Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Evaluation d’immunothérapies par anticorps monoclonaux déplétant les mastocytes dans des modèles murins de mastocytose humaine.
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
La mastocytose est une maladie rare due le plus souvent à des mutations activantes d’un récepteur entraînant une différentiation et une prolifération aberrante de cellules immunitaires appelées mastocytes. La mastocytose est classée en trois types principaux selon le degré de sévérité et les organes atteints: la mastocytose cutanée (MC), qui affecte uniquement la peau ; la mastocytose systémique (MS), allant des formes indolentes aux formes sévères ou agressives, dans lesquelles au moins un organe extra-cutané est atteint ; et le sarcome mastocytaire, caractérisé par la présence d'une tumeur solide composée de mastocytes malins présentant une capacité d’infiltration destructrice et un potentiel métastatique. Selon la localisation tissulaire et la sévérité de la maladie, les symptômes peuvent inclure une irritation cutanée, des symptômes allergiques tels que l’anaphylaxie, ainsi que des déficits cellulaires, organomégalies (augmentation du volume des organes), et de l’ostéoporose. La forme la plus grave de mastocytose est la mastocytose agressive, dans laquelle il y a formation de tumeurs de mastocytes dans de nombreux tissus et dans la moelle osseuse et, dans la majorité des cas la survie des patients atteints de mastocytose agressive n’excède pas 3 à 5 ans après le diagnostic. Au-delà des traitements mis en place permettant de réduire les symptômes associés tel que les réactions allergiques, l’ostéoporose ou les atteintes cutanées, les thérapies visant à la destruction des mastocytes tumoraux induisent de nombreux effets secondaires et présentent un manque de spécificité, ce qui limite leur utilisation aux formes les plus graves de la mastocytose. Il n’existe pas à l’heure actuelle de solution thérapeutique satisfaisante dans cette pathologie. Ce programme de recherche a pour but de développer de nouvelles approches d’immunothérapie dans la mastocytose. Les résultats attendus des expériences que nous projetons de réaliser contribueront à mieux comprendre le développement de cette pathologie grave et à identifier de nouvelles approches d’immunothérapie pour soigner cette maladie.
Bénéfices attendus
La preuve de l’efficacité des anticorps déplétant les mastocytes in vivo dans les modèles murins décrits ci-dessous représente une étape essentielle pour la validation thérapeutique dans le traitement de la mastocytose et la justification du démarrage d’essais précliniques.
Procédures
L’irradiation n’aura lieu qu’une fois par animal (25 sec). Chaque injection des traitements (de 2 à 4 ; une fois par semaine) se fera sur animal vigile et sous contention (20 sec), alors que d'autres ainsi que le rasage de la zone d’injection se feront sous anesthésie gazeuse (induction/perte de conscience : 2min ; injection : 30 sec). L’imagerie non-invasive se fera sous anesthésie gazeuse (induction/perte de conscience : 2min ; prise de l'image : 5 min). Les prélèvements de sang seront réalisés également sous anesthésie gazeuse au minimum 1 fois par semaine (induction/perte de conscience : 2min ; prélèvement : 30 sec).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus sur les animaux sont en premiers liés à la douleur des aiguilles et à l’inconfort induits par les injections des traitements qui sont de courte durée (5 secondes). Des nuisances supplémentaires peuvent-être associées : L’irradiation peut entrainer une perte de poids transitoire, une léthargie et/ou alopécie. Le développement d’un système immunitaire humain chez la souris peut entrainer une anémie. Les données existantes suggèrent que ces effets apparaissent plus de 20 semaines après ce développementet se manifestent par des symptômes d’anémie, incluant pâleur des extrémités, baisse importante de l’activité et perte de poids rapide. Outre les effets indésirables décrits ci-dessus qui s’appliquent également dans le cas de souris humanisées à partir de nouveaux nés, la manipulation de ces animaux avant sevrage peut entrainer un rejet de la part de la mère. De plus, il est impossible d’évaluer le développement des cellules souches hématopoïétiques dérivées de patients mastocytose in vivo et on ne peut exclure la survenue de symptômes liés à une prolifération anormale des mastocytes et des atteintes comparables aux symptômes observés chez l’Homme. Les traitements ciblant les mastocytes peuvent induire des réactions allergiques de type choc anaphylactique se traduisant par une perte de température corporelle rapide et transitoire, supérieure à 8°C. Le développement de tumeurs solides sous cutanées dans les souris humanisées peut mener à l’apparition d’ulcérations cutanées et une potentielle perte de poids. Une perte de température corporelle rapide, transitoire et supérieure à 8°C peut survenir lors d’in modèle d’anaphylaxie systémique passive
Devenir
100% des animaux expérimentaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure, afin de prélever les organes post mortem.
Remplacement
Devant la complexité de cette pathologie, due notamment à l’implication de différents organes, le recours aux modèles animaux est indispensable. Toutes les études préliminaires visant à sélectionner les anticorps déplétant les mastocytes ont été réalisés in vitro dans des modèles de cultures de mastocytes humains. De ce fait, seuls les anticorps présentant le meilleur potentiel thérapeutique seront testés dans ce projet dans des modèles murins. De plus, l’utilisation d’un modèle in vivo pour tester les effets thérapeutiques d’anticorps déplétant les mastocytes nous permettra d’évaluer leur efficacité dans les différents tissues (bio-distribution), et leur capacite à induire la déplétion des mastocytes médiée par les cellules du système immunitaire inné.
Réduction
Les expériences décrites dans ce projet de recherche (incluant le nombre d’animaux par groupe) ont été élaborées sur les bases de travaux antérieurs et sur la base de notre expérience et de nos données préliminaires dans le domaine des mastocytes et des souris humanisées. Ceci dans le but de réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour l’obtention de données statistiques robustes permettant de répondre aux questions scientifiques. Nous utiliserons une moyenne de 5 animaux par groupe de même âge et sexe pour chaque expérience. Les expériences seront répétées 3 fois de manière indépendante afin d’assurer la validité de nos résultats. En fonction du type d’expérience, du nombre d’échantillons analysés et de la distribution des valeurs, le test statistique le plus approprié sera utilisé.
Raffinement
Les animaux utilisés dans ce projet sont maintenus dans un département de zootechnie dédié (environnement stérile), et soumis à une surveillance journalière. Les soins sont prodigués par des personnels spécialisés, avec une connaissance des procédures animales et des projets scientifiques que nous menons, dont la priorité est le bien être animale et le respect des lois bioéthiques en vigueur. Lors de leur arrivée dans la zootechnie d’expérimentation, quelle que soit leur origine, le souris auront une phase d’acclimatation dans une pièce séparée sur portoirs ventilés d’au moins cinq jours. Les souris seront hébergées à maximum 5 par cage en portoir ventilé dans un environnement contrôlé. L’enrichissement sera constitué d’une maison en plastique et de frisure de papier kraft pour faire un nid. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Durant toute la période d’expérimentation, l’état général des animaux sera observé au minimum une fois par jour, permettant une détection précoce de toute altération de l’état de santé et une adaptation rapide des mesures nécessaires, contribuant ainsi à la réduction de la souffrance animale. Pour chaque procédure, des points limites ont été défini pour limiter la douleur, la souffrance ou l’angoisse de l’animal et l'animal sera mis à mort s’il présente un de ces points limites d’arrêt de la procédure.
Choix des espèces
La souris représente le modèle animal le plus utilisé pour étudier les maladies humaines. En effet, l’élevage de souris est très productif, nécessite peu de place, et il existe de nombreux modèles bien établis grâce aux progrès scientifiques réalisés ces dernières années. Les lignées transgéniques nécessaires pour ce projet sont d’ailleurs principalement disponibles chez la souris, avec un contrôle précis de leur fond génétique. De plus, la physiologie de la souris, en particulier dans les modèles « humanisés » que nous utiliserons, présente de fortes similarités avec celle de l’être humain. Cela permet de reproduire de manière fiable des maladies proches de celles observées chez les patients. Les animaux seront utilisés entre 0 (injection des cellules souches hématopoïétiques dérivés de patients mastocytose) et 20 semaines (immunisation vaccin à ARNm, regreffe de lignées de cellules tumorale, traitement avec des anticorps déplétant) après la naissance. Pour maximiser le succès de la regreffe des souris avec des cellules souches humaines, des souris nouveaux-nés (jour 3 après la naissance) seront regreffées, avant que le système immunitaire murin ne soit trop développé. Les souris sont dites « humanisées » lorsque leur système immunitaire humain est composé de plus de 25% de cellules immunitaires humaines (dans la circulation) entre 12 et 16 semaines après l’injection des cellules souches hématopoïétiques ; c’est pourquoi, les animaux seront utilisés entre 0 et 20 semaines.
Exploration de la réponse immunitaire dirigée contre un virus dans le contexte de la transplantation cardiaque
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Lorsqu’un patient subit une transplantation d’organe et qu’il reçoit un organe provenant d’un donneur, son système immunitaire peut alors reconnaître cet organe comme étranger et provoque son rejet. Pour l’éviter, les patients doivent prendre des traitements immnosuppresseurs (anti-rejet). Ces médicaments visent à réduire l’activité de l’ensemble du système immunitaire et protègent l’organe transplanté mais ils rendent aussi les patients plus vulnérables aux infections. L’infection virale la plus fréquente après une transplantation est celle causée par le cytomégalovirus. Ce virus est très répandu dans la population générale. Chez une personne en bonne santé qui s’infecte pour la première fois, les symptômes sont souvent légers voire absents, car le système immunitaire contrôle rapidement l’infection. Le virus reste ensuite dormant, en « latence », dans différents organes (les reins, le foie, le cœur, les poumons…). Le problème apparaît lorsqu’un patient receveur, n’ayant jamais été en contact avec ce virus, reçoit un organe provenant d’un donneur porteur du virus. Sous traitements anti-rejet, le receveur ne peut pas développer une réponse immunitaire efficace contre le virus. L’infection peut alors se réactiver et entraîner des complications graves, compromettant la santé du patient et la survie de l’organe transplanté. L’objectif de ce projet est d’étudier la manière dont le système immunitaire réagit contre le cytomégalovirus après transplantation, en particulier sous traitement anti-rejet. Nous analyserons aussi l’impact des différences génétiques entre donneur et receveur. Pour cela, nous utiliserons un modèle expérimental de transplantation cardiaque chez la souris dans lequel le cœur de souris donneuses infectées de manière latente au cytomégalovirus sera transplanté à des souris receveuses n’ayant jamais été en contact avec le virus et traitées avec différents médicaments anti-rejet. Le choix du modèle de transplantation cardiaque se justifie par la taille plus importante des vaisseaux, rendant la procédure chirurgicale plus simple que pour d’autres organes. Les souris donneuses et receveuses seront génétiquement différentes afin de reproduire ce qui se passe lorsqu’un patient reçoit un organe infecté par le cytomégalovirus provenant d’un donneur génétiquement différent. La réactivation et la propagation du virus seront analysés dans les différents organes des souris receveuses, ainsi que la réponse immunitaire développée par ces souris.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre comment le cytomégalovirus est transmis au receveur lors d’une transplantation d’organe, ainsi que le rôle des principales cellules immunitaires impliquées dans le contrôle et la résolution de cette infection chez les patients transplantés. Les résultats obtenus permettront de également de préciser l’impact des traitements anti-rejet sur la réactivation et la dissémination du cytomégalovirus et de savoir comment moduler la réponse immunitaire du receveur afin de la rendre efficace contre le cytomégalovirus tout en limitant le risque de rejet, avec pour objectif de réduire la morbi-mortalité liée à ce virus et de prolonger la durée de vie des greffons.
Procédures
Toutes les souris donneuses de greffon cardiaque (soit près de la moitié du nombre total des animaux prévue pour ce projet) recevront une injection (du virus) dans le ventre sur animal vigile en début de procédure. 3 prélèvements sanguins sous anesthésie locale seront réalisés sur les souris donneuses (avant infection, une semaine après infection et quelques jours avant la chirurgie pour confirmer l’état de latence du virus). En fin de procédure, les souris donneuses recevront une injection d’anesthésiques (anesthésie générale profonde) dans le ventre et une injection d’analgésique morphinique dans le ventre avant la chirurgie. La peau sera désinfectée et incisée afin de prélever le cœur des souris donneuses. Durée de l’opération chirurgicale : 1h. Toutes les souris receveuses de greffon cardiaque (l’autre moitié des animaux de ce projet) seront anesthésiées profondément via une injection d’anesthésiques dans le ventre et recevront au total 4 injections sous la peau d’analgésique morphinique sur une période de 2 jours. Ainsi, sous anesthésie profonde générale et analgésie, la peau sera désinfectée et incisée afin de greffer le cœur de la souris donneuse au niveau du cou, puis suturée. L’opération chirurgicale durera 2h maximum. De plus, elles seront également soumises à des injections dans le ventre répétées 3 fois par semaine sur animal vigile (soit au maximum 27 injections sur 63 jours maximum), et à des prélèvements sanguins hebdomadaires sous anesthésie locale (soit jusqu’à 9 prélèvements maximum). Les injections dans le ventre et les prélèvements sanguins dureront 30 secondes (contention comprise).
Impact sur les animaux
Les injections et les prélèvements de sang répétés sont susceptibles d’entrainer un stress (lors de la contention) et une légère douleur lors de l’acte. La greffe de cœur correspond à une procédure bien documentée, les potentiels effets indésirables sont associés la plupart du temps à des soucis d’anesthésie lors de la chirurgie ou de suture des vaisseaux. L’intervention chirurgicale entrainera une gêne lors du réveil et une douleur malgré les analgésiques et risque d’engendrer des difficultés de mouvements ou des démangeaisons lors de la cicatrisation. L'infection à cytomégalovirus, aux doses utilisées ici, n'engendre pas de symptômes chez les animaux immunocompétents (c’est-à-dire non traités avec les traitements anti-rejet). Pour les souris traitées avec le traitement anti-rejet, l'infection peut causer l'apparition de signes généraux telles qu'une perte de poids ou une prostration, ou encore une hépatite (inflammation hépatique non douloureuse), ou une colite (associée à des diarrhées). L’infection durera 4 mois (pour les souris donneuses immunocompétentes) ou 2 mois (pour les souris receveuses sous traitement anti-rejet) au maximum. De manière générale, ces procédures peuvent donner lieu à des troubles des fonctions corporelles ou de l’état général des animaux. Les points cliniques généraux (aspect du poil, comportement, pesée) seront observés selon une fréquence déterminée pour chaque procédure ou étape au sein d’une même procédure. Les points limites propres à chaque procédure ont été décrits pour éviter toute souffrance.
Devenir
Les souris seront mises à mort avec une méthode réglementaire en fin de procédure afin de récupérer différents organes (poumons, foie, coeur, reins, rate et glandes salivaires). La mise à mort des animaux est donc nécessaire pour toutes les analyses biologiques et biochimiques. Toutes les souris ayant atteint un point limite avant la fin de la procédure seront également mises à mort avec une méthode réglementaire.
Remplacement
Ce projet ne peut être mené sans l’utilisation d’animaux car le système immunitaire est un système biologique extrêmement complexe et les interactions cellulaires aboutissant à la réponse dirigée contre le cytomégalovirus font intervenir de multiples acteurs immunitaires présents dans différents tissus ou organes lymphoïdes, ce qui est impossible à reproduire in vitro. De plus, le phénomène d’ischémie-reperfusion (lésions dues à l’arrêt puis retour du flux sanguin) est impossible à reproduire sur des modèles in vitro simplifiés, nous avons donc besoin de toute la complexité vasculaire et inflammatoire de l’organisme vivant pour reproduire ce phénomène observé en transplantation d’organe. Dans certains cas, la génération du stock de virus peut être réalisée par amplification sur lignées de cellules in vitro. Cependant, ceci a pour effet de dimiuner la virulence du virus, contrairement au virus amplifié in vivo et isolé à partir de glandes salivaires. Etant donné que, dans notre cas, nous devons utiliser la souche non modifiée et peu virulente afin d’étudier la réponse physiologique de certaines cellules immunitaires en particulier (ce qui n’est pas possible avec les autres souches de virus modifiées plus virulentes), et que le virus doit être suffisamment virulent afin d’infecter des hôtes immunocompétents et d’obtenir une infection latente (virus en état de dormance), une amplification initiale du virus in vivo (au niveau des glandes salivaires de la souris) est donc une étape nécessaire et non remplaçable par une amplification in vitro.
Réduction
Des calculs d’effectifs ont permis d’établir le nombre minimal d’animaux par groupe afin d’assurer la robustesse des analyses. Afin d’atteindre un effectif de 5-6 animaux par expérience, sachant que 2 types de protocoles expérimentaux incompatibles seront réalisés (soit 10-12 animaux par groupe), en prenant en compte le taux de réussite de 80-90% pour les greffes cardiaques, nous prévoyons 14 animaux par groupe. Au total, le nombre d’animaux prévus pour ce projet est de 1226 souris (mus musculus). Néanmoins, ce nombre est suceptible d’être revu à la baisse au cours du projet. L’étape de génération du stock de virus in vivo étant redondante avec un autre projet (déjà validé par le ministère), si la quantité de virus générée dans ce premier projet est également suffisante pour ce nouveau projet, nous ne réaliserons pas cette procédure. De même, le nombre d’animaux prévus pour l’entrainement technique à la greffe cardique correspond à un nombre maximal : ainsi, dès validation de la technique, nous passerons à l’étape suivante. Les différentes étapes de ce projet se feront séquentiellement afin de sélectionner au mieux les groupes les plus pertinents au fur et à mesure de l’avancée du projet, et ainsi de limiter le nombre d’animaux utilisés. Le maximum d’échantillons biologiques sera extrait de chaque animal, et plusieurs expériences seront réalisées sur les mêmes échantillons, afin d’éviter d’avoir à reproduire ultérieurement l’expérience par manque de matériel biologique.
Raffinement
Le bien-être des animaux sera évalué et pris en compte tout au long du protocole grâce un suivi rigoureux, incluant l’observation de leur poids, de leur comportement et de leur état général. Des points limites spécifiques à chaque acte ont été définis afin d’assurer une prise en charge adaptée. Afin de limiter les nuisances et douleurs liées aux injections et aux prélèvements sanguins réguliers, nous alternerons régulièrement des sites d’injection et les sites de prélèvement. Des traitements anesthésiques et analgésiques seront administrés afin de garantir le confort des animaux lors des interventions chirurgicales et des prélèvements sanguins. Bien que la douleur lors des injections ou des prélèvements dans ce protocole sera réduite grâce à l'administration d'analgésiques/anesthésiques, des points limites ont tout de même été définis pour les différentes procédures afin d'intervenir en cas de nécessité et de limiter la souffrance de l'animal. Après chaque chirurgie, les animaux seront placés sur un tapis chauffant et un suivi rapproché sera effectué. Le protocole chirurgical a été établi de façon à ce que le cœur de la souris receveuse est conservé et fonctionnel, ainsi, la perte du greffon cardiaque (issu de la souris donneuse) ne peut entrainer la mort et la souffrance de l’animal en soi. L'infection au cytomégalovirus des animaux traités sous traitement anti-rejet est susceptible de causer des symptômes spécifiques comme une inflammation du foie ou du côlon. Un suivi quotidien de leur état général sera effectué, et la survenue de diarrhées sera contrôlée. À cela s'ajoute un monitoring spécifique permettant de doser les enzymes du foie grâce aux prélèvement sanguins réalisés de façon hebdomadaire. Ces prélèvements sanguins réguliers sont donc nécessaires afin de suivre l’état de santé des animaux et de réagir plus précocément en cas de résultats insatisfaisants. Les animaux seront maintenus en groupes sociaux pour éviter le stress lié à l'isolement.
Choix des espèces
Du fait de sa similarité avec l’Homme en termes de génétique, d’anatomie et de physiologie, la souris représente un modèle expérimental privilégié pour l’étude de la réponse immunitaire anti-virale dans le contexte allogénique. Pour les expériences de transplantation, des souris âgées de plus de 8 semaines seront utilisées afin de garantir un système immunitaire pleinement mature capable de répondre à l’infection. Pour la production virale in vivo, des souris immunocompétentes agées de 6 semaines, déjà sevrées, seront utilisées afin d’optimiser le rendement, tout en préservant leur bien-être.
Étude du système immunitaire dans un modèle de dermatite atopique chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Objectifs
Ce projet s’intéresse aux mécanismes qui expliquent les maladies allergiques de la peau, en particulier la dermatite atopique (ou eczéma atopique). Cette maladie inflammatoire, fréquente dans les pays industrialisés, évolue par périodes de crises entrecoupées d’accalmies. Elle est liée à un mauvais fonctionnement du système immunitaire, qui réagit de manière excessive à des éléments pourtant banals de notre environnement. Les lésions cutanées apparaissent notamment parce que certaines cellules immunitaires, les lymphocytes T, sont attirées et activées dans la peau. Ces cellules perturbent la barrière naturelle de la peau et libèrent des substances inflammatoires (appelées cytokines) qui aggravent l’inflammation, favorisent les démangeaisons et réduisent les défenses antimicrobiennes de la peau. Le grattage exercé entretient ce cercle vicieux. Des travaux ont montré que, après une poussée, une partie de ces lymphocytes T se transforment en cellules « mémoires » qui restent durablement dans la peau, sur les zones déjà touchées. Ces cellules jouent un rôle clé dans les rechutes et expliquent la sévérité et le caractère chronique de la maladie. Les traitements actuels, comme les corticoïdes locaux, calment bien l’inflammation, mais n’empêchent pas la formation ni la persistance de ces cellules mémoires. Cela explique pourquoi ils ne permettent pas d’éviter les rechutes à long terme. L’objectif de ce projet est double : 1) Mieux comprendre comment ces cellules mémoires se forment et se maintiennent dans la peau. 2) Développer de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant spécifiquement ces cellules, afin de mieux contrôler l’évolution et la chronicité de la dermatite atopique.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes de la dermatite atopique, en particulier le rôle des cellules mémoires de l’immunité. Nous chercherons à préciser l’action de certaines molécules clés (messagers inflammatoires, récepteurs présents à la surface des cellules et régulateurs de l’activité des gènes) qui influencent le cycle de vie de ces cellules. Ces travaux pourront aussi servir de preuve de concept : ils montreront l’intérêt de cibler spécifiquement ces protéines des cellules mémoires pour développer de nouvelles approches thérapeutiques. L'objectif à long terme étant de trouver des cibles thérapeutiques potentielles, laissant place au développement d'un traitement empêchant les récidives.
Procédures
400 animaux recevront une application sur la peau d'un produit allergisant sur leur ventre rasé au début des procédures. Cette procédure (rasage + application du produit) sera réalisée sur animal vigile et durera au maximum 1 minute. 5 jours après, les animaux recevront des applications du même produit sur leurs oreilles (3 fois /semaine pendant 1 semaine), afin d'induire une réaction allergique chronique (inflammation). En fonction des groupes d'animaux (1440 animaux recevant une application d'un produit), ils recevront soit le produit décrit précédemment soit deux autres produits possibles (qui ne nécessitent pas de rasage préalable ni d'application sur le ventre) qui leur seront appliqués séparément sur leurs oreilles (3 fois / semaine pendant 2 semaines ; 5 fois / semaine pendant 1 semaine et demi). Cette intervention sera réalisée sous anesthésie générale afin d'éviter que les souris ne lèchent le produit avant qu'il n'ait pénétré dans la peau. L'anesthésie durera environ 30 à 45 min (3 ; 6 ; 8 injections au maximum sur toute la durée du protocole) . Les animaux pourront également être injectés (4 injections suplémentaires au total) avec un produit permettant d'induire sélectivement la suppression de cellules cibles. Ce traitement sera réalisé sur animal endormi par injection du produit (durée de la procédure d'injection : 10 secondes). Enfin, les oreilles des souris seront mesurées 5 fois par semaine, pendant 4 semaines, afin de suivre de manière quantitative l'inflammation (l'augmentation de l'épaisseur des oreilles étant un des signes de l'inflammation). Ces mesures seront effectuées sur animaux anesthésiés (durée de l'anesthésie gazeuse : 30secondes) afin d'éviter de générer un stress trop important chez les souris et pour réaliser les mesures les plus fiables et reproductibles possible.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables possibles sont : i) une légère douleur ou inflammation au point d’injection et un stress généré lors des injections ; ii) le stress généré par l’anesthésie et/ou l'application de l'allergène sur la peau ; iii) une légère inflammation (pouvant induire un grattage léger) au niveau des oreilles ou du ventre, après application de l'allergène ; iv) certains des animaux ont un sytème immunitaire réduit qui dans la nature leur serait défavorable, mais cela n'aura pas de répercution dans ce protocole car elles évolueront dans un milieu controlé et protégé.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort en fin de procédure afin de pouvoir prélever leurs peaux (oreilles) et leurs ganglions. Ces différents organes sont ensuite utilisés pour analyser la réponse immunitaire et histologique.
Remplacement
Aucun test in vitro ne permet de reproduire de manière satisfaisante la complexité de la réaction immunitaire de la peau et des organes immunitaires associés, dans le cadre de l’allergie. En effet, les cellules que nous étudions dans ce projet sont des cellules qui initialement circulent dans le sang et qui migrent dans la peau suite à la ré-application de l'allergène sur la peau de l'animal. Egalement, il nous est impossible de constituer une étude avec des participants naïfs (biopsie sur la première lésion de dermatite atopique sans traitements antérieurs). En effet, l'ensemble des patients venant se faire traiter à l'hôpital ont déjà reçus des traitements, ce qui fausserait complètement l'analyse et l'interprétation de nos résultats.
Réduction
L’estimation du nombre d’animaux par groupe est réalisée sur la base de notre expérience ainsi que sur la littérature scientifique et a été réduit au maximum sans mettre en péril une interprétation statistique de nos résultats. En effet, les expériences d'induction de poussée d'eczéma génèrent classiquement des réponses d'intensité variable chez les animaux, aussi, un minimum de 10 animaux par groupe expérimental est nécessaire afin de réaliser des analyses statistiques pertinentes et robustes. Les animaux ne réagissant pas ou peu à l'induction de poussée d'eczéma seront tout de même gardés dans l'étude et les statistiques. A noter que les expérimentations décrites ici indiquent le nombre maximum d’animaux susceptibles d’être utilisés dans ce projet. En effet, le nombre d’animaux utilisés pourra diminuer en fonction des résultats obtenus. Tout comme les 5 points de temps qui pourront être réduits si aucun résultats n'est sorti du précédent point de temps.
Raffinement
Afin d'optimiser le bien-être des souris, nous réaliserons une observation clinique des animaux 5 fois par semaine. Dans le cadre de ce projet, les animaux seront anesthésiés (anesthésie générale ou locale) pour chaque geste entraînant ou pouvant entraîner un stress ou une douleur pour l’animal, geste invasif ou non mais egalement pour éviter un risque de propagation de l'allergène qui pourrait entrainer des lésions d'eczema sur les pattes ou la face. Afin de limiter la douleur liée aux injections répétées, les souris seront injectées alternativement à gauche et à droite. Lors des injections, nous veillerons consciencieusement à ne pas toucher les mamelles des souris afin de ne pas les blesser. Dès lors, les animaux présentant des signes de grattage excessif allant jusqu'à entrainer l'apparition de plaies seront immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
La souris est un modèle très utilisé pour étudier les maladies inflammatoires telle que l’allergie en raison des nombreux outils mis à disposition pour l’analyse des réponses immunes . Cette espèce est également proche de l’homme en ce qui concerne certains marqueurs de la réponse immunologique comme la production de facteurs impliqués dans l'inflammation ou l'induction de populations spécifiques mémoires. Nous utiliserons des animaux adultes de 6 semaines à 8 mois car ces animaux possédent un système immunitaire complètement mature. Nous avons choisi d'inclure des animaux de tous âges afin d’utiliser au mieux les animaux transgéniques qui seront disponibles et parce que nous savons, grâce à des expériences antérieures, que la réponse attendus chez des souris de 8 mois est comparable à celle observée chez des animaux plus jeunes. Au maximum, certains animaux seront gardés jusqu'à 1 an après guérison.
Analyse de l’inflammation cardiaque par imagerie
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles cardiaques
- Troubles immunitaires
Objectifs
L’objectif de ce projet est de mettre au point une méthode d’imagerie permettant de détecter avec précision la présence d’une inflammation au niveau du cœur. Cette approche repose sur une technique d’imagerie médicale non invasive, capable de visualiser directement les zones du cœur où l’inflammation est active, sans recourir à une chirurgie ou à des gestes invasifs. Le projet se déroule en deux étapes. Dans un premier temps, l’imagerie est étudiée chez des rats témoins afin de vérifier que le signal obtenu est stable, reproductible et interprétable. Dans un second temps, l’approche est appliquée à un modèle expérimental d’inflammation cardiaque, afin de s’assurer que le signal observé augmente effectivement en présence d’une inflammation et qu’il est cohérent avec les observations réalisées sur le tissu cardiaque. Le but final est de disposer d’un outil d’imagerie fiable, précis et simple d’emploi pour mieux détecter et suivre l’inflammation du cœur. À plus long terme, cette approche pourrait contribuer à une meilleure compréhension des maladies cardiaques inflammatoires et à l’amélioration de leur prise en charge.
Bénéfices attendus
Les bénéfices susceptibles de découler de ce projet sont multiples: Les myocardites restent difficiles à caractériser : les symptômes sont très variables d’un individu à l’autre et l’état de fonctionnement du cœur ne reflète pas toujours l’intensité réelle de la pathologie. Dans ce contexte, le développement d’une méthode d’imagerie permettant de visualiser directement l’inflammation cardiaque contribuerait à une meilleure compréhension des mécanismes impliqués, en complément des approches actuellement disponibles. Cette approche offrirait un outil non invasif permettant de détecter et de suivre l’inflammation du cœur dans le temps, avec une meilleure précision que les indicateurs indirects actuellement utilisés. A plus long terme, elle pourrait aider à améliorer le diagnostic, le suivi de l’évolution de la maladie et l’évaluation de la réponse aux traitements, dans des contextes cliniques variés où l’inflammation cardiaque joue un rôle majeur.
Procédures
2 injections sous-cutanées (J0 et J7) pour induire la maladie, durée quelques minutes. Séances d’imagerie réalisées sous anesthésie : rats témoins : jusqu’à 3 examens (80 min chacune), rats avec myocardite : 4 examens (1 de 20 min et 3 de 80 min). Euthanasie sous anesthésie générale en fin de protocole pour analyses des tissus.
Impact sur les animaux
Chez les rats présentant une myocardite, le modèle induit une inflammation cardiaque moyenne. Les effets attendus sont limités : une perte de poids légère à modérée et une diminution transitoire de la fonction cardiaque. Tous les animaux seront exposés à des anesthésies générales courtes et répétées pour les examens d’imagerie, ainsi qu’à des injections réalisées dans un cadre strictement contrôlé. Une surveillance quotidienne est assurée, et l’euthanasie est immédiate dès qu’un point limite est atteint.
Devenir
Rats témoins : Euthanasiés en fin de procédure pour analyser leur cœur et vérifier son fonctionnement . Rats avec myocardite : Euthanasiés sous anesthésie pour faire les analyses sur leur cœur. En cas d'atteinte d'un point limite, les animaux seront immédiatement retirés du protocole et euthanasiés de manière indolore pour éviter toute souffrance inutile.
Remplacement
Aucune méthode in vitro ne permet de reproduire la distribution du biomarqueur, la perfusion myocardique ou la dynamique de système immunitaire en situation réelle.
Réduction
Chaque animal est suivi longitudinalement, ce qui augmente la quantité d’informations par individu et limite le nombre total d’animaux nécessaires (24 au total).
Raffinement
toutes les procédures sont réalisées sous anesthésie gazeuse, avec surveillance continue et retour rapide en cage. Les animaux sont suivis quotidiennement, et les critères d’arrêt sont appliqués strictement pour éviter toute souffrance inutile.
Choix des espèces
Le rat est une espèce largement utilisée dans les modèles expérimentaux de myocardite. Il développe de manière fiable une inflammation du cœur, permettant l’obtention de résultats reproductibles. Les animaux seront utilisés à un âge jeune adulte (8 à 10 semaines, 180–220 g). A ce stade, leur cœur fonctionne de façon stable, et leur taille permet de réaliser des injections fiables et des examens d’imagerie de bonne qualité.
Validation d’un modèle d’inflammation cutanée chez le PNH
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Objectifs
L’objectif du projet est de valider un modème d’inflammation cutanée chez le primate non humain afin de reproduire une réponse inflammatoire cutanée comparable à celle observée chez l’homme dans le cadre d’un psoriasis. Le psoriasis touche 2 à 3 % de la population, ce qui en fait une maladie chronique fréquente et un véritable enjeu de santé publique. Son caractère inflammatoire systémique justifient une recherche active pour mieux comprendre ses mécanismes. Enfin, son fort impact sur la qualité de vie rend indispensable le développement de traitements plus efficaces et mieux tolérés. De plus, le psoriasis partage des mécanismes inflammatoires avec d’autres maladies auto-immunes extrêmement invalidante, comme l’arthrite rhumatoïde. Les modèles expérimentaux de psoriasis sont donc aussi utilisés comme des portes d’entrées sur d’autres maladies inflammatoires pour lesquelles il n’y a pas de modèles satisfaisants. Mieux caractériser ce modèle au niveau des mécanismes inflammatoires impliqués permettra de l’utiliser pour tester des candidats médicaments dédiés à d’autres indications thérapeutique et accélérera leur développement. Dans le cadre de cette validation, des prélèvements cutanés et sanguins seront réalisés, cette approche permettra de caractériser les profils d’expression génique associés à la réponse inflammatoire et de confirmer la pertinence biologique du modèle. Un modèle similaire a été décrit chez la souris puis chez le primate non humain mais une revalidation est nécessaire : • les données existantes concernent une autre espèce de primate non humain, susceptible de présenter des différences immunologiques. De plus, les données méthodologiques sont lacunaires et ne permettent de pleinement juger de la pertinence du modèle ou de le reproduire. • il faut spécifiquement vérifier l’activation de certaines voies de signalisation inflammatoires dans les lésions induites, étape indispensable pour le développement de candidats thérapeutiques ciblant certaines populations immunitaires. La validation du modèle dans cette espèce vise ainsi à confirmer sa pertinence biologique, sa reproductibilité et son adéquation aux besoins du programme de recherche, en vue de son utilisation ultérieure pour l’évaluation de nouvelles approches thérapeutiques destinées aux maladies inflammatoires cutanées.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ces projets sont à terme, la validation d’un modèle préclinique qui induit une réponse inflammatoire cutanée similaire au psoriasis humain, tant sur le plan clinique qu’immunologique, d’étudier les mécanismes immunitaires induits par cette crème chez le primate, plus proche de l’homme que les rongeurs, pour mieux caractériser les voies impliquées et enfin d’avoir un modèle validé pour évaluer l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches thérapeutiques.
Procédures
Tous les animaux du projet auront la même procédure. Au cours de ce projet, les animaux vigiles auront une application de crème sur le dos quotidiennement pendant 15 jours. L’application de la crème et la contention durera environ 10 minutes. Cette contention pour l’application de la crème permettra également de faire une observation dermatologique rapprochée quotidienne du site d’application. Les animaux auront également 5 prélèvements de sang de 2,5ml, pour un volume total prélevé de 12,5 ml sur 2 semaines. Les animaux seront vigiles lors des prélèvements de sang uniquement les jours sans biopsie de peau. Les jours de biopsie, les animaux seront anesthésiés, les prélèvements de sang se feront donc à ce moment là. Chaque prélèvement dure entre 3 à 15 minutes (contention et prélèvement compris). Quatre prélèvements de peau par animal seront réalisés chez tous les animaux et sous anesthésie générale et analgésie (après une mise à jeun inférieur à 16h). Pendant cette anesthésie, des mesures spécifiques dermatologiques tel que l'hydratation ou le pH de la peau seront prisent de manière non invasive avec des appareils de mesure spécialisé. Le prélèvement durera environ 30 minutes (anesthésie et mesures comprises). Le suivi des poids tout au long du projet nécessitera une contention d’environ 5 minutes. Pour le confort des animaux, certains prélèvements et suivis pourront être réalisés simultanément (ce qui diminuera le nombre de manipulations et de contentions). Des points limites précoces ont été déterminés afin de prendre en charge toute forme de douleur ou de souffrance. En cas d’atteinte d’un de ces points, l’animal concerné sera pris en charge selon les recommandations du vétérinaire.
Impact sur les animaux
Sur la base du mode d’action de la crème utilisé et de sa cible cutanée des lésions au niveau de la peau pourront être observées. La réalisation de prélèvements sanguins peut également provoquer un stress, une douleur légère et/ou l’apparition de réactions locales (du type hématome ou oedème léger par exemple) au niveau de la zone de ponction. Les prélèvements de peau sous anesthésie pourront provoquer des douleurs au niveau de la zone de prélèvement ainsi qu’un hématome et dans de très rare cas une déhiscence de plaie ou infection de la zone de prélèvement. L'anesthésie des animaux pourra également engendrer un stress ou une sensation d'inconfort lié à la mise à jeun (maximum 16h), à la procédure d'induction (contention, administration, perte de conscience...) ou lié au réveil de l'animal (risque de vomissements, perte d'équilibre...).
Devenir
À la fin du projet, tous les animaux seront gardés en vie après examen et avis du vétérinaire de l’établissement utilisateur.
Remplacement
Le modèle d’inflammation cutanée présenté vise à reproduire une réponse inflammatoire cutanée complexe, impliquant des interactions immunitaires proches de celles observées chez l’homme. Ces caractéristiques sont essentielles pour garantir la pertinence des résultats et la prédictivité des réponses thérapeutiques. Bien que des modèles de peau in vitro permettent d’étudier certains mécanismes cellulaires, ils restent limités dans la reproduction de la complexité immunologique, vasculaire et systémique observée in vivo. À ce jour, aucune méthode alternative in vitro ou in silico ne permet de capturer de manière fiable cette dynamique intégrée. L’utilisation des animaux demeure donc indispensable pour valider le modèle et assurer la transposabilité des données vers la clinique dans le cadre du développement de nouvelles thérapies.
Réduction
Le nombre estimé d'animaux utilisés dans ce projet a été défini à 4 primates. Il a été réduit au minimum afin de tout de même obtenir des résultats fiables interprétables. Le but étant aussi de faire des analyses génétiques, il était important d'avoit au moins 4 animaux pour avoir une diversité de profils et de variations potentielles.
Raffinement
Afin d'optimiser leur bien-être et de leur permettre d'exprimer leurs besoins comportementaux, les animaux sont hébergés en groupes sociaux de même sexe. De l'eau fraîche ad libitum est mise à leur disposition et un aliment adapté à l'espèce et au poids de chaque individu est distribué quotidiennement. Les paramètres environnementaux de l'animalerie sont également suivis et contrôlés afin de répondre aux exigences physiologiques de l’espèce. En parallèle, un programme d'enrichissement complet est mis en place au sein de l'animalerie. Ce dernier comprend : - Des enrichissements structuraux permettant aux primates d'évoluer dans un environnement tridimensionnel ; - De la litière pour leur permettre de fourrager ; - Des jouets variés faisant l'objet d'une rotation une fois par semaine pour éviter que les animaux ne se lassent ; - Des friandises et des fruits et légumes frais distribués quotidiennement (cachés dans la litière ou dans des jouets distributeurs) ; - De la musique d'ambiance est diffusée pendant la journée à un volume raisonnable dans le but de réduire le stress en couvrant le bruit causé par les activités du personnel dans les salles adjacentes et en habituant les animaux à la voix humaine. Une période d'acclimatation sera mise en place avant le début de l’étude. Un programme d'habituation à l'Homme et de conditionnement aux actes techniques associés à du renforcement positif permettra de réduire le stress des animaux lié aux manipulations (prise de sang, application de la crème). Les animaux seront suivis individuellement et bi-quotidiennement tout au long de l'étude pour détecter tout signe de stress ou de douleur. De même, le personnel veillera à garder une interaction quotidienne avec chaque animal afin de diminuer le stress qui pourrait être engendré par les manipulations. Les temps de repos accordés aux animaux entre les prélèvements et les volumes prélevés respecteront les recommandations éthiques en vigueur. Des mesures préventives et correctives de diminution de la douleur et du stress ont été déterminées au préalable sans compromettre les objectifs scientifiques de l’étude. Enfin, des points limites précoces ont été déterminés afin de prendre en charge toute forme de douleur ou de souffrance. En cas d’atteinte d’un de ces points, l’animal concerné sera pris en charge selon les recommandations du vétérinaire.
Choix des espèces
L’utilisation du primate non humain pour le modèle d’inflammation cutané induit par l’application d'une crème sur la peau est justifiée par sa similarité immunologique avec l’humain. Les primates ont un système immunitaire proche de celui de l’humain. Ce modèle induit une inflammation de la peau et une activation immunitaire locale. Chez le primate, l'activation immunitaire est exprimé de manière comparable à l’humain, ce qui garantit une réponse pertinente pour l’évaluation des thérapies. Le développement de ce model permettra d’avoir des résultats transposables et prédictifs pour l’homme. Des animaux juvéniles seront utilisés dans ce projet (jeunes adultes). Dans la littérature, certaines études montrent que les animaux matures (>4ans) sont statistiquement plus sujet aux anomalies liées au vieillissement pouvant affecter la qualité des échantillons prélevés et notamment les analyses histologiques. Sachant que des prélèvements de peau pendant l’étude seront réalisés en fin d’étude dans ce projet, il est préférable d’écarter au maximum ce biais lié à l’âge des animaux.
Immunotherapie et Thérapie Photodynamique des mélanomes : du fondamental aux applications thérapeutiques combinatoires
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
Le mélanome est un cancer agressif fortement immunogène dont l’incidence et la mortalité demeurent inquiétantes. Le traitement de 1ère intention repose sur des immunothérapies et des thérapies ciblées. Cependant certains patients échappent au traitement. La thérapie photodynamique (PDT), utilisée de manière courante en dermatologie, consiste en l’illumination de cellules tumorales préalablement photosensibilisées par un agent pharmacologique. En présence d’oxygène, et suite à une exposition à une lumière appropriée, l’agent photosensibilisateur (PS) génère des espèces réactives de l’oxygène responsables de la mort tumorale associée à une réponse immunologique permettant d’accentuer l’effet antitumoral de la PDT. La PDT antitumorale émerge comme une nouvelle modalité de traitement efficace avec un nombre croissant d’essais cliniques de faisabilité sur divers modèles d’études dont le mélanome. Le Rose Bengale (RB) est un PS déjà employé en clinique, mais pour de la PDT, or il est un bon candidat pour des lésions cutanées comme le mélanome. Notre projet vise donc à tester l’efficacité in-vivo de la PDT au Rose Bengale dans le mélanome ; à vérifier l’effet immunogène de ce traitement dans un modèle simple et grâce à un modèle à deux tumeurs pour estimer le potentiel abscopal (à distance de la lésion traitée) du traitement. Le positionnement de la PDT dans la stratégie de traitement sera également estimé en associant la PDT-RB à une immunothérapie spécifique ou sur un modèle de cellules résistantes aux thérapies ciblées.
Bénéfices attendus
Il s'agit pour nous d'évaluer l'efficacité de nouveaux traitements dirigés contre le mélanome humain. Les paramètres de PDT-RB testés auront préalablement été sélectionnés sur un ensemble d'expériences réalisées sur les modèles cellulaires en laboratoire. Il s'agira donc de confirmer l'efficacité de la PDT-RB dans le cadre d'un être vivant complet humanisé. Le bénéfice à long terme sera de pouvoir mettre sur le marché de un nouveau traitement, de le positionner dans la stratégie thérapeutique et ainsi d'aider dans la lutte contre le mélanome. L'analyse de l'importance de la réponse immunitaire sur leur mode d'action fait que ces futurs traitements pourraient s'intégrer dans des programmes adaptés à chaque patient au bénéfice d'une médecine personnalisée.
Procédures
Toutes les procédures ont en commun la mise en place du modèle et pour cela les animaux subiront une chirurgie sous anesthésie générale (10 min entre l’endormissement et le réveil). La cicatrice pourrait également être l'objet de démangeaison légère sur les 5 premiers jours. Une semaine après, les animaux subiront l’injection de cellules humaines à la fois immunitaires et tumorales, ce qui pourrait engendrer un léger stress de courte durée. Le modèle en place permettra de tester les traitements. Pour la PDT, les animaux auront une injection intratumorale du Rose Bengale (RB) et seront illuminées (extracorporel) 2h après l'injection pendant 10 min. L'injection pourra être la source d'un stress léger de courte durée. L’immunothérapie sera ajoutée par une injection qui sera répétée toutes les semaines (1 fois par semaine); là encore un stress legéer de courte durée pourrait etre generé à chaque injection. Pour le suivi immunologique, un prélèvement de sang sera réalisé préalablement à tout traitement, puis une fois par semaine. Chaque prélèvement pourra être source d'un stress léger de courte durée. Le suivi de la croissance se fera par 2 méthodes. Il s'agira, soit d’utiliser les propriétés du modèle cellulaire qui exprime une enzyme responsable de la création de lumière et de faire un suivi par imagerie. Ce dernier nécessite l’endormissement sous anesthésie gazeuse des animaux, puis l’injection du substrat lumineux. Soit, d'utiliser un modèle n’exprimant pas l’enzyme responsable de la création de lumière et la mesure de la croissance tumorale se fera au moyen d’un pied à coulisse sur animal vigile (contention et mesures) ; toutes les souris auront également le suivi régulier de la croissance par le pied à coulisse.La contention et l'injection du produit d'illumination, de même qu eles anesthésie pourraient être la source d'un stress léger de courte durée mais répété. En fin de protocole, l’ensemble des animaux sera mis à mort, le sang, la tumeur et les organes vitaux seront récupérés pour analyses complémentaires.
Impact sur les animaux
La maîtrise de la douleur et le respect des règles éthiques implique pour les animaux de ne pas subir de douleur. Néanmoins, la procédure expérimentale engendrera inévitablement un stress , là encore, il sera réduit au strict minimum par divers leviers (visite et manipulations régulières, anesthésies gazeuses préalables). L'emplacement des tumeurs est étudié pour ne gêner en rien la locomotion ou l'alimentation des animaux.
Devenir
Tous les animaux auront reçu l'injection d'une masse tumorale suivie ou non d'un traitement expérimental. Selon l'efficacité des traitements, la croissance de la tumeur sera ralentie voire disparaitra, dans le cas contraire et pour les groupes témoins, la tumeur continuera de croitre jusqu'au point limite critique pour son bien-être. Nous pouvons ajouter également que pour des raisons scientifiques, nous devons procéder à la récupération des tissus (sang, tumeur, organes vitaux) qui nous serviront à confirmer l'efficacité du traitement et confirmer son mode d'action. L'ensemble de ces nécessités, éthiques et scientifiques, justifient la mise à mort des animaux en fin de procédure.
Remplacement
Notre objectif est de tester de l’efficacité anti tumorale de notre thérapie (qui de plus est immuno-activatrice) seule ou en combinaison avec des immunothérapies (réduction des mécanismes immunorégulateurs). Des travaux préalables ont été réalisés sur les modèles de lignées cellulaires. Ces résultats mettent en évidence la faisabilité du projet au travers de la validation de l'application de notre thérapie et/ou des immunothérapies in-vitro; dont plusieurs paramètres ont été ainsi fixés. Cependant, s'agissant de développer une nouvelle approche thérapeutique, il est primordial que celle-ci soit également évaluée dans un système physiologique complet, en ce sens un modèle in-vivo est le plus adéquat, voire nécessaire. Le suivi par bioluminecence permet de diminuer le nombre d'animaux, néanmoins, une validation de l'efficacité nécessite d'emblée que plusieurs groupes expérimentaux soient présents, notamment les groupes contrôles, non traités, et traitement unique ou traitement combiné de manière à limiter quantitativement les expérimentations. Dans la mesure où la modélisation expérimentale cellulaire ou in-silico est trop imparfaite, ce type de modèle demeure indispensable à la validation de ces futurs traitements.
Réduction
Grâce à notre experience nous bénéficions de protocoles déjà approuvés ce qui permet de ne pas avoir à faire de mise au point. L'ensemble des animaux ne servira uniquement que pour l'étude de l'effet des traitements. Néanmoins, dans un souci de conservation de la fiabilité des résultats et pour ainsi éviter d'avoir à refaire les expériences, nous réaliserons des groupes d'étude suffisamment solides d'un point de vue biostatistique (validé grâce à un outil d'évaluation en ligne). Ainsi, pour des modèles humanisés des groupes de 5 souris pour 5 reconstitutions seront suffisants. Le suivi de croissance tumorale se fera de manière externe sans nécessité de recours à une dissection, permettant ainsi un suivi longitudinal optimisé sans mise à mort. Enfin, il s'agira de ne tester que les molécules déjà présélectionnées pour leur efficacité dans les modèles précliniques in-vitro.
Raffinement
Nous avons cherché à optimiser l'expérimentation en mettant en place une méthodologie d'étude courte et efficace : suivi de tumeur sur un temps limité (4 semaines maximum), tout en minimisant les douleurs ou détresse. Nous avons ainsi choisi des modèles de souris dont nous connaissons les comportements et la capacité de prise de greffe. Les animaux plus jeunes, seront manipulés régulièrement et ainsi habitués en vue d'une réduction du stress. En cours d'expérimentation, nous avons choisi de faire les greffes tumorales uniquement sous-cutané (au flanc arrière) de manière à ne gêner en rien la vie de l'animal (locomotion, alimentation), le suivi sera ainsi facilité par mesure manuelle externe sur animal vigile (mesure au pied à coulisse), ou grâce à un système d'imagerie par bioluminescence (l'animal sera alors sous anesthésie dans l'appareil à +37°C). Aucune mesure invasive ne sera ainsi faite. Enfin, l'étude préalable du nombre d'animaux strictement nécessaires, nous permettra d'obtenir des résultats en quantité suffisante pour ne pas avoir à réitérer des lots expérimentaux.
Choix des espèces
Les souris sont des petits rongeurs qui permettent de réaliser des groupes cohérents et limités pour l'étude efficace des effets des molécules thérapeutiques testées en faible quantité. Nous utilisons des souris immunodéficientes pour permettre la xenogreffe de cellules humaines (tumorales et immunitaires).
Etude de l’implication des voies de régulation immunitaire de l’hépatite auto-immune dans un modèle murin préclinique
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Objectifs
L’hépatite auto-immune est une pathologie dont les causes restent méconnues. L’ L’hépatite auto-immune est caractérisée par une attaque immunitaire du foie conduisant à des niveaux élevés des enzymes hépatiques et des anticorps notamment des auto-antigènes. Les patients répondent pour la plupart bien aux traitements immunosuppresseurs non spécifiques; Toutefois, ces traitements à long terme ne sont pas sans effets délétères. Les cellules immunitaires sont classiquement considérées comme responsables des lésions hépatiques, mais les mécanismes cellulaires, notamment les antigène-spécifiques impliqués restent largement incompris. Notre équipe a mis en place des modèles murins ressemblant à l’hépatite auto-immune qui permettent d’étudier le rôle des cellules immunitaires spécifiques d’un antigène exprimé dans le foie. De nombreux outils sont disponibles pour l’expression et l’étude de cet antigène, permettant ainsi de suivre les réponses immunitaires spécifiques associée à l’antigène après expression de celui-ci dans le foie. Avec ce système, notre équipe a pu montrer que l’expression de l’antigène dans le foie des souris est tolérée et n’induit pas de réponse spécifique contre celui-ci, de plus que l’accumulation de cellules immunitaires dans le foie des souris dépend d’une immunisation préalable contre l’antigène et l’expression de celui-ci au niveau du foie. Nous avons également montré que les cellules immunitaires spécifiques de l’antigène ressemblaient aux cellules immunitaires auto-réactives chez les patients et que le blocage transitoire des molécules immunitaires inhibitrices perturbe le contrôle de cette réponse . Cependant, l’hépatite induite est peu détectable/minime et se résorbe rapidement ce qui diffère de la maladie chez l’homme. Notre hypothèse est que l’évolution chronique d’une auto-immunité dans le foie dépend d’une dérégulation de ces voies immunitaires inhibitrices sur le long terme. Dans cette mesure, nous souhaitons invalider, spécifiquement dans les hépatocytes, les gènes codant pour ces molécules inhibitrices et évaluer leur impact à court et long terme, ce qui permettrait une compréhension des mécanismes impliquées dans la maladie chez l’humain.
Bénéfices attendus
Nos travaux permettront de mettre en évidence comment l’environnement hépatique joue un rôle dans les réponses inflammatoires locales contre un auto-antigène hépatique, en identifiant des voies de signalisations essentielles au contrôle de ces réponses sur le long terme. Les résultats de nos travaux devraient apporter de nouvelles pistes thérapeutiques plus spécifiques contre la pathologie.
Procédures
Les animaux subiront plusieurs actes en fonction du protocole appliqué. Acte 1 : Les animaux recevront, des injections (durée de l’acte : 1 minute, animal anesthésié et analgésié localement). Cette injection sera réalisée dans tous les groupes une fois et un seul groupe recevra 3 injections supplémentaires une semaine après (1 jour d’intervalle/injection). Acte 2 : Les animaux recevront 5 injections (durée : 30 secondes, animal vigile), à 2 ou 3 jours d’intervalle. Acte 3 : Prélèvement sanguin (durée : 2 minutes, animal anesthésié et analgésié localement) une première fois durant le protocole et une dernière fois en fin de protocole.Acte 4 : Les animaux recevront, 1 injection / patte soit deux injections par souris (1 minute, animal anesthésié).
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux recevront des gestes plus ou moins douloureux au cours des différentes procédures. Une procédure d’injection répétée cinq fois en deux semaines pourra entrainer un inconfort local et transitoire au moment de l’injection dû au passage de l’aiguille dans la peau qui s’estompera 5 min après la procédure. . La vaccination des souris sera réalisée au niveau des deux pattes arrière qui entrainera un étirement local du muscle. Cette gêne temporaire associée à un gonflement du muscle durera entre 12h et 24h. La gêne disparait généralement 24h post injection. Lors des prélèvements sanguins un inconfort durant ces gestes est estimé à 1min correspondant au temps nécessaire à la réalisation du prélèvement. L’animal pourra également ressentir pendant 30 secondes une gêne lors de la réalisation du geste de compression pour arrêter le saignement éventuel post prélèvement. Les prélèvements et injections sont réalisées sous anesthésie gazeuse pouvant entrainer une phase de stress pour l’animal pendant environ 30 secondes avant la phase d’endormissement . De plus la phase de réveil avec le reprise de conscience sera également un facteur de stress qui durera environ 1min pour l'animal.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de récupérer différents tissus (sang, foie et rate) indispensables pour mener diverses analyses d’histologie, de biologie cellulaire, de biologie moléculaire, de biochimie et d’immunologie.
Remplacement
Dans ce projet, nous interrogeons les voies de régulations de l’auto-immunité dans le foie. Cet aspect ne peut être étudié chez le patient humain car le diagnostic de l’hépatite auto-immune est très tardif et les échantillons (biopsies) sont rares et de petites tailles. Par ailleurs, l’étude des mécanismes immunologiques dictant le développement de la pathologie n’est pas réalisable à l’échelle cellulaire et, à nos connaissances, il n’existe pas de système pertinent de remplacement. Ainsi, dans notre projet l’étude in vivo chez l’animal est indispensable car cela permet d’avoir accès à des échantillons de l’organe cible de la pathologie, le foie. Cela permet d’une part de mesurer les dommages hépatiques et d’autre part d’étudier l’environnement immunologique dans l’organe.
Réduction
Nous estimons que pour ce projet 1536 animaux seront étudiés. Les groupes expérimentaux seront constitués du minimum d’animaux nécessaire et suffisant pour permettre une analyse statistique robuste des effets observés. Pour cela, le calcul des effectifs a été réalisée par un calcul de puissance, basé sur des expériences préliminaires réalisées dans des conditions comparables. Durant le projet, une réduction du nombre d’animaux pourra être envisagée en fonction des résultats expérimentaux obtenus. Nous pourrons être amenés à manipuler moins d’animaux si l’effet de certains composés s’avère significatif au cours des premières expériences. A l’inverse, si l’effet d’un composé rejette l’hypothèse émise dès les premières expériences, le composé sera exclu des prochaines expérimentations afin de limiter le nombre d’animaux utilisés. Dans le but d’extraire le maximum de données de chaque animal, plusieurs tissues seront prélevés et soumis à diverses analyses (immunologiques, histologiques ou de biologie cellulaire et moléculaire).
Raffinement
Les souris seront hébergées dans des conditions optimales (température, hygrométrie, cycle jour nuit 12h/12h, enrichissement des cages, nourriture ad libitum). Afin de limiter le stress des animaux, un foisonnement à base de frisures de papier kraft sera mis dans les cages. Les animaux seront hébergés en groupes sociaux, si toutefois des souris paraissent agressives lors du protocole, une séparation pourrait être nécessaire avec le maintien d’un enrichissement de type tunnel rouge ou dôme. Les utilisateurs passeront régulièrement du temps avec les animaux avant les procédures et en dehors des jours d’expérimentation pour limiter leur stress et les habituer à être manipulés. Les animaux seront conditionnés afin de limiter le stress lors de la manipulation. Ainsi avant toute manipulation, un stimulus sonore (tapotement sur la cage) sera réalisé avant récupération pour les phases de manipulation. Les manipulations seront réalisées dans le souci constant de réduire au maximum l’inconfort et la souffrance des animaux. Toute manipulation invasive sera précédée d’une courte anesthésie générale gazeuse et d’une analgésie locale. Le niveau d’anesthésie sera régulièrement contrôlé tout au long de la procédure par test des réflexes et de la respiration et pour prévenir d'une potentielle hypothermie les animaux seront placés sur un tapis chauffant. La mise en place d’une grille de suivi strict des points limites permettra d’éviter au maximum le stress et/ou la douleur au cours de l’expérimentation. Dans le cas où un symptôme réversible sera signalé, l’animal recevra les soins nécessaires. Dans le cas où un point limite sera atteint avant la fin de l’expérimentation, l'euthanasie de l’animal sera faite. Enfin une veille scientifique continue sera effectuée, évitant ainsi toute expérimentation déjà rapportée dans la littérature.
Choix des espèces
L’étude chez l’animal étant indispensable dans notre projet, nous travaillerons avec la souris (Mus musculus) qui est un modèle de référence pour la recherche fondamentale ainsi que pour les examens précliniques. A nos connaissances, il n’existe pas de modèle pertinent pour étudier le développement de l’auto-immunité dans le foie utilisant une autre espèce animale. De plus, le modèle murin utilisé au cours de ce projet, et développé au sein du laboratoire, a déjà démontré sa pertinence pour étudier une réponse spécifique d’un antigène hépatique. Nous travaillerons avec des souris adultes de 8 à 12 semaines, car la croissance hépatique est achevée et le système immunitaire mature. A des âges plus avancés le système immunitaire ainsi que la capacité de prolifération du tissu hépatique peuvent varier, ce qui pourrait engendrer une plus grande variabilité au cours des expérimentations.
Étude et impact de la persistance du SARS-CoV-2 dans un modèle primate non humain
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Le Covid long touche environ une personne sur dix après une infection par le virus responsable du Covid-19, le SARS-CoV-2. Il entraîne des symptômes qui persistent plusieurs mois après la guérison initiale, comme une grande fatigue, des troubles de la mémoire ou encore des douleurs multiples (thoraciques, musculaire ou articulaire, céphalées…etc). Les causes précises de ce syndrome restent encore mal comprises. Plusieurs pistes sont étudiées : une inflammation prolongée, un dérèglement du système immunitaire, des déséquilibres hormonaux ou encore la présence persistante du virus dans l’organisme. Pour mieux comprendre ces mécanismes, nous utilisons un modèle animal primate, le macaque cynomolgus, dont les réponses à l’infection à SARS-Cov-2 sont proches de celles de l’humain. Ce modèle permet d’étudier en détail l’évolution de l’infection sur le long terme. Grâce à lui, il a été découvert que le virus, même s’il n’est plus détecté par les tests tels que les écouvillons nasaux, peut rester caché pendant 6 à 18 mois dans les poumons dans certaines cellules immunitaires, les macrophages. Nous avons aussi observé que certaines cellules du système immunitaire, les cellules NK (pour “natural killer”), peuvent s’adapter pour mieux combattre ce virus caché. Une sous-population particulière de ces cellules, les “NK adaptatives”, semble jouer un rôle clé dans le contrôle de l’infection persistante. Ce projet de recherche se poursuit aujourd’hui autour de trois grandes questions : 1/ Où le virus se cache-t-il à long terme ? Nous voulons savoir si les macrophages des poumons sont les seuls refuges du virus, ou si d’autres cellules, dans d’autres organes comme l’intestin, peuvent aussi l’héberger durablement. 2/ Quel est le rôle du système immunitaire ? Nous étudierons si l’état du système immunitaire au moment de l’infection influence la capacité à éliminer le virus. Nous chercherons aussi à comprendre comment les cellules NK adaptatives se développent et agissent. 3/Le virus peut-il se réveiller ? Enfin, nous testerons si ce virus "endormi" peut se réactiver plus tard, par exemple en cas d’infection bactérienne, et provoquer de nouveaux symptômes. Ces recherches visent à mieux diagnostiquer le Covid long et à poser les bases pour développer, à terme, un traitement curatif.
Bénéfices attendus
Une des hypothèses avancées pour le Covid long est que le virus pourrait persister discrètement dans l’organisme, sans être complètement éliminé par le système immunitaire. Dans ce projet de recherche, l’objectif est de mieux comprendre où et comment le virus peut rester caché dans le corps. Les cellules et tissus jouant un rôle de “réservoirs” viraux – comme les poumons, l’intestin, les ganglions lymphatiques ou la moelle osseuse – seront identifiés et étudiés. Leur nombre, leur activité anti-virale et leur évolution dans le temps seront analysées. Une attention particulière sera portée aux macrophages des poumons et aux cellules NK, capables d’éliminer les cellules infectées. On s’intéressera aussi aux facteurs immunitaires (c’est-à-dire l’ensemble des réactions et des cellules de nos défenses naturelles qui permettent de combattre une infection) et aux facteurs épigénétiques (c’est-à-dire les mécanismes qui modifient l’activité de nos gènes sans changer l’ADN) qui peuvent influencer la capacité du corps à éliminer durablement le virus. Pour cela, nous utiliserons un modèle animal primate, le macaque cynomolgus. Grâce à lui, après une infection par le SARS, la dynamique du virus peut être observée dans plusieurs organes et sur une longue période, ce qui ne peut être réalisé chez l’humain. Nous testerons une approche innovante qui consiste à injecter une molécule modulatrice de la réponse immunitaire qui imite une infection bactérienne. L’objectif est de vérifier si, dans ces conditions, le virus encore présent dans l’organisme mais « endormi » peut se réactiver, sans qu’il y ait réellement de nouvelle infection. Plusieurs avancées sont attendues grâce à ce projet : • Une meilleure compréhension de la persistance virale, des mécanismes d’échappement au système immunitaire, et des conditions de réactivation du virus. • La mise en évidence du rôle des cellules NK dites "adaptatives" dans le contrôle de l’infection à long terme. • L’identification de nouvelles cibles thérapeutiques pour développer des antiviraux ou des immunothérapies. • La détection de marqueurs sanguins utiles au diagnostic du Covid long et à la sélection des patients pour de futurs essais cliniques. Ce projet permettra une avancée majeure dans la compréhension et la prise en charge du Covid long, tout en enrichissant les connaissances scientifiques sur les infections chroniques et l’immunité.
Procédures
Les interventions seront réalisées sous anesthésie générale (45 fois environ, 30 minutes, tous les animaux) et seront regroupés pour limiter les anesthésies. Les différentes interventions dans ce projet sont : - Infection par le virus SARS-CoV-2 (une fois, 15 min, tous les animaux, - Injection de molécules modulatrices de la réponse immunitaire (deux fois environ, 5 min, tous les animaux) - Prélèvements de sang (45 fois environ, 5 min, tous les animaux) - Prélèvement de moelle osseuse (10 fois environ, 10 minutes, tous les animaux) - Retrait de ganglions lymphatiques périphériques (8 fois environ, 20 minutes, tous les animaux) - Ecouvillonnages nasaux et trachéaux (30 fois environ, 2 minutes, tous les animaux) - Lavage broncho-alvéolaire (20 fois environ, 20 minutes, tous les animaux)
Impact sur les animaux
Plusieurs nuisances ou effets indésirables peuvent survenir selon le type d’intervention : Nuisances suite à l’infection : Symptômes respiratoires (pneumonie légère à modérée, difficultés respiratoires transitoires, toux légère), fièvre et comportement de fatigue, anorexie transitoire ou diminution de l’appétit avec plus ou moins des pertes de poids mineures, déshydratation. Ces symptômes se résolvent spontanément dans les deux premières semaines qui suivent l’infection. Nuisances suite à l’injection de molécules modulatrices de la réponse immunitaire : Fièvre et comportement de fatigue, douleurs musculaires (tremblements, difficultés locomotrices), anorexie transitoire ou diminution de l’appétit, déshydratation, activation de la réponse immunitaire. Nuisances suite aux prélèvements de sang, moelle osseuse, et anesthésies répétées : Diminution de l’appétit avec plus ou moins des pertes de poids mineures, anémie transitoire (légère à modérée), hématome au niveau du site du prélèvement, infection cutanée dans les jours qui suivent le prélèvement. Nuisances suite aux lavages bronchoalvéoaires: Toux, difficultés respiratoires légère juste après le geste. Nuisances suite aux écouvillons nasotracheaux: Saignement nasal (léger à modéré). Nuisances suite à l’hébergement individuel : L’hébergement en individuel peut entrainer un stress. Après infection et pendant environ 4 semaines, ils seront hébergés en modules individuels permettant des interactions sociales pour limiter la surinfection virale. Nuisances possibles suite à l’exérèse de ganglions : Réaction locale au site d’incision : gonflement, suintement de la plaie rare, durée de 1 à 5 jours.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés en fin de projet afin de pouvoir analyser tous les organes où sont activées les NK et macrophages (moelle osseuse, ganglions lymphatiques, rate, intestin…)
Remplacement
Pour mieux comprendre comment le virus du Covid-19 (SARS-CoV-2) peut rester présent dans l’organisme sur le long terme, il est essentiel d’étudier ce phénomène dans un organisme vivant. Les expériences faites uniquement sur des cellules isolées, ne permettent pas de reproduire la complexité d’un corps entier. Elles ne reflètent pas non plus le comportement réel des cellules dans leur environnement naturel. C’est pourquoi des études sont menées sur des modèles animaux. Le macaque est l’un des plus adaptés pour ce type de recherche, car il est très proche de l’humain sur le plan biologique. Il possède les mêmes récepteurs cellulaires d’entrée pour le virus), ce qui permet au SARS-CoV-2 d’infecter ses organes de manière similaire à ce qui est observé chez l’humain, qu’il s’agissent des poumons, des intestins, des ganglions lymphatiques ou encore de la moelle osseuse. Grâce à ce modèle, la persistance du virus, l’emplacement de ses réservoirs dans l’organisme et l’évolution des réponses immunitaires peuvent être étudiés dans la durée. De plus, des prélèvements peuvent être réalisés dans différents organes, ce qui n’est pas possible chez l’humain.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit au minimum nécessaire à une analyse statistique fiable des résultats par des tests adaptés aux petits échantillons. L’élaboration et l’analyse des résultats de cette étude est réalisée en collaboration avec une équipe de Bioinformatique et Biostatistique. Les tissus prélevés à l’euthanasie seront mis à disposition pour d’autres études.
Raffinement
Anesthésies/ Toutes les interventions et les prélèvements seront réalisées sous anesthésie générale pour éviter d’éventuelles douleurs. Si possible, les prélèvements seront groupés lors d’une seule et même anesthésie. Si des troubles alimentaires apparaissent suite aux anesthésies répétées, une diversification/complémentation alimentaire sera instaurée. Prélèvements / Ils consistent en des prélèvements de sang, de moelle osseuse et des exérèses de ganglions périphériques. Les volumes de sang et de moelle osseuse prélevés seront réduits au minimum. Si des réactions locales apparaissent, un traitement symptomatique pourra être instauré. Exposition au virus / Après exposition aux virus SARS-CoV2, une grille de score sera utilisée pour le suivi de l’infection chez l’animal. Elles ont déjà été établies et utilisées au sein de notre département et assure un bon suivi de l’état de santé des animaux après infection et permet d’alerter les vétérinaires en cas de besoin. Administration des molécules modulatrices de la réponse immunitaire / Si des réactions locales apparaissent suite à l’administration des modulateur, une désinfection et une analgésie locale pourront être appliquées sur décision du vétérinaire. Hébergement individuel / Les animaux sains seront hébergés en groupe sauf avis contraire des vétérinaires ; les animaux infectés seront hébergés en modules individuels permettant des interactions sociales avec un enrichissement augmenté (distribution 2 fois/semaine d’enrichissements destructibles ou sachet surprise au lieu d’1 pour les hébergements en groupe). Cet hébergement individuel est nécessaire pour limiter la surexposition virale. Suite à l’exposition et une fois la production virale terminée (4 semaines maximum), ils seront remis en groupe sociaux. Observations Les animaux seront observés quotidiennement. Des points limites sont prévus et le vétérinaire de l’installation sera alerté en cas d’apparition de signes cliniques inattendus afin d’adapter le suivi et les soins aux animaux.
Choix des espèces
Pour mieux comprendre comment le virus du Covid-19 (SARS-CoV-2) peut rester dans le corps après une infection, nous utilisons un modèle animal proche de l’humain : le macaque cynomolgus. Ce primate partage de nombreuses caractéristiques biologiques avec l’être humain, notamment les récepteurs que le virus utilise pour entrer dans les cellules. Cela signifie que l’infection se développe chez ce modèle animal de manière très similaire à ce qui est observé chez l’humain, en touchant notamment les poumons, les intestins, les ganglions lymphatiques et la moelle osseuse. Ce modèle permet de suivre l’infection sur le long terme, dans des conditions très contrôlées : nous pouvons choisir précisément la dose de virus administrée et simuler certaines maladies associées (comorbidités), par l’injection de molécules modulatrices de la reponse immunitaire, comme cela se produit chez certains patients humains. Des prélèvements réguliers dans différents organes (sang, ganglions, moelle osseuse) sont possibles sur plusieurs mois, ce qui permet d’observer l’évolution du virus, d’identifier ses "cachettes" dans le corps (appelées réservoirs) et de mieux comprendre les réactions du système immunitaire dans le temps. Ce modèle permet aussi d’étudier le sang pour y repérer des signes spécifiques (biomarqueurs) de la présence du virus dans les différents organes. Ces informations pourraient ensuite être utilisées pour améliorer le diagnostic du Covid long chez l’humain, sans devoir effectuer de prélèvements invasifs. Les recherches se concentrent uniquement sur des modèles animaux adultes. En effet, leur système immunitaire est déjà totalement développé, ce qui permet d’obtenir des résultats plus fiables et comparables à ceux d’adultes humains. Cela aide à mieux comprendre les mécanismes de défense qui fonctionnent — ou échouent — face au virus, et pourquoi il peut parfois persister longtemps dans l’organisme. En résumé, le modèle macaque cynomolgus adulte est aujourd’hui l’un des plus pertinents pour faire progresser la recherche sur la persistance du SARS-CoV-2 et mieux prendre en charge les personnes souffrant de Covid long.
Etude de l’effet de nouvelles cibles thérapeutiques dans un modèle murin de lupus érythémateux systémique
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
Objectifs
Le lupus systémique est une maladie auto-immune (dysfonctionnement du système immunitaire qui conduit ce dernier à s’attaquer aux constituants normaux de l’organisme) qui touche moins d'une personne sur 2000 en Europe et 4 à 178 personnes pour 100 000 habitants au niveau mondial. Elle touche plus souvent les femmes jeunes (9 femmes pour 1 homme, entre 15 et 44 ans). Plus rarement, le lupus est diagnostiqué chez l’enfant ou le sujet âgé de plus de 50 ans. Les maladies auto-immunes systémiques affectent plusieurs systèmes ou organes, dans lesquels les symptômes sont multiples, variés et peuvent être différents d’un patient à l’autre: fatigue, douleurs, gonflements articulaires, lésions cutanées, atteinte des cellules sanguines, atteinte rénale... Aujourd’hui, on ne guérit pas définitivement d’un lupus, les traitements existants soignent poussées et complications, et préviennent leur apparition. L'objectif de notre projet est d'étudier de nouvelles molécules thérapeutiques à visée anti-inflammatoire permettant de diminuer ou d’inhiber le développement de la maladie par l'intermédiaire d'une lignée de souris génétiquement modifiée qui développe spontanément une maladie auto-immune semblable au lupus érythémateux systémique humain.
Bénéfices attendus
Il n'existe pas encore de traitement permettant une guérison du lupus érythémateux systémique. Le traitement des poussées du lupus systémique est adapté à chaque cas. Le choix des médicaments utilisés dépend de la localisation des atteintes d’organes et de leur gravité. Le traitement actuel a plusieurs objectifs : traiter les poussées du lupus et les éventuelles complications (dues à la maladie ou à un traitement prescrit pour une précédente poussée) ; prévenir les rechutes, en obtenant des rémissions parfois très longues ; préserver la qualité de vie. Ce projet a pour but de tester de nouveaux médicaments à visée anti-inflammatoire permettant de diminuer ou d’inhiber le développement de la maladie, qui pourront être proposés en essais cliniques à court terme. Au long terme, ce projet permettra de proposer de nouvelles thérapies et améliorer la qualité de vie des patients atteints.
Procédures
Prélèvements de sang : maximum 12 prélèvements (1 fois par semaine maximum, 30 secondes/souris) sur animaux vigiles et un prélèvement de sang en terminal sous anesthésie gazeuse (30 secondes/souris). Administrations de composés : maximum 182 administrations (30 secondes/souris ; dans le cas de 2 administrations/jour pendant 13 semaines cela représente 182 administrations maximum).
Impact sur les animaux
Ce modèle induit des douleurs inflammatoires à l'animal liées au développement de la pathologie qui va débuter vers la 12ème semaine de vie des animaux. Les souris MRL/MpJ-Faslpr/J développent une maladie lupique accélérée et agressive, caractérisée par des lésions immunitaires des reins, de la peau, du coeur, des poumons, des articulations et du cerveau. La douleur pourra générer une perte de poids. Cette perte de poids sera quantifiée par des scores attribués quotidiennement (pesée quotidienne). L’administration de traitement par injections répétées pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. La contention de l'animal ainsi que la piqure de l'aiguille pour l'injection des traitements entraînent une douleur légère, de courte durée (quelques secondes) et le produit injecté va permettre, selon l’efficacité des molécules, de réduire la maladie (douleurs inflammatoires). Le gonflement des ganglions durant le developpement de la maladie pourra induire une petite gêne au niveau de la mobilité. D’après la littérature, à 20 semaines 100% des femelles présentes une lymphadénopatie (hypertrophie ganglionnaire) contre 23 semaines pour les mâles. L'étude sera arrêtée en fonction des scores du développement de la maladie (à environ 20 semaines de vie des animaux).
Devenir
Mise à mort de tous les animaux à la fin de la procédure expérimentale afin de prélever des tissus biologiques permettant de réaliser des analyses pour vérifier l'efficacité des candidats médicament sur la maladie.
Remplacement
Dans ce projet nous mettons en place un modèle de lupus érythémateux systémique (LES) qui va se développer spontanément chez des souris génétiquement modifiées afin de pouvoir tester in vivo l’efficacité de nouvelles thérapies dans le cadre d’une monothérapie/combinaison thérapeutique. Ces nouvelles thérapies sont en premier lieu testées et validées sur des lignées cellulaires afin de sélectionner les doses à appliquer in vivo pour l'étude d'efficacité. Cette approche permettra de réduire de façon significative le nombre d’animaux dont nous aurons besoin pour notre recherche. Cependant, les méthodes substitutives à l’expérimentation animale ne peuvent être utilisées ici puisque nous testons des molécules candidat médicament, test nécessaire avant l’initiation d’une phase clinique. Aucun modèle expérimental in vitro ou aucune modélisation informatique n’est pour le moment à même de remplacer l’animal entier pour étudier l’efficacité de molécules thérapeutiques et les interactions entre les différents acteurs cellulaires et moléculaires des réponses inflammatoires bien que des modélisations tridimensionnelles in vitro des systèmes nerveux et immunitaire de la peau notamment soient en cours de développement actuellement. Les évolutions futures de ces modèles permettront d’obtenir une vision aussi complète que possible des influences réciproques entre système immunitaire et système nerveux sensoriel.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé sera réduit au minimum nécessaire pour obtenir des résultats pertinents, reproductibles et statistiquement significatifs évitant ainsi de refaire plusieurs fois les mêmes expérimentations. Par conséquent, 12 animaux/groupe maximum seront necessaires.
Raffinement
Un suivi et scoring journalier quotidien sera effectué. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués. Des croquettes humides ou de l'hydrogel pourront être ajoutés en cas de surveillance renforcée (surveillance 2x/jour). Un antalgique pourra être utilisé si nécessaire.
Choix des espèces
La souris est un animal pour lequel les outils génétiques, les anticorps spécifiques permettant la caractérisation des réponses immunitaires au niveau cellulaire/moléculaire sont les plus développés. Les différences génétiques entre l'homme et la souris sont minces. Les deux espèces possèdent environ 30.000 gènes, dont seulement 300 sont spécifiques à l'un ou l'autre organisme. Il y a donc 99% de similitude génome Humain et celui de la souris. Seulement 1 % des gènes murins n’a aucun équivalent chez l’homme et il existe de grandes analogies entre les deux espèces dans les systèmes et leur fonctionnement ce qui montre que nous avons un ancêtre commun. C'est l’animal de laboratoire le plus utilisé par la communauté scientifique suite à ces découvertes génétiques. De nombreuses études précliniques sont réalisées notamment sur le modèle de Lupus comme décrit dans la litterature Les animaux pourront rentrer dans une étude à partir du stade adulte (à partir de 8 semaines) afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé et dont le système immunitaire est mature (développement thymique achevé). Les animaux sont intégrés à l’étude à partir de 8 semaines afin de se situer avant le développement spontané des signes cliniques, ce qui permettra d’avoir une vision sur toute la période d’évolution de la maladie, mais également de faire voyager les animaux avant le développement du phénotype dommageable (les animaux venant de l’étranger). L’étude commencera après minimum 6 jours d’acclimatation.
Plateforme préclinique de modélisation des réactions allergiques chez la souris [MODIFICATION]
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Les allergies médiées par les immunoglobulines E (IgE), ou hypersensibilités, sont des réactions immunitaires exagérées à des antigènes environnementaux inoffensifs tels que des allergènes alimentaires, des pollens, des acariens ou encore des venins. Ces réactions peuvent aller de simples manifestations locales (urticaire, rhinite) à des manifestations systémiques graves telles que l’anaphylaxie. L’hypersensibilité de type I, aussi appelée réaction allergique immédiate, est une réponse immunitaire excessive qui se produit rapidement (quelques minutes) après l’exposition à un allergène chez une personne sensibilisée. Conséquences : inflammation, rougeur, démangeaisons, œdème, bronchoconstriction, etc. L’hypersensibilité de type IV, aussi appelée hypersensibilité retardée, est une réaction immunitaire cellulaire qui se manifeste 24 à 72 heures après l’exposition à un antigène. Conséquences : infiltration cellulaire, œdème, rougeur, induration. La compréhension des mécanismes de l’hypersensibilité de type I et IV et l’évaluation de nouvelles approches thérapeutiques nécessite le développement de modèles précliniques fiables, reproductibles et transposables à l’homme. L'objectif principal de ce projet est de développer et caractériser différents modèles murins d’allergie médiée par les IgE et les lymphocytes T, en utilisant des souris conventionnelles non-humanisées ou humanisées (système immunitaire ou foie) ou doublement humanisées (système immunitaire + foie ). Les modèles développés serviront à mimer les différentes formes de réactions allergiques, systémiques ou localisées, afin de mieux comprendre les réponses immunitaires et d’évaluer à terme des outils préventifs, prophylactiques ou thérapeutiques. Des souris « non allergiques » (non sensibilisées) pourront être utilisés afin de déterminer la pharmacocinétique / pharmacodynamique des candidats médicaments.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à proposer une plateforme complète de modélisation préclinique des allergies médiées par les IgE, adaptée à l'étude des mécanismes immunologiques et à l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques. On entend par « une plateforme complète » toute la chaîne de valeur préclinique, dans une logique de personnalisation, qualité et efficacité scientifique, ne se limitant pas à la simple exécution technique d’un modèle. Cela repose sur une approche progressive, car les expériences peuvent débuter si nécessaire par l’utilisation de modèles murins classiques pour les phases exploratoires, puis intégrant des modèles humanisés uniquement lorsque cela est nécessaire pour affiner la pertinence des résultats dans un contexte proche de l’humain.
Procédures
Identification par puce électronique :2 fois maximum si puce non fonctionnelle ou perdue. Durée de quelques secondes. Administration : la fréquence dépend du protocole d’étude sauf pour les injections d’anticorps qui sera de 2 fois maximum. Chaque injection durera entre 10 et 15 secondes. Administration orale de l’allergène : 8-10 fois maximum. Chaque administration orale durera 20 secondes. [MODIFICATION] Administration par nébulisation : la fréquence dépend du protocole d’étude, durée de 5 min maximum. Administration locale, par contact cutané, de l’allergène : 8-10 fois maximum. Chaque administration locale durera 20 secondes. Les volumes administrés seront proportionnels au poids de l’animal. Le nombre d’administration dépendra du traitement et de la voie d’administration choisie. Le suivi de la réponse anaphylactique se fera par un scoring allergique dans le cas d’allergie systémique active ou passive. Dans le cas d’allergie passive cutanée le suivi de la réponse allergique se fera par mesure de l’épaississement des oreilles, sous anesthésie, ainsi que par l’évaluation de la perméabilité vasculaire. Durée de 10 à 15 secondes. Afin de suivre l'évolution de la pathologie et d'objectiver les effets des molécules à visées thérapeutiques, des prises de sang seront réalisées. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids de l’animal selon une limite fixée. La répartition des prélèvements dépendra du vétérinaire et figurera dans le protocolé d’étude.
Impact sur les animaux
-Identification par puce électronique classique ou thermopuce (prise de température) : stress, gêne, douleur dans les heures suivants l’injection. -Injection(s) de solution saline isotonique contenant des plasmides : les nuisances attendues sont des hématomes et des troubles cardio-respiratoires et une altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. -Administration de traitements : il n’y a pas de nuisances attendues, mais il existe un risque d’observer des effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées. - Prélèvements sanguins : il n’y a pas de nuisance attendue mais un risque d’anémie, d’hématome, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). -Prélèvement d’urine et de fèces : stress, gêne. -Prise de température corporelle à l’aide d’une sonde : irritation, inflammation, stress. Le challenge est également susceptible d’induire une réaction allergique ou un choc anaphylactique pouvant se manifester notamment par une hypothermie, la présence de démangeaisons, de gonflements, de problèmes respiratoires et un impact sur l’activité de la souris. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés car ils auront reçu des candidats médicaments pour lesquels un impact négatif sur la santé des souris ne peut être exclu. Ils ne recouvreront pas leur état de santé et de bien-être général. Des souris issues de ce projet pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris », sous réserve d’un avis vétérinaire favorable. Cette réutilisation permet de ne pas commander des souris spécifiquement pour la formation mais d’utiliser nos souris déjà présentes.
Remplacement
Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés. Néanmoins, il n'est actuellement pas possible de recréer, in vitro, un environnement complexe comme le système immunitaire et de mimer les réactions physiologiques humaines responsables de la mise en place d’une allergie, tout en objectivant les effets potentiellement toxiques de médicaments en développement. La souris constitue donc un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement et la mise au point de traitements innovants pour les patients.
Réduction
Un total de [MODIFICATION] 14 000 souris seront utilisées, couvrant une période de 5 ans, permettant de réaliser [MODIFICATION] 465 études précliniques. Le nombre de souris par étude sera de 5 à 10 individus par groupe (pour faire face à la variabilité du modèle), avec un minimum de 4 groupes (1 groupe placebo et 3 groupes traités). Ce nombre total d’animaux inclut les groupes contrôles, les tests pilotes de validation de modèle, les répétitions inter-expérimentateurs et les pertes éventuelles. Il est prévu de tester approximativement entre 50 et 60 molécules de nature différente sur la durée de validité de ce projet. Aucune approche statistique n'a été réalisée, l’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre d’études effectuées les années antérieures et anticipant une croissance chaque année, en accord avec le plan commercial. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum. Cette estimation permet de garantir la robustesse statistique des résultats tout en respectant le principe de Réduction, grâce à une mutualisation des groupes contrôles et des revalidations de modèles précédents. Chaque molécule nécessite entre 100 à 400 animaux selon le protocole expérimental (modèle local ou systémique, voie d’administration, durée, nombre de groupes, etc.)
Raffinement
En début d’étude et tout en respectant la réglementation en vigueur, les souris seront hébergées en cage ventilée, préférentiellement par groupe social stable composé de 5 individus. Des compléments alimentaires (ex : Diet Gel) pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Entre autres, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : par exemple des morceaux de bois permettant aux souris d’exprimer leur comportement de rongeur, tunnel en carton, kraft et/ou boules de coton. A leur entrée dans l’animalerie, les souris recevront une période d’acclimatation de 4 jours minimum. Les souris pourront recevoir des puces électroniques permettant de mesure la température corporelle afin d’éviter une prise rectale plus impactante. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement, etc…) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération sera observé lors de la surveillance quotidienne. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est défini, au-delà il s’agira d’un prélèvement terminal sous anesthésie. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue. Les animaux n’attendront pas dans la salle d’euthanasie. Une salle d’attente est prévue à cet effet. Les points limites conduisant à une euthanasie seront fonction du score clinique, du score d’allergie et de la perte de poids. Les points limites déclenchant l’euthanasie incluent : atteinte sévère de l’état général, douleur non contrôlée ou tout score clinique et allergique ainsi que perte de poids dépassant les seuils définis.
Choix des espèces
90 % des gènes humains ont un équivalent chez la souris, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. L’utilisation de modèles murins d’allergie au pollen a déjà été démontré dans la littérature scientifique. Poursuivre sur cette espèce est donc indiqué. De plus, lorsque les gènes produisent des effets différents entre souris et humain, le remplacement du gène de la souris par son équivalent humain, ou de manière fonctionnelle par greffe de cellules humaines dans une lignée immunodéficiente, permet la création de lignées humanisées. Pour les souris non humanisées les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 6 semaines, animaux matures au niveau de leur system immunitaire. Pour les souris humanisées les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 8 semaines, première apparition des cellules immunitaires humaines dans le sang.
Etude de l’altération de production de cellules tueuses NK efficaces contre le réservoir tissulaire du virus de l’immunodéficience simienne (SIV) dans le modèle d’infection SIV pathogène
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Malgré des décennies de recherche, il n'existe toujours pas de vaccin ni de traitement curatif contre le VIH/SIDA. Pour mieux comprendre les mécanismes immunitaires impliqués dans le contrôle de l'infection, nous utilisons deux modèles animaux primates non humains (il s’agit d’animaux d’élevage) infectés par le virus d’immunodéficience simienne (VIS) : • Le singe vert d’Afrique, naturellement infecté par le VIS sans développer la maladie, • Et le macaque cynomolgus, chez qui l’infection par le VIS est pathogène, comme chez l’humain. Un intérêt particulier est porté à un type de cellules immunitaires, les cellules tueuses naturelles (NK, natural killers), qui jouent un rôle crucial dans la réponse antivirale, notamment au sein des tissus lymphoïdes secondaires . Ces tissus, comme les ganglions ou la rate, sont les lieux stratégiques où les cellules immunitaires se rencontrent et s’activent pour organiser la défense de l’organisme. Parmi ces cellules, on retrouve les cellules T, des globules blancs spécialisés qui reconnaissent spécifiquement un agent infectieux et coordonnent la réponse immunitaire. Tout comme elles,ces cellules NK peuvent acquérir des caractéristiques de mémoire et s'adapter fonctionnellement. Il a été d’ores et déjà montré chez le singe vert d’Afrique que les cellules NK adaptatives fortement différenciées se développent dans les tissus lymphoïdes secondaires et contribuent à un contrôle efficace du virus. Il n’y a pas de contrôle chez le macaque cynomolgus. Pour comprendre l'absence de contrôle du virus chez ce dernier, cette étude sera menée sur six macaques infectés par le VIS. Cette étude se concentre sur l’analyse de la charge virale ainsi que l’évaluation de l’ensemble des caractéristiques phénotypiques, tel que leur apparence ou les molécules présentes à leur surface et fonctions des cellules NK dans divers tissus. L’objectif global est de comprendre les conditions qui favorisent ou empêchent la génération de cellules NK efficaces, et d’identifier des éléments précis du système immunitaire sur lesquels on peut agir afin de développer de nouvelles approches thérapeutiques contre le VIH.
Bénéfices attendus
Cette étude sur le modèle macaque vise à mieux comprendre pourquoi certaines cellules immunitaires, appelées cellules NK adaptatives, sont dysfonctionnelles et incapables de contrôler l'infection par le virus VIS, un équivalent du VIH chez ces animaux. En combinant des expériences en laboratoire et des observations directes sur ce modèle, nous cherchons à découvrir comment ces cellules se développent et comment elles sont régulées. Pour cela, nous utilisons des techniques de pointe, comme la cytométrie de flux et le séquençage de l'ARN à l'échelle d'une seule cellule, afin d'analyser en détail les cellules NK durant l'infection. Ces méthodes nous fourniront des informations précieuses sur la diversité et le rôle de ces cellules dans l’infection. L'objectif à long terme est d'identifier les facteurs qui pourraient rendre ces cellules NK particulièrement efficaces pour éliminer les cellules infectées. Nos résultats pourraient aider à développer de nouvelles stratégies de traitement pour le VIH chez l'humain, en ciblant les réservoirs du virus dans le corps et en contribuant à une rémission durable de l'infection.
Procédures
Les interventions seront réalisées sous anesthésie générale (15 fois environ, 30 minutes, tous les animaux) et seront regroupés pour limiter les anesthésies. Les différentes interventions dans ce projet sont : - Infection par le virus VIS (une fois, 5 min, tous les animaux) - Prélèvements de sang (15 fois environ, 5 min, tous les animaux) - Prélèvement de moelle osseuse (3 fois, 10 minutes, tous les animaux) - Retrait chirurgical de ganglions lymphatiques périphériques (7 fois environ, 20 minutes, tous les animaux)
Impact sur les animaux
Plusieurs nuisances ou effets indésirables peuvent survenir selon le type d’intervention : Nuisances suite à l’infection: Perte de poids, diarrhée, baisse importante des lymphocytes, observation de nodules à la palpation, lésions cutanées Nuisances suite aux prélèvements de sang, moelle osseuse et anesthésies répétées : Troubles de l’appétit avec plus ou moins des pertes de poids mineures, anémie transitoire (légère à modérée), hématome au niveau du site du prélèvement, infection cutanée dans les jours qui suivent le prélèvement. Nuisances suite à l’hébergement individuel : L’hébergement en individuel peut entraîner un stress. Nuisances possibles suite à l’ablation de ganglions : Réaction locale au site d’incision : gonflement, suintement de la plaie rare, durée de 1 à 5 jours.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés en fin de projet afin d’avoir accès à tous les organes lymphoïdes primaires et secondaires où sont activées les cellules NK.
Remplacement
Les expériences uniquement in vitro ne peuvent pas refléter le comportement de la cellule dans son contexte physiologique, ni mimer les conditions de fonctionnement d’un organisme entier. C’est pourquoi les études in vivo sont nécessaires. Le modèle primateest, pour toutes ses similarités avec l’humain, le plus adapté aux études physiopathologiques. Par ailleurs, pour le SIDA, il n’existe pas d’autre modèle animal que celui-ci. Par opposition aux études menées chez l’humain infecté par le VIH, l’utilisation des modèles primates où l’infection est pathogène, comme chez l’humain, nous permet d'analyser et de comparer, en absence de traitement, les réponses cellulaires dans différents tissus en plus du sang, notamment la moelle osseuse, les ganglions lymphatiques, l’intestin, le foie et la rate qui jouent un rôle dans la pathogenèse. Le modèle du macaque cynomolgus permet donc d’analyser les interactions hôte/virus dans des contextes contrôlés (virus, timing) facilitant ainsi l’identification des caractéristiques propres à l’organisme qui influencent sa réponse face au virus. Par ailleurs, seul le modèle animal permet d’analyser les interactions virus/hôte dès les premiers jours post-infection (période qui généralement est impossible à étudier chez l’humain infecté par le VIH), or il est connu que les temps précoces suites à l’infection sont fortement impliqués dans la régulation des réponses immunes et l’établissement des réservoirs viraux. Il est donc très important d’étudier cette période précoce pour mieux comprendre les facteurs responsables de l’induction d’un contrôle viral efficace.
Réduction
Le nombre d’animaux est réduit au minimum nécessaire à une analyse statistique fiable des résultats par des tests adaptés aux petits échantillons. L’élaboration et l’analyse des résultats de cette étude sont réalisées en collaboration avec une équipe de Bioinformatique et Biostatistique. Les tissus prélevés à l’euthanasie seront mis à disposition pour d’autres études.
Raffinement
Toutes les interventions seront réalisées sous anesthésie générale avec un soutien thermique pour éviter d’éventuelles douleurs. Si possible, les prélèvements seront groupés lors d’une seule anesthésie. Si des troubles alimentaires apparaissent suite aux anesthésies répétées, une diversification/complémentation alimentaire sera instaurée (patés pour singe, fruits secs, fruits frais additionnels, fortimel etc.). Les volumes de sang et de moelle osseuse prélevés seront réduits au minimum. En cas d’apparition de réaction locale, un traitement symptomatique pourra être instauré. Les animaux sains seront hébergés en groupe. Les animaux infectés seront hébergés en modules individuels permettant des interactions sociales avec un enrichissement augmenté. Les animaux seront observés quotidiennement. Des points limites sont prévus et le vétérinaire de l’installation sera alerté en cas d’apparition de signes cliniques inattendus afin d’adapter le suivi et les soins aux animaux.
Choix des espèces
Le macaque est le seul modèle animal, qui, lorsqu’il est infecté par le SIV présente une physiopathologie comparable à celle observée chez l’humain infecté par le VIH. C’est le modèle animal le plus pertinent pour étudier et comprendre les mécanismes de transmission du virus et de développement du SIDA chez l’Humain. Cela fait d'eux un modèle précieux pour étudier pourquoi le système immunitaire est dysfonctionnel pour lutter contre le SIDA. Les recherches se concentrent sur les singes adultes, car leur système immunitaire est pleinement développé, ce qui permet de mieux comprendre les mécanismes de protection. En étudiant ces animaux, les scientifiques espèrent découvrir des pistes pour renforcer la réponse immunitaire contre le VIH chez l'humain.
Modélisation et caractérisation de modèles murins précliniques d’infection par le SARS-CoV-2 et ses variants : étude des mécanismes physiopathologiques et évaluation de candidats thérapeutiques
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
Ce projet a pour objectif de mieux comprendre comment le virus responsable de la COVID-19 et ses différentes variantes provoquent la maladie, et de tester de nouvelles façons de la prévenir ou de la traiter. Pour cela, nous utiliserons des modèles de souris qui permettent de reproduire certains aspects de la maladie observés chez l’être humain. L’étude s’intéressera d’abord à la manière dont le virus se multiplie et se propage dans le corps, puis à la façon dont l’organisme réagit pour se défendre. Le système immunitaire peut être comparé à une armée de défense : il est constitué de cellules et de molécules qui reconnaissent le virus et essaient de l’éliminer. Cependant, si cette réponse est trop forte ou mal contrôlée, elle peut provoquer une inflammation importante et abîmer certains organes. Comprendre cet équilibre est essentiel pour savoir pourquoi certaines personnes guérissent facilement, alors que d’autres développent des formes plus graves ou durables de la maladie. Le projet s’intéressera aussi au COVID long, c’est-à-dire aux symptômes qui persistent après l’infection, comme la fatigue, les difficultés de concentration ou les troubles de la mémoire. En développant un modèle de souris reproduisant ces effets, les chercheurs espèrent identifier les mécanismes responsables et trouver des pistes pour mieux les traiter. Enfin, différentes stratégies thérapeutiques seront testées, notamment des molécules capables de mieux réguler la réponse immunitaire, afin de limiter la multiplication du virus, réduire les symptômes et prévenir les complications. Ce projet respectera strictement les principes des 3R, qui sont au cœur de la recherche animale responsable : • Remplacer : utiliser des méthodes alternatives (cultures cellulaires, modélisation informatique) chaque fois que cela est possible. • Réduire : limiter le nombre d’animaux utilisés en ne réalisant que les expériences indispensables. • Raffiner : adapter les techniques et assurer un suivi attentif pour réduire au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. L’objectif global est d’améliorer la compréhension de la maladie afin de développer plus rapidement des traitements sûrs et efficaces pour l’être humain, tout en garantissant le meilleur niveau possible de bien-être animal.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de mettre au point de nouveaux modèles de souris pour mieux comprendre comment la maladie causée par le virus SARS-CoV-2 se développe et évolue. Ces modèles permettront aussi de savoir pourquoi certains modèles des souris et, par corrélation, certaines personnes — tombent plus gravement malades que d’autres. Une fois ces modèles établis, ils serviront à tester de nouvelles stratégies de prévention et de traitement, comme des vaccins, des anticorps ou des médicaments destinés à bloquer le virus ou à aider le corps à mieux se défendre. Les résultats attendus permettront d’améliorer les étapes de recherche avant les essais chez l’humain et de favoriser le développement de traitements plus sûrs et plus efficaces contre la COVID-19 et ses variantes. À terme, ce projet contribuera à mieux protéger la santé humaine tout en respectant le bien-être animal.
Procédures
Les souris recevront différents traitements selon le protocole étudié et la nature des molécules testées. Les produits pourront être administrés par différentes voies afin de tester les voies d'administration chez l'Homme. L’état général des animaux sera observé attentivement avant et après chaque manipulation afin de s’assurer de leur bon rétablissement. Des prélèvements sanguins pourront être effectués à différentes étapes (avant et après l’infection) afin de suivre la réponse de l’organisme. Les fonctions respiratoires seront mesurées à l’aide d’un appareil permettant d’enregistrer la respiration de la souris sans la contraindre : l’animal reste éveillé et peut bouger légèrement à l’intérieur de la chambre. Une observation clinique sera réalisée avant et après chaque mesure pour vérifier qu’il n’y a pas de signe d’inconfort. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie, réalisée avec des produits adaptés au poids de l’animal. Dans certains cas, un antidouleur sera administré avant l’anesthésie afin d’éviter toute douleur. En fin d’étude, une anesthésie profonde sera pratiquée avant la perfusion terminale, qui consiste à faire circuler une solution dans les organes pour pouvoir ensuite les prélever et les analyser. Cette étape est effectuée uniquement lorsque l’animal est totalement endormi et insensible.
Impact sur les animaux
À la suite de l’infection des animaux par le SARS-CoV-2 ou l’un de ses variants, plusieurs effets indésirables peuvent être observés. Les principaux signes attendus incluent une perte de poids, des altérations comportementales (telles qu’une baisse d’activité, une posture recroquevillée ou un pelage ébouriffé) ainsi que des signes de détresse respiratoire (respiration rapide, irrégulière ou superficielle). Des réactions locales peuvent également survenir au niveau des sites d’injection, se manifestant par une irritation, une légère inflammation ou un saignement transitoire. Les prélèvements sanguins peuvent provoquer une gêne légère et passagère au point de ponction, rapidement résolue après compression locale. Les manipulations répétées, telles que les mesures de fonction respiratoire ou les anesthésies, peuvent induire un stress léger à modéré lié à la restriction de mouvement et à l’isolement temporaire. La récupération post-anesthésie chimique est plutôt lente s’accompagnant d’une baisse temporaire d’activité, de frissons, d’une diminution de l’appétit et, plus rarement, d’une respiration ralentie. Dans certains cas, notamment au cours des phases avancées de l’infection, une réduction modérée de la mobilité ou une perte de poids persistante peut être observée. Chez les animaux génétiquement modifiés, les réponses inflammatoires ou les troubles respiratoires peuvent être plus marqués ou durer plus longtemps. L’état des animaux sera évalué quotidiennement à l’aide de grilles de suivi incluant l’observation de la respiration, de l’apparence générale, des yeux et des comportements spontanés. Tout changement significatif sera consigné, et les individus présentant des signes d’alerte feront l’objet d’une surveillance accrue, assurée conjointement par le personnel animalier et les ingénieurs responsables des protocoles expérimentaux.
Devenir
Pour toutes les procédures prévues dans ce projet, les animaux sélectionnés seront mis à mort conformément aux recommandations réglementaires, afin de permettre le prélèvement des organes et leur analyse.
Remplacement
À l’heure actuelle, aucune approche in vitro ne permet de reproduire de manière satisfaisante l’ensemble des phénomènes impliqués dans l’initiation des réponses immunitaires lors d’une infection naturelle ou après une vaccination. En effet, les modèles in vitro ne parviennent pas à capturer la complexité des interactions entre les différents types cellulaires, les tissus et les mécanismes systémiques qui se produisent dans un organisme vivant. C’est pourquoi il est indispensable de recourir à des modèles animaux, qui permettent une étude plus fidèle des réponses immunitaires dans un contexte biologique complet et dynamique. Ces modèles animaux offrent une plateforme essentielle pour mieux comprendre les mécanismes de défense de l’organisme et pour tester l’efficacité des traitements et des vaccins avant toute application clinique.
Réduction
Le nombre d’animaux pour chaque type de procédure sera précisé dans le protocole. Les effectifs sont déterminés sur la base d’expériences antérieures et/ou de calculs de puissance statistique, afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Nous utiliserons des animaux des deux sexes, âgés de 8 à 20 semaines, répartis en groupes homogènes pour garantir des analyses statistiques pertinentes. Lorsque possible, un même groupe témoin sera partagé entre plusieurs expériences afin de réduire encore le nombre d’animaux.
Raffinement
Les souris sont élevées dans des conditions optimales, avec un soin et un respect constant, et sont exposées à divers éléments d'enrichissement pour favoriser leur bien-être. Elles seront hébergées en groupes de 5 afin de prévenir le stress lié à l'isolement. Les cages seront systématiquement enrichies par l'ajout d'éléments comme un dôme en carton, offrant aux animaux un abri, et de la nourriture hydratée, qui sera fournie dès que nécessaire pour pallier toute perte de poids ou déshydratation durant leur hébergement. Les souris en expérimentation feront l'objet d'une surveillance quotidienne par du personnel qualifié et formé pour mener ces expérimentations. L'utilisation d'une grille de score spécifique, associée à un suivi pondéral quotidien, permettra de détecter rapidement tout signe de souffrance. Des mesures appropriées, y compris la mise à mort lorsque nécessaire, seront mises en œuvre sans délai afin d’éviter toute aggravation de l’état des animaux. Étant donné que notre étude porte sur la réponse immunitaire, il est impératif de ne pas administrer d'anti-inflammatoires aux souris. En effet, ces molécules pourraient interférer avec nos résultats en altérant l'expression des marqueurs d’intérêt, ce qui pourrait fausser l’interprétation des réponses immunitaires observées.
Choix des espèces
Nous avons choisi d’utiliser le modèle murin (la souris) car c’est un mammifère dont environ 99 % des gènes sont similaires à ceux de l’être humain. La souris est un animal de petite taille, se reproduisant rapidement et facile à élever. De plus, son anatomie, sa physiologie et sa biologie sont aujourd’hui très bien connues, ce qui en fait un modèle de référence pour la recherche scientifique. La souris est particulièrement adaptée à l’étude du système immunitaire grâce aux nombreuses connaissances déjà acquises et aux outils largement disponibles pour ce modèle. Pour nos expérimentations, nous utiliserons des souris adultes âgées de 6 à 12 semaines et pesant au minimum 22 g. Ces critères garantissent que les animaux possèdent un système immunitaire pleinement développé et un poids stable au début du protocole, ce qui permet de limiter les variations naturelles qui ne seraient pas liées à l’étude elle-même.