte, nous avons récemment mis en place, sur la base de données issues de la littérature, un prétraitement des animaux par une molécule mobilisant les neutrophiles de la moelle osseuse vers le sang périphérique en quelques heures. Ce prétraitement, consistant en une unique injection par voie sous-cutanée, permet d’augmenter significativement le nombre de neutrophiles récupérés et ainsi de réduire de manière importante le nombre d’animaux nécessaires par expérience. Pour les études in vivo, le nombre d’animaux utilisés a été défini à partir des résultats préliminaires déjà obtenus au sein du laboratoire, où la dérégulation des neutrophiles est de plus en plus étudiée. Cette approche permettra d’éviter les répétitions inutiles et de limiter le nombre d’animaux aux effectifs strictement nécessaires à la validation statistique des résultats . Parallèlement, les organes et tissus prélevés sur les animaux sains ou septiques seront mutualisés et utilisés pour d’autres projets en cours au sein du laboratoire, afin d’optimiser l’utilisation de chaque individu et éviter toute expérimentation redondante.
Raffinement
Une attention particulière sera portée au bien-être animal à travers un suivi régulier des animaux et ce afin de déceler tout excès de douleur, ce qui introduirait un biais dans nos recherches. Plus particulièrement chez les animaux septiques, le bien-être sera mesuré en évaluant les 5 paramètres standardisés suivants, afin de déterminer un score global sur 20 (chaque paramètre étant noté de 0 à 4) : le suivi de l’état physique, du comportement et des sécrétions seront réalisées par un examen visuel. Cette surveillance commencera dès 6h suivant l’induction du modèle de sepsis et sera renouvelé à 16h puis toutes les 8h. Le suivi du poids de l’animal sera réalisé à l’aide d’une balance et le suivi de la température sera réalisée à l’aide d’un thermomètre rectal pour souris. Les animaux ne devront pas atteindre un score global≥17 pour les paramètres standardisés. Ce score est prédictif d’un risque de décès élevé sous 4 heures et de dysfonctions d’organes généralisées. Ces critères seront résumés sous forme d’un tableau et ont été définis à partir des données de la littérature. Les animaux seront placés dans une armoire ventilée dont la pression et la température sont contrôlables. Les animaux septiques étant hypothermiques, la température de l’armoire sera augmentée de 3 degrés par rapport à la température standard de l’animalerie, afin de facilité la régulation de la température de ces animaux (les animaux contrôles seront hébergés dans les mêmes conditions). Ils auront un accès constant à l’eau, à la nourriture, au matériel pour leur nid et à des activités de jeu. Aucun rongeur ne sera seul, sauf en cas d’agressivité ou de soins particuliers. Les prélèvements sanguins seront réalisés sous anésthésie générale à l’isoflurane pour la voie intracardique et sous anesthésie générale à l’isoflurane avec l’addition 2 minutes avant le prélèvement d’un collyre anésthésique en locale au niveau de l’œil.
Choix des espèces
L’étude du sepsis, à travers l’utilisation de souris comme modèle animal, a fait l’objet de plus de 10 000 publications au cours des 40 dernières années. Utiliser la souris facilitera la mise en perspective de nos résultats. Un large éventail de techniques sont adaptées au modèle souris pour étudier différents paramètres et mécanismes, dont celles décrites dans cette saisine. Les souris auront un poids compris entre 20 et 45g lors de leur utilisation, soit l’âge de leur maturité sexuelle (naissance > 1 mois). Cet âge permet de s’affranchir des problèmes à la fois prépubères et de vieillissement et donc évite d’inclure des paramètres supplémentaires dans la compréhension des mécanismes mis en jeu. Nous avons choisi de travailler avec des souris mâles, afin de nous affranchir du cycle oestrien des femelles, qui peut induire de la variabilité dans nos résultats et modifier notre interprétation.
Etude de la réponse immunitaire aux espèces bactériennes associées aux formes sévère de l’hidradénite supppurative
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système immunitaire
Objectifs
La maladie de Verneuil, ou hidradénite suppurée (HS), est une dermatose inflammatoire chronique caractérisée par des lésions douloureuses dans les zones de plis. Sa physiopathologie, largement méconnue, implique une interaction complexe entre dérégulation des réponses immunes et déséquilibre du microbiote cutané, marqué par l’expansion de certaines bactéries. Aucun traitement curatif n’existe actuellement ; les prises en charge associent antibiothérapie prolongée, traitements immunomodulateurs et chirurgie, sans prévenir les rechutes. Nos travaux récents ont identifié une forte association entre les formes sévères de la maladie et la présence de la bactérie Porphyromonas uenonis (P. uenonis). Absente du microbiote cutané sain, cette bactérie est détectée dans les couches profondes de la peau lésionnelle et péri-lésionnelle des patients. Sa présence corrèle avec une accumulation épidermique marquée de cellules productrices d’anticorps, un phénomène inhabituel susceptible de contribuer à l’inflammation chronique. Des modèles ex vivo, combinant organoïdes et explants de peau humaine ont montré que P. uenonis est intrinsèquement invasive et capable de pénétrer et se multiplier dans des cellules cutanées humaines saines. Une étude pilote chez la souris a confirmé que le simple dépôt de la bactérie sur une peau intacte suffit à reproduire l’accumulation épidermique de plasmocytes, en l’absence de lésion, reproduisant ainsi un marqueur clé de la maladie humaine. Ces données suggèrent que P. uenonis est normalement contrôlée en conditions saines, mais possède des propriétés invasives et immunomodulatrices uniques favorisant le recrutement anormal de cellules sécrétrices d’anticorps dans la peau. P. uenonis apparaît comme un pathobionte cutané opportuniste susceptible d’initier et d’entretenir l’inflammation chronique de HS. Son isolement dans d’autres infections profondes renforce l’hypothèse d’un potentiel pathogène multi-tissulaire encore méconnu. Ce projet vise à exploiter un modèle murin afin de caractériser les mécanismes de pathogénicité cutanée de P. uenonis, la réponse immunitaire induite et l’impact de l’accumulation de plasmocytes sur la barrière cutanée. À terme, ce modèle permettra de mieux comprendre la contribution de cette bactérie à la pathogénèse de la maladie de Verneuil et de fournir à la communauté scientifique un outil préclinique pour tester de nouvelles approches thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Ce modèle murin d’association bactérienne permettra de mieux comprendre le rôle pathogénique des bactéries associées à la maladie de Verneuil ainsi que le rôle pathogénique des réponses immunitaires mise en place. A moyen terme nous espérons que ce projet aboutira à l’établissement d’un modèle murin pour étudier la maladie de Verneuil pour laquelle il n’existe actuellement pas de modèle A long terme nous espérons que ce modèle permettra l’ouverture à de nouvelles pistes de traitement.
Procédures
-Application d’ une suspension bactérienne sur la peau du dos et de l’oreille sur souris vigiles : 1 fois par jour pendant 4 à 7 jours. -Desquamation des couches superficielles de l’épiderme sur la peau du dos ou de l’oreille sur animaux rasé, anesthésiés et analgésiés : 1 fois au cours de la procédure, avec 1 répétition possible après 14 jours. -Inflammation cutanée locale sur la peau du dos ou de l’oreille par application d’un produit 1 fois par jour pendant 3 à 7 jours sur animaux rasés et anesthésiés. -Pose d’un cathéter dans la veine caudale sur animaux anesthésiés, 1 fois au cours de la procédure.
Impact sur les animaux
Ce projet sera attentif aux cinq libertés individuelles de l’animal. Cependant, certaines des procédures pourraient avoir un effet indésirable sur l’animal. o Une inflammation cutanée chimique ou générée par desquamation mécanique sur une partie de la peau du dos et/ou sur la peau des oreilles entrainera un inconfort ou une douleur modérée pendant quelques jours. o Une infection locale liée à l’expansion de la bactérie pourra éventuellement induire une ulcération/ nécrose localement générant une douleur.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car nous aurons besoin de collecter les organes pour étudier la réponse immunitaire et l’invasion bactérienne dans les tissus.
Remplacement
La bactérie étant associée à une pathologie cutanée humaine, la majorité de nos travaux repose sur des modèles de peau humaine, incluant des organoïdes d’épiderme établis au laboratoire, des explants de peau saine et des prélèvements issus de patients. Il reste toutefois impossible de reconstituer in vitro la complexité du système cutané avec sa vascularisation et ses interactions avec le système immunitaire. Notre modèle murin d’association constitue donc, à ce jour, le seul système capable de reproduire un tel niveau d’intégration, en faisant un modèle de choix pour cette étude.
Réduction
Le nombre d’animaux que nous estimons nécessaire repose sur la forte expérience de nos collaborateurs sur la conception d’études de ce type et validée par des biostatisticiens. Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux strictement nécessaire pour atteindre l’objectif fixé. Les expériences passées ont montré que le nombre d’animaux par groupe utilisé ici (4) est le minimum requis pour obtenir des résultats pertinents et statistiquement significatifs (ANOVA). On choisit le cas d’une comparaison de 2 moyennes avec les conditions d’association avec une bactérie pathogène versus une bactérie commensale contrôle, en l’absence d’effet sexe. On décide d’utiliser 32 individus par groupe, répartis en 4x2 cages par groupe (4 individus par cage, 1 cage par sexe, 4 répétitions). En supposant un effet cage de 50.00%, les effectifs proposés devraient nous permettre d'obtenir des résultats significatifs pour des tailles d’effets forts à très forts. Un calcul de puissance a été réalisé pour chaque procédure de la même façon. La répétition de l’expérience pourrait être nécessaire pour la robustesse des données établies. Nous proposons aussi de réduire le nombre d’animaux utilisé si les différences à différent temps ou entre les sexes n’est pas importante. D’autre part, les techniques expérimentales nous permettent d’analyser plusieurs paramètres sur un même individu, pour obtenir le maximum d’information pour chaque animal utilisé. Notamment l’imagerie intravitale nous permettra de collecter un grand nombre d’information sur une fenêtre de temps de quelques heures, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
Optimisation du protocole d’association avec la bactérie : Le protocole d’association avec la bactérie est sans douleur, cependant nous utiliserons des conditions expérimentales pour optimiser l’invasion de la bactérie. Parmi ces conditions, l’induction d’une inflammation sur la peau des animaux par application d’une crème sur la peau, la desquamation des couches superficielles de la peau par application d’un scotch ou un régime alimentaire spécifique. Les animaux recevront un traitement préopératoire analgésique 30 min avant le début de la dequamation. Les animaux seront surveillés quotidiennement dès l’apparition des premiers signes d’inflammation (rougeurs, squames) et pour l’apparition de lésions cutanées. En cas de signes de mal-être (prostration, poil ébouriffé), la surveillance sera intensifiée et un enrichissement de la cage avec du gel nutritif sera réalisé. La litière sera remplacée par une litière douce en cellulose dès l’apparition de lésions cutanées et la douleur pourra être prise en charge par administration d’analgésique. Imagerie intravitale : Lors des expériences d’exploration par microscopie, les animaux seront maintenus au chaud et hydratés par une injection tout au long de la procédure.
Choix des espèces
Cette étude utilise des souris car le système cutané, vasculaire et immunitaire de la souris est proche du système cutané, vasculaire et immunitaire humain. De plus, la souris est un animal pour lequel nous avons une très bonne expertise pour détecter et réduire au mieux les conditions de stress, d’inconfort et de douleur. En conséquence la souris représente l’espèce de choix pour cette étude où les connaissances acquises seront vraisemblablement transférables à l’homme. Plusieurs types de souris seront utilisées dans cette étude. Des souris de type sauvage (C57Bl/6Jrj) et des souris génétiquement modifiées ‘modifications permettant d’explorer plusieurs composants du système immunitaire). Les associations avec les bactéries sont réalisées chez des souris adultes âgées de 6 à 12 semaines, afin d’étudier un système immunitaire mature et proche de la réponse immunitaire humaine. Les expérimentations sont ensuite réalisées 1 à 12 semaines après l’association, période nécessaire au développement et au maintien de la réponse immunitaire.
Modèle murin de glaucome et effet neuroprotecteur de thérapies candidates
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système immunitaire
Objectifs
Le glaucome est une pathologie chronique et irréversible du nerf optique, caractérisée par une atteinte des cellules de la rétine et une altération progressive du champ visuel. Elle touche plus de 60 millions de personnes dans le monde, dont 1,6 million en France. Son principal facteur de risque est l’augmentation de la pression dans l’œil. Les traitements actuels visent à abaisser cette pression par des collyres, laser ou chirurgie. Une nouvelle piste, la neuroprotection, cherche à préserver les cellules de la rétine indépendamment de la pression de l’œil, mais la complexité des mécanismes biologiques mis en jeu freine le développement de thérapies efficaces. Dans ce projet, notre équipe vise à étudier le glaucome en utilisant un modèle chez la souris qui imite de façon très fidèle ce qui se passe dans le glaucome humain. Pour créer ce modèle, on injecte dans l’œil de la souris de petites billes aimantées. Celles-ci bloquent l’évacuation normale du liquide présent dans l’œil (l’humeur aqueuse). Cela provoque une augmentation durable de la pression à l’intérieur de l’œil et entraine la mort progressive des cellules nerveuses de la rétine, l’activation de cellules immunitaires dans l’œil, comme on le voit chez les personnes atteintes de glaucome. Ce modèle permet d’étudier la maladie dans un environnement contrôlé et sans inflammation inutile, ce qui est important pour des résultats fiables. Une étude chez l’animal est indispensable ici, car les interactions complexes entre la pression dans l’œil, l’inflammation et la mort des neurones ne peuvent pas être reproduites en laboratoire dans une simple boîte de culture. Nous suivrons l’évolution du glaucome chez différentes lignées de souris, nous analyserons finement les tissus pour comprendre ce qui se passe tout au long des voies visuelles. Les objectifs sont donc de comprendre le rôle des cellules inflammatoires dans le développement du glaucome et tester de nouvelles approches de protection des neurones dans le glaucome, administrées directement dans l’œil.
Bénéfices attendus
L’objectif final est de comprendre pourquoi et comment les cellules de la rétine meurent dans le glaucome, et trouver de nouveaux traitements capables de protéger la vue. Pour cela, nous utiliserons un modèle de glaucome chez la souris qui reproduit très bien ce qui se passe chez l’humain : la pression dans l’œil augmente lentement et durablement, comme dans la vraie maladie. Cela permet d’observer étape par étape comment l’inflammation et les dérèglements locaux abîment les neurones de la vision. En analysant finement le fonctionnement de la rétine et en observant les tissus au microscope, l’équipe pourra comprendre la chaîne d’événements qui mène à la perte de vision, ce qui est essentiel pour savoir où et quand intervenir pour sauver les cellules visuelles. Dans ce projet nous testerons de nouveaux traitements afin de voir s’ils peuvent empêcher la mort des cellules de la rétine. Le développement ultérieur de ces traitements chez l’Humain permettrait de retarder ou empêcher la perte de vision, là où les traitements actuels ne font que réduire la pression oculaire.
Procédures
La chirurgie d'induction du glaucome est réalisée deux fois par animal (initiale et à la quatrième semaine de la première injection) chez une partie des animaux sur cinq ans, sous anesthésie locale et générale, pour une durée de quinze minutes par animal. L'injection de thérapies candidates est effectuée une fois par animal, une semaine après la première injection de microbilles, chez une partie des animaux sur cinq ans, sous anesthésie locale et générale, pour une durée d'environ cinq minutes par animal. Les examens fonctionnels et d'imagerie sont réalisés chez tous les animaux avant la première injection, puis à une, trois, quatre, six, huit, dix et douze semaines. Le test d'acuité visuelle est mesuré sur animal vigile et dure environ dix minutes. La mesure de la pression intraoculaire est réalisée sur animal vigile, avec trois mesures successives par œil, indolores, pour une durée d'environ cinq minutes par animal. L'imagerie rétinienne est réalisée sous anesthésie générale et dure environ trente minutes. En résumé, chaque souris subit au maximum deux chirurgies d'induction, une injection et huit séances de tests visuels et d'imagerie, dont certaines sous anesthésie. Toutes ces procédures sont réalisées avec analgésie adaptée et surveillance systématique. Les animaux seront euthanasiés en fin de période de maintien selon deux méthodes réglementaires différentes en fonction des analyses à effectuer.
Impact sur les animaux
Toutes les interventions prevues dans ce projet sont realisees sous anesthesie generale. Les produits anesthésiants peuvent provoquer une legere gene au point d’injection, ainsi qu’un faible stress passager. Comme pour toute anesthesie, il existe de rares risques de complications, tels qu’un ralentissement du cœur ou de la respiration, ou une baisse de la temperature corporelle. L’injection des particules etudiees dans ce projet à l’interieur de l’œil peut entrainer une irritation de l’oeil. Les examens d’imagerie necessitent egalement une anesthesie et peuvent, dans certains cas, entrainer une legere irritation de la surface de l’œil.
Devenir
Tous les animaux utilisés dans ce projet seront euthanasiés de manière reglementaire en fin de procédure, car des prélèvements et analyses post-mortem sont nécessaires. En effet, les techniques fonctionnelles et d’imagerie utilisées sur l’animal vivant ne permettent actuellement qu’une analyse incomplète et superficielle des phenomènes impliques dans la physiopathologie du glaucome.
Remplacement
L’étude des phénomenes inflammatoires lies au glaucome nécessite de travailler sur un organisme vivant complet. En effet, il n’existe pas aujourd’hui de modele en laboratoire capable de reproduire avec précision les interactions complexes entre les cellules nerveuses, les cellules immunitaires et la circulation sanguine dans l’œil. Ce projet vise egalement à tester des traitements susceptibles de proteger les cellules nerveuses et de moduler la reponse inflammatoire. Pour cela, certaines analyses doivent être réalisees sur des tissus oculaires et cérébraux, préleves apres que les animaux aient été endormis puis euthanasiés sans souffrance. L’utilisation du modele animal, en particulier chez la souris, est donc indispensable pour répondre à ces questions scientifiques. Ces recherches sont une étape nécessaire pour mieux comprendre la maladie et, à terme, pour developper des approches therapeutiques efficaces chez l’être humain.
Réduction
Ce projet, prévu sur une durée de cinq ans, utilisera au maximum 1 640 souris. Ce nombre a ete soigneusement calculé pour obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle de réduction. Le nombre d’animaux nécessaires a été déterminé à partir des résultats d’études précédentes et de calculs de puissance statistique précis. Pour chaque souris, plusieurs structures de la voie visuelle seront analysées afin d’optimiser au maximum les prélèvements et limiter le recours à d’autres animaux. Comme seule une partie des souris développe une élévation stable de la pression oculaire, il faut environ 20 animaux par groupe pour garantir des résultats scientifiquement solides tout en limitant leur utilisation. Les données seront ensuite analysées à l’aide de tests statistiques adaptés pour vérifier la fiabilité des résultats. Ce travail permettra de tirer des conclusions robustes tout en maintenant le plus haut niveau d’exigence éthique et scientifique.
Raffinement
Avant toute experience, les animaux disposent d’une periode d’adaptation d’au moins cinq jours pour s’habituer à leur nouvel environnement. Ils sont hebergés dans des cages ventilées, enrichies avec du materiel favorisant leur confort (comme des abris en carton et baton à ronger), avec de la nourriture et de l’eau disponibles en permanence. Le nombre d’animaux par cage est limite à cinq, afin de garantir leur bien-etre. Les conditions d’élevage respectent la réglementation en vigueur : la temperature et le taux d’humidité sont controlés et conforme à la législation en vigueur. Les animaux sont observés chaque jour par du personnel qualifie. En cas d’anomalie ou de signe de souffrance, des mesures adaptées sont prises selon un protocole validé par le comité du bien-être animal : cela peut aller d’un simple traitement à l’arrêt de l’expérimentation, voire à l’euthanasie si necessaire pour éviter toute douleur. Les expérimentations sont effectuées sous anesthesie genérale chaque fois que nécéssaire, avec des traitements antidouleur administres avant, pendant et après l’intervention le cas échéant. Un système de suivi individuel par des étiquettes accollées aux cages permet de garantir un suivi adapte constant de l’animal afin de s’assurer du bien-etre animal tout au long du projet.
Choix des espèces
L’utilisation de la souris se justifie parce qu’elle permet de créer et d’étudier des lignées d’animaux modifies genetiquement. Dans ce projet, nous utiliserons des souris entre 8 et 12 semaines d’âge, afin d’eviter les effets liés au vieillissement, qui pourrait fausser les analyses sur les cellules nerveuses et immunitaires. Les souris utilisées seront soit des souris commerciales, soit des souris porteuses de modifications specifiques du système immunitaire permettant de reproduire la pathologie humaine étudiées dans ce projet. Ces modeles permettront d’observer très precisement et au fil du temps comment differentes cellules inflammatoires apparaissent et se deplacent dans l’oeil.
Développement de nouvelles stratégies thérapeutiques dans l’inflammation pulmonaire
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
L’objectif de ce projet est de tester une nouvelle stratégie thérapeutique dans un modèle d'inflammation pulmonaire chez la souris Balb/c. Cette nouvelle stratégie est basée sur l’injection d'un inhibiteur de nature protéique d'une protéine impliquée dans la sécrétion de mucus et dans la contraction musculaire au niveau pulmonaire.
Bénéfices attendus
Nous travaillons sur la fonction respiratoire et il n’existe pas d’alternative pour étudier les phénomènes mis en jeu dans l'inflammation pulmonaire au niveau d’un organisme entier mis à part les modèles animaux.
Procédures
4 applications percutanées (1 fois par semaine, durée 1 min) 1 application intra nasale (durée 1 min) 1 injection intra péritonéale (durée 30s)
Impact sur les animaux
La phase de challenge par voie intra nasale peut contribuer à un inconfort temporaire (ordre de la minute maximum). Lors de l’injection intrapéritonéale une légère douleur passagère peut être ressentie au point d'injection.
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés à l'issue de la procédure pour les besoins expérimentaux
Remplacement
Les modèles in vitro ou in silico ne permettent pas de reproduire efficacement les phénomènes intervenant à la fois sur le système immunitaire et la physiologie. Pour étudier le mécanisme de l'inflammation pulmonaire, le modèle in vivo est donc actuellement le seul adapté.
Réduction
Sur la base d’une étude menée récemment au laboratoire, le nombre minimum d’animaux pour obtenir des résultats statistiquement exploitables sur les paramètres immunologiques (fréquences des cellules inflammatoire) (T-test, bilatéral, risque α à 0.05 et une puissance de test de 0.9) conduit à utiliser un minimum 8 souris/groupe. Le même calcul concernant la résistance des voies aériennes mesurée par FlexiVent nous conduit a un minimum de 8 souris/groupe.
Raffinement
Seul le personnel expérimenté et qualifié effectuera les expérimentations animales. Ces exigences visent à s’assurer que les procédures nécessaires à l’expérimentation sont exécutées efficacement, avec les soins appropriés afin de minimiser la souffrance des animaux. Le suivi des signes généraux et le suivi des points limites sont effectués au quotidien afin de minimiser l’inconfort et la douleur. Le cycle jour/nuit de 12h des animaux sera respecté. Les souris seront stabulées dans les cages d’un portoir ventilé (température, humidité). Les souris seront hébergées en nombre de 5 par cage dans un environnement avec au moins 2 enrichissements (dôme, tube, coton) pour limiter l’angoisse. L’eau et la nourriture seront mises à volonté dans les cages.
Choix des espèces
Au cours de cette étude seront utilisées des souris femelles de souche Balb/C. Ces souris constituent un modèle reconnu dans le cadre des études de l'inflammation du fait de la caractérisation approfondie de ces souches. De plus, nos modèles ont été établis sur cette espèce. Des analyses phénotypiques des populations lymphocytaires seront réalisées. L’utilisation de ces souris nous donne accès à de nombreux outils immunologiques, notamment les anticorps nécessaires aux marquages. Les protocoles d’induction d'inflammation seront réalisés sur des souris âgées de 4 semaines. L’âge de la souris pouvant modifier la réponse de type inflammation, nous utilisons des sujets sevrés. Ceux-ci sont néanmoins jeunes afin que le phénomène de sénescence ne puisse pas interférer avec les mécanismes étudiés dans le cadre de protocole de longue durée.
Etude de traitements anti-inflammatoires sur les réponses immunitaires anti-tumorales chez la souris
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
Chez l’homme, les réponses immunitaires anti-tumorales sont souvent inefficaces. Cela est notamment dû au développement d’un épuisement des réponses immunitaires. Il a été montré que certaines protéines sécrétées en contexte inflammatoire contribuaient au développement d’un épuisement des globules blancs lors du cancer. Au regard de ces résultats, nous souhaiterions déterminer l’impact d’un traitement bloquant l’action de ces protéines sur l’épuisement des réponses immunitaires et la croissance tumorale
Bénéfices attendus
A terme, ce projet pourrait aboutir à l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques permettant d'améliorer les réponses anti-tumorales et le traitement de certains cancers.
Procédures
Une injection de cellules tumorales sous la peau sous anesthésie générale (1 minute/souris). Mesure de la croissance tumorale à l'aide d'un pied à coulisse trois fois par semaine (30 sec/souris) jusqu'à fin de l'expérimentation. 5 injections de traitements (30 sec/souris).
Impact sur les animaux
Les injections de traitement et l'injection de cellules tumorales peuvent entraîner un stress et une douleur de courte durée chez les animaux. La croissance tumorale peut occasionner un stress, une gêne ou des douleurs aux animaux. Enfin la manipulation des souris pour mesurer les tumeurs à l’aide d’un pied à coulisse peuvent également induire un stress chez les animaux.
Devenir
L'ensemble des animaux sera mis à mort.
Remplacement
La complexité de l’étude du cancer nécessite d’avoir recours à un organisme vivant pour étudier l’ensemble des acteurs impliqués dans ce phénomène. Les hypothèses testées chez l'animal ont préalablement été testées dans des systèmes plus simples ne nécessitant pas d’animaux, et en se basant sur des données publiées de la littérature.
Réduction
Les effectifs ont été déterminés afin d’avoir un nombre minimal d’animaux pour pouvoir obtenir des résultats exploitables. Les résultats seront analysés à l'aide de tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les conditions d’élevage, d’hébergement et de soins sont contrôlées pour réduire toute douleur, souffrance, angoisse ou dommage durable potentiels. Des points limites ont été établis, entrainant la mise à mort anticipée de l’animal si nécessaire. L’état général des animaux sera suivi très régulièrement par le responsable du projet.
Choix des espèces
La souris Mus musculus a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier le développement tumoral. En effet, de nombreuses voies biologiques sont conservées entre la souris et l'Homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus pour envisager ensuite d’éventuels traitements chez l’Homme. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la biologie de la souris est un atout important dans l'analyse et l'interprétation de nos travaux de recherche sur ce modèle animal. Souris adultes de 10 à 14 semaines car il est nécessaire que le système immunitaire soit mature pour étudier le développement tumoral.
Evaluation de l’efficacité de nouveaux outils thérapeutiques dans un modèle d’infection du tractus urinaire
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système urogénital
Objectifs
Les infections du tractus urinaire (ITU) représentent un enjeu majeur de santé publique, en raison de leur fréquence élevée, de leur tendance à la récidive, en particulier chez les patientes, et de l’augmentation préoccupante de la résistance aux antibiotiques. Dans ce contexte, le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques anti-infectieuses constitue un besoin médical prioritaire. L’objectif principal de ce projet est d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des modèles murins d’infections urinaires aiguës et chroniques. Ces modèles, largement décrits dans la littérature scientifique, permettent de reproduire de manière contrôlée les différentes phases de l’infection et d’étudier la dynamique bactérienne ainsi que la réponse aux traitements.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à caractériser l’évolution de l’infection urinaire dans des conditions aiguës (jusqu’à 6 jours) et chroniques (jusqu’à 4 semaines) après inoculation bactérienne et évaluer l’efficacité thérapeutique de composés candidats administrés par différentes voies (orale, sous-cutanée, intra-péritonéale ou intra-veineuse), en mesurant leur capacité à réduire la charge bactérienne. Les procédure permettront de suivre longitudinalement la progression de l’infection chez l’animal vivant grâce à une approche d’imagerie non invasive basée sur la bioluminescence bactérienne, permettant une évaluation quantitative et répétée. Une analyse de la distribution bactérienne et l’impact des traitements au niveau des organes cibles (vessie, urètre, reins) en fin d’étude sera effectuée. Ce projet permettra ainsi de générer des données précliniques essentielles pour identifier et caractériser de nouvelles molécules à potentiel thérapeutique contre les infections urinaires, contribuant à répondre à la problématique croissante de l’antibiorésistance.
Procédures
Les animaux seront soumis à une inoculation urinaire réalisée sous anesthésie inhalatoire, comprenant deux administrations rapprochées effectuées lors d’une même séance (environ 10 minutes au total par administration). Cette intervention a lieu une seule fois par animal, dans les deux procédures. Des prélèvements d’urine seront réalisés sur animaux vigiles : 2 à 3 prélèvements sur une durée maximale de 6 jours pour le modèle aigu, et un prélèvement par semaine pendant 4 semaines pour le modèle chronique. Chaque prélèvement dure environ une minute et consiste en une collecte non invasive lors d’une miction spontanée. Les traitements expérimentaux seront administrés selon la voie choisie (orale, parentérale, topique ou intraveineuse), avec une fréquence maximale quotidienne ou biquotidienne selon la voie. Chaque administration dure quelques secondes à une minute. Une imagerie in vivo pourra être réalisée afin de suivre l’évolution de l’infection de manière non invasive. Cette procédure dure environ 5 à 10 minutes sous anesthésie et pourra être effectuée jusqu’à trois fois par semaine. Les animaux seront observés quotidiennement (une à deux fois par jour selon le modèle), avec une durée d’observation inférieure à une minute, afin d’assurer leur suivi clinique et leur bien-être. En fin d’étude, chaque animal sera soumis à une procédure terminale sous anesthésie profonde, suivie d’une euthanasie réglementaire et de prélèvements d’organes. Cette intervention dure environ 5 à 10 minutes. Un prélèvement sanguin sera effectué une fois par semaine sous anésthésie et l'intervention durera 5 à 10 minutes.
Impact sur les animaux
Les procédures mises en œuvre dans ce projet peuvent entraîner des nuisances ou effets indésirables, principalement liés à l’induction de l’infection et aux administrations de traitements. L’instillation transurétrale, réalisée sous anesthésie, peut provoquer une irritation locale de l’urètre et de la vessie, ainsi qu’un inconfort transitoire au réveil. Ces risques sont limités par l’utilisation de matériel adapté et par du personnel formé. Dans le modèle aigu, une inflammation locale, une hématurie modérée et une altération transitoire de l’état général (léthargie, baisse d’activité) peuvent être observées. Dans le modèle chronique, les signes sont généralement plus modérés, avec une gêne persistante et une inflammation de bas grade. Une perte de poids modérée peut survenir, en particulier en phase initiale. Les anesthésies répétées à l’isoflurane peuvent induire un stress léger et transitoire. Les prélèvements urinaires et sanguins peuvent également générer une gêne ponctuelle liée à la contention ou à la ponction. L’administration des traitements (gavage, injections) peut entraîner un stress ou un inconfort léger selon la voie utilisée. Des mesures seront appliquées afin de limiter l’intensité et la durée de ces effets.
Devenir
À la fin des procédures, tous les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore, sous anesthésie, afin de pouvoir prélever les tissus nécessaires aux analyses. Ces analyses ne peuvent pas être réalisées sur des animaux vivants et sont essentielles pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.
Remplacement
À l’heure actuelle, il n’existe pas de modèle in vitro ou ex vivo permettant de reproduire de manière fiable l’ensemble des aspects physiopathologiques impliqués dans les infections urinaires, en particulier la colonisation des voies urinaires, les réponses immunitaires locales, la persistance bactérienne et la pharmacocinétique des traitements. Les modèles cellulaires ou organoïdes ne permettent pas d’évaluer l’efficacité de traitements dans un contexte d’infection systémique ou tissulaire, ni d’intégrer les paramètres pharmaco-dynamiques in vivo. Par conséquent, le recours au modèle murin reste indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.
Réduction
Le projet intègre plusieurs mesures concrètes visant à limiter le nombre d’animaux utilisés, conformément au principe de réduction des 3R. Le nombre d’animaux a été estimé sur la base de calculs de puissance statistique à partir de données préliminaires internes et de la littérature, afin de garantir que seuls les effectifs strictement nécessaires seront mobilisés pour répondre aux objectifs scientifiques. L’utilisation d’une technologie d’imagerie bioluminescente permet un suivi non invasif et longitudinal de l’infection sur un même animal, réduisant ainsi le recours à des euthanasies inter-médiaires pour le recueil de données. Cette approche limite significativement le nombre total d’animaux requis pour l’analyse cinétique de la réponse au traitement. Les groupes de contrôle (témoin négatif et témoin positif) seront mutualisés entre plusieurs ex-périmentations lorsque cela est possible, notamment lors du criblage de différents composés, afin d’éviter la duplication de lots témoins. L’exploitation complète des animaux en fin d’expérimentation est prévue, avec prélèvements de plusieurs organes (vessie, urètre, reins) pour différentes analyses (microbiologie, histologie, biologie moléculaire), optimisant ainsi les données obtenues par individu. Une phase pilote, menée sur un effectif réduit, permettra de valider et d’ajuster les protocoles d’infection et de traitement avant les séries expérimentales principales, afin d’éviter des essais non concluants. Les tissus prélevés sont partagés pour analyses complémentaires validées afin de réduire le nombre d’animaux supplémentaires. Les analyses statistiques seront effectuées afin de limiter le nombre d'animaux à utiliser tout en assurant la robustesse des résultats.
Raffinement
Toutes les procédures ont été conçues pour minimiser la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. L’injection intra-urétrale de l’inoculum bactérien est réalisée sous anesthésie générale par isoflurane, avec une contention douce et un matériel adapté (cathéter à petit calibre). Pour limiter l’inconfort lors de l’instillation transurétrale, un lubrifiant stérile et un analgésique local (lidocaïne) seront appliqués sur la sonde. Ces mesures de raffinement visent à réduire la douleur et l’irritation sans interférer avec l’infection ou les traitements testés. Les animaux feront l’objet d’un suivi clinique quotidien incluant l’observation du comportement ainsi que la prise de poids. Des critères d’arrêt seront appliqués si un animal présente des signes cliniques dépassant les seuils définis. L’utilisation d’un suivi par imagerie bioluminescente limite les interventions répétées, les prélèvements invasifs, ainsi que le stress induit par des manipulations fréquentes. Les prélèvements d’urine sont réalisés sur animal vigile, sans ponction, par simple recueil de mictions spontanées au moment de la contention. Des mesures de raffinement sont également adaptées à chaque voie d’administration afin de limiter le stress et l’inconfort. Pour le gavage, l’utilisation de sondes adaptées, de volumes contrôlés et d’un personnel expérimenté permet de réduire les risques (fausse route, lésions). Une habituation à la contention est recommandée. Pour les injections sous-cutanées et intrapéritonéales, l’emploi d’aiguilles fines, de volumes adaptés et l’alternance des sites limitent la douleur et les réactions locales. La voie intraveineuse nécessite un personnel formé afin de réduire les échecs et les lésions. Pour la voie topique, l’utilisation de formulations non irritantes est privilégiée. La voie la moins invasive sera choisie lorsque possible, avec une surveillance des sites d’administration afin de détecter toute réaction et d’adapter les pratiques si nécessaire. En cas de douleur, les animaux recevront un traitement analgésique. La mise à mort sera réalisée sous anesthésie par isoflurane suivie d’une méthode physique validée (dislocation cervicale). Enfin, tous les personnels intervenant sur le projet sont formés à la manipulation des animaux, aux procédures d’anesthésie, d’injection et de suivi clinique, conformément aux exigences règlementaires.
Choix des espèces
L’espèce choisie pour ce projet est la souris, qui constitue le modèle de référence pour l’étude des infections urinaires bactériennes. Ce modèle est largement documenté dans la littérature scientifique et présente une très bonne reproductibilité des infections. La physiopathologie de l’infection urinaire chez la souris reproduit de manière fiable les principales étapes observées chez l’Homme, notamment la colonisation de la vessie, l’ascension vers les reins et la réponse inflammatoire locale. La souris permet en outre de combiner des approches d’imagerie in vivo, des analyses moléculaires fines et des évaluations quantitatives de la charge bactérienne. Elle constitue donc un modèle robuste, validé et pertinent pour répondre aux objectifs de ce projet, en particulier pour tester l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des conditions expérimentales proches de la physiologie humaine. Les animaux utilisés dans ce projet seront des souris adultes, âgées de 6 à 12 semaines au moment de l’inoculation bactérienne. Ce stade de développement correspond à des animaux immunologiquement matures, physiologiquement stables, et adaptés à l’établissement reproductible du modèle d’infection urinaire utilisé dans cette étude.
Mise en place d’un modèle de ganglion métastatique chez la souris (Mus musculus)
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
Les traitements par l’immunothérapie anti-cancéreuses ont révolutionné le traitement des cancers. Cependant aujourd’hui, l’effet de ces traitements sur les métastases au ganglion n’est pas encore bien décrit. Nous souhaitons étudier l’effet des traitements d’immunothérapie dans un ganglion métastatique, et étudier l’environnement vasculaire et immunitaire de celui-ci. Pour réaliser notre étude, nous avons besoin de 3 modèles reproductibles et robustes de ganglion métastatique. L’objectif de ce projet est de mettre en place nos modèles de ganglion métastatique, puis dans un second temps de mettre en place le schéma thérapeutique d’immunothérapie utilisé actuellement en clinique.
Bénéfices attendus
Ce projet nous permettra d’obtenir 3 modèles différents de métastases au ganglion, permettant d’étudier différents types de cancer et les effets des traitements d’immunothérapie sur ceux-ci. Par la suite, nous approfondirons l’étude avec un projet nécessitant ces modèles pour étudier les interactions entre les systèmes immunitaires et vasculaires des ganglions métastatiques au cours du traitement d’immunothérapie.
Procédures
Tous les animaux de ce projet auront une chirurgie au niveau du ganglion inguinal pour l’injection de cellules cancéreuses (10 minutes) sous anesthésie générale avec un analgésique générale et une crème anesthésiante sera appliquée sur la zone d’injection. Par la suite, certains animaux recevront deux injections en vigile (environ 10 secondes par injection) de traitement d’immunothérapie.
Impact sur les animaux
L’anesthésie et l’injection de cellules tumorales peut induire une douleur modérée et du stress chez les animaux, ainsi qu’une dégradation de l’état des animaux (perte de poids, lenteur dans les mouvements). Le développement tumoral peut causer des douleurs chez l’animal. Les traitements d’immunothérapie peuvent avoir des effets indésirables identiques à ceux observés chez l’homme avec une inflammation et une autoimmunité.
Devenir
L’ensemble des animaux est mis à mort pour des prélèvements post-mortem de tumeurs ou organes.
Remplacement
Les procédures réalisées sur l’animal ne peuvent pas être remplacées par des méthodes expérimentales alternatives. A ce jour, il n’est pas possible d’étudier le système immunitaire et son interaction avec le développement tumoral et le système vasculaire in vitro. La mise en place de métastases nécessite un organisme complexe pour étudier les interactions et paramètres mis en jeux. De plus, les cellules des vaisseaux sanguins auxquelles nous nous intéresserons dans la suite de ce projet sont très plastiques et ne conservent leur phénotype que dans un environnement particulier in vivo.
Réduction
Nous souhaitons mettre en place des modèles de tumeur métastatique dans le ganglion inguinal. Pour la robustesse de nos résultats, nous avons besoin de plusieurs modèles cellulaires. Le nombre d’animaux utilisé pour chaque expérience est suffisant pour mettre en évidence que les modèles sont robustes et écarter de façon certaines ceux qui ne le sont pas. Ce projet est conçu avec une hiérarchie entre les deux procédures, où la réalisation d’une procédure ultérieure n’est possible que si les résultats des procédures précédentes le justifient.
Raffinement
Pour l’injection des cellules ainsi que pour l’imagerie, les souris sont maintenues sur tapis chauffant. Les conditions d’anesthésie, avec une analgésie générale et locale, sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. La colle chirurgicale permettra d’une part de diminuer les traumatismes induits à la peau causés par des points de suture et d’autre part d’augmenter la rapidité d’action et de diminuer ainsi le temps d’anesthésie. Le suivi des animaux sera réalisé tous les jours par les expérimentateurs et les soigneurs, tous ayant connaissance des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques du projet.
Choix des espèces
La souris est un organisme modèle génétiquement proche de l’être humain, ce qui en fait un modèle préclinique de choix très utilisé dans les domaines de la cancérologie et de l’immunologie. Les ganglions lymphatiques étant apparus tardivement au cours de l’évolution, un modèle mammifère est nécessaire pour l’étude présentée ici, centrée sur les métastases dans ces ganglions lymphatiques. Les souris sont âgées entre 6 à 12 semaines, et présentent à ce stade un système immunitaire mature.
Fonction des facteurs de transcription de la famille Ikaros dans les cellules souches hématopoïétiques.
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
Les cellules du sang assurant l’oxygénation des tissus et la défense immunitaire se développent dans la moelle osseuse (MO) à partir d’un petit nombre de cellules appelées : cellules souches hématopoïétiques (CSH). L’ensemble des mécanismes biologiques qui maintiennent le pool de CSH au cours de la vie ainsi que la différenciation de ces CSH en cellules matures du sang ne sont pas totalement élucidés. D’autre part la perturbation ou le dysfonctionnement de ces mécanismes participe au développement de maladies auto-immunes et de leucémies chez l’homme. Aussi une meilleure compréhension de la biologie de ces cellules permettra de développer des cibles et des stratégies thérapeutiques pour traiter les pathologies humaines. Nous nous intéressons plus particulièrement, à une famille de facteurs de transcription. Les gènes codant pour ces facteurs sont fréquemment mutés dans des pathologies hématopoïétiques humaines notamment dans certaines leucémies. Notre activité de recherche est centrée sur les facteurs de transcription qui sont fortement exprimés dans les CSH.
Bénéfices attendus
Les facteurs de transcription sont fréquemment impliqués dans les leucémies humaines. Des traitements visant à dégrader ces facteurs sont utilisés en thérapie chez les patients leucémiques. Une meilleure compréhension du rôle respectif de ces facteurs de transcription ainsi que les conséquences de leur dégradation dans les CSH est nécessaire. Ces expériences proposent de répondre à ce besoin et permettront d'apporter des nouvelles connaissances sur la biologie des CSH pour permettre de développer des thérapies anti-leucémiques plus adaptées.
Procédures
472 animaux seront injectés (pendant quelques secondes) et quotidiennement durant 5 jours et mis à mort 5 jours après la dernière injection.
Impact sur les animaux
Les injections réalisées durant 5 jours induiront une douleur légère de courte durée. Les expériences conduites précédemment ont permis d'observer une anémie 15 jours après la dernière injection chez les animaux. Cependant les expériences conduites dans ce projet seront réalisées dès 5 jours après la dernière injection et induiront une anémie de sévérité modérée au maximum chez les animaux mutants.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement de tissus.
Remplacement
Bien que l’étude de la différenciation des CSH peut se faire en culture ex-vivo, la localisation des CSH au sein de la MO, leurs interactions avec les cellules de la niche, leur migration ainsi que la quiescence des CSH ne peuvent être étudier qu’à l’aide d’organismes vivants tel que les animaux car leurs maintiens nécessitent une niche particulière dans la MO. Les souris sont des animaux modèles de choix facilement modifiables génétiquement, pour lesquels nous disposons d’un grand nombre d’outils moléculaires (ex : Anticorps, cytokines…) permettant l’étude des cellules hématopoïétiques et dont le système hématopoïétique est transposable à celui de l'homme.
Réduction
Le but de ce projet sera de récupérer la MO afin d’étudier la biologie des CSH ex-vivo. Nous prélèverons l'ensemble des os plats et longs (fémurs, tibia, os illiaques et le sternum) pour chaque animal afin de collecter un maximun de CSH et le plus d’informations au cours d’une procédure. Au cours de notre expérimentation, nous nous réservons, cependant, la possibilité d’employer des méthodes alternatives et des modèles in vitro, dès que cela est possible. Le nombre d’animaux a été déterminé afin d’assurer une puissance statistique suffisante pour comparer les groupes expérimentaux tout en respectant le principe de réduction. Le protocole prévoit la comparaison de groupes d’individus (individus contrôles et mutés). Le nombre d’animaux par groupe a été estimé sur la base des données de résultats préliminaires et conduisent à un effectif total de 472 animaux pour l’ensemble des expériences sur 5 ans.
Raffinement
Les souris mutantes développent une anémie sévère 15 jours après la dernière injection. Néanmoins, dans ce projet les animaux seront utilisés 5 jours après la dernière injection donc bien avant l'apparition de l'anémie. Les zootechniciens et nous évalueront quotidiennement l’état clinique des animaux. Les points limites expérimentaux ont été définis et seront appliqués.
Choix des espèces
Nous voulons identifier les fonctions spécifiques des gènes dans les CSH. Ces cellules sont naturellement nichées dans la moelle osseuse source de tous les facteurs de croissance et les interactions cellulaires nécessaires à leurs fonctions. Pour identifier le rôle de ces gènes sur les fonctions des cellules souches hématopoïétiques in vivo, nous sommes amenés à utiliser des animaux vivants. La souris est un animal modèle de choix car un grand nombre d'outils génétiques permettant d'étudier ces gènes in vivo ainsi qu'un grand nombre de réactifs pour identifier les CSH sont disponibles. Les animaux sont utilisés à partir de 8 semaines correspondant au stade de maturité adulte du système hématopoïétique et jusqu'à 30 semaines avant que le système hématopoïétique ne montre des signes de vieillissementDe plus, les CSH murines sont très similaires aux CSH humaines ce qui permettra de comprendre également les fonctions de ces gènes chez l'homme.
Protocole d’infection expérimentale de poissons par bain et/ou injection pour le développement de nouvelles stratégies vaccinales et antivirales
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Ce projet permet l’étude des agents pathogènes et du dialogue hôte/pathogène et le développement de nouveaux vaccins chez la truite. Il vise à : - mieux comprendre ces virus d’importance majeure pour la filière piscicole nationale et réglementés au niveau européen. - mieux appréhender les marqueurs génétiques (variations dans les gènes) à l’origine de la virulence et du franchissement de la barrière d’espèce (ici adaptation à la truite de nouvelles souches virales présentes chez d’autres espèces de poisson) afin de développer des outils de diagnostic discriminant permettant à terme une meilleure gestion sanitaire. - développer des candidats vaccins efficaces et sûrs.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont : - une meilleure connaissance des déterminants moléculaires (variations dans les protéines virales) responsable de la virulence et du franchissement de la barrière d’espèce (ici adaptation à la truite de nouvelles souches virales présentes chez d’autres espèces de poisson) de ces virus d’importance majeure pour la filière piscicole. Ce projet permettra à terme de développer des outils de diagnostic discriminant pour une meilleure gestion sanitaire et des candidats vaccins efficaces et sûrs utilisables par bain pour l’immunisation des alevins dont la vaccination à grande échelle par injection est impossible sur le terrain et par injectionchez les adultes et les reproducteurs pour lesquels cette méthode est utilisée en élevage. Nous espérons que ce projet permettra d’améliorer la santé des poissons face à ces infections virales et de limiter les pertes économiques dans les élevages français et européens.
Procédures
Les interventions réalisées sur les truites seront les suivantes : -Deux manipulations des alevins lors des tris, des transferts et des pesées réalisées sous anesthésie en début et parfois en fin de procédure (durée de l’ordre de la minute). -Mise à jeun de 24h -Injections réalisées sous anesthésie : 2 maximum par expérimentation espacées de 21 jours (durée d’environ 30 secondes par poisson). -L’infection par bain d’une durée de deux heures sera réalisée deux fois maximum -Une prise de sang terminale sur animal anesthésié (environ 1 min).
Impact sur les animaux
Les manipulations (tri, pesée, transfert) ainsi que la mise à jeun 24 heures avant les infections engendrent un stress chez les animaux. L’infection des truites arc-en-ciel par les souches virales virulentes de ces virus est fatale avec des taux de mortalité très élevés chez les jeunes alevins comme observé dans les piscicultures (de 30 à 100 %). Les souches virulentes sont utilisées pour mesurer la sensibilité des truites. Il faut noter qu’une grande majorité des souches virales que nous testons in vivo chez la truite sont des souches virales atténuées (taux de mortalités très variables mais inférieurs à ceux induit par la souche virulente) ou à vocation vaccinale (absence de mortalité résiduelle recherchée) et que dans nos expérimentations la moitié des poissons utilisés sont reclassés en gravité « légère » ou « modérée ».
Devenir
Tous les animaux de ce projet qui rentreront dans un protocole d'infectiologie ne pourront être réutilisés pour d'autres finalités, ils seront donc mis à mort en fin d'expérience.
Remplacement
Les procédures décrites dans ce projet sont complémentaires aux expériences sur des lignées cellulaires de poissons (in vitro) car elles visent à comprendre les interactions virus-hôte dans leur intégralité (virulence, réponse immunitaire, résistance à l’infection…). L’étude de la réponse immunitaire et de la protection induites par un vaccin ne peut être réalisée autrement que sur animal vivant. De plus, l’apparition ou non de symptômes chez les poissons après infection expérimentale est le seul critère sur lequel il est possible de se baser pour définir les notions de virulence et d’atténuation des souches virales. A ce jour, aucun système in vitro ne permet de prédire le niveau de virulence ou d’atténuation d’une souche virale chez l’animal infecté et encore moins son immunogénicité (son efficacité à induire une réponse immunitaire protectrice) chez l’animal vacciné.
Réduction
Le nombre d’animaux inclus est justifié par le besoin de s’affranchir de la variabilité inter-animale au sein d’un même groupe et permet une analyse statistique rigoureuse des résultats obtenus. Ce nombre d’animaux est également dicté par la très petite taille des alevins (1 à 5 cm) et la nécessité d’effectuer des prélèvements en quantité suffisante pour valoriser scientifiquement les résultats. Ces dernières années, nos modèles d’infection ont été rigoureusement standardisés et nous veillons à réduire les effectifs de poissons autant que possible pour obtenir des résultats significatifs..
Raffinement
Nous effectuons les expériences dans un environnement optimal pour les animaux. La manipulation des animaux se fait sous anesthésie afin de limiter leur stress. Les animaux sont gardés en lots, aucun animal n’est isolé ce qui est très important pour le bien-être des poissons. La présence de congénères constitue un élément important d'enrichissement du milieu, car c’est la seule possibilité dont nous disposons, puisque l’ajout d’objet dans les aquariums peut provoquer des blessures et rendre les observations des animaux très difficiles. Toutefois, chaque aquarium est équipé d’un bulleur (Colson et al. Sci Rep. 2022) et le sol des aquariums est de couleur foncée. Le bien-être et l’état de santé des animaux est suivi 2 fois par jour minimum pendant toute la durée des expérimentations. Des critères d’arrêt ont été définis rigoureusement : nage erratique et non réponse à des stimuli externes ; les animaux les ayant atteints sont euthanasiés pour limiter toute souffrance.
Choix des espèces
La truite arc-en-ciel est l’hôte naturel des virus étudiés dans ce projet. Cette espèce est également, au niveau économique, la principale espèce aquacole produite sur le territoire. Les épidémies virales au niveau des piscicultures françaises peuvent engendrer la destruction totale de l’élevage. Le développement de vaccins efficaces est donc dédié à cette espèce d’intérêt. Stade juvénile pour la truite entre 0,3 et 10 g, ce qui correspond à des tailles allant de 1 à 10 cm. Les poissons juvéniles de poids inférieur à 3 g (taille inférieure à 3 cm) sont généralement plus sensibles à l’infection virale que les adultes.
Prélèvement de tissu pour identifier des animaux utilisés en recherche
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système nerveux
Objectifs
Certains animaux ont des gènes modifiés afin de mieux comprendre le fonctionnement du vivant et d’étudier certaines maladies. Ces études contribuent à améliorer la santé humaine, la santé animale et la protection de l’environnement. Ces animaux sont élevés afin de répondre aux besoins des projets de recherche autorisés. Pour que les études soient fiables, il est essentiel de connaître précisément les caractéristiques de chaque animal et de sélectionner ceux qui correspondent aux besoins des chercheurs. L’élevage est donc organisé de manière rigoureuse afin d’assurer une production adaptée et régulière. Pour identifier les animaux présentant les caractéristiques recherchées, il est nécessaire de réaliser des prélèvements de tissu couplés à une méthode d’identification des animaux. L’objectif de ce projet est de décrire la méthode de prélèvement utilisée dans notre équipe pour identifier les animaux concernés, tout en veillant au respect du bien-être animal et à la réduction maximale de toute gêne ou douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de prélèvements de tissus pour génotypage permet une sélection des animaux d’intérêt et ainsi d'optimiser la gestion et l’élevage des modèles d'animaux génétiquement modifiés qui seront mis à disposition des utilisateurs pour des projets autorisés dans le cadre d’une utilsation continue. De plus, le génotypage par biopsie de l’extrémité de la queue constitue une méthode de génotypage de gravité légère, fiable et minimisant les risques de contaminations entre échantillons.
Procédures
Prélèvement de 2mm de l’extrémité de la queue x 5 secondes x 1 par animal
Impact sur les animaux
Les nuisances engendrées sont le stress léger inhérent à la préhension et à la contention des animaux et la légère douleur lors du prélèvement de tissus.
Devenir
À l’issue de la procédure, les animaux sont maintenus en vie. Leur devenir dépend ensuite du résultat de l’identification réalisée : a/ Utilisés dans une procédure expérimentale d’un projet autorisé dans le cadre d’une utilisation continue b/ Utilisés pour le maintien de la lignée c/ Mis à mort avec ou sans prélèvements post mortem.
Remplacement
Il existe des méthodes moins invasives pour obtenir du matériel génétique, comme prélever des poils, de la salive ou des fèces. Cependant, elles ne permettent pas d’identifier les animaux de manière fiable. La biopsie de tissus, associée au marquage par bague, garantit que chaque souris est correctement identifiée tout au long de sa vie. Nos modèles génétiques sont complexes, et chaque souris avec le bon génotype est précieuse, ce qui rend cette identification indispensable.
Réduction
L’enjeu et l’objectif majeur d’une réduction consiste à optimiser les élevages pour limiter la production du nombre d’animaux au stricte nécessaire à leur utilisation dans les projets scientifiques ou pour le maintien des lignées. Dans cette perspective, plusieurs stratégies sont mises en œuvre : - seules les lignées en cours d’utilisation dans des projets sont maintenues. Les autres sont conservées congelées. - Les lignées génétiquement modifiées sont maintenues sur des fonds génétiques homogènes de référence. - La nomenclature est harmonisée pour éviter les redondances et la duplication de lignées proches ou identiques. - Les schémas d’accouplement sont adaptés pour limiter au maximum la génération d’animaux au génotype non pertinent ou la nécessité d’avoir à génotyper et donc d’avoir à effectuer des prélèvements sur les animaux (croisement en individu de même génotype). -Développer et favoriser le recours à des méthodes de biopsies non invasives chaque fois que cela est compatible avec les impératifs scientifiques des projets.
Raffinement
Les méthodes utilisées sont éprouvées, précises, rapides et standardisées permettant de minimiser les nuisances causées aux animaux par leur manipulation et par prélèvement lui-même. Une anesthésie générale constituerait une nuisance additionnelle non justifiée au regard du niveau de gravité de la procédure. Une fois le prélèvement réalisé, l’animal est remis dans sa cage et un suivi de la cicatrisation au point de prélèvement est assuré.
Choix des espèces
La souris est un mammifère qui présente de nombreuses similitudes biologiques, structurales et fonctionnelles avec l’être humain qui permettent d’adresser de nombreuses questions scientifiques dans tous les domaines de la recherche en biologie (fondamentale, environnementale, santé humaine et animale), avec un degré élevé d’extrapolation à d’autres espèces (dont l’être humain) ou systèmes biologiques. De nombreux outils moléculaires et génétiques ont été développés avec les rongeurs, et en particulier chez la souris, qui permettent de mieux comprendre les mécanismes de nombreuses pathologies (cancers, maladies neurodégénératives…). Les prélèvements de l’extrêmité de la queue peuvent être réalisés jusqu'a 4 semaines après la naissance, à des âges auxquels la zone est peu ossifiée et peu vascularisée, ce qui rend le prélèvement réalisable sans anesthésie car peu douleureux avec des risques hémorragiques extrêmement réduits.