Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Travaux pratiques de pharmacologie dans le cadre de la 3ème année de licence Pharmacologie
- Enseignement supérieur
Rats : 120
Objectifs
Ces travaux pratiques de pharmacologie sur différents modèles animaux, rats et souris, sont nécessaires pour illustrer, appréhender, comprendre et évaluer la pertinence de traitements pharmacologiques utilisés chez l’Homme, vu en cours. Il n’existe pas de méthodes alternatives pour l’étude de la clairance rénale, des régulations cardiovasculaires par le système nerveux autonome ou de la nociception qui ne peut pas être modélisée in vitro. En outre, la culture cellulaire, les cellules souches pluripotentes induites, les organoïdes, qui nécessitent des mois de différenciations multiples à partir de cellules souches humaines et qui ne présentent pas de connexions synaptiques complètes ou même de réseaux sanguins ainsi que du matériel de culture de pointe sont inabordables avec nos budgets d'enseignement. Nous réalisons cependant dans d’autres unités d'enseignement des travaux pratiques virtuels utilisant des logiciels de simulation qui sont complémentaires. Les travaux pratiques concernent deux unités d’enseignement de license. Dans le cadre de ces enseignements, les étudiants sont amenés à mesurer lors d’une séance de travaux pratiques la pression artérielle, le rythme cardiaque et la respiration chez le rat anesthésié afin de tester des molécules modulatrices du système nerveuxautonome controlant ces fonctions afin de mieux les comprendre. Un second travail pratique sera de mesurer la clairance rénale chez le rat anesthésié par le dosage d'une molécule qui reflète la diurèse (i.e. excrétion d'urine), et mesurer l’effet d’un médicament diurétique. Enfin dans la deuxième unité d'enseignement, les étudiants étudieront les effets d'un anti-inflammatoire sur le comportement suite à l’administration intraplantaire d'une substance provoquant une douleur courte et d'intensité modérée ainsi que sur l’expression d'un marqueur indirect de l’activité neuronale au niveau spinal chez la souris. Cette séance est organisée sous forme d’un mini-projet qui inclut toutes les étapes d’un projet de recherche préclinique. Cette formation accueille en moyenne 65 étudiants par an donc environ 325 étudiants sur 5 ans.
Bénéfices attendus
Ces travaux pratiques permettront : à court terme d’illustrer et de mieux comprendre des grands concepts pharmacologiques abordés en cours, d’acquérir des compétences pratiques autour de l’éthique et de l’utilisation des animaux et des bonnes pratiques de laboratoire (aseptise du champ opératoire, observation des bonnes pratiques de chirurgie, différences entre le rat et la souris, observation et apprentissage des bons gestes pour la manipulation des animaux). Ces travaux pratiques fondamentaux nécessitent l’utilisation d’animaux vivants (la simulation est par ailleurs utilisée dans d’autres séances). A moyen terme, les étudiants pourront mieux comprendre la physiologie de l’animal, la réponse physiologique à différents stimuli et sa modulation par les médicaments. La procédure 3 organisée sous forme d’un mini-projet qui inclut toutes les étapes d’un projet de recherche préclinique, jusqu’à la rédaction d'un compte rendu des données analysées sous forme d'article scientifique, permettent un premier contact avec l’expérimentation animale en tant qu’observateur. Les étudiants sont sensibilisés au bien-être animal, aux mesures éthiques appliquées et à la réglementation en matière d’expérimentation animale par l'équipe enseignante au début de chaque TP. Ceci constitue pour les étudiants une opportunité de se confronter à cet aspect important de la recherche. Ainsi à long terme, ces travaux pratiques permettent la construction d’une démarche scientifique et d’en aborder les différents aspects, ce qui est essentiel dans une année charnière telle que la troisième année de License (premier stage de 8 semaines et demande de master). Il est important que les étudiants aient pu appréhender le travail avec l’animal en amont de la réalisation de leurs choix de stage et d’orientation.
Procédures
Unité 1 d’enseignement : les travaux pratiques sur la mesure de la pression artérielle/respiration et de la clairance rénale sont des procédures sans réveil. Les animaux subbissent une intervention chirurgicale d'une durée de 45 à 60 min grâce au maintien d'une anesthésie profonde. Il s'agit de 120 rats sur une période de 5 ans. Unité d’enseignement 2 : le travail pratique sur l’effet d'un anti-inflammatoire sur le comportement et l’expression d'un marqueur indirect de l'activité neuronale au niveau spinal, une injection d'un anti-inflammatoire ou sérum physiologique (moins de 1 minute par animal) et 30 minutes après cette injection, les animaux reçoivent une administration d'une substance au niveau de la patte (moins de 1 minute par animal) induisant une douleur de durée limitée et d’intensité modérée de 10 min puis les animaux sont mis à mort.
Impact sur les animaux
Unité 1 d’enseignement : les travaux pratiques sur la mesure de la pression artérielle et la clairance rénale sont des procédures sans réveil et ne doivent pas occasionner de souffrances au-delà de l’injection de l’anesthésique par une expérimentateur formé. Unité d’enseignement 2 : pour le travail pratique sur l’effet d'un anti-inflammatoire sur le comportement et l’expression d'un marqueur indirect de l'activité neuronale au niveau spinal, une injection de l'anti-inflammatoire ou sérum physiologique (moins de 1 minute par animal) et 30 minutes après cette injection, les animaux reçoivent une administration d'une substance au niveau de la patte (moins de 1 minute par animal) induisant une douleur d’intensité modérée et de durée limitée à 10 min puis les animaux sont mis à mort. Ce travail pratique suit les règles éthiques édités par l'International Association for the Study of Pain.
Devenir
Les procédures ne permettent pas de réutiliser les animaux. Les animaux seront donc mis à mort à la fin des procédures.
Remplacement
Ces travaux pratiques de pharmacologie sur différents modèles animaux, rats et souris, sont nécessaires pour appréhender, comprendre et évaluer la pertinence de traitements pharmacologiques chez l’Homme, vu en cours. Il n’existe pas de méthodes alternatives pour l’étude de la clairance rénale, des régulations cardiovasculaires/respiratoires par le système nerveux autonome et encore moins pour la nociception qui ne peuvent pas être modélisés in vitro. En outre, la culture cellulaire, les cellules souches pluripotentes induites, les organoïdes, qui nécessitent des mois de différenciations multiples à partir de cellules souches humaines ne présentent pas de connexions synaptiques complètes ou même de réseaux sanguins et nécessitent du matériel de culture 3D de pointe. Enfin, ces travaux pratiques constituent une première sensibilisation à l'expérimentation animale, à l'éthique et la règle des 3R.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au maximum. Le nombre d'animaux est défini à partir de notre expérience, des données de la littérature et des tests statistiques donnant le nombre nécessaire pour la discrimination des effets (site internet). La mise en commun des résultats de plusieurs groupes de travaux pratiques permet de minimiser la taille des échantillons par groupe d'étudiants. Les données obtenues dans chaque groupe d'étudiants seront regroupées pour l’ensemble de la promotion, ce qui leur permet, malgré tout, d'utiliser des tests statistiques classiques pour analyser les données. Afin de faciliter l’observation des différents gestes techniques sur les animaux nous avons acquis une caméra vidéo spécifique, ainsi nous pouvons avoir des groupes d'étudiants plus importants pour les travaux pratiques, ce qui réduit le nombre de groupes et donc d'animaux. Nous présentons l’origine des animaux et les TP ou expériences scientifiques auxquelles ils ont déjà participé, en cas d’utilisation d’animaux dit de réforme. Enfin l’utilisation de logiciels de simulation dans d’autres unités d'enseignement permettent de réduire, quand cela est possible, le recours à des animaux. Il n’existe pas de méthodes alternatives pour les études proposées qui ne peuvent pas être modélisées in vitro. Nous réalisons cependant dans d’autres unités d'enseignement des travaux pratiques virtuels utilisant des logiciels de simulation qui sont complémentaires.
Raffinement
Les méthodes d’analgésie, d’asepsie, d’enrichissement sont abordées pendant les travaux pratiques afin de sensibiliser les étudiants. Les animaux seront stabulés en groupe avec un nombre dépendant de la surface des cages, conformément à la législation. Un suivi permanent avec rotations du personnel les vacances et les weekends pour assurer notamment un accès ad-libitum à l’eau et la nourriture. En outre, les cages sont enrichies à l'aide de rouleaux permettant aux animaux de se cacher ainsi que de papier de nidification, élément important pour le rat et particulièrement pour la souris. Les signes d’hypothermie (maintien de la température par un système de tapis chauffant), ralentissement de la fréquence respiratoire ou respiration irrégulière ou apnée, cyanose (signe d’hypoxie) seront surveillées lors de la chirurgie. La profondeur d’endormissement sera testée régulièrement par pincement de la patte ou de la queue et le test du réflexe oculaire. Une bonne profondeur d’anesthésie est suffisante pour éviter toute souffrance de l’animal. Des points limites lors des procédures ont été mis en place.
Choix des espèces
Le rat comme la souris sont des espèces de choix reconnu internationalement pour l’étude de la physiopathologie et la pharmacologie. Les rongeurs sont choisis car leurs grandes fonctions, bien que différentes, sont assez proches de celles de l’Homme. De plus, les rats présentent certains avantages par rapport aux souris au niveau technique : taille plus grande pour la chirurgie, la taille de la vessie, la quantité de matériel prélevée permettant les différentes analyses. Ainsi les rats seront utilisés pour deux des trois séances de travaux pratiques . Une séance de travail pratique sera effectué chez la souris. Les souris sont couramment utilisées pour l’enseignement depuis de nombreuses années et dans les études précédentes sur le sujet dans d’autres laboratoires. C’est par ailleurs un des modèles les plus utilisés pour les études comportementales dans le domaine de la douleur. Les modèles utilisés ont déjà été validés dans la littérature et au laboratoire. Les animaux, souris ou rats, seront âgés de 8 à 12 semaines pour la comparaison avec les autres données de la littérature.
Enseignements de Travaux pratiques d’Ecotoxicologie Aquatique
- Enseignement supérieur
Objectifs
Ce projet de formation s’inscrit dans le cadre du programme de Master de Biologie de notre université qui forme des étudiants aux métiers de l’Environnement dans le domaine professionnel des laboratoires, des institutions et des entreprises (suivi de la qualité des milieux, dépollution, recherche en écotoxicologie, etc.). Au cours de la 1ère année du Master, les étudiants suivent des enseignements théoriques, dirigés et pratiques leur permettant de comprendre les phénomènes de pollution et leurs répercussions sur les organismes vivant dans les milieux aquatiques et terrestres. Les travaux pratiques (TP) sont proposés afin de leur montrer de manière très appliquée comment concevoir et mettre en place une expérimentation mimant un problème de contamination dans un milieu aquatique et donc un problème d'altération de sa qualité de l'eau, puis d'utiliser les résultats d’analyse issus de l’expérimentation pour évaluer et mieux comprendre les mécanismes de contamination. Au cours de cette expérimentation, les étudiants suivront la contamination d’unités expérimentales (aquariums) contenant différents types d’organismes aquatiques appartenant à des espèces se situant à des niveaux différents de la chaine alimentaire : végétaux (plantes aquatiques flottantes et enracinées : lentilles d’eau, élodées) et animaux (bivalves : palourdes asiatiques Corbicula fluminea) et poissons zèbre : Danio rerio). La multiplicité des espèces testées permettra aux étudiants de différencier les réponses des espèces face à une contamination de l’eau. Elle permettra aussi aux poissons de se retrouver avec des espèces végétales et animales dans un environnement enrichi, où les conditions artificielles tendront à se rapprocher de conditions plus naturelles. La prise en compte de la température dans cette expérience fait aussi écho au problème de réchauffement climatique, et visera à les sensibiliser aux multiples effets de ce phénomène global sur la qualité de milieux notamment déjà pollués. A l’issue de l’expérience, les étudiants compareront les niveaux de contamination des différentes espèces et auront pris conscience de la nécessité absolue de veiller au bien-être des animaux en expérimentation.
Bénéfices attendus
Au cours de ce TP les étudiants sont sensibilisés et formés à la démarche scientifique et à l’éthique de l’expérimentation animale. L’objectif de ce TP est en effet d’apprendre aux étudiants à concevoir, planifier, mettre en place et suivre une expérimentation avec des animaux : mise en place des aquariums (sédiment, bulleurs, résistances chauffantes…), techniques de manipulation des animaux, suivi de la qualité de l’eau (étalonnage et utilisation de sondes oxygène et pH), suivi du bien-être des organismes (observation et suivi du comportement des organismes, points limites, aliment), suivi de l’exposition (ajout compensé de mercure), description des méthodes de mise à mort réglementaires (mise à mort réalisée par l’enseignant compétent), recueil d’échantillons, élaboration de graphiques et analyse statistique des résultats. En plus d’être formés à la manipulation, au maintien et au suivi du bien-être des poissons, les étudiants acquièrent ainsi les bases pour concevoir et mener à bien, et dans le respect de l’éthique animale (Règle de 3 R), une expérimentation avec des organismes vivants. A l'issue de leurs études supérieures, les étudiants aborderont leur activité professionnelle avec une formation et une expérience préalable à l’utilisation d’animaux à des fins scientifiques.
Procédures
Chaque année, les poissons seront exposés à un contaminant : pendant 7 jours pour 12 poissons ; 14 jours pour 12 poissons supplémentaires et 21 jours pour 12 poissons également. Ces 12 poissons exposés au contaminant jusqu'à 21 jours, auxquels s'ajoutent 6 poissons contrôle, resteront seuls dans leur aquarium respectif pendant 7 jours.
Impact sur les animaux
Vie en milieu contraint, variation de température, exposition au mercure inorganique. Les données expérimentales montrent que le Danio peut vivre dans une gamme de température allant de 6,7 à 41,7°C. In situ, les poissons zèbres sont retrouvés dans des eaux dont la température s’échelonne entre 16,5 et 33°C. A priori une température d’hébergement entre 20°C et 26°C n’induit pas de stress chez le poisson zèbre, en particulier au stade adulte. Concernant l’exposition au mercure, et comme précisé dans le déroulé du projet, la concentration maximale testée (30 μg/L) est inférieure à la LC50 -96h (140 μg de mercure inorganique/L), les concentrations analysées dans l'eau de rivières étant proches de 10 μg/L dans des milieux pollués. Ce travail pratique est effectué depuis plus de 20 ans et aucun signe clinique lié à l’exposition au mercure n’a jamais été observé. Cependant, durant toute la durée de présence des poissons dans le laboratoire (de leur arrivée à la fin de l’expérience), des observations seront faites quotidiennement par les personnes qualifiées et compétentes (conformément à l’article 33). Elles seront attentives à des modifications comportementales (nage anormale, individu stationnaire, individu isolé, déplacement à la surface de l’eau, position anormale dans la colonne d’eau, hyperventilation, baisse de la prise de nourriture.
Devenir
Les poissons en mauvaise santé ainsi que tous les individus ayant suivi la procédure expérimentale seront euthanasiés.
Remplacement
Ces Travaux pratiques s’avèrent indispensables pour les étudiants afin de comprendre les méthodes qu’ils utiliseront dans leur carrière professionnelle. Un tel projet ne peut s'effectuer sur des modèles in vitro. Ces étudiants se destinent aux métiers de l'environnement (pratique d'élevage, échantillonnage de tissus, dosage, comparaison lots témoins/expérimentaux) notamment dans des cabinets d’études chargés de pratiquer des expérimentations animales de toxicologie. Le poisson Danio étant un modèle expérimental classiquement utilisé en recherche et en toxicologie, son utilisation par les étudiants en travaux pratiques s’avère être un prérequis qui leur sera indispensable pour leur futur professionnel. A l'issue de leurs études supérieures, ils aborderont leur activité professionnelle avec une expérience préalable de la manipulation des poissons en ayant déjà pris conscience de la nécessité absolue de veiller à leur bien-être.
Réduction
Le nombre de poissons a été optimisé afin de mettre à mort le moins d’organismes possibles tout en permettant une analyse statistique des résultats. Ce nombre de poissons nécessaires (3 poissons/aquarium) a été soigneusement évalué pour les analyses chimiques de bioaccumulation en se basant sur des tests préalables réalisés au cours d’expérimentations antérieures du laboratoire. Le nombre d’animaux utilisés est ainsi réduit au seuil de pertinence statistique. Ainsi un total de 54 poissons/an (dont 42 poissons faisant l'objet d'une procédure) pour les 18 aquariums et pour toute la durée de l’expérimentation seront nécessaires (soit 210 poissons dans cette demande de saisine pour toute la durée du projet de 5 ans).
Raffinement
Des conditions optimisées au maximum seront offertes aux poissons pendant leur accueil au laboratoire et en expérimentation: faible densité (
Choix des espèces
Le poisson-zèbre (Danio rerio) est une espèce modèle très utilisée en recherche et notamment en écotoxicologie. Les étudiants seront très probablement amenés à l’étudier dans des conditions similaires dans leur vie professionnelle. Ce poisson supporte très bien la stabulation en laboratoire, particulièrement à l’âge adulte. Il mesure à l’âge adulte entre 2 et 3 cm, sa durée de vie est relativement courte (3 ans). Sa taille permet de le prélever au cours de l’expérimentation sans perturber l’écosystème simplifié que représente l’aquarium avec les autres espèces et le fond sablo-vaseux. En expérimentation, il supporte très bien l’environnement de l’unité expérimentale (aquarium) d’un volume de 10 L d’eau douce, à raison de 3 poissons par unité expérimentale. Rappelons ici que notre étude ne concerne pas une exposition à un polluant par une toxicité aigüe entraînant la mort de l’animal mais à une toxicité chronique à doses modérées. Le poisson-zèbre (Danio rerio) est une espèce modèle très utilisée en recherche et notamment en écotoxicologie. Les étudiants seront très probablement amenés à l’étudier dans des conditions similaires dans leur vie professionnelle. Ce poisson supporte très bien la stabulation en laboratoire, particulièrement à l’âge adulte. Il mesure à l’âge adulte entre 2 et 3 cm, sa durée de vie est relativement courte (3 ans). Sa taille permet de le prélever au cours de l’expérimentation sans perturber l’écosystème simplifié que représente l’aquarium avec les autres espèces et le fond sablo-vaseux. En expérimentation, il supporte très bien l’environnement de l’unité expérimentale (aquarium) d’un volume de 10 L d’eau douce, à raison de 3 poissons par unité expérimentale. Rappelons ici que notre étude ne concerne pas une exposition à un polluant par une toxicité aigüe entraînant la mort de l’animal mais à une toxicité chronique à doses modérées.
Travaux pratiques de physiologie animale en Licence et Master (souris et rats)
- Enseignement supérieur
Rats : 40
Objectifs
Le projet a pour objectif de former progressivement les étudiants de la filière Biologie Santé à la compréhension et à la pratique de l’expérimentation animale. Il s’adresse aux étudiants de troisième année de Licence et de première année de Master qui se destinent aux métiers de la recherche biomédicale ou de la santé. Les travaux pratiques (TP) proposés permettent aux étudiants d’apprendre comment les fonctions vitales de l’organisme – comme la respiration, la circulation sanguine, le métabolisme ou le fonctionnement des reins – s’adaptent à différentes conditions. Ces séances leur offrent l’occasion de découvrir concrètement les interactions entre les organes et les effets de facteurs comme l’environnement, le stress ou certaines substances sur la physiologie animale. L’expérimentation sur animal vivant est abordée uniquement lorsque les méthodes de simulation ou les modèles informatiques ne suffisent pas à illustrer les phénomènes biologiques étudiés. Elle est toujours encadrée, réglementée et réalisée dans un but strictement pédagogique. Les étudiants apprennent à effectuer des gestes techniques de base (administration de substances, prélèvements, observation du comportement ou de paramètres physiologiques), tout en respectant le bien-être animal et la réglementation en vigueur. Ils sont également initiés à la démarche éthique à travers les principes des 3R : Remplacer les animaux par des modèles alternatifs chaque fois que possible ; Réduire leur nombre en optimisant les expériences ; Raffiner les méthodes pour limiter la douleur, le stress et l’inconfort. Les deux espèces utilisées sont la souris et le rat, modèles de référence en recherche biomédicale. La souris est utilisée pour les travaux de physiologie et de métabolisme, tandis que le rat est réservé à la démonstration des relations entre le cœur et le rein lors d’une séance unique de chirurgie sous anesthésie. Ce projet s’inscrit dans une formation progressive, encadrée et responsable, visant à préparer les futurs biologistes aux exigences techniques, éthiques et réglementaires des métiers de la recherche biomédicale.
Bénéfices attendus
Ce projet vise avant tout à former les étudiants à la compréhension du vivant et à la responsabilité qui accompagne toute utilisation d’animaux à des fins scientifiques. Il ne s’agit pas de produire de nouvelles connaissances, mais d’offrir une expérience concrète et encadrée de la démarche expérimentale. Les travaux pratiques permettent aux étudiants de mieux comprendre le fonctionnement de l’organisme, notamment la respiration, la circulation sanguine, le métabolisme et les réactions de l’organisme à son environnement. En observant directement les effets de certains paramètres, traitements ou conditions, ils découvrent comment le corps s’adapte et maintient son équilibre. Ces observations complètent les cours théoriques et rendent la physiologie plus concrète. Les étudiants acquièrent également des compétences techniques essentielles : savoir administrer une substance, effectuer un prélèvement, observer un comportement ou enregistrer un paramètre biologique. Ces gestes sont enseignés dans un cadre sécurisé, sous la supervision d’enseignants qualifiés, afin de garantir le respect de l’animal et la maîtrise des bonnes pratiques. Au-delà de la technique, les TP développent la rigueur et l’esprit critique : les étudiants apprennent à formuler des hypothèses, à observer objectivement, à interpréter leurs résultats et à confronter leurs conclusions à la littérature scientifique. Cette méthode de travail renforce leur capacité d’analyse et leur autonomie. Les bénéfices sont aussi éthiques et civiques : les étudiants sont sensibilisés à la notion de responsabilité et aux principes des 3R – Remplacer, Réduire, Raffiner – qui guident toute expérimentation animale. Ils découvrent l’importance de planifier une expérience en limitant au maximum la douleur, le stress et le nombre d’animaux utilisés. Enfin, ces séances représentent une mise en situation réelle du métier de chercheur : les étudiants y apprennent à collaborer, à documenter leurs observations et à respecter les règles encadrant la recherche. Cette approche contribue à former des professionnels conscients des enjeux scientifiques, éthiques et humains de l’expérimentation animale.
Procédures
Au cours des différents travaux pratiques, les animaux seront observés ou manipulés dans le cadre d’exercices pédagogiques simples et encadrés. Ces interventions sont de courte durée et ont pour but d’illustrer le fonctionnement de l’organisme et la manière dont il réagit à différents facteurs. Les souris sont utilisées principalement pour des séances de physiologie et de métabolisme. Elles peuvent être soumises à de courtes phases de contention (maintien doux de l’animal pour un examen ou une mesure), à des stimulations légères telles que l’exposition temporaire à une lumière, une odeur ou un bruit inhabituel, ou encore à de changements de température modérés. Ces situations visent à montrer comment le corps réagit à l’environnement. Certaines souris reçoivent un régime alimentaire riche en graisses et en sucre afin de reproduire un état métabolique proche du surpoids. Ce modèle permet d’étudier les conséquences de l’alimentation sur le métabolisme sans recourir à des procédures invasives. Les tests comportementaux consistent à observer l’attitude naturelle de l’animal face à un nouvel espace ou à un objet inconnu. Ces expériences durent seulement quelques minutes et permettent aux étudiants de comprendre comment le stress, la curiosité ou la peur peuvent influencer le comportement. Dans ces conditions, les animaux peuvent ressentir un inconfort passager lié à la nouveauté, au maintien ou à la contrainte modérée. Cet inconfort peut se manifester par une agitation, une immobilité ou une baisse de l’exploration. Ces signes sont connus et font l’objet d’une surveillance attentive par les enseignants et le personnel qualifié. Si un animal montre des signes de stress important ou de fatigue, la manipulation est immédiatement interrompue et l’animal replacé dans sa cage. Les rats sont utilisés uniquement pour un TP de démonstration chirurgicale sous anesthésie générale profonde. Ils ne se réveillent pas après la procédure, ce qui évite toute douleur ou souffrance postérieure. Dans toutes les séances, les manipulations sont réalisées dans le calme, avec un minimum de bruit et de mouvements, afin de réduire au maximum le stress et l’anxiété des animaux.
Impact sur les animaux
Les manipulations prévues dans ce projet sont réalisées dans un cadre strictement encadré, avec une surveillance constante du comportement et de l’état général des animaux. La majorité des interventions sont de courte durée et n’induisent que des nuisances légères et temporaires. Pour les souris, plusieurs types de situations peuvent provoquer un léger inconfort : Lors des exercices d’apprentissage (contention douce, observation ou petite injection de solution saline), les animaux peuvent ressentir une gêne passagère liée à la manipulation ou à la piqûre. Lors de l’exposition à des stimulations environnementales (lumière, son, odeur inhabituelle ou température légèrement plus basse), un stress léger et momentané peut être observé, souvent traduit par une exploration réduite ou une immobilité. Chez les animaux recevant un régime alimentaire riche, une prise de poids progressive peut s’accompagner d’une baisse d’activité et d’un léger inconfort locomoteur, comparables à un surpoids modéré. Ces modifications restent réversibles à l’arrêt du régime. Pendant certains tests comportementaux, les animaux peuvent montrer une curiosité ou une appréhension passagère face à un nouvel environnement. Ces effets cessent dès qu’ils sont remis dans leur cage. Les mesures de température corporelle, de respiration ou de glycémie peuvent impliquer une brève manipulation, susceptible d’entraîner une sensation désagréable limitée à quelques secondes. Pour les rats, les interventions se déroulent sous anesthésie générale profonde. L’animal ne ressent ni douleur ni stress pendant la procédure. Après les observations nécessaires à la démonstration pédagogique, il n’est pas réveillé, évitant ainsi toute souffrance ultérieure. Dans l’ensemble du projet, les effets observés se limitent à un inconfort léger, un stress transitoire ou une fatigue passagère. Aucun effet durable ni souffrance prolongée n’est attendu. Les signes de malaise, d’agitation ou d’immobilité excessive sont considérés comme des points limites : toute manipulation est alors immédiatement interrompue et l’animal replacé dans des conditions de calme et de confort.
Devenir
A l’issue de la procédure tous les animaux seront euthanasiés afin de prélever les tissus et utiliser dans le cadre d'autres TP incluant des analyses histologiques et de biochimie. Le cadavre quant à eux seront utilisé l'année suivant pour l'initiation des étudiants aux gestes de bases comme décrit dans la présente saisine.
Remplacement
Tout au long du parcours universitaire, les étudiants sont d’abord formés à l’aide de méthodes de substitution qui permettent de comprendre la physiologie sans utiliser d’animaux vivants. Ces approches incluent des modèles informatiques et in silico, des vidéos pédagogiques, des modèles anatomiques en silicone, des organes issus d’abattoirs ou des travaux sur des invertébrés. Elles constituent la base de l’apprentissage des manipulations et de la compréhension des grands principes physiologiques. Cependant, ces méthodes seules ne permettent pas toujours d’expliquer la complexité du fonctionnement d’un organisme vivant. Certaines fonctions, comme la régulation de la pression artérielle, la communication entre le cœur et le rein, ou la réponse de l’organisme à un stress, ne peuvent être reproduites de manière réaliste par un logiciel ou sur un modèle inerte. L’utilisation ponctuelle d’animaux est donc justifiée pour montrer des phénomènes dynamiques qui ne peuvent être simulés de façon crédible autrement. Ces travaux pratiques ont une finalité exclusivement pédagogique : ils ne visent pas à produire des résultats scientifiques, mais à illustrer la physiologie dans des conditions réelles et à sensibiliser les futurs professionnels de santé et de recherche à une pratique rigoureuse et responsable. Les séances impliquant des animaux vivants sont limitées à l’essentiel, réalisées une seule fois au cours du cursus, et strictement encadrées par des enseignants formés à l’éthique et à la réglementation. Elles permettent aux étudiants d’apprendre comment observer, manipuler et soigner les animaux de manière respectueuse, tout en comprenant pourquoi et comment l’expérimentation animale reste parfois nécessaire. Ainsi, le recours à l’animal ne constitue qu’une étape complémentaire et mesurée dans un ensemble pédagogique fondé avant tout sur les méthodes alternatives et la réflexion éthique.
Réduction
Le principe de réduction vise à limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés, sans compromettre la qualité de la formation. Chaque séance de travaux pratiques (TP) a été pensée pour que chaque animal serve à plusieurs apprentissages, dans un cadre strictement encadré et respectueux du bien-être animal. Une même souris peut ainsi être observée au cours de plusieurs séances réparties dans l’année universitaire, avec au minimum une à deux semaines de repos entre chaque manipulation. Cette organisation permet de réduire très fortement le nombre total d’animaux utilisés, tout en maintenant la continuité pédagogique. Les rats, quant à eux, ne sont utilisés que pour un seul TP au cours du cursus, consacré à la démonstration de la relation entre cœur et rein, sous anesthésie générale profonde et sans réveil. Les séances se déroulent en petits groupes d’étudiants, généralement par deux à quatre personnes pour un seul animal. Cela permet à chacun d’apprendre tout en limitant les manipulations. Lorsque plusieurs groupes travaillent sur un même thème, les résultats obtenus sont mis en commun, ce qui permet d’analyser les données globalement plutôt que de répéter inutilement les expériences. Les enseignants encouragent également l’utilisation de méthodes non invasives, comme la mesure de paramètres physiologiques externes, l’observation du comportement ou l’utilisation de capteurs sans chirurgie. Ces approches permettent de recueillir des informations précises sans nuire à l’animal. En complément, plusieurs travaux pratiques sur l’être humain sont proposés à des étudiants volontaires. Ils permettent d’illustrer certains principes physiologiques (rythme cardiaque, respiration, réflexes, circulation sanguine) sans recourir à des animaux à chaque fois. Enfin, toutes les séances incluent une formation aux méthodes alternatives, afin que les futurs professionnels comprennent comment réduire encore davantage le recours à l’animal dans leurs pratiques futures.
Raffinement
Le raffinement vise à réduire au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux tout en garantissant la qualité de la formation. Dans tous les travaux pratiques, des méthodes douces et peu invasives sont privilégiées. Les manipulations sont limitées à ce qui est strictement nécessaire et sont toujours réalisées sous la supervision d’enseignants expérimentés. Lorsqu’une intervention plus sensible est prévue, une anesthésie générale adaptée est utilisée afin que l’animal ne ressente aucune douleur. Une crème anesthésiante peut également être appliquée localement avant certaines procédures. Si besoin, de petites doses supplémentaires d’anesthésique sont administrées pour maintenir un sommeil profond et stable. Dans les rares cas où une ponction ou une injection peut provoquer un léger inconfort, un médicament contre la douleur est prévu en fin de séance. Le bien-être comportemental des animaux fait l’objet d’une attention constante. Avant les séances, les animaux sont habitués progressivement à la présence humaine et à la manipulation, afin de réduire leur stress. Les salles de travaux pratiques sont aménagées pour rester calmes, stables et rassurantes : lumière douce, température contrôlée, absence de bruit ou d’odeur inhabituelle. Le matériel est nettoyé entre chaque manipulation pour éviter toute trace olfactive pouvant troubler les animaux. Si un animal montre des signes d’anxiété, d’agressivité ou de fatigue, la manipulation est immédiatement interrompue et il est replacé dans sa cage. Les animaux réutilisés dans plusieurs séances bénéficient d’un temps de récupération suffisant (une à deux semaines) avant toute nouvelle activité. Leur état général est vérifié avant, pendant et après chaque séance, en collaboration avec le personnel animalier. À la fin du TP, un renforcement positif (friandise, contact calme) est souvent utilisé pour associer l’expérience à un retour au calme. Enfin, le raffinement passe aussi par la formation des étudiants : ils apprennent à manipuler les animaux avec douceur, à reconnaître les signes de stress et à privilégier des techniques alternatives (modèles en silicone, cadavres, simulations) avant tout contact avec l’animal vivant.
Choix des espèces
Dans la mesure où les souris et les rats représentent les modèles les plus utilisés en laboratoire, en expérimentation animale, notre choix s'est porté sur ces 2 espèces, rats et souris. Les souches choisies sont connues pour leur docilité et leur faible agressivité. Tous les animaux seront d'age adultes au moment du TP.
Recherche des expressions comportementales de la fatigue chez le chien
- Enseignement supérieur
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Objectifs
L’objectif de notre étude est d’identifier les expressions comportementales de la fatigue chez le chien. Étant donné la nature subjective de la fatigue et les limites que cela implique en termes d’identification, de signes comportementaux potentiellement associés à la fatigue. Pour réaliser notre étude, nous soumettrons des chiens à un exercice physique intense et à des exercices cognitifs.
Bénéfices attendus
Les résultats de cette étude pourraient contribuer à l’élaboration de grilles d’observation ou d’outils de détection comportementale de la fatigue, applicables sur le terrain par les vétérinaires, éducateurs ou propriétaires. À terme, cela pourrait améliorer la prévention du surmenage, la qualité de vie et le bien-être animal, en permettant d’adapter plus finement l’intensité des activités physiques ou cognitives proposées aux chiens.
Procédures
Les animaux seront soumis à des tests physiques et cognitifs d’une durée maximale de deux heures, en tenant compte du temps d’habituation prévu lors de la phase de pré-test. Chaque chien participera à une session de test physique et à une session de test cognitif. Avant chaque test, un prélèvement sanguin sera réalisé ; il s’agit d’un acte bref d’environ trois minutes. Au total, chaque chien fera l’objet de quatre prélèvements sanguins.
Impact sur les animaux
Plusieurs phases du protocole peuvent induire un stress léger à modéré, sans douleur ni souffrance durable. L’exposition à un effort physique soutenu sur tapis de course, bien que strictement encadrée, peut entraîner un inconfort transitoire. La participation à des jeux cognitifs de difficulté croissante est également susceptible de provoquer une légère frustration en cas d’échecs successifs. Les prélèvements sanguins effectués avant et après chaque test constituent un acte médical pouvant générer un stress momentané lié à la contention, sans douleur persistante. Enfin, de légères blessures musculosquelettiques (entorse, boiterie, contracture musculaire) pourraient survenir en lien avec l’exercice physique sur tapis roulant. Ce risque est limité grâce à une phase d’habituation progressive, un protocole d’effort standardisé, un encadrement permanent et une surveillance continue durant l’exercice.
Devenir
Les animaux seront gardés en vie à l'issue de leur procédure, afin de pouvoir être réutilisés, après avis du vétérinaire sanitaire et de la structure chargée du bien-être animal, prenant en compte un temps de repos suffisant, ainsi que leur état de santé et des possibilités de réutilisation.
Remplacement
Il n’existe pas d’alternative de remplacement : notre étude a pour objectif d’évaluer la fatigue sur les chiens.
Réduction
Au total, 6 animaux seront utilisés. Ce nombre a été réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des données suffisantes et fiables permettant d’évaluer la fatigue chez les chiens.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans le respect de leurs besoins éthologiques avec des enrichissements propres à l’espèce. Le suivi quotidien des animaux et les pesées hebdomadaires sont assurés par le personnel technique et animalier habilité et habitué à travailler avec des chiens. Si nécessaire, la douleur musculosquelettique sera prise en charge par l'administration de traitements analgésiques adaptés (AINS). Au cours des études, les animaux feront l'objet d'un suivi clinique, afin de détecter tout signe de mal-être ou toute anomalie physique. Les testes seront associées à des interactions positives : les chiens seront caressés et recevront des récompenses.
Choix des espèces
L’étude est réalisée chez le chien, car il s’agit d’une étude préclinique dont l’objectif est d’évaluer la fatigue spécifiquement chez cette espèce. Des chiens adultes seront utilisés dans ce projet, car ils représentent la majorité de la population concernée par l’étude et présentent des caractéristiques physiologiques stables, nécessaires à une évaluation fiable de la fatigue.
Enseignements expérimentaux de l’imagerie ultrasonore du cœur ou du cerveau chez le rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système nerveux
Rats : 320
Objectifs
Le projet, à visée pédagogique, a pour objectif d’enseigner aux méthodes d’imagerie ultrasonore appliquées à l’étude du cœur et du cerveau chez le rongeur, dans le cadre de travaux pratiques réalisés dans le strict respect du bien-être animal. La formation portera sur l’anesthésie et l’analgésie adaptées, l’application de techniques chirurgicales avec suivi post-opératoire, la surveillance physiologique, l’habituation progressive des animaux avant les séances d’imagerie, les manipulations douces, la détection précoce de la détresse animale, ainsi que l’enrichissement du milieu de vie. Elle permettra de diffuser des pratiques respectueuses du bien-être animal, d’améliorer la qualité et la reproductibilité des données, et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans les recherches futures.
Bénéfices attendus
Diffusion de bonnes pratiques en imagerie ultrasonore et méthodes fiables et reproductibles. Contribution à des avancées dans l’étude du cœur et du cerveau, avec un impact potentiel en cardiologie, neurosciences et oncologie. Raffinement des pratiques expérimentales, réduction de la douleur et du stress, et promotion durable de la culture du bien-être animal.
Procédures
Une imagerie cérébrale (825 animaux) ou cardiaque (40 animaux) sera réalisée sous anesthésie pour une durée d’environ 90 minutes, ou en état vigile (300 animaux) pour des sessions pouvant aller jusqu’à 2 heures par jour, sur une période d’une semaine à deux semaines maximums. Certaines procédures nécessiteront des interventions chirurgicales réalisées sous anesthésie, d’une durée comprise entre 45 minutes et 4 heures. Sept jours après la chirurgie, les animaux débuteront des séances d’habituation à l’imagerie en état d’éveil, dont la durée sera progressivement augmentée, par paliers de 15 minutes, jusqu’à atteindre 2 heures.
Impact sur les animaux
Stress transitoire lié à la manipulation, à la contention et aux injections anesthésiques. Altérations physiologiques possibles lors d’anesthésies prolongées (modifications des constantes vitales), surveillées en continu. Douleur légère ou inconfort lors de la fixation dans le cadre stéréotaxique. Gêne locomotrice transitoire post-opératoire (< 24 h). Risque de douleur post-opératoire légère à modérée malgré le protocole d’analgésie suite aux interventions chirurgicales. Infection possible de la plaie malgré les mesures aseptiques et l’administration d’antibiotiques préventifs. Stress modéré associé aux séances d’habituation avant imagerie.
Devenir
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. Certains protocoles incluant un réveil, les animaux ne seront pas réutilisés afin de prévenir toute souffrance résiduelle. L’euthanasie interviendra à la fin de la formation.
Remplacement
Pour apprendre et optimiser certaines techniques, la formation est d’abord réalisée sur des animaux décédés issus d’autres projets, avant d’être appliquée sur des animaux vivants. Les approches alternatives (modélisations numériques, fantômes d’imagerie, enregistrements préexistants) sont utilisées dès que possible pour limiter le recours aux animaux. Toutefois, elles ne permettent pas de reproduire la complexité physiologiques et fonctionnelles du cœur et du cerveau. Pour atteindre les objectifs pédagogiques du projet, l’étude de ces mécanismes intégrés nécessite l’utilisation d’animaux vivants.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs de formation. Il est défini de manière rigoureuse, en tenant compte des projets précédents et de l’évolution des besoins expérimentaux, notamment pour le développement de prototypes en collaboration avec des partenaires industriels.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en petits groupes sociaux, dans un environnement enrichi, avec une observation quotidienne de l’état de santé et un suivi spécifique de la douleur. Une habituation progressive aux manipulations et des séances dédiées permettra la réalisation des imageries en état d’éveil dans des conditions réduisant le stress. Toutes les chirurgies seront effectuées sous anesthésie générale avec analgésie appropriée, associées à des soins post-opératoires incluant protection oculaire et prévention des infections. Les dispositifs implantés ont été allégés et optimisés afin de limiter la gêne et d’améliorer le bien-être des animaux sur le long terme. Des points limites ont été mis en place et seront appliqués dès qu'ils seront observés.
Choix des espèces
Le rongeur est un modèle de référence en neurosciences et en imagerie cardiaque. Les projets du laboratoire utilisent principalement des souris et des rats adultes (6–9 semaines), âge auquel le cœur et le cerveau sont pleinement développés, ce qui permet d’obtenir une imagerie plus robuste et reproductible. Afin d’assurer la pertinence scientifique et pédagogique de la formation, celle-ci doit être réalisée sur les deux espèces et au même stade de développement que celui utilisé dans les projets expérimentaux.
Test de substances pharmacologiques sur rongeur à des fins d’enseignement
- Enseignement supérieur
Objectifs
Dans le cadre des études de pharmacie, nous organisons plusieurs séances de travaux pratiques (TP) sur souris permettant la validation pharmacologique de substances d’intérêt médicamenteux. Ces séances ont plusieurs objectifs : 1) Montrer aux étudiants la diversité des approches pharmacologiques possibles, en fonction de l’effet biologique de la molécule à tester. 2) Prévoir et réaliser les expériences en pratique, en tenant compte des contraintes pratiques, organisationnelles et éthiques : prévoir le nombre d’animaux nécessaire et suffisant, les doses de médicaments à tester, les protocoles expérimentaux, et l’analyse statistique des résultats. 3) Acquérir des bases en matière d’expérimentation animale : règles d’hébergement et de manipulation des animaux, règles éthiques. Ces enseignements permettent donc aux étudiants d’appréhender concrètement les tests pharmacologiques réalisables in vivo, tout en leur apportant les bases de l’éthique et de règles de manipulation des animaux. Ce minimum de notions d’expérimentation animale est tout à fait essentiel dans la formation de futurs pharmaciens, qui doivent être sensibilisés aux enjeux des étapes pré-cliniques de la conception des médicaments. L'ensemble de ces compétences permet de les préparer à leur futur métier de pharmacien. L'apprentissage des règles de bonne pratique en expérimentation animale, notamment la manipulation concrète des animaux est un des objectifs du TP, qui ne peut être acquis en travaillant en travaux dirigés (TD) ou en regardant des vidéos.
Bénéfices attendus
Les bénéfices pour les étudiants sont à la fois disciplinaires et transversaux. D'un point de vue disciplinaire, les étudiants mobilisent et concrétisent les notions vues en enseignement théorique sur les effets des médicaments ou la régulation de la glycémie in vivo, ce qui leur permet d'approfondir leurs connaissances. D'un point de vue transversal, ils acquièrent des compétences en gestion de projet scientifique, ils se préparent à maitriser toutes les étapes de la création d'un nouveau médicament, incluant notamment les étapes de recherche préclinique, aujourd'hui indispensables à la validation de médicaments et préalables aux essais cliniques. Ils se familarisent avec la notion de variabilité individuelle, au calcul d'effectif, à l'analyse statistique des résultats, à l'élaboration d'un design expérimental, et acquièrent des bases en matière d’expérimentation animale. Ces compétences sont essentielles pour former les futurs professionnels pharmaciens, en particulier pour tous ceux qui exerceront dans le domaine de l'industrie pharmaceutique ou dans la recherche clinique et préclinique.
Procédures
Les animaux subiront tous 1 à 2 fois la procédure 1, 5 fois la procédure 2, puis pour la plupart 1 fois une des procédures 3 à 6. Le transport des animaux de la zone d’hébergement aux salles de TP, qui sont dans le même bâtiment, dure moins de 5 minutes. Pour la procédure 1, et par séance de TP, l’animal vigile recevra une injection de substance (ce qui dure quelques minutes), et une goutte de sang sera prélevée à 7 temps successifs après avoir sectionné l’extrémité de la queue (1-2mm) pour le premier prélèvement : ceci afin de mesurer dans le temps l'évolution du taux de sucre dans le sang. Chaque prélèvement de sang dure 1 à 2 minutes. Au maximum il y aura 2 séances de TP par animal, soit 2 injections et 2 sections de la queue sur 1 semaine. Cette procédure concerne 30 animaux. La procédure 2 concerne les 30 animaux de la procédure 1, plus 30 nouveaux animaux, soit 60 animaux. Par séance de TP, il y a 1 injection sur animal vigile (quelques minutes) et 4 tests de comportement (5 minutes chacun). Il y a au maximum 5 séances de TP sur 4 semaines, soit 5 injections et 5x4 tests de comportement. Ensuite, les animaux seront soumis, à l’une des procédures expérimentales 3 à 6. Dans la procédure 3, chaque animal vigile subira 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes) et 2 tests de comportement (moins de 2 minutes chacun). Dans la procédure 4, chaque animal recevra une anesthésie gazeuse légère puis 1 injection dans la patte (moins de 10 minutes) + 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes). Pour la procédure 5, chaque animal vigile aura une application de xylène sur les oreilles (quelques minutes)+ 1 injection ou 1 gavage (quelques minutes). Pour la procédure 6, chaque animal recevra 2 injections (quelques minutes), et sera anesthésié légèrement pour prendre sa température (moins de 10 minutes, répété 4 fois).
Impact sur les animaux
Les animaux seront tous manipulés par un grand nombre d’étudiants, dans des salles de TP auxquelles ils ne sont pas habitués, ce qui induira un stress pendant la durée des TP (quelques heures avant d’être remis dans la zone d’hébergement). De plus, ils recevront tous au moins trois injections : de glucose et/ou d'insuline (maximum deux injections) dans la procédure 1, de diazépam et/ou de flumazénil (maximum 5 injections) dans la procédure 2, d'ibuprofène ou de paracétamol (maximum 1 injection) dans les procédures 3 à 6. Ces injections induisent un stress lié à la contention et à l'introduction d'une aiguille par les étudiants (ou à défaut par l’enseignant). Dans les procédures 3 à 6, certains animaux pourront être gavés (ibuprofène ou paracétamol), avoir une injection de carraghénine ou de levure de boulangerie, ou être irrités à l’oreille avec du xylène (une fois par animal). Ils seront de plus soumis à des prises de sang à la queue dans la procédure 1 (au maximum deux séances de 7 prélèvements (7x1 goutte de sang par animal), à des tests de comportement non douloureux dans la procédure 2 qui correspondent à un stress léger. Dans les procédures 3 à 6, les animaux seront soumis à des tests d'évaluation de la douleur, type plaque chauffante ou réflexe de retrait de la queue lors d'une augmentation de température. L’effet des molécules dure en général quelques heures, le temps que ces dernières soient éliminées, et les effets des tests eux mêmes sont modérés et ne perdurent pas au delà de quelques heures après la séance de TP. Bien que les gestes effectués sur les animaux soient de gravité légère, en particulier pour les procédures 1 et 2 (injection IP, prise de sang à la queue), le contexte lié à la présence de nombreux étudiants peu habitués à manipuler les animaux, représentant une source de stress pour les animaux, a conduit à classer toutes les procédures en gravité modérée.
Devenir
A l'issue de la procédure 1, tous les animaux sont utilisés pour la procédure 2. A l'issue de la procédure 2, ils sont tous utilisés pour l'une des procédures 3 à 6. A l'issue de ce projet (mois de mai), tous les animaux sont proposés à la réutilisation dans d’autres projets ou mis à mort.
Remplacement
Des méthodes de remplacement sont prévues et inclues dans les séquences d'enseignement. Tout d’abord, les étudiants peuvent s’entraîner à la contention et aux injections sur modèle inerte (souris en caoutchouc). Puis certaines expériences sont réalisées sur modèles cellulaires (exemple : impact d'un médicament donné sur la sécrétion de molécules inflammatoires), ou ex vivo (exemple : contrôle qualité pour vérifier la présence de contaminants). Nous utilisons également, lorsque c'est possible, un organe isolé tel que de la peau de souris (exemple : vérification de la pénétration dans la peau d'un médicament). Notre demande d'autorisation ne conserve donc que les étapes non remplaçables, à réaliser sur animaux vivants, et ce afin d'intégrer des processus physiologiques (régulation du taux de sucre dans le sang nécessitant l'intégration de plusieurs organes, comportement animal).
Réduction
Les mêmes animaux sont utilisés pour les TP 1, 2 puis pour le TP3 correspondant à une des procédures 3 à 6. Ceux ci sont échelonnés dans le temps de façon à permettre l'utilisation continue des animaux : le TP1 a lieu en février, le TP2 en mars-avril et le TP3 en mai. De plus, pour un seul TP il y a plusieurs séances (les étudiants, au nombre d'une centaine par promotion, sont répartis en 6 à 10 groupes) : là aussi nous utilisons les animaux pour plusieurs séances de TP, tout en veillant à ce qu'ils disposent d'un délai suffisant (de 2 jours minimum) entre deux séances de façon à minimiser le stress et à leur permettre de retrouver pleinement leur état de bien-être, et d'éliminer totalement les substances injectées, dont la demi vie est courte. Ainsi, un seul lot de 60 souris nous permet de réaliser les 3 TPs, concernant près de 240 étudiants au total chaque année. Les doses à injecter sont affinées en amont par une étude bibliographique, de façon à éviter des études de dose-réponse qui ne seraient pas nécessaires et donc à réduire le nombre d’animaux. Enfin, pour certains TP les étudiants travaillent en équipe et chaque équipe ne dispose pas d'un lot complet d'animaux permettant de réaliser une vraie étude statistique, mais les résultats obtenus par chaque équipe sur un petit lot d'animaux (2 à 3 souris) sont mis en commun de façon à ce qu'ils obtiennent collectivement des résultats robustes et qu'ils puissent interpréter statistiquement. Ceci permet de réaliser l'analyse des résultats, tout en réduisant le nombre d'animaux.
Raffinement
Après livraison, les souris auront une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant le début des enseignements. Le personnel responsable du bien-être animal veillera à leurs conditions d’hébergement avec enrichissement, à leur adaptation à leur environnement et à la mise à disposition à volonté en nourriture et eau. Tout comportement anormal ou souffrance sera signalé au vétérinaire responsable des animaux pour mettre en place des soins adaptés. Les animaux seront pesés au début de chaque TP, ce qui permettra de détecter une éventuelle perte de poids. Les procédures 1 et 2 ne nécessitent pas d'analgésie et encore moins d'anesthésie. Les procédures 3 à 6 visent à déterminer l'effet analgésique ou anti-inflammatoire d'un médicament (paracétamol ou ibuprofène), le raffinement est donc intégré au design de l'expérience elle-même. Au cours des TP, nous veillerons à sensibiliser les étudiants aux effets du stress chez les animaux et à imposer l’ambiance de travail la plus calme possible. Nous surveillerons régulièrement les animaux dans les cages afin de détecter d’éventuels signes de stress (perte de poils, perte de poids, bagarres et blessures…). Les animaux seront marqués individuellement, et nous veillerons à perturber le moins possible les groupes qui sont constitués dans les cages, ainsi nous reconstituerons à la fin du TP les groupes d'animaux initiaux dans les cages. Les étudiants pourront d’abord s’entrainer à la contention et à l’injection sur souris en caoutchouc pour réduire leur stress et donc celui des animaux, et le risque de mauvaise manipulation. Les étudiants seront ensuite appelés à manipuler les animaux, et à leur faire réaliser les tests de comportement. Ils pourront également, mais seulement s’ils le souhaitent, réaliser les injections et les gavages. Dans tous les cas, les gestes seront d’abord montrés par les enseignants qui encadrent le TP, puis l’étudiant les réalisera sous supervision étroite d’un enseignant qui contrôlera chaque étape. En cas d’échec, d’hésitation ou de stress trop important de l’étudiant, l’enseignant reprendra l’animal et réalisera lui-même le geste, pour ne pas stresser trop l’animal et/ou de risquer de le blesser. Tous les enseignants ont le niveau concepteur, sont à jour de leur livret de compétences, et sont attachés à respecter la recommandation du CNEA du mai 2019.
Choix des espèces
La validation de substances d’intérêt médicamenteux passe nécessairement par des tests sur au moins une espèce de rongeurs, avant de pouvoir envisager des tests cliniques. L’utilisation de modèles cellulaires ne permet pas d’obtenir des données physiologiques reflétant les effets comportementaux des médicaments. Par ailleurs, la formation de futurs pharmaciens qu’ils soient à l’officine, en industrie ou en recherche académique, ne peut s’abstenir d’une découverte concrète de l’expérimentation animale utilisant l' espèce la plus fréquemment utilisée dans ce domaine d’activité. Nous utiliserons des souris jeunes adultes (8 semaines) pour le TP1. Puis nous les conservons jusqu'au mois de mai pour le TP3, les souris seront alors âgées d'environ 6 mois soit des souris adultes. Par homogénéité nous commençons dès le TP1 avec des souris adultes.
Travaux Pratiques de physiologie sur le contrôle du métabolisme par les glandes surrénales chez le rat.
- Enseignement supérieur
Objectifs
Ce projet à vocation pédagogique s'inscrit dans le cadre de travaux pratiques. Il s'agit de mettre en évidence le rôle joué par les glandes surrénales (qui sécrètent notamment plusieurs hormones nécessaires au bon fonctionnement de l'organisme) dansl’équilibre hydrominéral, c'est-à-dire l’état d’hydratation de l’organisme et la teneur en sels minéraux (sodium et potassium), et également dans le contrôle du métabolisme du glucose à l’état nourri et à l’état à jeun. En effet le jeûne est un stress métabolique qui entraîne une adaptation de plusieurs organes afin de converger vers le maintien du taux de glucose sanguin, le glucose étant crucial pour le fonctionnement des neurones, et toute baisse de la glycémie au délà de la moitié de la valeur normale pouvant conduire à la perte de conscience, au coma puis à la mort.
Bénéfices attendus
Les étudiants pourront donc apprécier l’effet métabolique du jeûne, de la mise au repos de la glande surrénale par voie chimique, et de l’association de ces deux paramètres, et analyser si leurs résultats sont cohérents avec leurs connaissances sur le métabolisme glucidique et les hormones sécrétées par les glandes surrénales (aldostérone, corticostérone, catécholamines…).
Procédures
Les animaux seront soumis à 3 gavages (1 par jour) pour une durée d'environ 1 minute. Certains seront mis à jeun pendant 24h. Le jour du TP, sous anesthésie gazeuse et analgésie, ils subiront un prélèvement d'une goutte de sang à la queue ( 5 secondes) puis ils auront leur paroi abdominale ouverte de façon à permettre un prélèvement de sang artériel (procédure terminale) qui dure environ 1 à 2 minutes, puis un prélèvement de foie en peri-mortem (20 secondes).
Impact sur les animaux
Les gavages répétés pendant trois jours (un gavage par jour) pourraient occasionner un stress et une irritatation de l'oesophage. La mise à jeûn pour une durée de 24h occasionnera un stress métabolique léger et une sensation de faim. La mise au repos de la glande surrénale pourrait dans certains cas provoquer un risque de déshydration, par précaution les animaux auront une supplémentation en NaCl dans leur eau de boisson (0.9%).
Devenir
les animaux seront mis à mort pour dosages sanguins et analyses de tissus.
Remplacement
l’objectif du TP est d'étudier une grande fonction physiologique de l'organisme : l'adaptation à un jeûne de 24H, et de confronter les étudiants à la manipulation d’animal vigile, puis anesthésié. On ne peut par conséquent pas le remplacer par des méthodes alternatives.
Réduction
Pour chaque binôme il y aura 1 rat expérimental + 1 rat temoin partagé pour deux binômes, afin de réduire le nombre d'animaux (étant donné que l'on ne s'attend pas à avoir une grande variabilité chez les contrôles). Les résultats obtenus dans les 2 salles seront mis en commun pour permettre de faire l'analyse sur un "n" plus grand.
Raffinement
Peu de manipulation seront réalisées sur les animaux. Seuls les gavages peuvent induire du stress lors de la contention. Il est donc nécessaire que ce geste soit réalisé par un manipulateur expérimenté. Le jour du TP, les animaux seront anesthésies par voie gazeuse et recevront une analgésie, ce qui permettra aux étudiants de réaliser les gestes techniques sans risque de reveil ou de mouvements des animaux. Des points limites adaptés sont mis en place dès le début de la procédure et poursuivis le jour du TP.
Choix des espèces
Le rat a été choisi car il est un bon modèle de la représentation de la physiologie en ce qui concerne le métabolisme glucidique dont les résultats obtenus sont très proche de l'homme. Nous utilisons des rats wistar de 200g adulte de 6-8 semaines. Les animaux au stade "jeune adulte" sont plus facile à manipuler que des anaimux plus jeunes donc plus petits, et inversement des animaux plus âgés présenteraient des variations trop importantes de leur équilibre glycémique.
Formation en échographie abdominale du rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 40
Objectifs
L’imagerie est une méthode non douloureuse qui permet de détecter et caractériser les pahtologies. Elle permet de réduire le nombre d’animaux utilisés pour la recherche car elle permet un suivi non invasif de chaque animal en évitant les mises à mort à différents temps. C’est également une méthode qui parfois peut remplacer des méthodes invasives et douloureuses. L’échographie est une méthode d’imagerie in vivo non invasive et non irradiante qui nécessite une formation pratique pour pouvoir réaliser des acquisition et interpréter les images. Ce projet vise à former les personnels de recherche à l’utilisation de l’échographie du petit animal de manière autonome. Ceci permet d’augmenter le nombre de personnes capables de réaliser ces examens non-invasifs et de réduire à teme le nombre d'animaux utilisés dans les projets de recherche et de réduire la douleur pour certains actes.
Bénéfices attendus
Les personnes qui suivent cette formation sauront utiliser en pratique des échographes pour les projets de recherche utilisant les souris et les rats et les utiliser au mieux. A l'issue de la formation, elles auront appris à réaliser les gestes, prêter attention aux conditions expérimentales et exploiter au maximum les images acquises pour leurs projets de recherche. Ceci permet de contribuer à Réduire le nombre d’animaux grâce à l’imagerie dans les futurs projets et à améliorer les conditions d’expérimentation en évitant certains gestes invasifs grace à l'échographie.
Procédures
- les animaux pourront subir jusqu'à 8 anesthésie gazeuse d'une heure et demie. réparties sur 4 sessions. - pour la procédure 2, elles pourront subir en outre jusqu'à 5 injections de moins de 30 secondes, réparties sur 2 à 3 sessions. - pour la procédure 3, elles, pourront subir jusqu'à 3 injections de moins de 30 secondes et une chirurgie de moins de 40 minutes. 1 fois.
Impact sur les animaux
Tous les animaux subiront un stress léger de 10 minutes lié aux anesthésies gazeuses. Les animaux subiront un stress léger de 2 minutes lié à l’injection d’agent d’imagerie ou de médicament. Certains animaux subiront une douleur légère et de 2 minutes liée l’injection de cellules tumorales. Enfin des animaux subiront une douleur modérée de 30 minutes durant la chirurgie prévue.
Devenir
les animaux utilisés ne pourront pas être réhabilités et seront mis à mort.
Remplacement
La compréhension des images et l’explication du positionnement des objets dans l’image se fera d’abord sur des objets placés dans du gel échographique, avant de passer à l’animal. Il n’existe pas de fantôme de souris pour l’échographie, reproduisant les contrastes les textures, les mouvements (respiratoires et cardiaques) ou les flux permettant de se passer des animaux.
Réduction
Nous utilisons autant que possible les mêmes animaux plusieurs fois lors d'une session de formation Nous utiliserons autant que possible, des souris se portant bien mais qui auraient dû être mises à mort car issues d'élevage et non utilisées ou arrivées en fin de projet (souris témoins par exemple). Des souris seront commandées chez l'éleveur que s'il n'y a pas du tout ou pas suffisamment de souris de réforme.
Raffinement
Les échographies seront réalisées sous anesthésie gazeuse, les animaux placés sur une platine chauffante. Un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux des souris pendant l'anesthésie pour éviter toute lésion liée à un potentiel dessèchement de la cornée. La fréquence cardiaque et respiratoire et la température corporelle seront mesurées en permanence sur l’échographe. Un réchauffage additionnel est prévu par lampe infrarouge en cas de besoin. A la fin de l’examen, les animaux sont replacés dans leur cage d’origine elle-même placée sur un tapis chauffant. Pour les procédures douloureuses une analgésie adaptée sera employée. Une grille de score adaptée est utilisée et une analgésie est prévue en cas de douleurs modérées non-persistantes. En cas de douleurs persistantes l’animal sera mis à mort. Les animaux seront hébergés en groupe sociaux et disposeront d’un enrichissement adapté.
Choix des espèces
Cette formation est destinée aux personnes réalisant des examens sur les petits animaux, les deux modèles les plus répandus en échographie pré-clinique sont la souris et le Rat. Nous utiliserons des souris adultes de plus de 8 semaines, représentatives de l’anatomie des souris adultes observées en échographie Nous étudierons également des souris gestantes pour à des stades compris précoces (auxquels les embryons sont détectables sans ambiguïté) et tardifs (auxquels l’imagerie et la micro-injection guidées restent possibles). Nous utiliserons des Rats Adultes (12 semaines)
Collecte de sang et les prélèvements tissulaires sur différentes espèces dans le but d’améliorer des méthodes analytiques et / ou pédagogique (MODIFICATION)
- Enseignement supérieur
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
Rats : 100
Cochons d'Inde : 100
Hamsters dorés : 100
Lapins : 100
Chats : 50
Chiens : 50
Furets : 25
Cochons : 100
Objectifs
Le but de ce projet est de pouvoir fournir des échantillons biologiques provenant d’animaux afin de permettre : 1) La réalisation de travaux pratiques (immunologie, histologie, etc.) 2) Le développement, l'amélioration ou le fonctionnement de méthodes analytiques 3) Le développement de méthodes substitutives à l'expérimentation animale (in vitro, in silico). Ces échantillons sont utilisés en tant que tels, ou utilisés comme pool de référence pour comparaison avec des échantillons issus d'études pré-cliniques. Pour certaines études cliniques, il est nécessaire de réaliser des prélèvements sur animaux sains. Notre établissement peut fournir ces échantillons pour éviter le prélèvement sur animaux de propriétaires si cela est pertinent.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont multiples, notamment de permettre la réalisation de travaux pratiques, dans le domaine de l'immunologie ou l'histologie. Ce projet permettra également de développer, d'améliorer et de participer au fonctionnement de méthodes analytiques. Pour terminer, ce projet permettra le développement de méthodes substitutives à l'expérimentation animale (in vitro, in silico).
Procédures
Dans ce projet, il s’agit principalement de permettre la collecte de sang ou le prélèvement de tissus (biopsie de peau, d'organes). Les prélèvements sanguins seront réalisés sur animal vigile, ou sous anesthésie brève en fonction de l'espèce animale. Cet acte technique est très rapide (moins de 2 minutes) et le nombre de prélèvement dépendra des demandes, mais un temps de repos suffisant sera mis en place en fonction du volume de sang prélevé si l'animal doit etre reutilisé. Concernant les biopsies cutanées, cet acte sera très bref (moins de 10 minutes en fonction du nombre de biopsies par animal). En fonction de l'acte technique à réaliser et en fonction de l'espèce animale, les animaux pouront être anesthésiés. Cela nécessitera une injection pour induire l'anesthésie (acte d'une durée de quelques secondes) et l'animal sera anesthésié pour une durée de 15 minutes maximum ou euthanasié si besoin.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont celles associées aux prélèvements biologiques : stress de la contention et de l’anesthésie (si applicable), hématome, douleur possible.
Devenir
Dans ce projet, la grande majorité des actes techniques à mettre en place sont peu invasifs. Ainsi, la plupart des animaux seront gardés en vie à l'issue de leur procédure, afin de pouvoir être réutilisés, après avis du vétérinaire sanitaire et de la structure chargée du bien-être animal, prenant en compte un temps de repos suffisant en fonction de la procédure qui a été effectuée sur l'animal, ainsi que leur état de santé et des possibilités de réutilisation. Les animaux qui devront être euthanasiés à l'issue de leur procédure (par exemple pour un prélèvement sanguin de volume important sous anesthésie et sans réveil) seront valorisés pour la formation initiale et continue : formation d'étudiants aux autopsies et à l'anatomie, formation de personnel technique ou d'étudiants vétérinaires à des gestes invasifs sur cadavres/pièces anatomiques. Ces animaux pourront également permettre l'obtention de prélèvements ou données nécessaires à des équipes de recherche. Le nombre d'animaux concernés dépendra des demandes et ce nombre ne peut pas être anticipé pour le moment. Enfin, certains animaux pourront entrer dans un programme d'adoption, en tenant compte de leur utilisation, de leur état de santé et de leur comportement. Il n'est pour le moment pas possible d'anticiper le nombre d'animaux qui seront adoptés.
Remplacement
La récupération de la matière biologique ne peut pas être remplacée par des méthodes alternatives n’impliquant pas l’utilisation d’animaux.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est basé sur la base de l'expérience de 5 ans précédents et sur les contraintes scientifiques (nombre suffisant d’animaux permettant le nombre de prélèvements nécessaire pour assurer la validation des méthodes analytiques). Les animaux pourront faire l'objet d'une réutilisation, dès lors que les prélèvements effectués n'impactent ni leur santé, ni leur bien-être (les prélèvements envisagés sont dans leur majorité peu invasifs). Cette réutilisation permet la réduction du nombre d'animaux utilisés. Par ailleurs, la réalisation de ces prélèvements peut permettre la réduction du nombre d'animaux utilisés dans d'autres projets, ou permettre le développement de méthodes de substitution à l'expérimentation animale.
Raffinement
Période d’acclimatation systématique (durée selon l'espèce animale, mais toujours minimum 1 semaine). Animaux hébergés en groupe. Paramètres d’ambiance des salles surveillés avec possibilité de modifier la température, afin d’optimiser le bien-être des animaux. Les animaux ont accès à un enrichissement spécifique à leur espèce. Des points limites, suffisamment prédictifs, permettront de sortir un animal de l’étude afin de limiter la douleur à son minimum. Prélèvements biologiques réalisés dans un contexte de renforcement positif par personnel maitrisant ces actes techniques. Si des prélèvements avec volumes sanguins importants sont à réaliser, alors nous prendrons systématiquement en compte le poids des animaux, afin de respecter un certain volume sanguin total à prélever, prenant en compte le volume sanguin total circulant chez l’animal, et prenant en compte un temps de repos nécessaire ensuite. Pour la collecte de sang chez les rongeurs, afin d'avoir un volume plus important, les animaux seront euthanasiés à la fin de la procedure. Les biopsies cutanées sont sous anesthésie locale. Chaque animal bénéficie d’une attention et de soins de qualité pendant les interventions mais aussi en dehors de celles-ci afin d’assurer un bien-être optimal tout au long de la procédure (observation quotidienne et suivi clinique avec pesée minimum une fois par semaine. Quelles que soient les procédures, la douleur est, si nécessaire, rigoureusement contrôlée grâce aux moyens pharmacologiques appropriés (anesthésie/analgésie).
Choix des espèces
L'espèce choisie correspondra à la demande de tissu / fluide, en fonction des analyses à réaliser. Le choix d'espèce a été basé sur l'historique de notre établissement. Par exemple pour le réglage d'une méthode analytique destinée au chien, un pool de sang de chiens sains sera fourni. Le stade de développement sera choisi en fonction des besoins analytiques ou de formation : la plupart du temps des animaux adultes seront utilisés (valeurs physiologiques normales et stables, tissus pleinement développés), mais des animaux plus jeunes pourront être utilisés pour des besoins particuliers (investigations sur des paramètres d'animaux immatures par exemple).
Diplôme Universitaire de microchirurgie (approche expérimentale chez le rat)
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Objectifs
La microchirurgie est une discipline chirurgicale qui permet de réparer, de remplacer, de greffer des nerfs ou des vaisseaux et qui permet de disséquer des tumeurs cérébrales sans hémorragie dans un cerveau ou une moelle épinière. Son exercice n’est accessible qu’à un chirurgien rompu aux différentes techniques microchirurgicales, et dont la pratique est quotidienne. Tous les chirurgiens des centres SOS mains notamment en France exercent cette spécialité. Tous les Neurochirurgiens sont formés à la microchirurgie, comme la plupart des chirurgiens qualifiés en chirurgie plastique et reconstructrice. Cette compétence s’acquiert par ce Diplôme Universitaire de microchirurgie dans le cadre de la formation initiale du chirurgien. Le Diplôme Universitaire de microchirugie s'adresse à des chirurgiens en formation (vétérinaires ou internes des service de chirurgie) et permet à ceux-ci d'acquérir la technique , les compétences et le diplôme nécessaire pour pratiquer la chirurgie réparatrice des microvaisseaux. Pour acquérir ces gestes, il est indispensable de travailler sur des vaisseaux avec du sang circulant pour pouvoir apprendre à réparer ces veines et artères de manière à ce que celles ci soient à nouveau opérationnelles sans hémorragie et sans thrombose, une 1ère approche validée chez l'animal est donc indispensable avant l'application de ces techniques sur des patients. Une centaine de chirurgiens pourront ainsi être formés durant ces 5 années.
Bénéfices attendus
Le Diplôme Universitaire de microchirugie s'adresse à des chirurgiens en formation (vétérinaires ou internes des service de chirugie) et permet à ceux-ci d'acquérir la technique , les compétences et le diplôme nécessaire pour pratiquer la chirurgie réparatrice des microvaisseaux chez l'Homme. Une centaine de chirurgiens pourront ainsi être formés durant ces 5 années.
Procédures
Les animaux subiront une procédure chirugicale sans réveil sous anesthésie générale et analgésie. Les rats seront préanesthésiés par un anesthésique volatile dans une cage d'endormissement puis anesthésiés par injection. Une injection d'un analgésique sera réalisée simultanément. Le niveau d'anesthésie sera évalué tout au long du protocole par surveillance visuelle du rythme respiratoire et par stimuli mécaniques. En cas, de signe de réveil, l'animal se verra injecter une 1/2 dose d'anesthésiant. A la fin des procédures, les rats seront mis à mort par injection. Les interventions seron t: Dissection et exposition des différents vaissaux, Suture des 2 carotides, Suture carotide et aorte, Suture veine et artère fémorales et aorte, Greffe rénale, Suture carotide et greffe rénale, Suture carotide et greffon jugulaire sous rénale, Suture carotide, aorte, artère et veine rénale. L'ensemble des interventions aura une durée d'environ 3h selon la dextérité des apprenants.
Impact sur les animaux
Les animaux subiront le stress de leur manipulation jusqu'à la chambre d'induction d'anesthésie gazeuse. Une fois endormis, l'ensemble des procédures seront sans réveil et effectuées sous anesthésie générale et analgésie adaptée.
Devenir
L'ensemble des animaux utilisés seront mis à mort, les procédures chirurgicale lourdes ne permettent pas le reveil des animaux.
Remplacement
Pour acquérir ces gestes, il est indispensable de travailler sur des vaisseaux avec du sang circulant pour pouvoir apprendre à réparer ces veines et artères de manière à ce que celles ci soient à nouveau opérationnelles (pas d'hémorragie et sang circulant) . L'utilisation d'animaux vivants est donc indispensable.
Réduction
Le nombre d'animaux est réduit à son minimum (1 rat par séance par participant). Plusieurs vaisseaux seront utilisés sur le même animal permettant également d'en réduire le nombre.
Raffinement
La formation concerne des chirurgiens (vétérinaires ou internes des services de chirurgie) et débutera par 5 séances théoriques portant sur la microchirurgie (matériel, méthodes), l'anatomie du rat et sur l'expérimentation animale en insistant sur les parties réglementation, bien être animal et règle des 3 R. La première séance pratique se déroulera entièrement sur du matériel inerte (nouilles chinoises "shirataki") afin d'assimiler puis de valider les gestes techniques avant d'appliquer ceux-ci sur les animaux. L'ensemble des séances suivantes débutera par du travail sur matériel inerte sur lequel le geste technique devra systématiquement être validé par le responsable de séance avant de passer sur l'animal. Les rats seront préanesthésiés par un anesthésique volatile dans une cage d'endormissement puis anesthésiés par injection. Une injection d'un analgésique sera réalisée simultanément. Le niveau d'anesthésie sera évalué tout au long du protocole par surveillance visuelle du rythme respiratoire et par stimuli mécaniques. En cas, de signe de réveil, l'animal se verra injecter une 1/2 dose d'anesthésiant.
Choix des espèces
L'espèce choisie possède des vaisseaux d'un diamètre correspondant à ceux rencontrés en microchirurgie humaine ou vétérinaire. Le rat est donc parfaitement adapté à l'apprentissage de ces techniques. Les rats utilisés seront des jeunes adultes (environ 250/300g), de taille suffisante pour que leur vaisseaux soient comparables à ceux rencontrés lors d'activités de microchirurgie humaine ou vétérinaire.
Travaux pratiques de M1 BIP et L2 Sciences biomédicales : Etude de la myogenèse chez Xenopus Laevis
- Enseignement supérieur
Objectifs
Il s'agit de former les étudiants aux techniques courament utilisées en biologie du développement et de développer leur sens de l'observation afin de leur permettre de distinguer différents stades de développement durant l'embryogenèse chez l'amphibien Xénope, ou d'interpréter l'expression de différents gènes. Le nombre d'étudiants participant aux TP de M1 est au maximum de 20. Les TP de L2 regroupent 160 étudiants en plusieurs groupes. Ces TP nécessitent l'obtention d'environ 1200 embryons par année obtenus par stimulation hormonale de la ponte de femelles adultes suivie d'une fécondation in vitro. Il est a noté que les étudiants ne participent pas à la première phase du projet impliquant des animaux adultes. Les étudiants vont utiliser les embryons fixés obtenus durant cette phase préparatoire.
Bénéfices attendus
Acquisition par les étudiants de connaissances pratiques et du sens de l'observation dans le cadre d'un enseignement en biologie du développement.
Procédures
Il s'agit de stimuler la ponte d'ovocytes par les femelles de xénope afin de réaliser une fécondation in vitro. La durée de la stimulation hormonale est brève, environ 30 secondes. Le lendemain ces femelles sont massées une à deux fois pour induire la ponte des oeufs. Un male est anesthésié et les testicules sont prélevés. Le mâle est mis à mort juste avant l'opération. Compte tenu de l'efficacité relative de la stimulation hormonale et de la fécondation in vitro, une dizaine de femelles semble nécéssaire pour obtenir 1200 embryons par an, à raison d'une seule stimulation hormonale par femelle et par an. Un seul mâle sera euthanasié par an afin d'obtenir des testicules utilisables pendant 15 jours.
Impact sur les animaux
Stress induit par l'injection d'hCG pour les xénopes femelles. Stress induit par l'anesthésie pour le xénope mâle. Le jour de la fécondation in vitro, le ventre de la femelle est massé pour provoquer la ponte, par pression légère afin de mimer la pression naturelle apliquée sur l'abdomen par le mâle.
Devenir
A la suite de la stimulation hormonale, les femelles sont transférées dans un bac de réserve pour ne pas les mélanger avec les femelles qui n'ont pas encore été injectées et un délai de 6 mois de récupération est respecté avant une nouvelle injection. Les femelles qui ne pondent pas deux fois de suite sont mises à mort. Les autres femelles sont maintenues en vie tout au long du projet. Dans le cas d'animaux malades, des points limites ont été établis pour limiter la souffrance et permettre leur prise en charge adaptée.
Remplacement
La fécondation in vitro constitue la seule méthode permettant d'obtenir des embryons qui se développent de manière synchrone. Aucune méthode alternative n'a pour l'instant été mise au point permettant d'obtenir des embryons de xénope à différents stades du développement. Dans la mesure où il s'agit de travaux pratiques portant sur l'étude du développement , il est nécessaire pour les étudiants d'acquérir des compétences pratiques en effectuant les expériences d'hybridation in situ sur différents stades du développement.
Réduction
Les femelles xénopes pondent plusieurs centaines d'oeufs à chaque fécondation in vitro permettant de limiter le nombre d'animaux utilisés et de préparer les embryons pour deux travaux pratiques. Les embryons qui se développent, sont systématiquement fixés et peuvent être conservés plusieurs années dans de l'éthanol à -20°C pour de simples observations morphologiques. Pour les expériences d'hybridation in situ, le temps de conservation est moins long. Nous allons conserver certains embryons expérimentaux d'une année sur l'autre et tester l'efficacité de l'hybridation in situ. Si l'hybridation in situ reste aussi efficace, nous pourrions prévoir une période de microinjection de 15 jours pour deux années de TP. Par ailleurs, les expériences sont effectuées sur une période de 15 jours permettant l'utilisation d'un seul xénope mâle pour le prélèvement des testicules.
Raffinement
la durée de l'injection est minimisée afin de limiter le stress. La contention de l'animal est réalisée en mimant la prise du mâle lors de l'accouplement et en cachant les yeux de la femelle pour réduire le stress. A la suite de la ponte les femelles sont laissées à l'isolement pendant 24 heures pour faciliter la récupération. L’observation des animaux permet de mettre en place des critères observables définissant des points limites afin d’évaluer la douleur de l’animal et d’entamer des procédures de soins ou d’euthanasier les animaux. L’euthanasie s’effectue par dose léthale d’anesthésiant évitant toutes douleurs à l’animal.
Choix des espèces
Le xénope est un modèle standard de l'étude de l'embryogenèse. La femelle pond des centaines d'ovocytes, permettant de réaliser une fécondation in vitro à l'aide d'un broyat de fragment de testicule. Le développement est externe et peut s'effectuer dans de simples bacs ou aquariums. La fécondation in vitro permet un développement synchrone des embryons. De plus, les oeufs de l'espèce utilisée, le Xenopus Laevis font 1.2 mm de diamètre. Les changements de morphologie sont facilement observables à l'aide d'une simple loupe binoculaire. La réalisarion d'expériences de gain ou de perte de fonction se fait à l'aide d'un sytème standard de microinjection dès le début du développement. Les embryons fournis aux étudiants sont fixés et sortent du cadre des dispositions d'expérimentation animale à des fins scientifiques. Notre projet s'appuie donc exclusivement sur le suivi et la prise en charges de xénopes adultes nécessaires pour la stimulation hormonale de la ponte d'ovocytes et la fécondation in vitro.
Étude de l’effet de psychotropes chez la souris dans le cadre de l’enseignement pratique de pharmacologie.
- Enseignement supérieur
Objectifs
Le but du projet est d’étudier les effets de diverses substances médicamenteuses agissant sur le fonctionnement du cerveau, l’humeur et le comportement. Les effets pharmacologiques de ces molécules seront évalués chez la souris vigile à l’aide de tests comportementaux réalisés lors de travaux pratiques. Ce projet permettra de former l’étudiant à la mise en œuvre d’une procédure expérimentale chez un animal vivant dans le strict respect de la réglementation relative à l’expérimentation animale. Enfin, l’étudiant sera formé à l’exploitation et interprétation des résultats obtenus.
Bénéfices attendus
Le projet se déroule dans un contexte pédagogique. Il prépare les étudiants au métier de technicien dans les laboratoires de recherches dans des secteurs dans lesquels l’animal est utilisé à des fins expérimentales. Les objectifs sont d’acquérir des bases théoriques et pratiques en pharmacologie (science du médicament) et d’apprendre les bonnes pratiques en expérimentation animale dans le respect de la réglementation. La maîtrise de l’approche expérimentale sur l’animal vivant permet de répondre aux attentes du milieu professionnel et facilite l’insertion de nos diplômés. Voici les compétences en lien avec l’expérimentation animale qui seront acquises par les étudiants à l’issue de ce projet : •Contention de la souris (tenir l’animal correctement sans douleur et stress) •Préparation des solutions de médicaments •Administrations de traitements par différentes voies (sous la peau, dans la cavité abdominale, orale) •Mise en pratique des notions vues en cours sur les interactions entre médicaments, les substances agissant sur le cerveau, l’humeur et le comportement et les tests comportementaux associés.
Procédures
24 souris : 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec 24 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec 24 souris : 2 administrations par voie orale par animal avec contention, durée 15 24 souris : 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal à l’aide d’une micropipette sans contention (administration volontaire) durée 30 sec 12 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal avec contention, durée 15 sec 12 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 administration par voie orale par animal à l’aide d’une micropipette sans contention (administration volontaire) durée 30 sec 48 souris : 1 injection intrapéritonéale par animal, durée 15 sec + 1 injection sous cutanée par animal, durée 15 sec
Impact sur les animaux
Les souris traitées aux amphétamines, peuvent parfois être agressives entre elles et conduire à des mutilations. Les souris en sédation ou sommeil à la suite de l’administration des substances pharmacologiques étudiées peuvent présenter des signes d’hypothermie.
Devenir
A l’issue du projet, toutes les souris sont mises à mort. Certaines d’entre elles sont toutefois réutilisées dans la dernière procédure du projet avant d’être mises à mort.
Remplacement
L'utilisation d'animaux à des fins expérimentales demeure indispensable dans le cadre du BUT Génie Biologique conformément aux exigences définies dans le programme pédagogique national. En effet, les futurs diplômés doivent être en capacité de « participer à des activités mettant en œuvre de l’expérimentation sur animaux de laboratoire ». Cette compétence est essentielle car les diplômés travailleront souvent dans des secteurs comme la pharmacologie, la physiologie pharmaceutique ou la toxicologie où l’expérimentation animale est courante. Savoir utiliser cette méthode in vivo est donc indispensable pour répondre aux attentes du monde professionnel. De plus, l’étude des substances psychotropes et de leurs effets associés ne peuvent être réalisées que chez l’animal.
Réduction
Afin de réduire le nombre d'animaux utilisé dans ce projet, 72 souris sur les 168 requises pour la réalisation des procédures 1, 2 et 3 sont gardées pour la procédure 4. Cette réduction (30%) est possible grâce à des conditions d’hébergement à la fin de chaque procédure qui respectent les traitements administrés (autant de cages que de conditions expérimentales) et le délai d’une semaine entre les deux séances de TP.
Raffinement
Pour raffiner la réalisation des procédures décrite dans ce projet plusieurs mesures sont mises en place. Un enseignement spécifique consacré au bien-être animal, au respect des règles d’éthique et à la réglementation relative à l’expérimentation animale est dispensé aux étudiants depuis la 1° année de leur formation. Deux séances de travaux dirigés de 2h précèdent chaque TP pour permettre le bon déroulement des procédures expérimentales (traitements et tests comportementaux) et assurer la bonne prise en charge de l’animal (réduction de l’inconfort) au cours des procédures (Raffinement). Chaque souris est placée en cage individuelle pendant toute la durée de chaque procédure afin d’éviter le mélange de souris sous l'effet de substances aux actions opposées (sédation / excitation). Les souris en sédation ou sommeil sont placées sur des tapis chauffants pour éviter l'hypothermie. Pour minimiser le stress des animaux, les tests comportementaux sont réalisés dans des pièces distinctes de celle utilisée pour les traitements, à l’abri de tous types de nuisances. Des séances d’apprentissage à la réalisation de certains tests comportementaux ont été réalisées. La mise en place de la technique d'administration guidée par micropipette a été précédée d'une phase d’apprentissage préalable au cours de laquelle les souris reçoivent du lait concentré pour faciliter l’administration des substances par cette méthode. A la fin des procédures expérimentales, les souris testées sont contrôlées puis regroupées dans des cages en fonction des traitements reçus. Une attention toute particulière est portée aux souris recevant les amphétamines, parfois agressives entre elles. Des points limites stricts et spécifiques à chacune des procédures ont été également clairement identifiés et appliqués.
Choix des espèces
La souris est l’une des espèces les plus couramment utilisées dans les laboratoires de recherche, secteurs dans lesquels nos étudiants sont amenés à exercer en tant que techniciens. De plus, le criblage des psychotropes est majoritairement réalisé chez la souris, notamment à l’aide de tests comportementaux. Les souris adultes ont une taille qui rend leur manipulation possible par les étudiants.