Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Utilisation d’agents d’imagerie TEP (radiotraceurs) dans le diagnostic et le suivi de traitements-MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système nerveux
- Système respiratoire
Rats : 1100
Objectifs
L'imagerie par Tomographie par Émission de Positons (TEP) en préclinique est une technique très précieuse pour la recherche biomédicale. Elle permet d'observer et de suivre en détail des radiotraceurs. Un radiotraceur est substance fixée à un atome radioactif. Cette substance est choisie parce qu’elle va se diriger vers un organe ou un tissu particulier. Une fois injectée dans le corps, elle émet de très faibles rayonnements qu’on peut détecter avec la TEP.. Ainsi, les chercheurs peuvent visualiser la distribution de substances radioactives dans le corps, ce qui est particulièrement utile pour étudier des maladies comme le cancer. Cette méthode offre une image précise en 3D, permettant d'évaluer l'efficacité de nouveaux traitements, de comprendre la progression des maladies, ou encore de tester de nouvelles molécules.La TEP est donc un outil essentiel pour faire avancer la recherche médicale de manière sûre et efficace, tout en réduisant la nécessité d'expériences invasives. La TEP est couplée à de l’imagerie de tomodensitométrie (TDM), permettant d’avoir une cartographie complète de la molécule dans l’organisme. L’utilisation de cette technique permet : • De révéler des mécanismes biologiques, comme le métabolisme glucidique ou lipidique ou encore la prolifération cellulaire • De révéler et de suivre la réponse aux traitements dans différentes pathologies • Etudier la biodistribution (c’est-à-dire la répartition de la molécule dans les différents organes) de médicaments Par aillleurs, cette technologie est aujourd’hui largement utilisée chez les patients atteints de cancer pour le diagnostic et le suivi de réponse au traitement. Cependant les radiotraceurs disponibles sont limités (le [18F]FDG est utilisé dans 90% des cas en clinique. Analogue du glucose, il permet de voir les cellules surconssomatrices de glucose mais son utilisation est limitée dans les organes où il y a une fixation physiologique, comme le cerveau . De plus le [18F]FDG peut marquer des cellules inflammatoires ou infectieuses donnant des faux positifs dans le cas de détection de cancer. Le développement de nouveaux radiotraceurs est donc nécessaire pour une meilleure prise en charge des patients atteints de cancers et d’autres pathologies.
Bénéfices attendus
L’imagerie TEP va permettre de valider des radiotraceurs pour leur utilisation à la fois dans les projets scientifiques précliniques et cliniques. Elle va participer à l’amélioration de l’exploration physiologique et fonctionnelle en recherche, à la détection de tumeur et à la visualisation des réponses tumorales suite aux traitements. Cela va permettre des avancées majeures dans la compréhension du vivant. Le développement de nouveaux radiotraceurs plus spécifiques que ceux déjà disponibles va permettre une meilleure prise en charge des patients. Il est essentiel pour améliorer le diagnostic et le traitement des cancers tout en augmentant la compréhension des mécanismes moléculaires impliqués dans diverses pathologies. Les cibles innovantes pour le développement de radiotraceurs en TEP se diversifient et s’adaptent aux besoins de détection et de traitement des maladies complexes. Nos recherches se concentrent sur des biomarqueurs et des mécanismes biologiques spécifiques pour permettre une imagerie plus précise, une détection précoce des maladies, et une meilleure évaluation de l'efficacité des traitements.
Procédures
Dans un premier lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés (1 fois par animal). Après injection du radiotraceur, l’animal est positionné sous la TEP/TDM (TDM, tomodensitomètre : scanner). Des images dynamiques (plusieurs acquisitions pouvant aller de 1h à 2h, réalisés une seule fois par animal) sont réalisées permettant d’évaluer et quantifier la distribution de la molécule marquée dans les organes au cours du temps (2h max) Dans un deuxième lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés, puis l’animal est réveillé. Après un intervalle de temps adéquat (défini grâce au premier lot d’animaux), l’animal est de nouveau anesthésié puis positionné sous la caméra pour un scanner, suivi de l’acquisition TEP (max 20min). Cette manipulation pourra être répétée 3 à 4 fois sur une période de 6 semaines maximum (avec administration de traitements ou non en parallèle), afin de suivre l’évolution des pathologies chez les animaux.
Impact sur les animaux
L’injection du radiotraceur par voie intraveineuse n’est pas douloureuse pour l’animal. Une gêne de courte durée liée à la piqûre elle-même est attendue. L’animal est imagé sous anesthésie générale pour avoir une parfaite immobilité, Les nuisances attendues sont celles d’une très légère hypothermie (contrecarrée par les systèmes de maintien de chaleur dans l’appareil d’imagerie.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.
Remplacement
En premier lieu, des expérimentations in vitro se déroulent sur des cellules ou des tissus isolés, pour tester la spécificité, la liaison et la stabilité du radiotraceur. Cela permet de vérifier que la substance fixée avec un atome radioactif cible bien toujours la molécule ou le récepteur d’intérêt, tout en gardant les mêmes propriétés. Les atomes radioactifs sont choisis afin de garantir une absence de toxicité de la molécule elle même. Des résultats satisfaisants in vitro conditionnent le passage à la phase in vivo, c’est-à-dire sur des modèles animaux. Cette étape permet d’observer comment le radiotraceur se comporte dans un organisme vivant : sa distribution dans les différents tissus, sa capacité à atteindre la cible, sa dégradation et son élimination par l’organisme. Cela donne une image plus réaliste de son efficacité et de sa sécurité, en tenant compte des processus physiologiques complexes. En résumé, le passage de l’in vitro à l’in vivo permet de valider la pertinence du radiotraceur dans un contexte biologique complet, étape essentielle avant toute application clinique. Des tests sur animaux sont nécessaires afin de caractériser la biodistribution de la molécule, son activité en lien avec le métabolisme de l’organisme et sa quantification dans les tissus cibles. Il n’y a pas d’approche à ce jour qui puisse se substituer à ce type d'imagerie.
Réduction
L’objet de la demande vise à valider l’utilisation de radiotraceurs pour de l’imagerie TEP préclinique et à aider à caractériser des modèles tumoraux de façon non invasive. Ce type d’imagerie permet la réduction d’animaux puisqu’elle permet un suivi longitudinal du même animal au cours du temps Pour réduire le nombre d’animaux utilisés tout en s’assurant de résultats fiables et statistiquement significatifs, nous avons déterminé le nombre d’animaux à inclure dans chaque groupe expérimental grâce à des approches statstiques robustes. A la fin de toutes les expériences, les tissus d’intérêt sont prélevés. Le maximum d’informations est récolté afin de répondre aux mieux aux questions scientifiques posées.
Raffinement
Les animaux seront suivis 3 fois par semaine afin d'assurer leur bien-être et mettre en place des soins si besoin. Les expérimentations seront arrêtées dès l’atteinte d’un point limite tel que décrit dans une grille de score. Lors de l’injection des radiotraceurs, les animaux sont maintenus sous anesthésie générale. Un tapis et un lit chauffant permettent un maintien continu de leur température corporelle, leur évitant ainsi une hypothermie. De plus, les constantes vitales des animaux sont mesurées des, facilitant le monitoring durant les phases d’acquisition des images (scanner et TEP). Cette technique est dite « non invasive », l’injection du radiotraceur est uniquement sous forme de « trace ». Les doses de traceurs injectés n’induiront pas d’effets néfastes sur les animaux car la quantité de molécule est trop faible pour induire une modification conséquente des mécanismes biologiques. MODIFICATION : Pour ce qu’il est de la doses de radioactivité injectées, pour le suivi d’un animal il peut être injecté jusqu’à 6 fois sur une période de 6 semaines maximum. Nous respecterons le plus souvent, un délais de 7 jours minimum entre chaque injection de radiotraceur. Dans la littérature (préclinique et clinique) et par notre expérience aucune toxicité n’a encore été mise en évidence sur la répétition d’injection sur 6 semaines. Cependant les images TEP et TDM seront étudiées pour s’assurer des changements possibles. Si une étude demande plus d’injection et / ou imagerie sur un temps plus long, alors un suivi accru sera réalisé pour vérifier l’induction d’une quelconque toxicité (étude des images TEP et TDM histologie).
Choix des espèces
Les rongeurs (rats et souris) sont particulièrement utilisés en cancérologie : les souches sont génétiquement caractérisées et la parenté biologique avec l’Homme va nous permettre d’obtenir des informations extrapolables à la pratique clinique humaine. Le choix du modèle murin ou rat sera dépendant de sa pertinence pour la question scientifique et son imagerie. Par exemple, les modèles de rat seront préferentiellement choisis lors de cancers ciblant des organes petits, comme la prostate ou dans l’étude de métastases. En revanche, dans le cas de tumeur spontanée développée sur un modèle murin mimant la pathologie humaine, alors la souris sera utilisée. Les études sont réalisées sur des animaux adultes afin de favoriser la reproductibilité des résultats (métabolisme différent à différents stades de développement, …)
Évaluation préclinique de l’amélioration du lipofilling (= lipostructure) par association à un hydrogel d’acide hyaluronique
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
L’objectif principal de ce projet est d’évaluer, dans des modèles précliniques, si l’association du tissu adipeux à un hydrogel d’acide hyaluronique permet d’améliorer l’efficacité et la prédictibilité des procédures de lipofilling (=lipostructure). Plus spécifiquement, ces études visent à : -Démontrer une réduction du taux de résorption du greffon de tissu adipeux après injection sous-cutanée. -Évaluer l’impact de l’hydrogel d’acide hyaluronique sur la qualité, la structure et la persistance du greffon adipeux au cours du temps. -Étudier les interactions entre le tissu adipeux greffé et l’hydrogel d’acide hyaluronique, notamment en termes d’intégration tissulaire et de maintien volumique. Le lipofilling (=lipostructure) est une technique largement utilisée en chirurgie reconstructrice, notamment dans les cas suivants : - Reconstruction mammaire après mastectomie pour cause de cancer - Traitement des séquelles de radiothérapie - Chirurgie reconstructrice dans le cas d’accidents, brûlures, chirurgies mutilantes - Traitement des plaies chroniques et troubles de cicatrisation (ulcères des diabétiques, plaies post-chirurgicales) - Correction de malformations congénitales (par ex, séquelles de fentes labio-palatines, malformations cranio-faciales, syndrome de Poland) Malgré son usage répandu, cette technique présente une forte variabilité des résultats, principalement liée à un taux de résorption du greffon de tissu adipeux pouvant varier entre 30 et 80 %. Cette imprévisibilité contraint souvent les chirurgiens à réaliser plusieurs interventions successives afin d’atteindre le volume souhaité, augmentant ainsi la morbidité pour les patients.
Bénéfices attendus
Le projet permettra d’acquérir des données sur l’impact de l’acide hyaluronique sur la survie du greffon et les mécanismes de revascularisation, résorption et remodelage tissulaire et l’amélioration de la prise et stabilité du greffon adipeux. Ces progrès contribueront à la réduction du nombre d’interventions chirurgicales nécessaires pour les patients, ainsi qu’une réduction de la morbidité.
Procédures
-Identification par puce électronique : 2 fois maximum si puce non fonctionnelle ou perdue. Durée de quelques secondes. -Administration de composés de recherche avec possible anesthésie gazeuse. Volumes proportionnels au poids de l’animal avec un maximum défini. Durée de 10-15 secondes. Nombre défini selon le protocole d’étude et dépendra de la fréquence. Ceci sera évalué par le vétérinaire. À l’issue des études, les animaux devant être euthanasiés le seront selon les méthodes réglementaires. Toutes les interventions seront réalisées sous un suivi clinique rigoureux afin de minimiser douleur et stress des animaux.
Impact sur les animaux
-Identification par puce électronique : stress, gêne, douleur dans les heures suivants l’injection. -Implantation du greffon : douleur à l’injection. -Administration de traitements ou de composés : douleur à l’injection. -Rasage et crème dépilatoire : microlésions, irritations cutanées, gêne (sensation de brûlure de la crème), inflammation transitoire. -Anesthésie : risque d’hypothermie et de sécheresse oculaire. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.
Devenir
Les animaux ayant atteint les points limites ou sur demande du vétérinaire seront euthanasiés. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. Des souris issues de cette procédure pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris » sur décision vétérinaire. Ceci ne pourra être envisagé que dans les cas ou des animaux ont subi seulement une partie de la procédure (ex : animaux du groupe contrôle négatif) et ne présentant pas d’altérations résiduelles de leur état de santé.
Remplacement
Les tests in vitro permettront de présélectionner des formulations d’acide hyaluroniques prometteuses. Néanmoins, étudier l’impact de l’acide hyaluronique sur la survie/rétention du greffon dépend d’un environnement tissulaire complet : revascularisation fonctionnelle, dégradation enzymatique de l’acide hyaluronique et remodelage de la matrice extracellulaire. Ainsi, l’animal est indispensable pour mesurer la rétention volumique sur plusieurs semaines, l’intégration tissulaire et la revascularisation perfusée, ainsi que les phénotypes de résorption (nécrose, kystes huileux, fibrose) au sein d’un tissu vivant.
Réduction
Un total de 220 souris seront utilisées, couvrant une période de 3 ans et permettant de réaliser 10 études précliniques de 22 souris. Aucune approche statistique n'a été réalisée pour le nombre total d’études ou pour le nombre total d’animaux dans le projet. L’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre de différents composés de recherche et différentes conditions qui sont envisagés d’être testés dans le cadre de ce projet. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum par des analyses rétrospectives systématiques.
Raffinement
En début d'étude et tout en respectant la réglementation en vigueur, les souris seront hébergées par groupes sociaux, préférentiellement stables, de 2 à 5 individus. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Des traitements antalgiques préventifs et curatifs seront mis en œuvre dès que nécessaire, sous avis vétérinaire, administrée dans le cadre de toute procédure potentiellement douloureuse. Un relais per os dans l’eau de boisson pourra ensuite être réalisé. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur. Les points limites déclenchant l’euthanasie incluent : atteinte sévère de l’état général, douleur non contrôlée ou tout score clinique ou perte de poids dépassant les seuils définis.
Choix des espèces
Le lipofilling consiste en une greffe autologue, ce qui veut dire que le tissu adipeux greffé provient du patient lui-même. Cela permet d’éviter le rejet de greffe. Pour les études précliniques de ce projet, afin d’éviter des réactions immunitaires qui viendraient impacter la prise de greffe et les conclusions de l’étude, uniquement des souches de souris immunodéficientes seront utilisées. Les souches de souris immunodéficientes sont choisies pour ce projet afin d’étudier les greffons tout en évitant les problèmes de rejet de greffe. Les animaux seront inclus dans les études à partir de l’âge minimum de 6 semaines.
Exploration du potentiel thérapeutique d’une molécule pour le traitement de la sécheresse oculaire
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
La sècheresse oculaire (Dry Eye Disease ou DED) est l’un des premiers motifs de consultation en ophtalmologie. Sa prévalence varie de 5 à 35 % chez des sujets âgés de plus de 50 ans. Cette pathologie du segment antérieur de l’œil est caractérisée par des sensations de douleur variables en intensité, allant du simple inconfort à une douleur oculaire prononcée. Les douleurs oculaires sont très difficiles à traiter et leurs mécanismes physiopathologiques demeurent peu connus. Nous avons récemment conçu une molécule qui induit la sécrétion d’eau à partir des glandes lacrymales. Notre projet a pour but d’apporter la preuve de concept nécessaire pour proposer cette molécule comme thérapie de la sécheresse oculaire en recherchant 1) si la composition des larmes induites est équilibrée et stable au cours du temps et 2) si, en induisant cette sécrétion naturelle, la molécule prévient l’inflammation et réduit l’activation des nocicepteurs responsables de la douleur oculaire. Nous utiliserons un modèle pharmacologique de souris validé pour l’étude du DED, permettant d’étudier la mise en place et la progression du syndrome. Les effets de la molécule d’intérêt (sous brevet) seront analysés dans le modèle in vivo en utilisant différents tests (nociception, volume des larmes et aspect de la cornée) et post mortem par des techniques de biologie cellulaire et histologie. Cette étude chez l'animal est un prérequis pour évaluer de manière intégrée le potentiel thérapeutique de notre molécule pour le DED.
Bénéfices attendus
La sécheresse oculaire est à l’origine d’une douleur oculaire chronique, fréquemment associée à des troubles visuels et à une hypersensibilité à la lumière, et constitue l’un des principaux motifs de consultation en ophtalmologie. Elle altère significativement la qualité de vie, près de 60 % des patients rapportant une gêne dans leurs activités quotidiennes, et demeure insuffisamment prise en charge, 80 % des patients estimant que leur douleur est sous-évaluée. Malgré une prévalence croissante, liée notamment au vieillissement de la population, à l’usage accru des écrans et à la chirurgie réfractive, les options thérapeutiques actuelles restent limitées, peu efficaces et souvent invasives, faisant de la sécheresse oculaire un véritable désert thérapeutique. Dans ce contexte, nos travaux visent au développement d’une solution thérapeutique originale et plus performante que les traitements actuellement disponibles. Le projet proposé a pour objectif de contribuer à une amélioration significative de la prise en charge de la sécheresse oculaire et d’ouvrir la voie au développement d’un futur médicament.
Procédures
Les animaux seront soumis à des applications oculaires de solutions liquides, réalisées sur animaux vigiles sous contention légère, consistant en l’instillation de petites gouttes dans chaque œil. Tous les animaux inclus dans les procédures expérimentales recevront des applications oculaires quotidiennes, une à deux fois par jour selon les groupes et la procédure considérée, pendant une durée maximale de cinq semaines. Chaque application durera environ une minute. Dans la procédure n°1, les mêmes animaux sont suivis tout au long de l’étude. En plus des applications oculaires, ils participeront à des tests fonctionnels oculaires non invasifs réalisés à l’état vigile, sous contention douce, afin d’évaluer la sensibilité oculaire. Ces tests pourront être réalisés jusqu’à neuf fois par animal (habituation comprise) sur une période maximale de six semaines, avec une durée de trois à cinq minutes par session. À chaque temps de mesure, ces mêmes animaux subiront ensuite des examens oculaires non invasifs réalisés sous anesthésie générale brève par inhalation, sans intervention chirurgicale. Chaque animal pourra être anesthésié jusqu’à six fois au cours de la procédure n°1, avec une induction inférieure à deux minutes et une durée totale n’excédant pas quinze minutes. Les examens dureront environ une à deux minutes par œil. La procédure n°1 ne comporte pas de mise à mort systématique : les animaux sont réveillés après chaque anesthésie et retournent dans leurs cages. En fin de suivi de la procédure n°1 (J42), une partie des animaux sera réutilisée dans un objectif de réduction du nombre total d’animaux. Ces animaux subiront alors une seule fois une anesthésie générale brève permettant la réalisation de prélèvements biologiques oculaires, immédiatement suivis de la mise à mort. La procédure n°2 est distincte de la procédure n°1 et réalisée sur des animaux dédiés, utilisés une seule fois à un temps expérimental donné (J7, J14, J21, J28 ou J35). Les animaux sont brièvement anesthésiés afin de permettre la collecte d’échantillons biologiques oculaires, puis immédiatement mis à mort. Il n’y a pas de suivi longitudinal des mêmes animaux et les résultats obtenus ne sont pas appariés.
Impact sur les animaux
Inconfort voire douleur d’intensité légère à modérée résultant de la sécheresse oculaire induite chimiquement par l’application d’un conservateur traditionnellement utilisé dans les gouttes pour les yeux et le nez chez l’Homme. Très léger inconfort produit par les contentions nécessaires aux gestes expérimentaux, léger inconfort lors du test comportemental de douleur, très léger inconfort résultant d’une anesthésie générale. Ce modèle murin sera donc soumis, de par la génération du syndrome des yeux secs et des procédures appliquées, à des nuisances/effets indésirables d’intensité légère à modérée.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de réaliser des analyses histologiques post mortem.
Remplacement
De précédents travaux ont permis de caractériser et de breveter la molécule d'intérêt, de déterminer sa structure et son mode d'action dans différentes cultures cellulaires sur le transport de chlore. Cette phase de prématuration du projet exige maintenant un système biologique intégré tel qu’un organisme vivant pour caractériser précisément et quantifier les effets de la molécule in vivo. Le syndrome de sécheresse oculaire est d’origine multifactorielle (y compris environnementale). Son apparition et sa gravité résultent donc de l’intégration de plusieurs défauts (neuro-inflammation etc) et les études sur l’animal intact sont essentielles et ne peuvent être remplacées. Ceci ne peut malheureusement pas être modélisé in vitro à ce stade du projet. Néanmoins, nous mènerons en parallèle des analyses protéomiques sur des cultures immortalisées de cellules de l'oeil.
Réduction
Les effectifs minimaux permettant d’obtenir des résultats fiables et robustes ont été calculés selon la méthode statistique de référence. Nous avons utilisé le programme GPower 3.1 : F-tests ANOVA 2 ways : Fixed effects, special, main effects and interactions. Effects size (medium) : 0.25 alpha err prob : 0.05 Power (1-beta err prob) : 0.8 . Le nombre de prélèvements effectués par animal a été maximisé afin de limiter les effectifs d’individus nécessaire à la collecte des données.
Raffinement
Notre expertise nous permet de mettre en œuvre des mesures de raffinement directement liées aux procédures expérimentales de ce projet, afin de limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux. Des séances d’habituation sont mises en place en amont des tests afin de familiariser les animaux avec l’expérimentateur, la contention manuelle douce et les gestes expérimentaux. Cette habituation progressive permet de réduire les réactions de stress lors des manipulations et d’améliorer la tolérance des procédures répétées. Les évaluations fonctionnelles oculaires réalisées à l’état vigile sont choisies pour leur caractère non invasif et sont systématiquement interrompues dès l’apparition d’un comportement d’échappement, permettant de limiter l’inconfort des animaux. Lorsque cela est nécessaire, les examens oculaires sont réalisés sous anesthésie générale brève par inhalation d’isoflurane, afin d’éviter toute douleur ou stress liés à l’immobilisation. Cette anesthésie est utilisée pour la réalisation des tests de Schirmer, du temps de rupture du film lacrymal (tBUT) et du marquage cornéen à la fluorescéine. L’état des animaux est évalué tout au long de la procédure sur la base de critères cliniques et comportementaux, permettant une adaptation immédiate des manipulations, l’espacement des tests ou la mise en œuvre de points limites précoces lorsque cela est nécessaire.
Choix des espèces
Nous avons choisi la souris comme modèle d’étude en raison de ses similarités génétiques et physiologiques avec l’espèce humaine. Le modèle murins reproduisant le syndrome de l’oeil sec (DED, Dry Eye Disease) est un modèle validé et classiquement utilisé dans la littérature. Des animaux âgés de 3 à 5 mois seront utilisés. A cet âge les animaux sont de jeunes adultes, ce qui nous permet de déterminer l'efficacité de notre molécule sur la physiologie oculaire en nous affranchissant de biais potentiels liés au vieillissement.
Evaluation de l’efficacité et de la durée de vie dans le sang de vecteurs capables d’emmener dans le cerveau des molécules thérapeutiques chez le primate non humain
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système immunitaire
- Système nerveux
Objectifs
Ces dix dernières années, notre société et ses partenaires académiques ont réussi à identifier et à développer des petites entités, dénommées vecteurs, pour faire pénétrer dans le cerveau des médicaments dont l’accès est proscrit par la présence d’une barrière biologique appelée Barrière Hémato-Encéphalique (BHE). Cette barrière est constituée par une paroi extrêmement étanche des vaisseaux sanguins du cerveau. Cette barrière laisse passer uniquement les composés du sang nécessaires au fonctionnement cérébral et le protège des agressions extérieures mais, ce faisant, en empêche l’accès à certains médicaments. Il existe un système de transport naturel de molécules au niveau des vaisseaux sanguins et nos vecteurs sont capables de s’y attacher pour être amenés vers le cerveau. Couplés à des médicaments ces vecteurs leurrent se système de transport comme un cheval de Troie. Cette thématique de recherche a donc un potentiel révolutionnaire pour le traitement des pathologies du cerveau comme Parkinson et Alzheimer. Nous venons d’optimiser une série de nouveaux vecteurs et dans ce projet nous souhaitons dans un premier temps étudier leur durée de vie dans le sang pour sélectionner celui qui aura le potentiel à amener le plus efficacement un médicament dans le cerveau. Le succès de ces travaux et les dernières études chez le primate non-humain ont démontré l’innocuité de nos composés et tout le potentiel de notre technologie sur le développement de nouveaux traitements. C’est dans ce contexte que nous souhaitons relever de nouveaux défis et optimiser notre technologie pour améliorer ou prolonger l’effet de cette stratégie chez le macaque. Nous comptons tout d’abord étudier la durée de vie dans le sang de 6 à 9 candidats vecteurs seul (sans impact pour les animaux) pour sélectionner le meilleur puis le coupler à une molécule thérapeutique pour évaluer son efficacité pharmacologique. Ce projet est une étape essentielle vers le développement d’un futur médicament et c’est pour cela qu’il s’effectue chez le primate non-humain.
Bénéfices attendus
Grâce à ces études nous pourrons envisager de meilleurs effets thérapeutiques dans le traitement de nombreuses pathologies du cerveau (neurodégénératives notamment) et d’optimiser ces traitements pour des maladies rares ou pour la médecine personnalisée. La molécule thérapeutique utilisée ici appartient à la classe des acides nucléiques ou oligonucléotides thérapeutiques. Dans notre cas c’est une molécule qui va permettre l’inhibition de la synthèse d’une protéine par les cellules du cerveau responsable dans notre cas du syndrome Lesch-Nyhan mais cette technologie peut-être couplé à n’importe quel oligonucléotide permettant de corriger à la baisse ou à la hausse n’importe quel type de protéines et donc de pathologies.
Procédures
Les 4 animaux seront dotés d'un collier de capture sous tranquillisation chimique. Durée pose inférieure à 1 minute. Ils seront ensuite habitués à être manipulés en chaise (au minimum 3 semaines). S'en suivra l’implantation d'une puce pour mesurer leur température corporelle et de port-à-cath (chambre d'administration et de prélèvement sanguin sous la peau) sous anesthésie générale (1h d’anesthésie générale par individu). Une série de 6-9 études débutera ensuite en vigile pour évaluer la durée de vie dans le sang des différents vecteurs (durée de chaque étude 72h) suivie d’une pause de 15 jours post administration. Au cours de ces études un vecteur sera administré (1 min) et des prélèvements sanguins auront lieu le 1er (8 prélèvements de 5 min chacun), le 2eme (1 prélèvement de 5 min) et le quatrième jour (1 prélèvement de 5 min) suivit d’une période de “rinçage” (élimination naturelle) par l’organisme pendant 10 jours. Enfin un entretien des chambres sera réalisé dans la 2eme semaine post administration (20 min par dispositifs). Après cette série d’étude, nous sélectionnerons le meilleur vecteur pour y coupler la molécule thérapeutique. Ce composé sera alors administré (1 min) aux animaux et le même nombre de prélèvements sanguins et d’entretien des dispositifs implantables seront effectués (actes de mêmes durées qu’explicité ci-dessus). Mais ici après les 2 semaines post-administration, les animaux seront mis à mort sous anesthésie générale (induction anesthésie 15 min et administration euthanasiant : 5 min pour confirmer l’arrêt cardiaque) pour procéder à la récupération des tissus et ainsi évaluer l'efficacité thérapeutique.
Impact sur les animaux
Acclimatation et entraînement à la contention : source de stress générée par le changement d’environnement qui sera réduit au fur et à mesure par l’habituation aux expérimentateurs et par l’apport de récompenses. La pose de colliers, d’une puce de monitoring de la température et l’implantation des ports à cath se fera sous anesthésie générale. Un stress sera notable à l’induction de l’anesthésie, de même que lors du réveil en phase post-opératoire et accompagné d’antalgiques pour réduire la souffrance. L’entretien des port-à-cath : les interventions se feront en vigiles, sans douleur ni stress notables. Le seul geste invasif sera la piqûre de l’aiguille à travers la peau qui sera accompagnée par une analgésie de la peau si nécessaire. La procédure de nettoyage de la peau peut engendrer irritation. Malgré les procédures d’entretien, le dispositif peut se boucher. A cette occasion une et une seule réimplantation par dispositif sera envisagée Suivi de la durée de vie dans le sang : les prélèvements et administration sont réalisés avec une seule insertion de l’aiguille dans les dispositifs par jour. Aucun effet délétère n’est attendu à l’issue des administrations, de même qu’aucune toxicité d’origine pharmacologique (données de toxicité antérieures). L’administration des composés peut engendrer une légère augmentation de température et une modification très transitoire d’un type cellulaire sanguin, les réticulocytes. Selon nos données antérieures chez cette espèce cela reste sans impact sur les animaux. Etude terminale d’efficacité : Ici pas de nouvelles sources de stress, ni d’effets indésirables supplémentaire étant donné que la molécule thérapeutique supplémentaire a déjà été testée avec succès chez cette espèce lors d’une précédente étude.
Devenir
Si le projet arrive à son terme, les 4 animaux seront mis à mort pour prélèvement des organes/tissus d’intérêt. Si les animaux sont sortis du projet sur avis vétérinaire (en relation avec les points limites), ils seront soit Réutilisés ou Replacés par la structure d'accueil (si l'avis vétérinaire y est favorable), soit Adoptés (en cas d'avis vétérinaire contredisant une Réutilisation/Replacement).
Remplacement
L’évaluation de l’efficacité et de la sécurité des produits de santé destinés à l’humain doit être réalisée chez une espèce « rongeur » et une espèce « non rongeur » avant de faire une demande d’investigation chez l’humain en clinique. La capacité de nos vecteurs conjugués à amener un médicament dans le cerveau a déjà été démontrée sur différents modèles cellulaires in vitro puis confirmée in vivo chez le rongeur ainsi que chez le rongeur humanisé pour le récepteur ciblé. Afin de pouvoir proposer à l'industrie pharmaceutique cette technologie, nous devons maintenant établir la preuve de son efficacité et innocuité chez une large espèce non rongeur proche de l’humain, le macaque. Ce projet s’inscrit donc dans une étape incontournable de développement préclinique.
Réduction
La conception de ce projet a non seulement visé à réduire au maximum le nombre d’animaux inclus (4) tout en optimisant le nombre d’études et de prélèvements pour réduire au maximum le stress occasionné, mais aussi pour limiter les interventions à des manipulations transitoires, peu invasives. L’expérience acquise chez la souris permet de réduire le nombre de primate dans chaque groupe à n=3 pour les études de durée de vie dans le sang (nombre défini en amont par nos modélisateurs), puis à n=4 (3+1) pour l’étude d’efficacité en point final. Sur cette dernière étude, nous resterons sur un groupe extrêmement restreint de 4 animaux (n=2 : composé testé et n=2 : groupe contrôle). D’après nos données internes sur cette espèce c’est le plus petit n permettant d’obtenir des résultats interprétables. Fort de cette expérience et de la reproductibilité de nos résultats nous avons donc décidé de passer à un n=2 par groupe.
Raffinement
- Hébergement : Les animaux seront hébergés dans des conditions optimales pendant toute la durée du projet. Pendant toute cette période, les animaux seront logés dans des enclos avec d’autres congénères. Une grande volière ensoleillée munie de perchoirs sera également en accès libre hors périodes de manipulation. - Alimentation : un régime alimentaire spécifique adapté pour primates sera délivré sans restriction. – Enfin, au cours de toutes les étapes du projet, des récompenses ainsi que des enrichissements (jouets, dispositifs de recherche de nourriture et enrichissements audio-visuels) seront délivrés de façon quotidienne aux animaux. - Enfin, une attention toute particulière portera sur l’anesthésie et l’analgésie avec des méthodes extrêmement conservatives en tout point similaires à l’homme et en relation avec le respect strict des points limites énoncés.
Choix des espèces
Ce projet s’inscrit dans une démarche de fin de développement chez le modèle animal avant une transposition à l'humain, un modèle de large espèce est donc requis. Le modèle Primate Non-Humain est préconisé par rapport à d’autres modèles, comme le chien/cochon. En effet les paramètres d'appariement de nos vecteurs au récepteur présent au niveau des vaisseaux sanguins cérébraux est optimal chez cette espèce. Cette "affinité" est de plus similaire à celle de l'humain pour une meilleure transposabilité (ce qui n'est pas le cas pour d'autres comme le ouistiti). Les animaux utilisés dans cette étude seront tous de jeunes adultes, >2 ans et d’environ 6-7kg. L’utilisation de jeunes adultes s’explique par le compromis entre le poids de l’animal, la quantité de molécule à administrer, ainsi que par le volume total sanguin permettant de réaliser les prélèvements sanguins sans impact pour l'animal.
Apport de la thérapie génique pour soigner les troubles sensoriels associés à une déficience en Clarine
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
Environ 40% des pertes auditives sont d’origine génétique. Les prothèses auditives (dans le cas des surdités légères) et les implants (dans les cas de surdités sévères ou profondes) sont des dispositifs médicaux qui permettent d’accéder aux sons, mais ne restaurent pas une audition naturelle. Depuis peu, la thérapie génique est l’une des pistes explorées pour soigner les surdités génétiques. Notre objectif est d’évaluer l’effet d’une telle approche dans des modèles murins de surdité liée à une déficience en molécule que nous souhaitions étudier. Nous testerons deux stratégies de thérapie génique dans des souris génétiquement modifiées.
Bénéfices attendus
Ce projet nous permettra de développer des stratégies thérapeutiques capables de prévenir et/ou retarder les déficits sensoriels (audition/équilibre) liés à une déficience en molécule étudiée. A court terme, nous identifierons les méthodes les plus efficaces pour apporter une protéine fonctionnelle (supplémentation de gène) ou réparer le gène d’une protéine mutée (édition de gène) au niveau des cellules sensorielles de l’oreille interne. A long terme, nous espérons grâce à ce travail développer des outils utilisables dans des essais pré-cliniques et cliniques afin de prévenir la surdité postlinguale chez les patients porteurs de mutation sur les gènes codant pour les Clarines. Le fait de générer une souris double déficiente en molécules étudiées va nous permettre de : 1) enrichir nos connaissances sur la possible redondance biologique des 2 molécules, 2) consolider les effets bénéfiques de la thérapie génique par supplémentation de gènes ou par édition génique pour corriger la perte auditive et les troubles d’équilibre.
Procédures
Chirurgie : Les animaux seront soumis à des injections sous anesthésie gazeuse et analgésie, elles seront uniques et ne dureront pas plus de 10 minutes. Tests auditifs : Les souris seront soumises à des tests auditifs dès l’âge de 1 mois. Ces tests pourront être répétés à 2, 3, 4, 5, 6 et 12 mois. Les souris seront anesthésiées puis exposées à de brefs stimuli sonores d’intensité et de fréquence croissantes. Des mesures seront enregistrées à l’aide d’électrodes ou de sondes placées sous la peau ou à l’entrée du conduit auditif. L’ensemble de ces enregistrements ne durera pas plus de 30 minutes par session. Tests d’équilibre : Les souris seront également soumises à des tests comportementaux. Leurs déplacements seront analysés à l’aide d’un système vidéo (2 minutes). Leur capacité d’équilibre sera quantifiée par 2 tests (l’un durant 31 minutes, l’autre 2 minutes). Leur capacité d’orientation dans l’espace sera évaluée grâce à deux autre tests (10 à 60 secondes chacun). Un test de nage sera finalement réalisé (10 secondes) avant le retour en cage d’hébergement.
Impact sur les animaux
Les souris déficientes en molécule étudiée présentent des déficits auditifs progressifs. La nouvelle lignée de souris que nous souhaitons créer sera déficiente en deux molécules et pourrait présenter des troubles de l’équilibre, en plus d’un déficit auditif. Les injections dans l’oreille interne seront réalisées sous anesthésie gazeuse et analgésie, en conditions optimales d’asepsie et avec un contrôle rigoureux des animaux en pré- et post-opératoire. Aucune dégradation de l’état des animaux n’est attendue. Bien au contraire, nous espérons que le remplacement ou la correction du gène muté contribuera à rétablir les fonctions sensorielles des souris injectées. En découle la liste ci-dessous des interventions après raffinement, et de leurs éventuels effets indésirables supérieurs ou égaux à une piqûre d’aiguille : 1) Pour la création d’une lignée de souris transgénique déficiente en deux molcéules, élevées dans un milieu fortement enrichi -> surdité et troubles d’équilibre, 2) Pour les injections sous anesthésie gazeuse et analgésie, avec soins pré- et post-opératoires -> pas de nuisance attendue du fait des injections réalisées sous contrôle strict pré- et post-opératoire.
Devenir
A la fin de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort pour des prélèvements post-mortem de l’oreille interne, à des fins d’analyses.
Remplacement
Il n’existe pas à ce jour de méthode alternative in vitro ou in silico pour appréhender les mécanismes complexes impliqués dans le fonctionnement de l‘oreille interne que sont : 1) la perception du stimulus mécanique par les cellules sensorielles ; 2) la transduction de ce stimulus en un signal électrique ; 3) la transmission de ce signal électrique aux neurones de la cochlée ; 4) le transfert via ces neurones et leurs relais de l’information jusqu’au cerveau. De fait, nous aurons recours à la souris dans notre projet pour étudier les cascades physiopathologiques impliquées dans la surdité et pour tester l’efficacité thérapeutique de traitements préventifs.
Réduction
Afin de limiter le nombre d’individus par groupe expérimental, nous avons effectué un test de puissance statistique à partir des données issues de l’une de nos récentes publications. Ce qui nous a permis de déterminer qu’il nous faudrait un nombre de 5 individus par groupe. Nous limitons également le nombre d’individus de nos groupes contrôles en réexploitant, quand cela est pertinent, les données contrôles de nos expériences antérieures. Afin d’éviter un éventuel « effet cage », les souris d’une même cage seront subdivisées pour recevoir au moins 2 traitements différents. Nos données quantifiées seront analysées avec un logiciel. Selon la taille et la distribution des échantillons, nous utiliserons différents tests statistiques.
Raffinement
A) Grille d’évaluation d’un phénotype dommageable : Notre projet prévoit la création d’une nouvelle lignée de souris transgéniques déficientes en deux molécules. Dans la mesure où toute création d’une nouvelle lignée de souris implique de surveiller la survenue d’un phénotype dommageable, nous suivrons la « fiche d'évaluation de phénotype suite à une création de lignée » proposée par notre SBEA. Ainsi, sur un minimum de 14 mâles et de 14 femelles (issues de 4 portées distinctes, nous examinerons un panel de critères physiques et comportementaux à trois stades : 1) à la naissance : taille des portées, soins apportés par les mères, présence d’une poche de lait stomacale, poids, apparence, réactivité, 2) au sevrage : âge de séparation, nombre de souris sevrées, proportion mâles/femelles, poids, apparence, réactivité, 3) à 2 ou 3 mois : poids, apparence, comportement, posture, consistance des selles. La survenue d’un signe clinique grave et persistant (plus de 24h) entrainera la mise à mort de l’individu concerné. B) Enrichissement de l’environnement Chez la souris, les troubles sensoriels peuvent s’accompagner d’hyperactivité, de désorientation, de stress et de bagarres (chez les mâles). D’expérience, nous avons remarqué que pour limiter ces effets, il suffisait d’ajouter deux igloos par cage, des copeaux en carton, des bâtonnets en bois à grignoter (1 par souris), et d’équilibrer le nombre d’animaux normaux et d’animaux déficients dans une même cage. Les cages doivent de plus être manipulées avec une très grande délicatesse et le moins souvent possible (une fois par jour maximum). Les personnes amenées à intervenir sur nos cages de souris déficientes sont alertées sur les consignes à appliquer. C) Monitoring des souris en amont et en aval d’une anesthésie avec ou sans chirurgie L’emploi d’analgésiques sera systématique tout comme l’application d’un gel ophtalmique lors des anesthésies de souris adultes. Nous utiliserons un matériel miniaturisé pour l’anesthésie gazeuse des souriceaux. Les animaux anesthésiés seront gardés sur un tapis chauffant jusqu’à leur réveil complet puis remis dans leur cage. Les animaux opérés seront régulièrement inspectés pour détecter et traiter les éventuels signes d’inconfort tels que décrits dans la grille d’évaluation fournie par notre SBEA.
Choix des espèces
Les cellules et les molécules impliquées dans le fonctionnement de l’oreille interne sont comparables chez l’homme et la souris. Les pathologies qui nous intéressent ont déjà des modèles murins. Nous projetons d’en créer un nouveau, déficient pour deux molécules. Ces modèles vont nous permettre d’explorer les preuves de concept thérapeutique que nous pourrons transposer, du moins conceptuellement, chez l’homme. Les injections se feront sur des souris âgées de 1 jour, soit à un stade immature où les cellules sensorielles ne sont pas encore trop affectées. La mise à mort se fera entre 8 jours et 6 mois post-injection pour évaluer les effets à court, moyen et long termes d’une correction génique.
Gestion de lignées de rongeurs génétiquement altérés
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
Rats : 7000
Objectifs
Ce projet consiste à maintenir des lignées de rongeurs dont certains gènes ont été modifiés. Ces modifications peuvent provoquer chez les animaux des changements visibles ou des symptômes particuliers, appelés phénotypes. L’objectif est d’observer ces animaux, de comprendre si la mutation génétique a un impact sur leur santé et leur bienêtre, et d’ajuster la manière dont ils sont suivis et soignés en fonction de ces observations. Ces animaux sont utilisés comme modèles dans la recherche scientifique, par exemple pour mieux comprendre des maladies génétiques comme la mucoviscidose, l’hémophilie ou certaines myopathies, et contribuer au développement de nouveaux médicaments. Pour savoir si un animal porte réellement la mutation recherchée, on effectue une biopsie, généralement en prélevant un morceau d’oreille. Ce prélèvement sert à extraire l’ADN et à vérifier si la mutation est présente. Cela est indispensable, car dans une même portée, tous les animaux ne sont pas forcément porteurs, et il faut pouvoir identifier précisément ceux qui seront utiles pour les recherches et garantir la fiabilité des résultats. Lorsqu’une nouvelle lignée génétiquement modifiée arrive ou est créée, et que l’on ne connaît pas encore les effets de la mutation, une phase d’observation détaillée est mise en place pour comprendre comment celleci influence l’animal et s’assurer que son bienêtre est préservé. Lorsque les effets de la mutation sont déjà connus, le suivi et les soins sont adaptés directement, en surveillant les éventuels signes cliniques et en mettant en place des mesures de prévention ou de traitement si nécessaire. Pour certaines lignées, la mutation ne s’exprime que lorsque l’animal reçoit une substance déclenchante, par exemple une hormone, ce que l’on appelle un ligand. Une administration peut donc être réalisée afin d’activer la mutation et de permettre à l’animal de manifester les caractéristiques liées à cette modification génétique. Dans l’ensemble du projet, environ 660 000 animaux sont concernés, avec une augmentation d’environ 10 % liée à une utilisation croissante de ces modèles. Ils sont répartis dans 500 à 600 projets de recherche différents. Parmi ces projets, environ 35 % portent sur des lignées génétiquement modifiées, pour lesquelles les animaux font l’objet d’une attention particulière en matière de suivi et d’évaluation des phénotypes, afin d’anticiper et de limiter au maximum l’impact potentiel de la mutation sur leur bienêtre.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux génétiquement altérés (avec une analyse de la présence de la mutation validée) qui leur permettront de réaliser leurs études sur des organismes entiers et vivants. L’altération génétique de ces animaux permet de les rendre plus spécifique à une question scientifique posée, et ainsi réduire le nombre d’animaux qui aurait dû être utilisé si on avait utilisé des lignées moins adaptées à la maladie étudiée. Ainsi, le bénéfice de ce projet sera de permettre une évaluation et une prise en charge des nuisances causées par la mutation génétique des lignées génétiquement altérées et une standardisation et un raffinement des méthodes de prélèvement de tissus pour la cartographie génétique de ces lignées. Le tout permettra d’avoir une meilleure maitrise de la production, de l’élevage et de la qualité des animaux qui doivent être sains, sans agent pouvant induire des biais dans les études et porteur de la mutation génétique voulue afin de fournir aux scientifiques le modèle parfaitement adapté pour leurs expérimentations.
Procédures
Selon les besoins du projet, les animaux pourront être soumis (par animal) : à 1 à 2 biopsies (à l’oreille préférentiellement ; à la queue sur justification scientifique : un prélèvement par animal à la queue maximum) (maximum 4 biopsies sur validation par l’équipe vétérinaire), acte d’une durée maximale de 2sec par biopsie. à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements sanguins par jour) d’une durée maximale de max 3sec. à une injection d’un ligand, acte d’une durée maximale de 10sec par injection. Selon les besoins du projet, les animaux hébergés soumis aux nuisances énoncées pourront exprimer un phénotype ayant un impact négatif sur eux (ex : mutation induisant de l’arthrite).
Impact sur les animaux
Expression d’un phénotype ayant un impact négatif sur les animaux et des signes cliniques associés. Douleur, signes cliniques, mortalité innatendue ou stress exprimé pendant l’évaluation bien etre animal d’une nouvelle lignée. Douleur et stress léger de courte durée associés à une biopsie par méthode invasive (4 biopsies maximum) en plus d’une identification. Douleur et stress léger de courte durée associés à un prélèvement sanguin. Douleur, stress léger de courte durée dûs aux contentions. Douleur, stress léger de courte durée dus à l'injection d’un produit.
Devenir
A la fin de la procédure, les animaux sont soit expédiés, soit mis à mort (les animaux appartiennent au scientifique et ne peuvent être replacés).
Remplacement
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux génétiquement altérés qui leur permettront d’étudier dans des organismes entiers et vivants toutes les conséquences d’une altération génétique définie et/ou l’intérêt de molécules thérapeutiques pour lutter contre ces conséquences. Ceci implique l’étude de divers processus biologiques et systèmes physiologiques complexes et nombreux au fur et à mesure de la vie du modèle et nécessite de disposer d’organismes vivants et entiers afin de pouvoir observer l’impact de l’altération génétique ou d’une molécule thérapeutique dans l’ensemble des organes, tissus et fonctions physiologiques. La complexité des mécanismes mis en jeu ne permet donc pas de réaliser de nos jours de tels projets sur des modèles in vitro. Les scientifiques s’engagent par écrit à ce qu’il n’y ait pas de solution de remplacement à cette lignée.
Réduction
Le nombre d’animaux hébergés et mis en accouplement est calculé en fonction des besoins stricts de chaque scientifique. Les chercheurs sont sensibilisés à la nécessité de limiter le nombre d’animaux utilisés et nous mettons en œuvre des améliorations continues de nos méthodes de reproduction pour réduire le nombre d'animaux nécessaire pour obtenir un niveau d'élevage correspondant aux objectifs du projet. Par exemple : Adaptation du sexe du reproducteur génétiquement altéré quand il est accouplé avec des animaux non génétiquement altéréesafin de maximiser les chances de fertilités (phénotype impactant la reproduction) ; éviter les mères dont le phénotype réduit les comportements maternels ; fécondation in-vitro pour ne produire qu’une génération d’animaux d’intérêt et éviter le vieillissement ; cryoconservation des lignées non utilisée et arrêt des colonies respirantes si pas de besoin. Nous encourageons les scientifiques à utiliser les petits au génotype sauvage (non d’intérêt) en tant que contrôles. Pour l’évaluation du bien-être d’une nouvelle lignée, n’est utilisé que le nombre d’animaux minimum requis. Nous ne faisons pas naître d’animaux spécifiquement pour cette évaluation. Pour le génotypage, nous encourageons les scientifiques à choisir des méthodes de prélèvement qui associent identification et génotypage. Nous les encourageons à choisir des schémas d’accouplement ne nécessitant pas de génotypage (homozygotes x homozygotes par exemple). Nous avons aussi réduit le nombre d’animaux utilisés pour l’évaluation du bien-être des nouvelles lignées en adaptant les anciens requis Suisses et Allemands (100 animaux sur 3 générations) aux recommandations européennes (au moins 7 animaux de chaque sexe et génotype, sur 2 générations).
Raffinement
En cas de signe clinique particulier, un suivi adapté est mis en place par des techniciens qualifiés au suivi vétérinaire des animaux. Pour les lignées à phénotype dommageable, des observations cliniques plus fréquentes et spécifiques, avec des points limites, peuvent être mises en place. Pour limiter la douleur, une euthanasie pourrait être demandée à un point limite ou âge précis pour éviter l’expression du phénotype. Cela est évalué lors de la caractérisation du phénotype, en lien avec le scientifique et les vétérinaires. Les observations sont facilitées par des outils internes comme des grilles de score. En cas de détection d’un point limite terminal, l’animal est immédiatement mis à mort. Pour chaque phénotype, des points d’intervention sont adoptés pour un suivi précis et des soins adaptés (soutien nutritionnel…). Si des signes cliniques peuvent être atténués ou guéris par traitement, avec accord du scientifique, le traitement est mis en place. Les animaux présentant un phénotype dommageable léger à modéré mais aptes à voyager seront expédiés avec une communication auprès de l’utilisateur final pour assurer leur réception et utilisation selon les normes éthiques et de bien-être animal.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les espèces pour lesquelles les manipulations génétiques sont développées, maitrisées et avec de nombreuses données scientifiques. De plus, ces espèces permettent d’élever rapidement un nombre d’animaux suffisamment important pour pouvoir avoir des données scientifiquement exploitables et permettent ainsi de mener de manière plus fiable des études en recherche et développement. Pour ce projet, nous devons caractériser et élever des animaux génétiquement altérés qui peuvent développer des caractéristiques cliniques spécifiques à tout âge. Pour vérifier la présence de la modification génétique, une biopsie est réalisée le plus souvent (99% des cas) une semaine avant le sevrage ou au sevrage. Dans environ 1% des cas, une nouvelle biopsie à l’âge adulte peut être demandé pour vérification. Une analyse du sang peut également permettre de vérifier que l’animal présente les caractéristiques attendues, cette dernière se fait après 4 semaines d’âge minimum (adulte) Pour finir, la modification génétique peut être induite par l’injection d’une hormone, cette injection peut se faire à partir de 8.5 jours après la fécondation.
Surdités génétiques et sensibilité au bruit – caractérisation et traitement
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système endocrinien
Objectifs
Selon l’OMS, d’ici 2030, les atteintes de l’audition constitueront la 7ème cause la plus importante d’invalidité au quotidien soit plus de 500 millions de personnes. Dans plus de 80% des cas la surdité est liée à une atteinte de l’organe neurosensoriel de l'oreille (on parle de surdité neurosensorielle). Parmi les surdités neurosensorielles, on distingue les surdités d’origine héréditaire (on parle de surdité génétiques) et d’origine environnementale. La première cause environnementale des troubles de l’audition est la surexposition au bruit. De ce fait, un encadrement législatif de protection des travailleurs dans le milieu professionnel existe dans de nombreux pays. Mais selon l’OMS plus d’un milliard de jeunes sont confrontés au risque d’une perte auditive permanente en raison d’une exposition prolongée à des sons de forte intensité lors de loisirs tels que l’écoute de musique et les jeux vidéo. Il peut également y avoir un effet combiné : si la surdité génétique peut entraîner une perte d’audition dès la naissance (on parle de surdité congénitale), elle peut également entrainer une diminution des capacités au cours de la vie (on parle de surdité acquise) notamment par une sensibilité accrue au bruit. En d’autres termes pour un environnement acoustique donné, une personne présentant système auditif déjà fragilisé par une mutation génétique sera plus susceptible de développer une perte auditive qu’une personne n’en présentant pas. L’objectif de la présente étude est premièrement d’identifier quelles surdités génétiques entrainent une sensibilité accrue au bruit et deuxièmement de déterminer si un traitement symptomatique médicamenteux ou curatif par thérapie génique (nécessitant une chirurgie de l’oreille interne) de la surdité héréditaire permettrait de diminuer l’incidence ou la gravité de la surdité acquise qui s’y adjoint.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra d’identifier les surdités génétiques entrainant une sensibilité accrue au bruit et d’en documenter les processus physiopathologiques et, si les résultats sont probants, contribuera à plus long terme à une meilleure prise en charge des patients et une meilleure sensibilisation du grand public à l’adoption de bonnes pratiques d’écoute.
Procédures
Les animaux seront soumis à des tests auditifs (40 minutes en comptant l’anesthésie) et ce 5 fois (reparti entre 1 mois et 2 mois d’âge). En fin de procédure, les animaux seront soumis à des mesures de potentiels endocochléaires qui nécessitent que l’animal soit vivant mais profondément sédaté et qui est une procédure terminale, sans réveil donc et qui dure 20 min. Parmi ces 2700 animaux, 1350 seront soumis à un traumatisme sonore (2h au maximum) Parmi ces 2700 animaux, 1080 animaux seront soumis à une procédure chirurgicale :injection dans la cochlée qui dure environ 10 à 15 minutes
Impact sur les animaux
Le dommage principal et permanent attendu pour cette étude est la perte/diminution des capacité auditive pour les animaux que l’on induit par une exposition sonore sans impact autre sur la santé de l’animal. Les autres dommages attendus pour cette étude sont une peur et un stress physique transitoire lors des traumatismes sonores et une douleur – modérée, contrôlée par des analgésiques - consécutive à la chirurgie de l’oreille interne.
Devenir
A l’issue de chaque procédure, les animaux seront mis à mort. Animaux pour élevage : Les anciens reproducteurs sont des animaux transgéniques ne pouvant être adoptés, ils seront mis à mort au bout de 6 mois et renouvelés Animaux utilisés pour les expériences : Les animaux seront mis à mort pour réaliser nos analyses sur prélèvements.
Remplacement
Les gènes responsables de surdité chez l’homme sont aussi responsables de déficits auditifs chez la souris, et l’architecture des systèmes auditifs périphérique et central des rongeurs, similaire à celle de l’homme, permet d’étudier chez ces animaux l’audition. Aujourd’hui, il n’existe aucune alternative à l’expérimentation animale, car nous avons besoin d’étudier le système auditif dans son ensemble (de l’oreille interne au cortex auditif). De plus, il n’est pas possible de mettre en culture les systèmes auditifs périphériques et centraux, et aucun modèle informatique n’existe pour simuler le fonctionnement du système auditif dans son ensemble.
Réduction
Les tailles des groupes de souris indiquées ont été calibrées pour répondre aux questions posées. Les groupes sont constitués afin de détecter un certain niveau de différences entre groupes. Les groupes seront constitués de 6 animaux et les expériences répétées 2 fois. Afin de réduire le nombre d’animaux, nous utilisons des mâles et des femelles indifféremment, et génotypons les animaux afin de ne pas maintenir inutilement les animaux qui ne portent pas les modifications génétiques d’intérêt pour ce projet.
Raffinement
Pour la chirurgie : • emploi d’analgésiques et application d’un gel ophtalmique lors des anesthésies de souris adultes. • les souris nouveau-nées anesthésiées seront gardées sur un tapis chauffant jusqu’à leur réveil complet puis remis dans leur cage initiale. • surveillance pour détecter et traiter les éventuels signes d’inconfort tels que décrits dans notre grille d’évaluation de référence. Surveillance et si nous observions l’atteinte d’un point limite, l’animal serait immédiatement mis à mort. Pour les mesures auditives : • Les mesures auditives sont réalisées sur des souris anesthésiées, application d’un gel ophtalmique. A la fin des enregistrements, les souris seront placées dans des cages sur un tapis chauffant, et surveillées jusqu’à leur réveil complet. Un gel nutritif et hydratant sera disposé dans les cages d’hébergement. • Surveillance et si nous observions l’atteinte d’un point limite, l’animal serait immédiatement mis à mort. Pour l’exposition sonore : La procédure ne provoque ni douleur aiguë immédiate ni détresse comportementale manifeste . • Avant l'exposition au bruit, les souris sont placées dans la cage d'exposition pendant 15 minutes par jour pendant une semaine afin de s'y habituer et d'éviter un stress chez les animaux. • Pendant le traumatisme sonore, les animaux seront surveillés pour s’assurer que les animaux ne présentent aucun signe de douleur aiguë immédiate ni détresse comportementale manifeste. • Surveillance et si nous observions l’atteinte d’un point limite, l’animal serait immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
Nous travaillerons avec des souris de laboratoire dont le système auditif est similaire à celui de l’homme. De plus, la souris de laboratoire est le seul mammifère modèle pour lequel on dispose d’outils génétiques conséquents. L’audition se met en place chez la souris en post natal. : Pendant les 8 premiers jours après la naissance, le système auditif est immature, à 16 jours après la naissance le système auditif est fonctionnel, et à 30 jours après la naissance et au-delà, le système auditif est mature. Les chirurgies de l’oreille interne seront réalisées sur des nouveaux nés, 2 jours après la naissance. Les traumatismes sonores et les tests auditifs seront réalisés à l’âge adulte.
Développement et Optimisation des tests de phénotypage auditif et vestibulaire chez la souris : reproductibilité, variabilité et standardisation
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système nerveux
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’optimiser et/ou de mettre au point des tests de mesures auditives et vestibulaires sur les rongeurs. Pour certains tests, nous partons de zéro, tandis que d'autres sont déjà utilisés dans le cadre d'autres projets de l'établissement. Ces tests sont essentiels pour mieux comprendre les troubles auditifs et vestibulaires, qui peuvent aussi affecter les humains. Nous souhaitons : 1. Identifier les facteurs influençant les résultats des tests 2. Etablir des protocoles consensus et normaliser les pratiques pour les tests de phénotypage auditif et vestibulaire de base sur les rongeurs et pour l’application de traumatismes sonores Cette approche nous permettra d’améliorer l’accompagnement des expérimentateurs dans leurs travaux en permettant la transmission des bonnes pratiques associées aux tests auditifs, favorisant la transversalité entre recherche préclinique et clinique. Ces travaux contribueront à améliorer la compréhension et l’évaluation des atteintes sensorielles, ouvrant la voie à de futures stratégies de prévention et d’intervention.
Bénéfices attendus
Ce projet apportera des bénéfices directs pour la qualité et la fiabilité des recherches menées sur les troubles auditifs et vestibulaires. L’identification et la stabilisation des paramètres critiques qui influencent les tests permettront de réduire la variabilité des résultats, souvent liée à des différences dans les conditions expérimentales ou dans l’utilisation du matériel. En proposant des protocoles mieux maîtrisés, le projet contribuera à limiter le stress ressenti par les animaux, ce qui se traduit non seulement par une amélioration de leur bien-être, mais aussi par une meilleure qualité des données recueillies. Parallèlement, l’harmonisation des pratiques offrira un cadre plus clair pour la formation et l’accompagnement des expérimentateurs renforçant leur formation, leur autonomie et leur efficacité dans la conduite des expériences. Ce travail favorisera la mise en place de modèles expérimentaux plus robustes et plus représentatifs, capables de mieux prédire les phénomènes sensoriels étudiés. Cela constitue un enjeu majeur pour progresser dans la compréhension des troubles auditifs et vestibulaires, qui représentent une problématique importante de santé publique. En parallèle, l’amélioration de la reproductibilité et de la comparabilité des résultats obtenus entre différents laboratoires contribuera à réduire le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des données significatives. Le projet illustre la volonté de maximiser la valeur scientifique de chaque expérimentation tout en minimisant le recours et l’impact sur les animaux. Au-delà de l’amélioration immédiate des pratiques, le projet contribue à inscrire la recherche dans une dynamique durable et responsable, répondant aux attentes de la société en matière d’éthique et de transparence. En résumé, ce projet représente une opportunité importante pour : - Renforcer la qualité et la fiabilité des recherches actuelles, - Améliorer le bien-être des animaux utilisés, - Offrir une meilleure formation aux expérimentateurs, - et préparer des avancées scientifiques qui bénéficieront à terme à la santé humaine. Il constitue ainsi un levier pour faire progresser à la fois les pratiques expérimentales et les perspectives cliniques dans le domaine de l’audition et de l’équilibre.
Procédures
Tests auditifs standards réalisés sous anesthésie générale, d'une durée de 30 à 45 minutes, pouvant être répétés jusqu'à six fois par animal. Evaluation des réflexes acoustiques : un test réalisé une à deux fois par animal pendant 30 minutes sous sédation légère, un autre sur deux à trois sessions consécutives de 45 minutes sur animal éveillé, répétable sur plusieurs semaines. Induction d'un traumatisme sonore par exposition unique de deux heures à 100 décibels sur animal éveillé, suivie de contrôles auditifs post-exposition sous anesthésie générale. Intervention chirurgicale d'une heure sous anesthésie générale pour l'implantation d'électrodes sur le crâne, suivie d'enregistrements physiologiques de 30 minutes réalisés une à deux fois par animal sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Ce projet ne concerne que des procédures de classe légère et modérée. Bien que les techniques de mesure auditive soient qualifiées de non invasives, plusieurs effets indésirables ponctuels et réversibles peuvent survenir. La manipulation et la contention physique nécessaires au positionnement dans les cabines de test induisent un stress aigu caractérisé, une accélération du rythme cardiaque. Une anesthésie injectable est requise pour certains enregistrements, il peut survenir une dépression cardiorespiratoire transitoire, une hypothermie rapide (1 à 2 °C en quelques minutes) lors de l’induction, ainsi qu’une période de désorientation post-réveil pouvant aller jusqu’à quelques heures. Le confinement dans des espaces réduits par rapport à l’hébergement standard, combiné au transport entre animalerie et salle d’expérimentation (vibrations) génère un stress multisensoriel. Enfin, dans les rares cas où se déclareraient les critères d’arrêt prédéfinis: une perte de poids atteignant ou dépassant 10 % du poids initial traduisant une détresse métabolique et déshydratation, des altérations faciales (score de grimace modifié) révélant une souffrance douloureuse non contrôlée, un pelage hirsute témoignant d’une défaillance de régulation de la température corporelle ou nutritionnelle, et un retrait comportemental caractéristique d’une anxiété ou d’une détresse physiologique majeure.
Devenir
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront systématiquement euthanasiés. Aucune réutilisation ne sera envisagée, afin de garantir à la fois leur bien-être et l’absence de biais expérimental liés aux procédures déjà subies.
Remplacement
Plusieurs approches alternatives existent dans le domaine de l’audition, notamment les cultures cellulaires, les organoïdes, les modèles tissulaires ex vivo et les outils de modélisation informatique. Ces approches ne permettent pas de reproduire l’organisation multi-échelle et la dynamique fonctionnelle du système auditif. Les modèles cellulaires, tissulaires et organoïdes auditifs, ne permettent pas encore de simuler la complexité anatomique et physiologique du système auditif complet, ni de prendre en compte les réponses comportementales ou l’intégration corticale des sons. Quant aux modèles informatiques ou mathématiques, ils reposent sur des simplifications nécessaires qui ne capturent pas la totalité des processus physiopathologiques ni les réponses de l’organisme dans son ensemble. Ainsi, bien que ces alternatives contribuent à améliorer nos connaissances, elles ne suffisent pas à répondre aux objectifs visant à étudier le fonctionnement global du système auditif, l’évolution des atteintes auditives et l’évaluation de stratégies thérapeutiques dans un contexte physiologique réaliste. Dans ce cadre, l’utilisation d’animaux vivants demeure indispensable. Elle permet de travailler dans un environnement anatomique et biologique complet, de prendre en compte la variabilité interindividuelle et d’évaluer à la fois les réponses physiologiques et comportementales aux stimulations sonores ou aux traitements. La souris est particulièrement adaptée à ces recherches : son système auditif est proche de celui de l’homme, tant au niveau de l’organisation cellulaire et moléculaire que des mécanismes de transduction et de plasticité neuronale. De plus, la disponibilité de nombreuses lignées génétiquement modifiées permet d’explorer le rôle de gènes impliqués dans les surdités humaines, tandis que la rapidité de son cycle de vie et la standardisation des protocoles garantissent la reproductibilité et la robustesse des résultats.
Réduction
La stratégie expérimentale retenue pour ce projet a été conçue de manière à limiter au maximum l’utilisation d’animaux, tout en assurant la robustesse scientifique et la fiabilité des résultats. Le nombre d’animaux prévu a été déterminé à partir d’une analyse de puissance statistique. Nous utilisons la méthode adaptée aux données appariées. Cette approche permet d’estimer un effectif compris entre 10 et 15 animaux par groupe selon les procédures, garantissant un dimensionnement précis et évitant aussi bien la sous-utilisation que la surutilisation d’animaux. Tout au long du projet, l’inclusion des deux sexes est prévue afin d’éviter de multiplier les expérimentations futures et d’assurer la représentativité des résultats. L’ensemble des protocoles est conçu pour minimiser le stress et la souffrance des animaux, conformément au principe de raffinement, ce qui contribue également à obtenir des données de meilleure qualité.
Raffinement
Ce projet ne concerne que des procédures dont la mise en œuvre ne devrait se traduire ni par une dégradation de l’état de santé de l’animal ni par des douleurs importantes. Si nous observions un comportement anormal en termes de santé (perte de poids, du pelage, etc.) dès l’initiation de l’intégration dans un groupe expérimental, l’animal serait immédiatement pris en charge. Selon la situation, des soins appropriés seront apportés (ajout du gel nutritif, maintien au chaud, soins locaux). Si nécessaire, une mise à mort sera effectuée afin d’éviter toute souffrance. L’emploi d’analgésiques et d’anesthésie sera systématique tout comme l’application d’un gel ophtalmique lors des chirurgies de souris adultes. Les animaux anesthésiés seront gardés sur un tapis chauffant jusqu’à leur réveil complet puis remis dans une cage propre et pourvue d’une coupelle de gel nutritif hydratant. Les animaux opérés seront auscultés et pesés tous les jours par l’expérimentateur pendant une semaine détecter et traiter les éventuels signes d’inconfort sur la base d’observations cliniques établies.
Choix des espèces
Les souris ont été choisies pour ce projet en raison de leurs caractéristiques biologiques et comportementales qui permettent d’étudier de manière fiable les fonctions auditives et les réponses aux stimulations sonores. Leur petite taille, leur cycle de vie relativement court et la grande connaissance scientifique accumulée sur cette espèce facilitent la planification des suivis longitudinaux et le développement de méthodes reproductibles. Les souris utilisées dans ce projet auront entre 4 semaines et 5 mois. Elles seront assez âgées pour que l’audition soit pleinement développée, mais suffisamment jeunes pour que les fonctions auditives restent intactes et que les tests soient réalisables. Cela permet d’obtenir des résultats précis sur l’impact du bruit sur l’audition.
Évaluation préclinique de méthodes de transfert de gènes in vivo dans des modèles de souris pour l’immunothérapie cellulaire
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Troubles nerveux
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système immunitaire
- Système nerveux
- Système respiratoire
Objectifs
Les traitements qui utilisent les propres cellules de défense du patient pour attaquer les cellules cancéreuses ont déjà permis d’importants progrès, notamment contre certains cancers du sang. Ces thérapies, dites « personnalisées », reposent sur la reprogrammation des cellules immunitaires afin qu’elles reconnaissent spécifiquement les cellules malades. Leur fabrication reste cependant complexe : elle nécessite de prélever les cellules du patient, de les modifier en laboratoire, puis de les réinjecter, ce qui prend du temps et coûte cher. Ce projet explore une approche plus simple : faire en sorte que cette reprogrammation ait lieu directement dans l’organisme grâce à l’administration d’un produit porteur d’instructions génétiques. Ce produit, appelé vecteur thérapeutique, agit comme un messager qui délivre les informations nécessaires aux cellules de défense pour qu’elles apprennent à reconnaître les cellules cancéreuses. Les essais seront menés chez la souris, dans des modèles reproduisant certaines fonctions du système immunitaire humain. Ces modèles permettent d’étudier la faisabilité et la sécurité de l’approche dans un environnement vivant. Les tests concerneront différents types de cancers, notamment du sang, du cerveau et de l’œil. Objectif général : évaluer la possibilité de déclencher directement dans l’organisme la production de cellules de défense capables d’éliminer les cellules cancéreuses, afin de préparer de futures applications en immunothérapie.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à valider des vecteurs thérapeutiques (=plateformes de transfert génétique) capables de reprogrammer directement les cellules immunitaires dans l’organisme, sans passer par les étapes complexes de fabrication en laboratoire propres aux immunothérapies cellulaires traditionnelles. En supprimant le besoin de prélèvement, de modification ex vivo et de réinjection des cellules du patient, ces approches pourraient transformer l’accès aux thérapies personnalisées. Les approches évaluées dans ce projet pourraient permettre une administration plus simple et plus rapide, sans étape préalable de préparation personnalisée, et s’adapter à différents contextes cliniques, y compris dans des environnements où l’accès aux thérapies avancées est limité. Les plateformes évaluées dans ce projet pourraient permettre une administration rapide, potentiellement « à la demande », sans conditionnement préalable, et s’adapter à différents contextes cliniques, y compris dans des environnements où l’accès aux thérapies avancées est limité. À court terme, les expériences menées sur des modèles de souris reproduisant certaines fonctions du système immunitaire humain permettront de mieux comprendre la distribution, l’efficacité et la tolérance de ces vecteurs dans l’organisme.À court terme, les expériences menées dans des modèles de souris humanisées permettront de mieux comprendre la distribution, l’efficacité et la tolérance de ces vecteurs in vivo. Ces données bénéficieront à la recherche translationnelle et au développement industriel de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Procédures
Dans un premier groupe, les souris éveillées (vigiles) sont injectées une ou deux fois dans le sang (geste de quelques secondes). Un à deux jours plus tard, elles reçoivent une injection unique en quelques secondes (sur animal vigile). Des prises de sang ponctuelles (moins de dix secondes) sont réalisées sur les animaux vigiles Dans un second groupe, des cellules sont injectées aux animaux vigiles soit dans une veine, soit dans l’abdomen (geste très rapide). Dans un troisième groupe, des cellules sont injectées soient dans le cerveau soit dans l’œil des animaux. Ces gestes sont réalisés sous anesthésie générale et durent environ 20 à 30 minutes. Une semaine à dix jours plus tard, les animaux des groupes 2 et 3, reçoivent deux injections à 24h d’intervalle (sur animal vigile durée de chaque geste inférieur à 10 sec). La croissance de la tumeur est ensuite suivie une à deux fois par semaine à l’aide d’images prises sous une courte anesthésie de quelques minutes. Des prises de sang ponctuelles peuvent également être nécessaires (sur animal vigile durée du geste inférieur à 10sec).
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés dans ce projet recevront des injections contenant du matériel génétique destiné à modifier certaines cellules de défense. Ces injections, réalisées par voie intraveineuse, sont habituellement bien tolérées et ne provoquent qu’une gêne passagère au point d’injection. Dans de rares cas, une réaction plus marquée peut survenir, se traduisant par une baisse d’activité, une perte de poids ou une inflammation au point d’injection. Dans certaines expériences, des cellules tumorales humaines seront implantées afin d’étudier la réponse du système immunitaire. La croissance de ces tumeurs pourra entraîner différents signes selon leur localisation. Lorsque la tumeur se développe dans le sang ou dans plusieurs organes, les animaux peuvent présenter une perte de poids ou une baisse d’activité en fin de suivi. Dans les modèles de tumeur cérébrale, des troubles de la coordination ou de la posture peuvent apparaître. Dans les modèles oculaires, l’augmentation du volume tumoral peut provoquer une gêne visuelle ou une inflammation de l’œil. Dans les modèles localisés dans d’autres organes, une gêne abdominale ou respiratoire peut survenir si la tumeur comprime les tissus voisins. Les produits testés ont été choisis pour leur bonne tolérance dans des études antérieures. Des réactions transitoires, telles qu’une légère baisse d’activité ou une perte de poids temporaire, peuvent toutefois survenir.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem
Remplacement
Avant tout essai chez l’animal, les vecteurs thérapeutiques de transfert génétique envisagées dans ce projet seront testées sur cellules humaines en laboratoire (in vitro). Ces essais permettront d’évaluer leur efficacité, leur capacité de ciblage, et leur absence de toxicité directe. Cependant, ces modèles in vitro ne peuvent pas reproduire les conditions biologiques d’un organisme vivant, comme la distribution dans tout le corps, la complexité des interactions cellulaires ou la réponse immunitaire intégrée. L’objectif de ce projet est d’évaluer, dans un environnement plus proche de la réalité humaine, la capacité de ces vecteurs thérapeutiques à reprogrammer des cellules immunitaires directement dans l’organisme. Ces approches nécessitent un système vasculaire fonctionnel et un environnement immunologique actif, qui ne peuvent être reproduits qu’in vivo.
Réduction
Le projet a été conçu pour limiter au maximum le nombre d’animaux tout en garantissant des résultats fiables. Des outils d’imagerie non invasifs permettent de suivre l’évolution des tumeurs et des cellules modifiées chez les mêmes animaux tout au long de l’étude. Cela évite des prélèvements intermédiaires et réduit le nombre total d’animaux nécessaires. Les analyses réalisées après la fin de l’expérience combinent plusieurs approches sur les mêmes tissus, afin d’obtenir le plus d’informations possible pour chaque animal
Raffinement
Plusieurs mesures sont mises en place dans ce projet pour limiter les nuisances sur le bien-être animal et garantir une surveillance attentive tout au long des protocoles. À leur arrivée, les animaux bénéficient de quelques jours d’acclimatation afin de s’habituer à leur environnement. Les gestes nécessitant une grande précision, comme les injections dans le cerveau ou dans l’œil, sont réalisés sous anesthésie générale. En revanche, les injections réalisées dans la veine ou dans la cavité abdominale (pour l’administration de cellules immunitaires ou tumorales) ne nécessitent pas d’anesthésie. Elles sont effectuées en contention douce afin de réduire le stress ressenti par l’animal. Des soins sont prodigués avant et après les interventions pour prévenir toute douleur ou inconfort : maintien de la température corporelle pendant et après l’acte, surveillance rapprochée, et alimentation hydratante jusqu’à la récupération complète après anesthésie. Les animaux sont suivis quotidiennement pendant les périodes critiques, notamment les deux semaines suivant les injections de vecteurs thérapeutiques, y compris les week-ends et jours fériés. En dehors de ces phases à risque, le suivi est assuré à une fréquence adaptée à l’état des animaux, conformément aux recommandations éthiques et vétérinaires. En cas de réaction légère, des soins de soutien (réhydratation, alimentation enrichie) sont proposés. Si des signes de souffrance plus marqués apparaissent ou s’aggravent, l’animal est retiré de l’étude et une euthanasie indolore est pratiquée pour éviter toute douleur prolongée.
Choix des espèces
La souris est l’espèce la plus utilisée en recherche biomédicale car elle offre un bon compromis entre la pertinence scientifique et le respect du bien-être animal. Sa petite taille, sa biologie bien connue et la disponibilité de nombreux outils génétiques permettent de mener des études fiables en appliquant rigoureusement les principes de réduction et de raffinement des procédures. Dans ce projet, des souris dites “humanisées” sont utilisées : elles possèdent un système immunitaire humain, ce qui permet d’étudier des traitements ciblant des cellules humaines dans un organisme vivant. Ce modèle de souris humanisée est reconnu comme l’un des plus pertinents pour les études d’immunothérapie car il permet de répondre à la question scientifique dans des conditions expérimentales bien contrôlées, tout en respectant les principes éthiques des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement). L’utilisation de la souris réduit le nombre d’animaux nécessaires grâce à des méthodes de suivi non invasives et permet d’appliquer des mesures de raffinement limitant la douleur et le stress. Les souris seront utilisées à l’âge adulte, entre 8 et 16 semaines, afin qu’elles aient terminé leur croissance et présentent un état physiologique stable. Ce stade correspond au jeune adulte et permet d’éviter les variations liées à la croissance ou au vieillissement. Bien que ces animaux soient immunodéficients, leur utilisation à ce stade garantit de meilleures conditions pour la greffe de cellules humaines et la mise en place d’un modèle humanisé fiable. Des groupes d’animaux d’âge similaire seront utilisés pour chaque protocole afin de limiter la variabilité expérimentale.
Evaluation du potentiel souche des kératinocytes épidermiques sur un modèle de substituts de peau de nouvelle génération pour la régénération cutanée
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
Objectifs
En raison de sa fonction protectrice, la peau est un organe indispensable à la survie de l’organisme. Lors d’agressions importantes, telles qu’une brûlure du troisième degré, la peau n’est plus capable de cicatriser spontanément. L’étendue de la brûlure et le risque élevé d’infection associé peut engager le pronostic vital de l’individu. La prise en charge des victimes de brûlures sévères se base sur l’utilisation de substituts de peau préparés avec les cellules du patient. Cependant, la longueur du procédé de fabrication peut mettre en jeu la vie du patient. La présence et le maintien de cellules souches épidermiques sont nécessaires à la bonne prise de greffe et à l’efficacité de recouvrement à long terme. Pour cela, nous avons développé et optimisé un milieu de culture sans sérum animal, permettant le maintien du potentiel de croissance in vitro de ces cellules à long terme et de leur capacité à former une peau reconstituée. L’objectif du projet est de valider l’efficacité in vivo et sur le long terme d’un substitut de peau humain préparé in vitro dans ces conditions optimisées correspondant aux exigences réglementaires d’un médicament et donc susceptible de servir de bio-pansements lors de greffe de peau.
Bénéfices attendus
Ce projet devrait permettre d’évaluer le devenir et le maintien à long terme de cellules souches dans un greffon cutané humain pour favoriser une bonne prise de greffe, la maturation de la peau et son auto-renouvèlement tout au long de la vie d’un patient. Cette étape permettrait une avancée significative vers la conception de nouveaux substituts cutanés pouvant servir de bio-pansements lors de greffes de peaux chez l’Homme (ex : grands brulés avec 3500 cas graves par an en France).
Procédures
Les animaux seront hébergés individuellement 2 jours avant la chirurgie et pendant toute la durée de l’expérience (14 jours). Les animaux, sous anesthésie générale, seront soumis à une greffe de peau reconstituée sur le dos pour une durée moyenne de chirurgie de 15 à 20 minutes par souris.
Impact sur les animaux
L’anesthésie par injection peut provoquer chez les animaux une légère apathie au réveil pendant une ½ journée. Le retrait d’un morceau de peau et la greffe peuvent entrainer chez les animaux une douleur modérée et une légère déshydratation pendant 4 jours. Un stress peut être induit par la nécessité de placer les animaux en hébergement individuel le temps de la procédure (14 jours) pour éviter que les souris endommagent les greffons de leurs congénères, notamment par grattage. Il y a un risque d’infection de la plaie qui conduit à la sortie de l’animal de l’étude.
Devenir
L'euthanasie de tous les animaux inclus dans l’étude est nécessaire pour analyser au niveau histologique, cellulaire et moléculaire les substituts de peau greffés. Ces analyses viendront compléter les observations visuelles de la plaie et permettre de conclure à l’efficacité du substitut cutané.
Remplacement
Malgré l’existence de modèles d’études de réparation cutanée impliquant des cultures de cellules et des reconstructions de substituts de peau humaine en 3 dimensions, les mécanismes physiopathologiques mis en jeu lors d’une greffe et des processus de cicatrisation ne peuvent être reproduits en laboratoire. Par exemple, les modèles de cicatrisation ex vivo qui reproduisent plus fidèlement la peau humaine sont limités par exemple par l’absence de mécanismes de coagulation ou d’inflammation. Le remplacement par des modèles in vitro ou ex vivo n’est ainsi pas possible ici car seul un modèle animal permet de rendre compte de la complexité de la réparation tissulaire à long terme à la suite d’une xénogreffe, permettant ainsi d’atteindre les objectifs du projet.
Réduction
Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, des premières études in vitro de culture cellulaire en 3 dimensions ont été effectuées pour valider la non toxicité et la fonctionnalité biologique de la peau greffée préparée dans des milieux de culture de composition compatible avec les critères d’exigence d’une future utilisation en clinique. Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, les effectifs sont déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques appropriés.
Raffinement
Le bien-être des animaux sera assuré par l’utilisation de moyens d’enrichissement du milieu de vie des animaux par une visite quotidienne et la mise en place d’une anesthésie et analgésie avant, pendant et après la chirurgie. Pour pallier l’éventuelle perte de poids des animaux, une alimentation riche sous forme gélifiée sera placée au fond de chaque cage. En cas de déshydratation, des injections sous cutanées de liquide physiologique seront réalisées. En cas d’absence d’amélioration de leur état général, les animaux seront euthanasiés. Afin de réduire la souffrance animale. Une grille de suivi des animaux est mise en place et des points limites sont définis pour guider la mise en place de traitements adaptés ou la décision d’euthanasier les animaux.
Choix des espèces
Les souris seront utilisées au stade du jeune adulte (8 semaines). Ce choix résulte d’un compromis pour utiliser des souris à un stade de développement suffisamment avancé pour s’affranchir du cycle de croissance des souris (pouvant entrer en jeu dans les processus de greffe et de cicatrisation) mais suffisamment jeune pour s’affranchir des processus de vieillissement de la souris. Dans un premier temps, nous avons choisi l’espèce de souris sans thymus car c’est un modèle largement décrit dans la littérature pour évaluer la greffe et la cicatrisation de la peau humaine. De plus, ce choix vise à standardiser ce modèle de greffe de peau entre plusieurs laboratoires impliqués dans un projet de recherche commun. Le choix d’une deuxième lignée de souris pour rechercher une possible amélioration de notre modèle de greffe est basé sur des publications montrant le succès de greffes de substituts cutanés dans cet autre modèle.
Effet des hormones sexuelles sur la cornée
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
L'œil est protégé par une surface transparente : la cornée. Il s’agit du tissu contenant le plus de nerfs du corps humain. L’extrémité des nerfs se trouve à la surface de la cornée afin de capter les stimulations et agressions extérieures. Ces nerfs confèrent une grande sensibilité à la cornée qui est elle-même protégée par les larmes (rendant la surface de l'œil en permanence humide). Tous ces éléments fonctionnent ensemble formant un équilibre fragile. La moindre atteinte de cet équilibre peut entraîner des défauts de la cornée pouvant eux-mêmes rendre aveugle le patient. Cette situation se déroule typiquement dans la maladie que l’on appelle la kératite neurotrophique, une maladie neuro-dégénérative rare touchant 5 personnes sur 10 000 en Europe. Elle entraîne la mort des nerfs et donc à terme une perte de sensibilité et de vision. A l’heure actuelle, les traitements disponibles sont limités (gouttes) et les formes sévères de la maladie nécessitent une greffe de cornée. Or, la greffe reste une intervention lourde avec un taux de rejet élevé en plus d’une efficacité souvent temporaire. On se trouve en impasse thérapeutique où le manque de connaissances sur le fonctionnement de la cornée et son environnement constitue un frein majeur à l’avancée scientifique. Une étude préliminaire menée par notre équipe a mis en évidence une différence significative de sensibilité cornéenne entre souris mâles et femelles. Notre projet vise donc à explorer cette différence de la cornée due au sexe et à en évaluer les conséquences sur la fonctionnalité cornéenne, en particulier sur les mécanismes de cicatrisation. L’objectif à long terme est de mieux comprendre les interactions neurones/hormones dans la cornée afin de contribuer au développement de nouveaux traitements plausibles.
Bénéfices attendus
La kératite neurotrophique étant en impasse thérapeutique, comme d’autres pathologies de la cornée, notre projet a pour but de déterminer et mettre en place de nouvelles thérapies innovantes. La première étape de cet objectif est de mieux comprendre et détailler le fonctionnement de la cornée, notamment dans les différents sexes. En étudiant l’impact des hormones sur la cicatrisation de la cornée, le projet permet alors de développer des nouvelles thérapies en médecine personnalisée. On s’adapterait ainsi au patient et à ses conditions (sexe, grossesse, variations hormonales).
Procédures
Manipulées par nos soins, les souris, même si aucune douleur n’est causée lorsqu’elles sont simplement tenues, risquent d’éprouver du stress. Seront limitées au maximum les anesthésies, les durées et le nombre des manipulations. La testostérone (hormone masculine) et l’oestrogène (hormone féminine) seront injectées juste sous la peau de la nuque chez des souris endormies à l’aide d’un gaz. C'est une intervention très rapide qui prend moins d'une minute par souris. Celle-ci peut légèrement influencer le comportement des animaux : agressivité mineure, hyperactivité faible.
Impact sur les animaux
La modélisation d’une blessure de la cornée chez la souris pourra impliquer une douleur passagère dans les 72h suivant la manipulation, douleur comparable à une sensation d’irritation causée par la présence d’un grain de sable dans l'œil. Aussi, le stress d’être manipulé peut être retenu.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés afin d’étudier l’effet de la maladie sur les structures de l’œil : la cornée et ses annexes.
Remplacement
Les systèmes de cellules isolées ne permettent pas de reproduire la complexité d’un organe entier qui dépend des hormones, ce qui rend indispensable l’utilisation d’un modèle animal, en particulier la souris, notamment grâce à l’utilisation de souris sans organes génitaux primaires : ovaires et testicules +/- traitées à la testostérone et l’oestrogène.
Réduction
Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux et de respecter la règle des 3R, un calcul est réalisé à l’aide d’un logiciel. Cette analyse nous permet d’optimiser la quantité d’animaux tout en garantissant un nombre suffisant de souris par condition pour effectuer par la suite les tests statistiques nécessaires. Cette estimation rigoureuse vise à assurer la robustesse des résultats tout en évitant la reproduction inutile des expériences.
Raffinement
Pendant la période d’acclimatation, les procédures habituelles seront appliquées : contacts et observations quotidiens par les soigneurs, hébergement en groupe d’au moins deux individus, et mise en place d’un environnement adapté et enrichi. La durée et la répétition des expérimentations sont rigoureusement réfléchies, afin de limiter au maximum les contraintes pour les animaux, notamment en évitant toute anesthésie répétée. Pendant le traitement à la testostérone, les souris ne sont pas maintenues entre nos mains. Elles sont simplement anesthésiées à l’aide d’un gaz, ce qui permet de réaliser l’injection sans induire de stress important. L’administration sous-cutanée permet une libération prolongée, limitant les pics hormonaux et les manipulations répétées. L’état général, le poids, et le comportement des animaux seront suivis régulièrement pour détecter toute anomalie. Si nécessaire, un animal présentant des signes de souffrance ou d’effet secondaire sera retiré de l’expérimentation et pris en charge conformément aux recommandations vétérinaires. L’animal sera placé sous anesthésie générale durant toute la durée de l’abrasion cornéenne, avec l’administration de médicaments anti-douleur et anesthésiques appropriés. L’animal est suivi les heures et jours suivant la procédure ainsi en cas de signes de douleur, il sera pris en charge immédiatement. L'œil est formé de telle manière qu’une abrasion superficielle comme celle-ci n’impactera en rien l’intégrité de l'œil, mais simplement la couche la plus superficielle de la cornée.
Choix des espèces
La lignée de souris utilisée présente une grande variabilité génétique en raison de l’absence de consanguinité, ce qui en fait un modèle proche des lignées sauvages. Elle permet ainsi d’étudier l’impact des hormones sur le microenvironnement cornéen en étant un modèle très satisfaisant pour la reproductibilité chez l’Homme. Nous débutons nos traitements hormonaux sur des souris âgées 6 et 9 semaines, car c’est à cet âge que la cornée est mature ce qui permet d’éviter des fluctuations hormonales susceptibles de fausser les résultats.
Evaluation des activités anti-angiogénique de vecteur AAV codant pour des protéines anti-VEGF et anti-Angopoiétine2 chez le rat
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
Objectifs
La dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) concerne plus d’un million de personnes en France, sa fréquence d'apparition augmente avec l’âge ; elle est ainsi la première cause de cécité des personnes de plus de 50 ans. L’objectif de ce projet est de développer un meilleur traitement pour traiter la dégénérescence maculaire lie à l'âge (DMLA). Aujourd'hui, les traitements consistent en des injections intraoculaires de médicaments, chez les patients, qui doivent être renouveler, entre douze et 6 fois par ans, et ceci à perpétuité. Cette régularité et consistance de traitement est essentiel pour conserver le bénéfice du traitement et d'éviter la perte de vision qui est progressive chez ces patients. Dans les faits, la plupart des patients arrêtent ces traitements après 2 à 5 ans, et perdent le bénéfice en termes de vision. En plus d'être douloureuses pour les patients, ces injections intra oculaire présentent un risque mineur de complication à chacune de ces interventions. Chez ces patients qui sont généralement âgée de plus de 65 ans, il est aussi plus complexe logistiquement d'organise ces suivis répétés, pour une population qui est en croissance et déjà forte de plusieurs millions rien qu'en France. Nous souhaitons développer une thérapie génique qui permettrait en une seule injection chez le patient, de traiter la cause de la DMLA. Cette approche permettrait à l'œil de produire directement et en continue, les molécules thérapeutiques qui empêchent la progression de la DMLA. Ainsi, nous espérons améliorer la vision des patients a long terme, faciliter le traitement pour les patients, leurs aidants, ainsi que pour les services de santé. L'objectif de notre projet est donc d’évaluer l’efficacité de candidats thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Les traitements actuels de la DMLA humide sont administrés par injection intravitréenne tous les 1-2 mois afin de maintenir des niveaux efficaces du médicament dans l’œil. Néanmoins, le poids de ce type de traitement pour les patients, leurs familles et les organismes de soins est tel que la fréquence des injections nécessaires pour contrôler efficacement la maladie n’est souvent pas respectée. Le projet proposé vise à développer une approche thérapeutique nécessitant une injection oculaire unique chez les patients, qui pourront eux même produire les molécules thérapeutiques à un niveau optimal et sur le long terme. Cela a pour objectifs, une meilleure prise en charge clinique des patients et de leurs maladies, ainsi qu’une amélioration de leur qualité de vie.
Procédures
Pour recréer la maladie dans la rétine, nous utiliserons un laser pendant que l'animal est profondément endormi. Cette opération est réalisée une seule fois sur les deux yeux et dure 10 minutes au total. L'administration du traitement est faite en amont par une piqûre directement dans l'œil, toujours pendant que l'animal dort et ne ressent pas de douleur. Ce geste est également effectué une seule fois, dans les deux yeux, et ne prend que 5 à 10 minutes par animal. L'observation des vaisseaux sanguins (angiographie) se fera également pendant que l'animal dort. Cet examen sera réalisé sur les deux yeux (entre 1 et 5 fois maximum) et dure 15 minutes au total.
Impact sur les animaux
Toutes les procédures ont lieu sous anesthésie générale de l’animal. Dès l’injection de l’anesthésique, les animaux seront placés dans une cage séparée sur tapis chauffant en attendant la suite de la procédure pour un endormissement paisible de l’animal. Une application de gel ophtalmique sera réalisée afin d’éviter la sécheresse oculaire. Les différentes procédures sur l’œil telle que les injections intravitréennes (IVT), injections sous rétiniennes (SRI) ou la photo coagulation laser induisent une douleur modérée. L’anesthésie générale et l’analgésie suffisent à éviter la douleur. De plus, une anesthésie locale du globe sera réalisée. Elles seront également réalisées sur tapis chauffant pour éviter toute diminution de température de l’animal. A l'issue de ces étapes, une pommade ophtalmique sera appliquée afin de prévenir toute réaction inflammatoire ou infection de l'œil. La procédure d’angiographie est une technique d'imagerie exploratoire non invasive. Elle ne génère aucune douleur et l’anesthésie générale est utilisée pour éviter le stress de la contention et permettre un examen plus rapide en immobilisant l’animal. Pour leur réveil, les animaux seront maintenus sur un tapis chauffant, chaque animal recevra un bolus de sérum physiologique en sous cutanée avant le réveil pour éviter toute déshydratation. Les animaux seront contrôlés jusqu’aux premiers signes de réveil (mouvements de tête par ex.) puis replacés dans leur cage. Aucune procédure de cette demande d’autorisation ne doit provoquer douleur, perte de poids ou de mobilité, ni modifier le comportement. Tout est mis en œuvre afin d’éviter ces nuisances ou effets indésirables
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort à la fin de chaque procédure afin de mesurer la performance des molécules testées, et réaliser des analyses moléculaires.
Remplacement
Afin de réduire le nombre de candidats thérapeutiques évalués in vivo, un criblage et une validation a d’abord été réalisée in vitro. Cela a permis de sélectionner parmi plusieurs dizaines de candidats thérapeutiques, ceux dont l’expression et l’activité biologique étaient la meilleure. En bref, ce criblage a été réalisé sur lignées cellulaires humaines, puis sur explants de rétine porcine. Cela nous a aussi permis d’optimiser les séquences des candidats. Par ailleurs, il n'existe pas de modèle in vitro représentatif de la DMLA exsudative, c’est pourquoi, avoir recours à un œil sur animal vivant est indispensable afin d’évaluer l’effet thérapeutique de nos candidats optimisés sur un organisme entier et fonctionnel.
Réduction
Des études pilotes sont prévues afin de standardiser au mieux les différentes procédures expérimentales et réduire de façon importante le nombre d'animaux à utiliser et obtenir des résultats statistiquement exploitables. Les études longitudinales d’imagerie permettent également de réduire le nombre d’animaux utilisés en gardant le même animal pour plusieurs temps après l’induction de la maladie.
Raffinement
Les rats seront par ailleurs stabulés 2 par cage avec un environnement enrichi afin de réduire le stress. Les animaux seront anesthésiés et analgésie lors des procédures, afin de limiter le stress de la manipulation et de la contention ainsi qu'une douleur éventuelle. En cas d’observation de signes de douleurs, au moment des procédures, une administration supplémentaire d'anesthésiques et/ou d’analgésique, sera réalisée. En complément, un analgésique sera instillé localement, dans le sac conjonctival inférieur pour éviter toute douleur au niveau du globe. De plus, un gel ophtalmique sera appliqué pendant chaque anesthésie pour éviter la sécheresse oculaire. Afin de limiter le risque d’hypothermie, les animaux seront endormis dans une cage séparée sur tapis chauffant, conserve sur celui-ci lors des procédures d’injection oculaire et lors du réveil. Afin de limiter le risque de déshydratation, chaque animal recevra un bolus de sérum physiologique en sous cutanée avant le réveil. En cas de blessure ou de souffrance non liées à la procédure (type blessures corporelles), un avis vétérinaire sera demandé afin de définir le devenir de l'animal.
Choix des espèces
Le rat est un modèle très largement utilise et reconnu pour l’évaluation et le développement préclinique de nouveaux médicaments contre la DMLA. Les conditions d'inductions du modèle sont largement décrites dans la littérature, la mise en place du modèle a donc nécessité l'utilisation d'un nombre réduit d'animaux. En l’absence de modèle in vitro, c’est le modèle animal le plus adapté pour notre développement pré-clinique, afin d’évaluer l’efficacité et l’innocuité de notre approche thérapeutique.