Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Labyrinthe en T – Rat juvéniles
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Objectifs
Le trouble déficitaire de l'attention avec hyperactivité (TDAH) est un syndrome dont le diagnostic nécessite d'avoir trois composantes principales qui doivent persister pendant au moins six mois consécutifs: l'inattention, l'hyperactivité et l'impulsivité. La prévalence de ce trouble chez l’enfant de 6 à 12 ans est entre 3 et 6% en France. C’est un trouble du neurodéveloppement multifactoriel causé par de nombreux facteurs génétiques et environnementaux intriqués, intervenant tôt dans le développement du cerveau. La probabilité de transmettre ce trouble à sa descendance est de 75%. La thérapie cognitivo-comportementale (approche psychologique aidant les personnes à modifier leurs schémas de pensée pour améliorer leur comportement et leurs émotions) est particulièrement recommandée chez l’enfant atteint de TDAH mais elle n’est pas suffisante. Le traitement du TDAH nécessite une approche médicamenteuse en complément. Les seuls médicaments indiqués aujourd’hui dans le traitement du TDAH sont les psychostimulants apparentés aux amphétamines ou un inhibiteur sélectif de la noradrénaline utilisé en deuxième intention. Les psychostimulants procurent paradoxalement un effet d’apaisement chez l’enfant atteint de TDAH. L’efficacité de ces traitements médicamenteux est réelle chez certains patients mais néanmoins très perfectibles pour d’autres patients ne répondant pas à celui-ci. De plus, ces composés présentent des effets secondaires chez certains patients, notamment sur le plan du métabolisme, sur le plan cardiaque ou d’ordre psychiatrique. La recherche, encore aujourd’hui, de nouveaux traitements plus efficaces et présentant moins d’effets secondaires est donc une nécessité. Le modèle utilisé dans ce projet, le test du labyrinthe en T chez le rat juvénile, est un modèle qui représente le pendant impulsivité (inaptitude à attendre) chez l’enfant dans le TDAH. Ce modèle possède une bonne validité prédictive puisque les effets des médicaments possédant une autorisation de mise sur le marché pour le TDAH ont déjà été démontrés. Cela fait donc de ce modèle un bon modèle pour tester de nouveaux candidats médicaments. Le but de ce projet est de tester de nouveaux candidats médicaments, ayant montré une efficacité potentielle in vitro au préalable, dans un modèle représentatif du symptôme d’impulsivité observé dans le TDAH et qui a largement démontré sa validité, chez le rat.
Bénéfices attendus
Le précédent projet a permis de mettre en évidence des effets positifs d’un médicament qui a poursuivi son développement jusqu’à la mise sur le marché en Europe mais n’est pas remboursé en France car le servi médical rendu a été jugé insuffisant par la haute autorité de santé. A la fin de ce projet, nous espérons que certains candidats médicaments testés démontrent un effet significatif sur l’impulsivité des rats juvéniles comparé à l’administration d’un placébo par une augmentation du pourcentage de forte récompense choisie par les ratons dans notre modèle pour permettre de continuer le développement de potentiels futurs médicaments ayant moins d’effets secondaires et plus d’efficacité sur les patients résistants aux traitements actuels.
Procédures
Les animaux seront stabulés dans des cages opaques translucides (35 jours maximum). Ils seront soumis à un régime alimentaire particulier (18 jours maximum) comprenant des phases de jeun (maximum 24h), de restriction alimentaire et d’accès à l’alimentation ad libitum, en parallèle d’un test comportemental qui implique un choix entre une forte et une faible récompense alimentaire. Le but du projet étant de tester l’efficacité de candidats médicaments, les animaux seront injectés avec ces candidats médicaments, leur placébo ou des références positives de façon répétée (maximum 2 fois par jours sur toute la durée du test, durée d'une administration : moins d’une minute). Un prélèvement de sang pourra être réalisé sous anesthésie générale en fin d'étude et sur tous les ratons inclus dans une étude (5 minutes maximum). Lors de la journée d’habituation, les essais seront de 5 minutes environ et pourront de façon exceptionnelle aller jusqu’à 20 min maximum. Pour le reste du test, les animaux réaliseront 15 essais maximum par jour pour une durée totale maximale de 20 min.
Impact sur les animaux
Afin d’obtenir un niveau d’impulsivité nécessaire à la validité du modèle, les animaux dès leur arrivée dans nos locaux ne disposent pas d’enrichissement dans les cages et sont placés dans des cages blanches translucides laissant passer la lumière jusqu’à la fin de l’étude (à l’âge d’environ 7 semaines). Ils sont également soumis à une restriction alimentaire intermittente débutant deux jours après le sevrage et poursuivie jusqu’à la fin de la procédure de l'étude pour une durée maximum de 3 semaines. Cette restriction alimentaire est indispensable pour maintenir un niveau suffisant de motivation pour la nourriture, mais également un niveau d’impulsivité nécessaire à la validité du modèle. Lors de l’administration d’une nouvelle molécule, différents effets indésirables peuvent être observés tels que : l’inconfort dû à l’injection, une diminution ou une augmentation de l’activité. Dans notre projet, des études in vivo ont déjà été réalisées au préalable avec les candidats médicaments et ne montrent aucune toxicité particulière de ceux-ci. Les futurs candidats médicaments peuvent avoir différents modes d’administration. Une administration d’un candidat médicament entraîne une contention de l’animal qui peut induire un stress particulier. Un stress peut également être présent lors des premières manipulations des animaux dans la procédure comportementale. Des prélèvements de sang seront réalisés si besoin à la fin de l’étude sur animaux anesthésiés.
Devenir
Les animaux en fin d’étude seront mis à mort pour pouvoir réaliser des prélèvements d’organes post-mortem.
Remplacement
Le développement de candidats médicaments, en amont de l’utilisation de l’animal, est réalisé en plusieurs étapes : l’identification de la cible thérapeutique (pathologie), la compréhension des voies neurobiologiques de cette pathologie, la découverte de composés modulant la cible thérapeutique, l’optimisation de ces composés pour améliorer leur spécificité, leur profil pharmacocinétique et leur sécurité, leur validation fonctionnelle in vitro (ex : cultures de neurones) et leur évaluation pharmacocinétique et toxicologique in vitro. Suite à ces étapes et en amont du présent projet, des études in vivo pourront également être réalisées ou sous-traitées par le donneur d’ordre afin de déterminer plus précisément leur pharmacocinétique et leur toxicité. L’ensemble de ces études permettent de choisir les doses dénuées de toxicité, ainsi que la voie et le temps d’administration qui seront optimaux pour notre projet. L’étude comportementale réalisée dans ce projet consiste à évaluer l’impulsivité chez le rat. Pour être valide, un modèle alternatif devrait prendre en compte l’ensemble des phénomènes pharmacologiques, biochimiques et physiologiques qui ont lieu chez l’animal. A ce jour, aucun test in vitro ou in silico ne permet de rendre compte de l’ensemble de ces phénomènes et en particulier ceux qui conditionnent le comportement. Les tests utilisés pour les études comportementales ne peuvent donc pas être remplacés par des méthodes alternatives. Le recours à l’animal de laboratoire s’avère donc nécessaire pour étudier l’efficacité de nouveaux candidats médicaments.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude est fonction du nombre de groupes et du nombre d’animaux par groupe nécessaire pour l’obtention de résultats statistiquement exploitables, permettant de conclure de manière certaine. Etant donné les nombreuses données internes et la variabilité probable des réponses aux candidats médicaments, 12 animaux par groupe au maximum sont prévus afin d'assurer une analyse pertinente et une comparaison statistique fiable. De plus et afin de réduire au maximum les animaux utilisés dans ce projet, nous demandons à notre fournisseur d’effectuer des adoptions en interne pour nous fournir des mamans avec uniquement des ratons mâles.
Raffinement
Les animaux arrivent à 9 jours d’âge avec leur mère pour qu’ils puissent avoir une période d’habituation d’au minimum 12 jours avant leur sevrage et 14 jours avant le début de la procédure. Au sevrage, les ratons de la même fratrie sont regroupés par 4 dans une même cage autant que faire se peut. A partir du début de la restriction alimentaire, les animaux sont pesés quotidiennement (hormis les jours où ils ont un accès à la nourriture ad libitum) pour maintenir une restriction suffisante mais éviter qu’elle soit trop importante, et leur état sanitaire est évalué quotidiennement. Les granulés sont coupés en petits morceaux et un quart est mis au fond de la cage pour faciliter l'accès à la nourriture lors de la restriction. Des points limites spécifiques au projet ont été mis en place et seront appliqués.
Choix des espèces
Le répertoire comportemental des rongeurs correspond aux domaines de recherche abordés, contrairement à des espèces présentant un système nerveux central moins développé. Le rongeur est le modèle le plus courant en première intention pour évaluer les effets de candidats médicaments et les données obtenues permettent de calculer les doses administrables à l'homme prévues dans le cadre de premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux médicaments. Le rat possède des circuits dopaminergiques, noradrénergiques et fronto-striés comparables à ceux des humains qui sont largement connus pour être centraux dans le TDAH (contrôle attentionnel, impulsivité, motivation). Dans notre modèle, les rats ont montré une aptitude à l’apprentissage et à l’impulsivité plus importante que les souris ce qui permet de diminuer la durée du test. Le but de ce projet est le développement de nouveaux candidats médicaments dans le traitement du TDAH chez l’enfant. Les animaux utilisés seront donc des animaux jeunes (juste après le sevrage). L’étude débutera dans la semaine qui suit le sevrage des animaux.
Réalisation des travaux pratiques de formations réglementaires en expérimentation animale sur rongeurs
- Formation professionnelle
Objectifs
L’objectif du projet est la réalisation des travaux pratiques de formations réglementaires en expérimentation animale, conformément aux attendus législatifs. En effet, la réglementation (Directive européenne 2010/63/UE et Arrêté français du 1er février 2013 relatif à l’acquisition et à la validation des compétences des personnels des établissements utilisateurs, éleveurs et fournisseurs d’animaux utilisés à des fins scientifiques) impose à toutes les personnes travaillant avec des animaux utilisés à des fins scientifiques une obligation de formation spécifique : - Une formation initiale destinée aux soigneurs/applicateurs/concepteurs, selon la fonction occupée, dans l’année suivant leur prise de poste - Une formation complémentaire à la chirurgie, dans le cas de la pratique d’actes chirurgicaux Ces formations impliquent une partie d’enseignement pratique, sur rongeurs, permettant aux participants d’apprendre à mettre en oeuvre différents gestes de base, encadrés par des formateurs expérimentés.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont la formation des personnes travaillant au quotidien sur l’animal de laboratoire, le respect des dispositions réglementaires relatives aux compétences des personnels, ainsi que la diffusion d’une culture de la bientraitance des animaux.
Procédures
Au cours des séances de travaux pratiques (d’une durée totale de 4h), les animaux peuvent être soumis soit à quelques techniques d’administration de substances et de prélèvement sanguin réalisées sur animal vigile (formations initiales), soit à une chirurgie réalisée sur animal anesthésié avec analgésie (formation chirurgie). Pour les formations initiales, chaque animal pourra faire l’objet au maximum de 2 administrations et d’un prélèvement sanguin (3 gestes invasifs maximum par animal). Chaque administration/prélèvement sanguin dure au maximum 5 minutes, en comptabilisant la durée des éventuelles tentatives infructueuses, soit 15 minutes maximum pour les 3 gestes par animal. Pour la formation chirurgie, chaque animal pourra faire l’objet d’une unique procédure chirurgicale de stérilisation (ovariectomie), sous anesthésie et avec une analgésie appropriée. Chaque procédure chirurgicale dure au maximum 2h30, du début de l’anesthésie au réveil complet.
Impact sur les animaux
Les nuisances possibles pour les animaux sont principalement le stress ou la douleur pouvant être causés par des gestes incorrectement réalisées par les apprenants. Il y a également un risque de lésions tissulaires, d'hématomes et d'infection pour les gestes invasifs, ainsi que de détresse cardio-respiratoire et hypothermie lors de l'anesthésie.
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés à la fin des travaux pratiques pour l’apprentissage complémentaire de gestes techniques post-mortem.
Remplacement
Diverses méthodes sont mises en œuvre au cours des formations pour remplacer l’animal. Ainsi, pour les formations initiales, la méthode d’identification par poinçon auriculaire est enseignée sur des morceaux de papier, et des peluches sont utilisées pour les démonstrations et premiers gestes de contention. Néanmoins, pour l’apprentissage de l’approche de l’animal, de sa contention et des gestes techniques, les réactions comportementales de l’animal vigile ne peuvent être reproduites par des méthodes alternatives et restent indispensables pour finaliser une formation efficiente et pour permettre aux participants d’aborder les animaux dans les conditions les plus proches de leur réalité quotidienne. Pour la formation complémentaire à la chirurgie, des substituts synthétiques ou des pièces de boucherie ainsi que des cadavres de rongeurs sont utilisés pour les premiers gestes de suture et chirurgie. Néanmoins, l’observation des réactions physiologiques lors de l’anesthésie et l’apprentissage de la chirurgie des tissus vivants et vascularisés ne peuvent être reproduits par des méthodes alternatives et restent indispensables. Le ministère impose d’ailleurs l’utilisation d’animaux vivants pour la partie pratique de l’enseignement dans les formations en expérimentation animale. C’est pourquoi le remplacement de l’animal n’est pas totalement envisageable pour ces travaux pratiques.
Réduction
Nous prévoyons d’utiliser 1800 animaux maximum au total sur 5 ans. Ce nombre a été déterminé à partir d’une estimation du nombre maximum de formations annuelles : 3 sessions de formations initiales et 3 sessions de formation chirurgie, avec un maximum de 30 participants par session. A chaque session, 2 animaux par participant seront utilisés, afin de permettre l’ensemble des apprentissages pratiques. Afin de réduire le nombre total d’animaux utilisés à des fins scientifiques, nous utilisons uniquement des animaux de surplus de l’élevage de l’établissement, destinés à l’euthanasie. Si de tels animaux venaient à ne pas être disponibles dans l’établissement, des animaux de réforme d’élevage seront commandés auprès de fournisseurs agréés. Nous réduisons également au maximum le nombre d’animaux utilisés pour chaque stagiaire. Afin de limiter églement le nombre de participants, nos formations ne sont dispensées qu’aux personnes ayant l’obligation réglementaire de la suivre du fait de leurs missions professionnelles.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes aux standards réglementaires, avec un enrichissement adapté, eau et alimentation à volonté, et conditions environnementales contrôlées. En termes de raffinement pour les formations initiales, nous limitons au maximum le stress des animaux en amenant les animaux dans la salle au moins 1h avant le début de la séance et en commençant les travaux pratiques par une approche douce : en présentant, un à un, leur main dans la cage des animaux, les stagiaires prennent le temps nécessaire pour maîtriser leur propre appréhension et habituer les animaux à leur présence. Pour la préhension de l’animal, les méthodes utilisées sont parmi les moins stressantes pour l’animal. Les gestes techniques (administration et prélèvement sanguin) ne sont réalisés sur animal vivant que lorsque la contention est parfaitement maitrisée par les stagiaires, avec validation de l’encadrant. Le produit utilisé pour les administrations/injections est du sérum physiologique stérile avec un volume limité. Le volume de sang prélevé est également limité, de même que le nombre de gestes techniques appliqués à chaque animal : chaque animal fait l’objet au maximum de 2 administrations et d’un prélèvement sanguin. Pour la formation à la chirurgie, les souris sont anesthésiées et reçoivent, afin de limiter toute douleur per-opératoire et de raffiner au mieux la technique, un analgésique morphinique dès l’induction de l’anesthésie. Sa durée d’action couvre la totalité de la procédure chirurgicale. Pour éviter toute hypothermie, des tapis chauffants sont utilisés et les techniques enseignées visent à la manipulation atraumatique et aseptique des tissus. L’ensemble de la chirurgie est réalisé de façon aseptique, avec des instruments, des consommables et des gants stériles, après désinfection du site opératoire. Enfin, les encadrants veillent tout au long des séances de travaux pratiques au respect de l’éthique et de la bientraitance des animaux, ils sensibilisent en continu les stagiaires au raffinement des techniques et sont particulièrement attentifs à tout signe de douleur. Si un animal présente des signes de souffrance, la procédure en cours sera immédiatement interrompue et l’encadrant appliquera les points limites.
Choix des espèces
Les animaux utilisés pour ces formations sont des souris, car les formations initiales sont spécifiquement destinées aux personnes travaillant avec le groupe d’espèce « rongeurs et lagomorphes » et la souris est l'espèce la plus utilisée à des fins scientifiques. Pour la chirurgie, la formation n’est pas spécifique d’un groupe d’espèce, mais les souris étant les animaux les plus utilisés en recherche, l’enseignement les cible plus particulièrement. Les lignées utilisées sont non transgéniques.Les animaux sont préférentiellement des animaux de réforme de l’établissement (surplus d’élevage voués à l’euthanasie). L’achat d’animaux n’est réalisé qu’en seconde intention en cas de non-disponibilité d’animaux de réforme. Les animaux sont au stade adulte, entre 2 mois et 1 an. Ils ont ainsi les particularités anatomiques représentatives de l’espèce.
Formation réglementaire pratique aux bases fondamentales de la chirurgie chez les rongeurs : en utilisant l’ovariectomie comme modèle chirurgical
- Formation professionnelle
Rats : 84
Objectifs
Les personnes amenées à concevoir ou à réaliser des interventions chirurgicales sur des animaux dans le cadre de projets scientifiques, ont l’obligation réglementaire de suivre un enseignement théorique et pratique à la chirurgie expérimentale. Le projet concerne les travaux pratiques d’une formation aux bases de la chirurgie expérimentale à destination de ces personnes. Chaque session de formation totale dure 22h. Au cours de celle-ci, les participants sont préalablement sensibilisés à tous les aspects théoriques à l’occasion de cours et travaux dirigés. La formation pratique vise en particulier, sur un exemple pratique de chirurgie réalisée chez le rongeur, 1/ à leur dispenser les moyens de réduire, supprimer ou soulager la douleur ou la détresse des animaux lors de procédures chirurgicales, 2/ à acquérir la maitrise des gestes nécessaires au bon déroulement d’une intervention chirurgicale réalisée dans le respect du bien-être animal. Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux).
Bénéfices attendus
Chaque participant recevra ainsi une formation pratique pour mener à bien une intervention chirurgicale prenant en compte le respect du bien-être animal. La qualité de ces formations contribue ainsi à court terme à la maitrise des gestes chirurgicaux permettant d’obtenir à moyen terme des résultats scientifiques plus fiables et reproductibles en limitant au maximum le nombre d’animaux utilisés.
Procédures
Souris et/ou rates : Deux injections (anesthésiques et analgésiques) de 10 secondes, une intervention chirurgicale réalisée sous anesthésie d’une durée maximale de 45 minutes.
Impact sur les animaux
Chaque animal recevra en vigile deux injections de 10 secondes. Ces gestes peuvent induire un stress/et ou une douleur légère de très courte durée chez les animaux. Il subira ensuite une intervention chirurgicale (ovariectomie) réalisée sous anesthésie chimique, d’une durée totale de 45 minutes au maximum pouvant générer une douleur modérée pendant l’opération. L’animal peut être victime d’une hémorragie en cas d’une hémostase insuffisante (très rare).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure chirurgicale car la chirurgie réalisée en entraînement implique l’exérèse d’organes.
Remplacement
Si l’apprentissage des gestes chirurgicaux peut démarrer sur des modèles inertes, la bonne maitrise des gestes associés à une procédure chirurgicale en conditions réelles (surveillance du respect de l’asepsie, de l’anesthésie et des fonctions vitales de l’animal) nécessite cependant dans l’état actuel des connaissances un entrainement pratique sur modèle animal.
Réduction
Afin de réduire le nombre total d’animaux utilisés, et grâce à l’entrainement préalable que les participants recevront en amont, un seul animal par participant permettra la réalisation d’une chirurgie complète (rat ou souris). En effet, le passage à la chirurgie pratique ne sera pas réalisé tant que l’apprentissage des gestes n’est pas suffisamment bien maîtrisé, diminuant ainsi le risque d’échecs et l’utilisation d’animaux supplémentaires. Au maximum, 4 sessions de cette formation réglementaire seront réalisées par an dans cet établissement et le nombre de stagiaires par session de formation est limité à 40 participants, participant également ainsi à la réduction du nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Les animaux sont gardés en groupes sociaux de plusieurs individus dans un environnement enrichi dans une salle d’hébergement à part et ne sont amenés en salle de travaux pratiques qu’au dernier moment afin de réduire au maximum le stress des animaux. Un analgésique est administré 30 min avant le début de la procédure chirurgicale en quantité suffisante pour limiter toute douleur per- opératoire, sa durée d’action couvrant la totalité de la procédure chirurgicale. L’intervention chirurgicale est réalisée sous anesthésie générale conformément aux bonnes pratiques de narcose, myorelaxation et analgésie. Pendant la procédure chirurgicale, des points limites précoces et adaptés permettront de détecter tout signe de souffrance des animaux et de prendre les mesures correctives adéquates. Pendant la phase de réveil de 30 min, l’animal est placé sur un tapis chauffant dans une cage et sous surveillance renforcée permettant de détecter précocément tout signe de souffrance
Choix des espèces
Cette formation a pour vocation de dispenser tous les concepts inhérents et indispensables à toute chirurgie expérimentale (asepsie, anesthésie, analgésie, respect des structures anatomiques, choix du matériel, principe des sutures, suivi des animaux). Les notions enseignées sont applicables à toutes les espèces de mammifères utilisés à des fins scientifiques. Les rongeurs étant très majoritairement utilisés dans la recherche, ces travaux pratiques sont réalisés sur rongeurs. Le choix de l’espèce (souris ou rat) est fait en fonction de l’agrément de l’établissement d’accueil de la formation, et des besoins pédagogiques exprimés par les participants. Les rongeurs utilisés sont des jeunes adultes âgés de 8 à 12 semaines, présentant une maturité anatomique et physiologique adaptée à l’apprentissage des gestes chirurgicaux. Ce choix permet d’obtenir des conditions opératoires représentatives tout en respectant le bien-être animal et les principes des 3R
Evaluation préclinique de produits de santé pour la chirurgie des tissus mous – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Lapins : 800
Cochons : 800
Chèvres : 160
Moutons : 640
Objectifs
Il s’agit d’un projet de recherche et développement qui vise à étudier la performance (efficacité) de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous et/ou d’en évaluer la tolérance (sécurité). Il peut s'agir de produits de renforcement abdominaux (prothèse de renforcement), de produits permettant d'arréter les saignements (colle, poudre, compresses...). Ces produits destinés à être mis en contact avec le corps humain doivent être préalablement testés pour garantir la sécurité des patients et l’efficacité lors de l'utilisation clinique. La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. En ce sens, différents types d’essais peuvent être menés : - Essais de performance : - Essais de screening d’efficacité : Les essais de screening d’efficacité vérifient si la performance d’un produit mérite d’être approfondie ou s’il est nécessaire de mener d’autres études avant de passer aux essais de confirmation de performance. Ces essais sont essentiels dans la stratégie de réduction du nombre total d’animaux utilisés. - Essais de confirmation de performance : Les essais de confirmation de performance sont effectués après validation des essais de screening d’efficacité. Comme leur nom l’indique, ils visent à confirmer les résultats obtenus lors des essais préalablement menés sur un produit. - Essais de tolérance locale : Les essais de tolérance locale évaluent la réaction d’un organisme en contact avec un produit étranger. Dans ce projet, ces essais peuvent être réalisés en complément des essais de performance, sur les mêmes animaux. Les critères d’évaluation à prendre en considération sont définis lors de la rédaction du protocole d’essai. Ce projet pourra se conduire dans plusieurs EU partenaires, afin d'obtenir des résultats d'imagerie spécifique non disponible dans notre EU.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir des données de performance et de tolérance de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous. En mimant au plus près l'implantation du dispositif chez les patients, ces études permettront de mieux appréhender la réaction de l’organisme au produit à tester, et ainsi améliorer la sécurité et/ou les performances du produit, avant sa mise sur le marché.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester (cette intervention chirurgicale peut durer entre 1h30 et 2h30). Cette intervention a toujours lieu sous anesthésie générale (chimique et gazeuse), et analgésie. L’antibiothérapie est ajoutée au cas par cas en fonction de l’invasivité de la chirurgie et des risques infectieux associés. Des prélèvements sanguins peuvent etre réalisés en cours d'étude (en général un prélèvement à la chirurgie et un prélèvement en fin d'étude, d'une durée de quelques minutes). Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres types d'interventions non douloureuses, de type IRM ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie légère (en général, en fonction de la durée de l'étude, 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent etre envisagées en cours d'étude). L'IRM sera externalisé dans un EU partenaire, la durée de l'intervention est d'environ 1h30.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - mise à jeun - stress liés à la chirurgie - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours - hématome ou oedème au niveau du site opératoire, pendant quelques jours - défaut d'hémostase (hypotension, pâleur muqueuse, apathie) - défaut d'oxygénation, d'étanchéité de la cage throracique, difficultés respiratoires pendant quelques jours - reflux gastrique, vomissements pendant quelques jours - diarrhées, présence de sang dans les selles pendant quelques jours. Les douleurs post-opératoires peuvent apparaitre et seront prises en charge par des mesures de raffinement. Les animaux recevront une anesthésie fixe afin de réaliser l'imagerie, pouvant induire un stress. Du produit de contraste pourra être injecté grâce à un cathéter en intraveineux. Une légère perte de poids (non systématique) pourrait être observée dans les quelques jours suivant l'anesthésie.
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induit par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : tests mécaniques sur des prothèses abdominales pour évaluer la résistance du dispositif). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de chirurgie des tissus mous en raison des interactions complexes s'établissant entre le tissus ciblé et le dispositif lui-même. De plus, l’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation que doivent suivre les tests précliniques sur les dispositifs médicaux, avant de pouvoir lancer les tests cliniques.
Réduction
Le donneur d'ordre demandant la réalisation de ces tests s'engage à ne pas faire renouveler à l'identique un essai déjà mené précédemment. Par ailleurs pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu), pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêt à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes" sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc).
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, une période d’acclimatation pendant laquelle ils ne subissent aucune manipulation non indispensable est réalisée à leur arrivée dans l’EU. Ensuite, et avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations (exemples : habituation aux pesées, habituation alimentaire). Des enrichissements sont présents dans l’environnement des animaux (exemple : jouets), et ces mesures sont renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements : pommes dans la litière des porcs, ou friandises dans les jouets, et augmentation de la litière des ovins). Les transports des animaux vers les EU partenaires seront organisés dans le respect du bien-être animal et de la réglementation en vigueur (durée du transport jusqu'à 1h30 en fonction des EU avec ajout de litière et transport en groupe). Un contrôle clinique de chaque animal est réalisé par du personnel qualifié (vétérinaire, technicien ou zootechnicien) au départ et à l'arrivée. Lors des séances d'imagerie externalisées, afin de limiter le stress des animaux, une période de repos adéquate sera instaurée entre la réception des animaux et l'anesthésie et entre le réveil des animaux et le transport retour vers notre EU. La douleur des animaux : la chirurgie est réalisée sous anesthésie et analgésie (à base de morphiniques). En phase post-opératoire, les suivis quotidiens sont renforcés et des soins post-opératoires spécifiques peuvent être mis en place (désinfection des sites chirurgicaux à une fréquence adaptée). Les signes cliniques servant de points limites ont été définis, pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances. Selon l'espèce, les prises de sang peuvent être réalisées sous anesthésie générale (injectable et/ou volatile, lors d'une phase de chirurgie par exemple), ou sous sédation légère (voir paragraphe sur la liste des médications) avec au besoin une analgésie, afin de maitriser le stress et la douleur potentielle. Les conséquences de l’anesthésie/chirurgie : du gel oculaire est appliqué au niveau de la cornée lors des anesthésies des animaux pour prévenir l'assèchement oculaire. Une attention particulière est portée à la lutte contre l'hypothermie : température de la salle, isolation du sol, couvertures, lampes chauffantes si besoin. En cas de doute, une mesure de la température rectale est réalisée.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans les textes de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs ou le lapin. Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le porc ou les ovins/caprins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (le long terme: espèces à longue durée de vie). Le stade de développement est exprimé en âge ou en poids. Dans la plupart des cas, l’utilisation d’animaux adultes est recommandée. Le stade de développement est pertinemment sélectionné en fonction de l'utilisation clinique du produit ou de sa taille par exemple. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée. Cas particulier des porcs domestiques : étant donné les conditions d’hébergement, le comportement social et la manipulation des animaux, l’utilisation de porcs domestiques en croissance (âgés d’au moins 8 semaines) est la plus appropriée dans ce projet.
Mise en place d’un modèle expérimental sur les chauves-souris à des fins de formation et de recherche
- Formation professionnelle
Objectifs
Notre laboratoire est impliqué dans un projet global d'étude des maladies émergentes tropicales d'origine virale dont plusieurs ont pour réservoir des chauve-souris frugivores du genre Pteropus. Notre rôle est de maintenir en laboratoire, dans les meilleures conditions, des spécimens de ces espèces, et de réaliser des suivis cliniques ainsi que des prélèvements de sang sous anesthésie. La connaissance de la biologie, de l'élevage et des constantes normales de ces espèces est fondamentale pour la suite du projet. Nous devons donc, dans un premier temps, au contact d'un vétérinaire expert, former toute une équipe à l'élevage, à la manipulation et aux procédures de bases de notre laboratoire, déjà très performante dans le travail avec d'autres espèces animales. Les prélèvements réalisés au cours de cette phase d'apprentissage seront analysés et contribueront à l'amélioration des connaissances de base en hématologie et biochimie de ces animaux.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mettre en place l’hébergement et les procédures expérimentales sur les chauves-souris, récemment ajoutées à l’agrément de l’établissement. Il a pour but de former le personnel aux gestes techniques de base (manipulation, anesthésie, prélèvements, contention, etc.) et de favoriser la familiarisation avec cette nouvelle espèce. Ces formations contribueront à améliorer la qualité des futures études avec une meilleure maîtrise des techniques et une réduction du stress et de la douleur pour les animaux. Elles permettront également d’assurer des conditions de travail sécurisées pour le personnel et de renforcer les compétences internes de la plateforme. À terme, ce projet doit permettre de disposer d’un modèle expérimental fiable et d’un personnel formé, conditions necessaires pour la mise en œuvre des futures études en virologie.
Procédures
Trois essais de gestes techniques différents pourront être réalisés : une administration sous-cutanée, une administration intramusculaire ou intraveineuse (ou la pose d’un cathéter). Ces actes pourront être effectués sous anesthésie générale ou sur animal vigile après application d’une anesthésie locale. Le nombre de ponctions sera limité à deux par site au maximum, afin de réduire toute gêne ou irritation locale. La durée totale d’anesthésie ne dépassera pas une heure, incluant la phase de réveil et la surveillance post-anesthésique. La durée totale ne dépassera pas 5 à 10 minutes pour les gestes effectués sans anesthésie — les manipulations seront progressives et leur durée augmentera graduellement, sans toutefois excéder 10 minutes. Sous anesthésie, la durée maximale sera d’une heure. Un minimum de 7 jours de repos sera appliqué entre les sessions.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues dans le cadre de ce projet sont limitées. Elles concernent principalement le stress lié à la manipulation et à la familiarisation avec un nouvel environnement. Certaines formations pratiques pourront entraîner un stress transitoire ou un léger inconfort, notamment lors de la contention, de l’anesthésie ou de la réalisation de prélèvements sanguins.
Devenir
Dans ce projet, la grande majorité des actes techniques à mettre en place sont peu invasives et n’entraînent ni douleur significative ni altération durable de l’intégrité ou du bien-être de l’animal. Ainsi, la plupart des animaux seront gardés en vie à l'issue de leur procédure, afin de pouvoir être réutilisés, après avis du vétérinaire sanitaire et de la structure chargée du bien-être animal, prenant en compte un temps de repos suffisant en fonction de la procédure qui a été effectuée sur l'animal, ainsi que leur état de santé et des possibilités de réutilisation.
Remplacement
L’utilisation d’animaux vivants est rendue nécessaire pour cette phase de formation et d’acquisition des gestes techniques. Aucune alternative ne permet actuellement de reproduire les conditions réelles de manipulation, d’anesthésie ou de prélèvements sur des chauves-souris, dont la morphologie et le comportement diffèrent des autres espèces déjà étudiées. Des supports théoriques et audiovisuels (présentations, vidéos, photos) seront utilisés en amont pour limiter le nombre d’animaux impliqués et préparer au mieux le personnel avant toute manipulation pratique. Lorsque cela est possible, des modèles inertes (matériel de simulation, animaux décédés issus d’autres protocoles) pourront être utilisés pour les démonstrations initiales. Les séances pratiques sur animaux vivants seront donc réduites au strict nécessaire, et réalisées uniquement dans le cadre de la formation du personnel devant intervenir ultérieurement sur cette espèce.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera limité au strict nécessaire pour assurer la formation pratique du personnel et la mise au point des procédures expérimentales. Chaque séance de formation sera organisée de manière à maximiser l’apprentissage tout en réduisant le nombre d’animaux manipulés, en regroupant plusieurs apprentissages sur les mêmes individus lorsque cela est compatible avec leur bien-être. Les animaux ne seront utilisés qu’une seule fois par jour, avec des périodes de repos suffisantes entre les séances.
Raffinement
Les techniques utilisées sont les mêmes que celles que nous mettons en oeuvre pour nos projets. Trois principales mesures de raffinement sont utilisées. La première est la limitation du nombre d’actes par animal et par séances. Deux à huit répétitions de geste par animal et par séance (comme la prise de sang par exemple). Les volumes administrés ou prélevés sont minimes (< 1 ml). Largement inférieurs aux recommandations d’usage en recherche, puisque ce qui compte est que le geste soit bien réalisé. L’autre est un enregistrement précis des utilisations et réutilisations de chaque animal en respectant un temps de repos de 7 jours entre deux séances sans anesthésie et 15 jours entre deux séances avec anesthésie. Toute blessure au cours de la séance est prise en charge et prolonge le temps de repos de l’animal. De plus, les conditions hébergement des animaux seront adaptées à l'espèce, ainsi que leurs soins quotidiens. Seuls les animaux en bonne santé participent à ces séances de formation. Les séances sont interrompues si les animaux montrent un signe de mal-être ou de stress trop important. Des critères d'arrêt anticipé, très précoce sont mis en place pour éviter dee solliciter un animal qui n'est pas en parfaite santé et de les soigner au moindre signe de mal-être. Un programme de conditionnement avec des friandises adaptées sera mis en place. Enfin, la troisième mesure de raffinement repose sur la formation du personnel, qui sera assurée par le vétérinaire désigné, déjà formé dans la gestion et les soins des chauves-souris.
Choix des espèces
Chauves souris constituent des modèles d’intérêt majeur en virologie, en raison de leur rôle reconnu comme réservoirs naturels de nombreux virus, et de leur tolérance particulière aux infections virales. Les animaux utilisés seront des chauves-souris adultes.
Compréhension des mécanismes de l’oncogenèse du cancer de foie pédiatrique grâce à la technique d’injection hydrodynamique dans la veine de la queue de souris.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système gastrointestinal
Objectifs
Le carcinome hépatocellulaire (CHC) et notamment le cancer pédiatrique (hépatoblastome) sont des pathologies complexe, en raison de ses caractéristiques qui influencent son évolution et la résistance aux traitements. A ce jour le seul traitement pour l’hépatoblastome est la chimiothérapie avec une efficacité limitée et des effets secondaires et une toxicité non-négligeable. L'identification de gènes impliqués dans le déclenchement du processus de tumorigenèse est difficile en raison de la présence de plusieurs altérations qui n'ont pas d'impact fonctionnel. Nous avons généré un modèle murin qui récapitule le programme du développement du cancer du foie pédiatrique. L'utilisation de ce modèle à des stades précoces (avant l'apparition des tumeurs) permet de tester l'implication fonctionnelle de gènes qui coopèrent pour induire la formation de tumeurs. Nous avons conçu un programme de recherche interdisciplinaire pour identifier les gènes fonctionnellement impliqués dans l'initiation des tumeurs hépatiques et leur évolution en cancer du foie, ainsi que leur mode de coopération. Ces objectifs seront réalisés en exprimant dans les cellules du foie les différents gènes d’intérêt. Ce projet nous permettra de tester l’implication fonctionnelle de nouveaux gènes (seuls ou en combinaison) agissant comme régulateur du processus de cancérisation dans le foie sain. Cette stratégie nous permettra de tester directement l’implication de gènes candidats dans la formation des tumeurs pédiatriques dans un foie sain et d’évaluer de nouveaux candidats médicaments qui permettraient une meilleure réponse au traitement des tumeurs.
Bénéfices attendus
Ces études nous permettront d'identifier les gènes fonctionnellement impliqués dans la formation et l'évolution de tumeurs hépatiques pédiatriques ainsi que leur mode de coopération entre gènes. L'analyse par imagerie non-invasive permettra de suivre de manière longitudinale la formation, l'évolution et la régression des tumeurs. L’évaluation de nouveaux candidats-médicaments permet d’augmenter les taux de réponses et de cibler un maximum de la population pédiatrique atteinte du cancer du foie et ainsi de réduire la mortalité et morbidité de ce cancer. Nous prévoyons de faire un maximum de 2 études de nouveaux candidats par an, soit 10 nouveaux candidats médicaments sur 5 ans.
Procédures
Les souris subiront 1 seule injection de plasmides (qui véhiculent nos gènes d’intérêt) dans la veine de la queue pour une durée inférieure à 5 secondes. Certaines de ces souris seront traitées avec des drogues anti-cancéreuses, administrées en état vigile, selon les recommandations fournies pour chaque drogue. Après administration, la souris est placée en observation dans sa cage. La fréquence des injections dépend du type de traitement (variant de 1/jour à 1/semaine) pour une durée approximative d’entre 15 et 30 jours. Les analyses par imagerie non-invasive seront effectuées 1 fois par semaine sous anesthésie gazeuse. Chaque séance d'imagerie durera environ 5 minutes.
Impact sur les animaux
Cette technique d’injection est couramment utilisée dans plusieurs laboratoires situés dans le monde entier. Les nuisances attendues sont : 1) Nuisance globale de l'expérience d'injection qui n'est que temporaire (inférieure à 30 minutes). Au-delà de cette période, les souris ne montrent plus aucun signe de souffrance. A ce stade initial du développement de la tumeur, aucun signe de souffrance n'est détecté chez les animaux ; 2) l’administration d’agents médicamenteux pourrait entraîner une douleur légère pendant quelques secondes au moment de l’injection. ; 3) Formation et évolution des tumeurs pourrait entrainer des malaises pour la souris, d’où l’importance d’un suivi quotidien avec une grille de score qui tient compte des différents signes de souffrance pour y remédier; 4) Injection du réactif pour imagerie, peut induire une doleur légère temporaire au cours de l’administration ; 5) Anesthésie volatile pour les techniques d'imagerie. Un petit groupe de souris sera concerné para les nuisances liées à la biopsie pour le génotypage : douleur temporelle de quelques secondes pendant le prélèvement sous anesthésie gazeuse.
Devenir
Toutes les souris seront euthanasiées afin d'analyser les tumeurs d'un point de vue moléculaire et histologique.
Remplacement
Concernant les objectifs de ce projet, nous testerons certains gènes dans des modèles in vitro (culture d'hépatocytes immortalisés établis au laboratoire, lignées cellulaires, organoïdes de cellules de foie). Ces systèmes in vitro nous permettront de limiter nos études in vivo, en se focalisant sur les gènes candidats les plus pertinents, notamment ceux rapportés comme étant altérés chez les patients. Cette étape de validation in vivo, chez la souris, est indispensable pour valider dans un contexte physiologique l'implication des gènes candidats dans les processus de tumorigenèse et notamment dans des cas cliniques où leur altération a été décrite. En outre, l'analyse dans ce contexte in vivo est une étape obligatoire pour comprendre comment ces gènes influencent également l'environnement tumoral, notamment les cellules immunitaires.
Réduction
Dans cette étude, quand possible nous utiliserons l’imagerie in vivo (échographe) similaires aux appareils utilisés chez les patients, mais adaptés à la taille de notre modèle rongeurs. Ces imageries nous permettent de suivre l’évolution des animaux, en particulier la croissance tumorale, sur plusieurs semaines et de réaliser plusieurs types de mesures, ce qui nous permet de minimiser le nombre d’animaux nécessaire pour avoir des résultats utilisables. Afin de limiter le nombre d’animaux utilisé au maximum tout assurant des résultats statistiquement exploitables, nous avons calculé qu'un effectif maximum de 10 animaux par groupe serait suffisant pour les expérimentations d’efficacité et 6 animaux par groupe pour les expériences de toxicité. Le nombre d’animaux utilisés est déterminé afin d’obtenir des résultats statistiquement significatifs. Cet outil d’analyse statistique nous permet d’estimer le nombre d’animaux nécessaires, selon la variabilité des réponses obtenues. De plus, nous procèderons à une utilisation maximale des données obtenues sur chaque animal en réalisant des analyses post-mortem sur les tissus récupérés (foie, tumeurs, poumons, rate, sang, moelle osseuse). En outre, nous procèderons à une utilisation maximale des données obtenues sur chaque animal en réalisant des analyses biologiques, biochimiques et histologiques sur le même animal. Enfin, le contrôle des paramètres environnementaux et du statut sanitaire des animaux permettra de limiter la variabilité des résultats obtenus et de réduire le nombre d’animaux nécessaire à l’obtention de résultats statistiquement valables. Nous envisageons de mutualiser des groupes contrôles pour les différents tests, lorsque ce sera possible. Par exemple : 1) le groupe "plasmide contrôle" dans le cas où le même vecteur est injecté, 2) dans le cas d'injection
Raffinement
L'état de santé des souris sera quotidiennement surveillé ce qui nous permettra d’intervenir rapidement dès le moindre signe éventuel de souffrance pour les prendre en charge. Des stratégies d’optimisation seront mises en place au cours du projet afin de garantir le bien-être chez l’animal. La formation et l'évolution des tumeurs sera suivie au cours du temps par imagerie non invasive. En cas de souffrance de l’animal, des analgésiques seront administrés. Tout signe et/ou comportement anormal sera signalé et pris en charge par des compléments alimentaires ou une médication adaptée. Si les signes cliniques ne s’améliorent l’animal sera sorti du protocole. Les conditions d’hébergement classiques seront enrichies en alternance par afin d’enrichir l’environnement et d’éviter les comportements de stéréotypie.
Choix des espèces
Nos études nécessitent l’utilisation d’animaux et ne peut recourir à des stratégies de remplacement puisque la thématique principale de notre laboratoire est de comprendre les mécanismes impliqués dans des étapes d'initiation et d'évolution du cancer. Les modèles animaux que nous utiliserons représentent des alternatives prometteuses pour obtenir des résultats plus pertinents en ce qui concerne la compréhension du cancer chez l'Homme. En particulier, les approches utilisées dans notre équipe, combinant des études in vitro avec des analyses in vivo réalisées chez la souris, permettent d'identifier de nouveaux gènes, leur implication dans le développement de tumeurs hépatiques, et de mettre en évidence des nouveaux mécanismes de coopération entre gènes, comme nous l'avons déjà démontré. Les souris seront utilisées au stade jeune (moins de 2 mois). Cet âge permet d'évaluer l'initiation et l'évolution tumorale dans des individus pédiatriques, pour récapituler le contexte de l’hépatoblastome.
Enseignements expérimentaux de l’imagerie ultrasonore du cœur ou du cerveau chez le rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système nerveux
Rats : 320
Objectifs
Le projet, à visée pédagogique, a pour objectif d’enseigner aux méthodes d’imagerie ultrasonore appliquées à l’étude du cœur et du cerveau chez le rongeur, dans le cadre de travaux pratiques réalisés dans le strict respect du bien-être animal. La formation portera sur l’anesthésie et l’analgésie adaptées, l’application de techniques chirurgicales avec suivi post-opératoire, la surveillance physiologique, l’habituation progressive des animaux avant les séances d’imagerie, les manipulations douces, la détection précoce de la détresse animale, ainsi que l’enrichissement du milieu de vie. Elle permettra de diffuser des pratiques respectueuses du bien-être animal, d’améliorer la qualité et la reproductibilité des données, et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans les recherches futures.
Bénéfices attendus
Diffusion de bonnes pratiques en imagerie ultrasonore et méthodes fiables et reproductibles. Contribution à des avancées dans l’étude du cœur et du cerveau, avec un impact potentiel en cardiologie, neurosciences et oncologie. Raffinement des pratiques expérimentales, réduction de la douleur et du stress, et promotion durable de la culture du bien-être animal.
Procédures
Une imagerie cérébrale (825 animaux) ou cardiaque (40 animaux) sera réalisée sous anesthésie pour une durée d’environ 90 minutes, ou en état vigile (300 animaux) pour des sessions pouvant aller jusqu’à 2 heures par jour, sur une période d’une semaine à deux semaines maximums. Certaines procédures nécessiteront des interventions chirurgicales réalisées sous anesthésie, d’une durée comprise entre 45 minutes et 4 heures. Sept jours après la chirurgie, les animaux débuteront des séances d’habituation à l’imagerie en état d’éveil, dont la durée sera progressivement augmentée, par paliers de 15 minutes, jusqu’à atteindre 2 heures.
Impact sur les animaux
Stress transitoire lié à la manipulation, à la contention et aux injections anesthésiques. Altérations physiologiques possibles lors d’anesthésies prolongées (modifications des constantes vitales), surveillées en continu. Douleur légère ou inconfort lors de la fixation dans le cadre stéréotaxique. Gêne locomotrice transitoire post-opératoire (< 24 h). Risque de douleur post-opératoire légère à modérée malgré le protocole d’analgésie suite aux interventions chirurgicales. Infection possible de la plaie malgré les mesures aseptiques et l’administration d’antibiotiques préventifs. Stress modéré associé aux séances d’habituation avant imagerie.
Devenir
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. Certains protocoles incluant un réveil, les animaux ne seront pas réutilisés afin de prévenir toute souffrance résiduelle. L’euthanasie interviendra à la fin de la formation.
Remplacement
Pour apprendre et optimiser certaines techniques, la formation est d’abord réalisée sur des animaux décédés issus d’autres projets, avant d’être appliquée sur des animaux vivants. Les approches alternatives (modélisations numériques, fantômes d’imagerie, enregistrements préexistants) sont utilisées dès que possible pour limiter le recours aux animaux. Toutefois, elles ne permettent pas de reproduire la complexité physiologiques et fonctionnelles du cœur et du cerveau. Pour atteindre les objectifs pédagogiques du projet, l’étude de ces mécanismes intégrés nécessite l’utilisation d’animaux vivants.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs de formation. Il est défini de manière rigoureuse, en tenant compte des projets précédents et de l’évolution des besoins expérimentaux, notamment pour le développement de prototypes en collaboration avec des partenaires industriels.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en petits groupes sociaux, dans un environnement enrichi, avec une observation quotidienne de l’état de santé et un suivi spécifique de la douleur. Une habituation progressive aux manipulations et des séances dédiées permettra la réalisation des imageries en état d’éveil dans des conditions réduisant le stress. Toutes les chirurgies seront effectuées sous anesthésie générale avec analgésie appropriée, associées à des soins post-opératoires incluant protection oculaire et prévention des infections. Les dispositifs implantés ont été allégés et optimisés afin de limiter la gêne et d’améliorer le bien-être des animaux sur le long terme. Des points limites ont été mis en place et seront appliqués dès qu'ils seront observés.
Choix des espèces
Le rongeur est un modèle de référence en neurosciences et en imagerie cardiaque. Les projets du laboratoire utilisent principalement des souris et des rats adultes (6–9 semaines), âge auquel le cœur et le cerveau sont pleinement développés, ce qui permet d’obtenir une imagerie plus robuste et reproductible. Afin d’assurer la pertinence scientifique et pédagogique de la formation, celle-ci doit être réalisée sur les deux espèces et au même stade de développement que celui utilisé dans les projets expérimentaux.
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU2/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Formation aux gestes techniques spécifiques
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
L’objectif du projet est de former les personnes aux gestes techniques des différents types d’injections, de prélèvements et d’administration de substances par différentes voies afin d’assurer le bon déroulement des protocoles expérimentaux en termes scientifique et de bien-être animal. Il s’agit d’un renouvellement de projet. La formation sera dispensée par des personnels 'tuteurs' de l’unité bien formés à ces gestes et sensibilisés au bien-être animal.
Bénéfices attendus
La maîtrise des gestes est un prérequis pour le succès des futures procédures d’expérimentation animale du laboratoire, destinées à faire progresser les connaissances pour identifier des pistes thérapeutiques en santé humaine à moyen terme. La formation permettra aussi de faire en sorte que la manipulation des animaux soit effectuée selon les bonnes pratiques en termes de bien-être animal. Il s’agit du renouvellement d’un projet. Les bénéfices obtenus du précédent projet comprennent la formation de 3 nouveaux personnels sur contrat, 1 doctorant et de 2 personnels permanents.
Procédures
Il est prévu un prélèvement de sang (maximum 5 minutes/souris) ou une administration (maximum 5 minutes/souris) sur animaux anesthésiés ou vigiles selon le cas et les bonnes pratiques vétérinaires.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus concernent principalement les prélèvements sanguins pouvant générer des hématomes. Les injections peuvent occasionner une douleur localisée au point d’injection qui pourra être détectée si l'animal a tendance à se lécher ou se mordre au niveau de la zone douloureuse. Les administrations, intra-nasale ou intratrachéales, réalisées sous anesthésie, et le gavage ne devraient causer qu’une gêne passagère. Si l’animal est en souffrance au cours de la procédure, il sera mis à mort. Il s’agit d’un projet renouvelé, sans nuisances relevées lors du précédent projet, la majorité des actes étant réalisés sous anesthésie et de gravité légère.
Devenir
Dans cette DAP ‘Formation aux gestes techniques spécifiques’ nous limitons le nombre de geste par animal, l’animal est donc mis à mort une fois la formation au geste réalisée.
Remplacement
Ce projet est à visée de formation du personnel aux bons gestes techniques expérimentaux sur la souris afin de réaliser les protocoles de recherche avec compétence. Même si des rongeurs en plastique ont été développés pour permettre certains aspects de la formation à l’expérimentation animale, leur utilisation est limitée pour apprendre la maîtrise des gestes techniques de prélèvements sanguins, d’injections ou d’administration par voie orale, intra-nasale ou intra-trachéale. En effet, l’utilisation de rongeurs en plastique n’est pas possible puisqu’il est nécessaire d’avoir un animal vivant pour réaliser un prélèvement sanguin rétro-orbital ou sub-mandibulaire, il faut que la souris respire pour que l’instillation intra-nasale soit efficace, et il faut ouvrir la bouche de la souris pour effectuer l’administration par gavage ou intra-trachéale. De plus il n’est pas possible de vérifier que le volume injecté est allé directement dans les poumons par coloration avec le bleu Evans sur un rongeur en plastique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire pour acquérir la maîtrise du geste. Ainsi il est estimé qu’une répétition, soit 2 fois 5 animaux par groupe, sera nécessaire. Les animaux utilisés seront issus de l’élevage ne pouvant pas être utilisés pour les projets de recherche.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement afin de respecter leur bien-être et suivis avant et pendant l’expérimentation afin d’éviter au maximum la douleur et le stress au moment de l’expérimentation. Les dommages attendus pour l’animal sont limités, les gestes se faisant sous anesthésie générale, sans analgésie prévue, et les animaux étant mis à mort juste après le geste technique ou dès l’atteinte des points limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
La souris permettra l’apprentissage des gestes techniques - Les souris (consanguines ou génétiquement modifiées) âgées de 2 à 10 mois seront utilisées dans ces études. - L’établissement utilisateur où se situe notre laboratoire, utilise principalement des souris, ce qui nous donne de nombreux avantages en termes d’élevage, d’animaleries, d’expertise en techniques d’expérimentation animale ainsi que le suivi microbiologique et vétérinaire des animaux. - La souris est l’animal de laboratoire le plus couramment utilisé par la communauté scientifique internationale et pour les études précliniques, selon les références bibliographiques. La méthodologie envisagée est d’une mise en place relativement aisée sur ce type d’animal et nous avons acquis une pratique expérimentale sur cette espèce. Les animaux sont utilisés à l’âge adulte (entre 2 mois et 10 mois) qui correspond à l’âge des animaux étudiés dans les protocoles de recherche.
Formation des vétérinaires à la chirurgie
- Formation professionnelle
Objectifs
Ce projet vise à former les vétérinaires aux techniques chirurgicales avancées en mettant l’accent sur la chirurgie mini-invasive, digestive, urologique et thoracique. Les formations encadrées par des experts, permettent aux praticiens d’acquérir et de maîtriser des gestes opératoires essentiels, afin qu’ils puissent les reproduire en toute sécurité dans leur pratique quotidienne. Ces formations sont proposées par un leader mondial des technologies, solutions et matériels médicaux, qui accompagne les professionnels de la santé en proposant des formations adaptées à leurs besoins spécifiques qui intègrent une variété d'apprentissages, dont certains destinés aux vétérinaires. Les vétérinaires intéressés sont majoritairement ceux exerçant sur les carnivores domestiques et en médecine équine. L’approche pédagogique repose sur une progression graduelle, avec 60% du temps consacré à des modèles alternatifs (simulateurs, tissus non vivants) avant d’appliquer les techniques sur des modèles in vivo lorsque cela est nécessaire. Chaque formation est conçue pour optimiser l’apprentissage des vétérinaires tout en garantissant le respect des principes éthiques et scientifiques en expérimentation animale. Pour opérer les animaux, les vétérinaires utilisent les mêmes instruments que ceux utilisés en chirurgie humaine, et qui sont donc proposés pendant le cours.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation vétérinaire apporte des bénéfices significatifs à court et à long terme, tant pour les vétérinaires que pour les animaux opérés en pratique vétérinaire libérale. Pendant la durée du projet, il permet une amélioration immédiate des compétences chirurgicales des praticiens grâce à une approche pédagogique combinant théorie, entraînement sur modèles alternatifs et interventions sur modèles vivants sous anesthésie. De plus la formation permet une meilleure gestion des complications peropératoires et améliore la qualité de soins vétérinaires, réduisant ainsi les risques de complications et de mortalité post-opératoire. A long terme, l’impact sera durable puisque les vétérinaires formés appliqueront ces techniques dans leur pratique quotidienne, diffusant ces nouvelles compétences auprès de leurs confrères et contribuant à une standardisation des pratiques chirurgicales. Ce projet favorise également l’innovation scientifique en permettant l’optimisation et l’adoption de techniques chirurgicales avancées adaptées à la médecine vétérinaire. Enfin, en promouvant une approche plus éthique de la formation et en intégrant largement l’usage de modèles alternatifs, il participe activement à la réduction de l’utilisation des animaux dans les apprentissages tout en garantissant un haut niveau d’expertise pour les vétérinaires.
Procédures
La plupart des actes se dérouleront sous anesthésie générale. Ainsi, les cochons vont recevoir un sédatif (durée dinjectin d'une minute environ). Ensuite, pour l’intervention sous anesthésie générale, sous sédation, un cathéter sera posé, l’animal étant profondément sédaté, il n’y a que peu de réaction à cet acte qui dure environ une minute. La suite de l’intervention se déroule sous anesthésie générale maintenue par un respirateur permettant de nous assurer de l’absence de toute réaction ou souffrance pendant la durée de l'intervention pouvant aller jusqu'à 8h maximum. Ponctuellement, des prélèvements de sang à but éducatif ou de recherche pourront être réalisés sous anesthésie générale dans la limite des valeurs physiologiques recommandées.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pour les animaux sont liés aux actes suivants : - Anesthésie : injection d'un sédatif (douleur transitoire au site d'injection), pose de cathéter (douleur locale au site d'insertion du cathéter, risque d'hématome), risque d’hyperthermie maligne liée aux anesthésiques, risque de défaillance cardiorespiratoire - Chirurgie : inflammation au site chirurgical, risque d’hémorragie sévère non traitable chirurgicalement. - mise à jeun la veille de l'anesthésie de 16h pourvant entrainer des sensations de faim.
Devenir
L’ensemble des animaux sera mis à mort en fin de formation car les chirurgiens auront été formés à plusieurs interventions chirurgicales ne permettant pas de garder en vie des animaux de manière éthique
Remplacement
L'utilisation d'animaux est indispensable car l'utilisation de pièces anatomiques d'origine animale ou de vidéos ne permettent pas d’offrir un degré de formation suffisamment poussé : la plupart des vétérinaires effectuant les cours de bases vont dès leur sortie de formation reproduire ces enseignements seuls dans leur clinique : ils ont donc besoin de pouvoir pratiquer une chirurgie en condition réelle. Cependant, d'autres modèles sont tout de même intégrés dans ces formations. En effet, 60% du temps est consacré à l’utilisation de modèles alternatifs, intégrant le remplacement par des tissus non vivants tels que des mannequins, des simulateurs et des prélèvements d’abattoir. Cette approche vise à réduire autant que possible le recours aux animaux vivants. Cependant, certaines parties pratiques ne disposent pas encore de méthodes de substitution capables de reproduire avec précision les réactions physiologiques des animaux opérés (respiration, paramètres cardio-vasculaires, réanimation, etc.) ou la manipulation des tissus vivants (perfusion, ischémie, hémorragie…).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ces formations a été réduit à son minimum sans compromettre les objectifs de formation. Un même animal est utilisé pour réaliser plusieurs procédures et former plusieurs vétérinaires (2 à 3 chirurgiens par animal selon les formations). Cela permet à chacun de pouvoir s’exercer à l’ensemble des techniques chirurgicales enseignées, tout en utilisant le moins d’animaux possible.
Raffinement
Avant l’expérimentation, les porcs sont maintenus en groupe social pendant une période d’acclimatation d’environ une semaine en environnement contrôlé. L’enrichissement apporté pour favoriser leurs comportements naturels comprend une stabulation en groupe social, la mise à disposition de jouets à mâchouiller, à manipuler (balles, jouets, chainettes...), l’accès à des zones de repos distinctes des zones de défécation. L’environnement sonore en animalerie est aussi apaisé par la diffusion de musique. Pendant la période d'acclimatation, les porcs font également l'objet d'une habituation au contact humain au travers des interactions avec les zootechniciens au quotidien. Toute altération de leur état général sera reportée au vétérinaire qui mettra en œuvre des traitements adaptés. Pour la procédure chirurgicale, ils sont prémédiqués à l’aide de sédatifs avant d’être transférés au bloc opératoire. Un cathéter est posé pour l’induction de l’anesthésie générale. Ils sont intubés et placés sous anesthésie gazeuse avec assistance respiratoire. Une analgésie adaptée est également mise en place. Des points limites éthiques sont prévus, les animaux seront mis à mort en cas de perte sanguine importante faisant suite à une hémorragie sévère non traitable chirurgicalement ou en cas de défaillance cardio-respiratoire majeure. La Structure de bien-être animal et le vétérinaire désigné accompagnent le responsable de la mise en œuvre du projet et proposeront la mise en place de mesures correctives en cas d’atteinte au bien-être animal. A l’issue de la chirurgie, les animaux sont mis à mort sous anesthésie générale profonde.
Choix des espèces
L’anatomie du modèle porcin convient parfaitement aux formations chirurgicales pour les petits animaux, car il s’agit essentiellement de travailler les procédures d’ovario-hystérectomies, les procédures digestives (anastomoses intestinales, gastropexies etc..). Pour ce qui est de la chirurgie équine, nous nous limitons aux bases de la chirurgie coelioscopique (insertion des trocarts, utilisation et maniement des instruments, procédures de base telles que l’ovario-hystérectomie, et par conséquent, selon l’avis des spécialistes du domaine, le modèle porcin convient très bien également. Enfin, la taille du cochon est adaptée aux instruments de chirurgie conçus pour l’homme et également utilisés par les vétérinaires. En effet, les instruments (dont matériel pédiatrique) utilisés par les vétérinaires sont les même que ceux utilisées en santé humaine. Seront utilisés des porcs charcutiers, juvéniles entre 20 et 50 Kg (2-4 mois). La taille des organes des porcs à ce stade de croissance permet de simuler certaines chirurgies sur auxquelles les vétérinaires sont confrontés dans leur pratique courante, ce modèle offre les repères anatomiques recherchés par le praticien et permet d’utiliser les équipements et matériels chirurgicaux disponibles sur le marché. Il s’agit surtout d’acquérir des techniques chirurgicales pouvant être ensuite adaptées à un modèle plus petit (chien ou petit chat) ou plus grand (chevaux). Pour des raisons pédagogiques et logistiques et de bien-être animal, il n’y a pas lieu d’utiliser des porcs plus âgés qui peuvent peser jusqu’à 120kg.
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU1/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Formation en échographie abdominale du rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 40
Objectifs
L’imagerie est une méthode non douloureuse qui permet de détecter et caractériser les pahtologies. Elle permet de réduire le nombre d’animaux utilisés pour la recherche car elle permet un suivi non invasif de chaque animal en évitant les mises à mort à différents temps. C’est également une méthode qui parfois peut remplacer des méthodes invasives et douloureuses. L’échographie est une méthode d’imagerie in vivo non invasive et non irradiante qui nécessite une formation pratique pour pouvoir réaliser des acquisition et interpréter les images. Ce projet vise à former les personnels de recherche à l’utilisation de l’échographie du petit animal de manière autonome. Ceci permet d’augmenter le nombre de personnes capables de réaliser ces examens non-invasifs et de réduire à teme le nombre d'animaux utilisés dans les projets de recherche et de réduire la douleur pour certains actes.
Bénéfices attendus
Les personnes qui suivent cette formation sauront utiliser en pratique des échographes pour les projets de recherche utilisant les souris et les rats et les utiliser au mieux. A l'issue de la formation, elles auront appris à réaliser les gestes, prêter attention aux conditions expérimentales et exploiter au maximum les images acquises pour leurs projets de recherche. Ceci permet de contribuer à Réduire le nombre d’animaux grâce à l’imagerie dans les futurs projets et à améliorer les conditions d’expérimentation en évitant certains gestes invasifs grace à l'échographie.
Procédures
- les animaux pourront subir jusqu'à 8 anesthésie gazeuse d'une heure et demie. réparties sur 4 sessions. - pour la procédure 2, elles pourront subir en outre jusqu'à 5 injections de moins de 30 secondes, réparties sur 2 à 3 sessions. - pour la procédure 3, elles, pourront subir jusqu'à 3 injections de moins de 30 secondes et une chirurgie de moins de 40 minutes. 1 fois.
Impact sur les animaux
Tous les animaux subiront un stress léger de 10 minutes lié aux anesthésies gazeuses. Les animaux subiront un stress léger de 2 minutes lié à l’injection d’agent d’imagerie ou de médicament. Certains animaux subiront une douleur légère et de 2 minutes liée l’injection de cellules tumorales. Enfin des animaux subiront une douleur modérée de 30 minutes durant la chirurgie prévue.
Devenir
les animaux utilisés ne pourront pas être réhabilités et seront mis à mort.
Remplacement
La compréhension des images et l’explication du positionnement des objets dans l’image se fera d’abord sur des objets placés dans du gel échographique, avant de passer à l’animal. Il n’existe pas de fantôme de souris pour l’échographie, reproduisant les contrastes les textures, les mouvements (respiratoires et cardiaques) ou les flux permettant de se passer des animaux.
Réduction
Nous utilisons autant que possible les mêmes animaux plusieurs fois lors d'une session de formation Nous utiliserons autant que possible, des souris se portant bien mais qui auraient dû être mises à mort car issues d'élevage et non utilisées ou arrivées en fin de projet (souris témoins par exemple). Des souris seront commandées chez l'éleveur que s'il n'y a pas du tout ou pas suffisamment de souris de réforme.
Raffinement
Les échographies seront réalisées sous anesthésie gazeuse, les animaux placés sur une platine chauffante. Un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux des souris pendant l'anesthésie pour éviter toute lésion liée à un potentiel dessèchement de la cornée. La fréquence cardiaque et respiratoire et la température corporelle seront mesurées en permanence sur l’échographe. Un réchauffage additionnel est prévu par lampe infrarouge en cas de besoin. A la fin de l’examen, les animaux sont replacés dans leur cage d’origine elle-même placée sur un tapis chauffant. Pour les procédures douloureuses une analgésie adaptée sera employée. Une grille de score adaptée est utilisée et une analgésie est prévue en cas de douleurs modérées non-persistantes. En cas de douleurs persistantes l’animal sera mis à mort. Les animaux seront hébergés en groupe sociaux et disposeront d’un enrichissement adapté.
Choix des espèces
Cette formation est destinée aux personnes réalisant des examens sur les petits animaux, les deux modèles les plus répandus en échographie pré-clinique sont la souris et le Rat. Nous utiliserons des souris adultes de plus de 8 semaines, représentatives de l’anatomie des souris adultes observées en échographie Nous étudierons également des souris gestantes pour à des stades compris précoces (auxquels les embryons sont détectables sans ambiguïté) et tardifs (auxquels l’imagerie et la micro-injection guidées restent possibles). Nous utiliserons des Rats Adultes (12 semaines)