Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : projets autorisés en janvier 2026 (02/02/2026)
Test d’efficacité d’une molécule pharmacologique sur un modèle murin de la Maladie de Niemann-Pick type C (NPC) – MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Notre projet a pour objectif de tester l’efficacité in vivo d’une molécule sur un modèle murin de maladie de Niemann-Pick de type C1 (NPC1), qui récapitule le tableau clinique de la pathologie humaine. MODIFICATION: En raison d'une étude à répéter, le nombre d'animaux sera légèrement augmenté. Par ailleurs, la molécule évaluée dans ce projet ne sera pas comparée à un placebo, mais à un composé de référence autorisé uniquement aux Etats-Unis pour le traitement de la pathologie NPC1.
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet nous permettra d’obtenir une preuve de concept in vivo que la nouvelle approche thérapeutique envisagée est efficace sur plusieurs signes cliniques prédictifs du cours de la pathologie humaine. À plus long terme, ce projet se poursuivra par un développement thérapeutique de cette molécule visant à obtenir la preuve clinique de son efficacité chez l’homme, avec pour objectif final de proposer un traitement efficace pour les patients atteints de NPC1.
Procédures
Injections sous-cutanées (3/animal, 1 x par semaine, 1 min par injection) puis injections intrapéritonéales (1 x par semaine pendant 12 semaines, 1 min par injection), prélèvements sanguins (intracardiaque, 5 min par prélèvement sous anesthésie générale ; 3 fois à la veine temporale sous anesthésie gazeuse, 3 minutes par prélèvement). Tests comportementaux : Observations cliniques et évaluation des fonctions sensori-motrices 15 minutes chaque semaine (7 à 16 semaines d'âge), mesure de l'activité locomotrice et anxiété 5 fois 30 min, mesure des troubles de la marche (5 sessions de 3 jours, 5 minutes par jour), test de coordination motrice 4 fois 20 minutes, mesure de l'inhibition de la préimpulsion 3 fois 45 min. Amendement 1 : injections intrapéritonéales : 1 x par semaine pendant 6 semaines pour l'étude précose ou 12 semaines pour l'étude tardive, 1 min par injection. Amendement 2: injections 2 x par semaine ou gavage 1 fois par jour pendant 6 semaines pour l'étude précose ou 12 semaines pour l'étude tardive, 1 min par injection ou gavage. MODIFICATION: injections 1x par jour ou gavage 1 fois par jour pendant 12 semaines pour l'étude tardive, 1 min par injection ou gavage
Impact sur les animaux
Les souris mutés présentent un phénotype dommageable ; ce modèle animal présente une perte de poids, une diminution de la coordination motrice, une mortalité prématurée avec une durée de vie moyenne de 125 jours. Pour la première procédure, ces animaux seront mis à mort suite à une anesthésie (nuisance légère). Pour la procédure deuxième, les animaux subiront 3 injections sous-cutanées indusiant une légère nuisance (1 par semaine pendant 3 semaines). Pour la troisième, les animaux subiront 3 injections sous-cutanées (1 par semaine pendant 3 semaines) puis 1 injection intrapéritonéale par semaine pendant 12 semaines induisant une nuisance modérée. Les souris subiront 3 prélèvements sanguins d’environ 3 minutes induisant une nuisance modérée. Amendement 1 : Pour l'étude précose, les animaux subiront 3 injections sous-cutanées induisant une légère nuisance (1 par semaine pendant 3 semaines) puis 1 injection intrapéritonéale par semaine pendant 6 semaines induisant une nuisance modérée. Amendement 2: les animaux subiront soit 2 injections intrapéritonéales par semaine soit un gavage ou une injection intrapéritonéale chaque jour pendant 6 ou 12 semaines induisant une nuisance moderée.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à l'issue de la réalisation de l'ensemble des procédures afin de prélever les tissus en vue d'analyse post-mortem, excepté pour l'étude pilote ou seul le sang sera prélevé.
Remplacement
L'étude de l'effet thérapeutique de candidats médicaments sur des processus complexes tels que les maladies neurodégénératives ne peut se faire sans l'utilisation de modèles animaux. En effet, il n'existe pas actuellement de modèles non-animaux permettant de récapituler l'ensemble des mécanismes physiologiques complexes à l'œuvre dans la mise en place d'une neurodégénérescence fatale, comme dans la maladie de Niemann-Pick de type C1. Cependant, le choix de la molécule optimale testée dans cette étude a préalablement été réalisé sur un modèle cellulaire.
Réduction
Ce projet implique des souris homozygotes présentant la mutation induisant la maladie de NPC1 et des souris non mutés qui seront considérées comme des contrôles ne présentant pas la maladie de NPC1. Dans l’étude précoce, les groupes expérimentaux seront constitués comme suit : 5 souris homozygotes mutées traitées avec le véhicule et 5 souris contrôles traitées avec le véhicule, pour chaque sexe, seront nécessaires à la caractérisation préliminaire du modèle dans le laboratoire. Dix souris homozygotes mutées traitées avec le composé, 10 souris homozygotes mutées traitées avec le véhicule et 10 souris contrôles traitées avec le véhicule, pour chaque sexe, seront nécessaires à la vérification des caractéristiques décrites dans le papier princeps. Le nombre de souris défini dans l’étude précoce repose sur les conditions nécessaires optimales à l’analyse des biomarqueurs. Il intègre à la fois la taille des effets attendus (diminution de 80 % de la protéine NPC1 chez les souris mutés, effet du traitement 40-45 % espéré) et la variabilité technique connue (30 %). À chaque étape, la variabilité réelle obtenue sera calculée. Dans le cas où l’étude précoce mettrait en évidence une « surestimation » par rapport à la variabilité technique théorique, une réduction du nombre d’animaux lors de l’étude d’efficacité tardive sera envisagée. Pour l’étude d’efficacité tardive afin de réduire le nombre d’animaux, nous avons décidé de ne pas réaliser de groupe contrôle non muté. Le groupe muté non traité permet d’évaluer les caractéristiques liées à la pathologie. Les résultats du groupe muté traité seront préférentiellement rapportés aux souris du groupe muté (point de départ de la pathologie). MODIFICATION: les résultats des souris mutées traitées seront comparés à ceux des souris mutées traitées avec un composé de référence. En cas de « situation optimale », les souris mutés sous traitement auront des niveaux de protéine NPC1 équivalents aux souris WT. Le choix de 16 animaux par groupe a été défini en fonction de la haute variabilité des tests comportementaux.
Raffinement
Dans le cadre des procédures expérimentales réalisées, nous nous efforcerons de réduire autant que possible le stress engendré. Une étude toxicologique préliminaire a été réalisée afin de déterminer la dose maximale non toxique de la molécule à administrer aux animaux. Nous suivrons l'état général des animaux, le toilettage, la posture, la présence de vocalisation. Tous ces items nous permettront de décider de l'atteinte de points limites, le cas échéant, pouvant entraîner l'euthanasie de l'animal pour éviter toute souffrance. En cas de rixe entre animaux, nous pourrons être amenés à isoler l'individu dominant pour éviter toute lésion. L’animal isolé sera sorti de la procédure temporairement (si on arrive à le soigner) ou définitivement et il sera alors mis à mort. Les animaux seront maintenus en groupes, dans des conditions d'animalerie optimales. Ils disposeront sans limitation de nourriture, de boisson et d'un milieu enrichi (nids en quantité suffisante, bâton et balles à ronger). Si un animal présente un trouble locomoteur, de la nourriture mouillée et un biberon à longue tétine seront ajoutés à la cage. Si une douleur est présente, un antalgique pourrait être administré selon les recommandations vétérinaires. Les animaux seront pesés et observés toutes les semaines en plus du suivi quotidien habituel. Lors du prélèvement sanguin, nous effectuerons une compensation du volume injecté avec du sérum physiologique.
Choix des espèces
La souris est l’animal de choix pour la création et l’étude de modèles avec une perte de fonction d’un gène (mutation). De plus, la souris est un modèle animal adapté à l’étude de la locomotion, phénotype d’une dégénérescence neuronale. Enfin, il n’existe pas de modèles in vitro ou de systèmes cellulaires pour étudier un phénotype locomoteur et/ou la résistance à la prise de poids à l’échelle d’un organisme complet. Le traitement avec la molécule médicament débutera à 10 jours post-natal et sera donné 1 fois par semaine. Dans la littérature, l'ensemble des études ayant testé l'efficacité de notre molécule dans différentes pathologies ont commencé le traitement avant le sevrage des animaux, c'est pourquoi nous allons suivre ce même schéma expérimental. MODIFICATION: Le traitement avec la molécule médicament débutera à 4 semaines et sera administré une fois par semaine jusqu'à 10 ou 16 semaines selon la procédure. Le composé de référence sera administré une fois par jour jusqu'à 16 semaines pour l'étude d'efficacité tardive.
Stratégie thérapeutique basée sur l’injection de cellules souches mésenchymateuses et développement de biomarqueurs dans un modèle murin d’irradiation localisé
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Le but du projet est de proposer i) un nouveau traitement de référence basée sur l’injection de cellules souches mésenchymateuses (MSC) pour la prise en charge des brûlures radiologiques ; ii) des biomarqueurs de suivi pathologique et d’efficacité thérapeutique.
Bénéfices attendus
Les bénéfices que ce projet apportera sont multiples tel que : - développer une nouvelle thérapie plus efficace et innovante - améliorer la qualité de vie des patients - développer des biomarqueurs pour une prise en charge personnalisée du patient
Procédures
Selon les procédures et les groupes expérimentaux : Irradiation du membre inférieur sous anesthésie gazeuse (1 fois) : 25 min / Injection sous anesthésie gazeuse (max 6 injections) : environ 1 min par injection / Selon les groupes expérimentaux : Analyse musculaire fonctionnelle (2 fois au max) : sous anesthésie : environ 30 min par test / Prélèvements de sang sous anesthésie gazeuse (max 7 fois) : environ 30 secondes / Prélèvement terminal (sous anesthésie chirurgicale) : environ 5 min
Impact sur les animaux
Après irradiation localisée, un animal va développer une lésion musculo-cutanée localisée au site d’irradiation. Il est possible que certains animaux aient des difficultés à se déplacer et aient une apparence extérieure modifiée telle que piloérection, dos rond ou amaigri. Après injection , l’animal présente transitoirement une patte gonflée. Après prélèvements sanguins, un animal peut développer une exophtalmie, être borgne ou aveugle.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure afin de réaliser les prélèvements
Remplacement
Le nouveau développement de stratégie thérapeutique ou de biomarqueurs doit être validé sur des modèles pré-cliniques (modèles animaux). De plus, les modèles in vitro (culture isolée de cellule en boîte de pétri) ne permettent d’évaluer le réseau vasculaire, ni la régénération musculaire, ni le développement de biomarqueurs. Par conséquent l’utilisation d’un modèle murin est indispensable pour valider notre approche thérapeutique.
Réduction
Les conditions d’expérimentation animal présentent une certaine variabilité de réponse. De plus le retour d’expérience des médecins, chercheurs et biostatisticien déterminent qu’un nombre de 8 à 20 animaux comptabilisés dans chaque condition expérimentale est nécessaire et suffisant pour obtenir des résultats statistiquement robustes afin de valider notre nouvelle thérapie.
Raffinement
Un suivi des animaux quotidien sera réalisé par les personnes compétentes impliquées dans ce projet, afin d’appliquer les points limites pour réduire la souffrance des animaux. Si un animal présente des signes de souffrance son euthanasie anticipée sera réalisée.
Choix des espèces
Pour mettre au point des traitements à base de cellules et des outils permettant de suivre l’évolution des lésions et l’efficacité des thérapies, nous devons utiliser un modèle vivant (in vivo). Nous avons déjà montré que, après avoir irradié localement la patte arrière gauche, l’injection de petites particules issues de cellules souches dans le muscle favorise la formation de nouveaux vaisseaux sanguins et améliore la cicatrisation de la peau. Nous avons aussi démontré que trois injections d’une molécule appelée IL-2 déclenchent une réponse anti-inflammatoire et réduisent la formation de cicatrices dans le muscle (fibrose). Nous maîtrisons les techniques nécessaires pour mesurer les paramètres liés aux vaisseaux, à l’inflammation, au muscle et à la fonction, afin de prouver l’efficacité de notre traitement sur des souris de laboratoire. Ce modèle nous permet d’utiliser un grand nombre de marqueurs (27 couleurs) pour analyser les cellules inflammatoires et d’étudier les cellules qui régénèrent le muscle grâce à des souris génétiquement modifiées. Ces souris permettent de voir et de compter les cellules qui réparent les muscles. Normalement, il n’existe pas de marqueur efficace pour identifier ces cellules. Pour résoudre ce problème, des chercheurs ont créé ces souris, et elles sont maintenant disponibles pour les scientifiques. Les souris seront âgées de 8 à 12 semaines, ce qui correspond à l’âge adulte. Ce choix permet d’éviter les différences liées à l’âge qui pourraient fausser les résultats.
Evaluation préclinique de produits de santé pour la chirurgie des tissus mous – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Lapins : 800
Cochons : 800
Chèvres : 160
Moutons : 640
Objectifs
Il s’agit d’un projet de recherche et développement qui vise à étudier la performance (efficacité) de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous et/ou d’en évaluer la tolérance (sécurité). Il peut s'agir de produits de renforcement abdominaux (prothèse de renforcement), de produits permettant d'arréter les saignements (colle, poudre, compresses...). Ces produits destinés à être mis en contact avec le corps humain doivent être préalablement testés pour garantir la sécurité des patients et l’efficacité lors de l'utilisation clinique. La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. En ce sens, différents types d’essais peuvent être menés : - Essais de performance : - Essais de screening d’efficacité : Les essais de screening d’efficacité vérifient si la performance d’un produit mérite d’être approfondie ou s’il est nécessaire de mener d’autres études avant de passer aux essais de confirmation de performance. Ces essais sont essentiels dans la stratégie de réduction du nombre total d’animaux utilisés. - Essais de confirmation de performance : Les essais de confirmation de performance sont effectués après validation des essais de screening d’efficacité. Comme leur nom l’indique, ils visent à confirmer les résultats obtenus lors des essais préalablement menés sur un produit. - Essais de tolérance locale : Les essais de tolérance locale évaluent la réaction d’un organisme en contact avec un produit étranger. Dans ce projet, ces essais peuvent être réalisés en complément des essais de performance, sur les mêmes animaux. Les critères d’évaluation à prendre en considération sont définis lors de la rédaction du protocole d’essai. Ce projet pourra se conduire dans plusieurs EU partenaires, afin d'obtenir des résultats d'imagerie spécifique non disponible dans notre EU.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir des données de performance et de tolérance de produits de santé utilisés en chirurgie des tissus mous. En mimant au plus près l'implantation du dispositif chez les patients, ces études permettront de mieux appréhender la réaction de l’organisme au produit à tester, et ainsi améliorer la sécurité et/ou les performances du produit, avant sa mise sur le marché.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester (cette intervention chirurgicale peut durer entre 1h30 et 2h30). Cette intervention a toujours lieu sous anesthésie générale (chimique et gazeuse), et analgésie. L’antibiothérapie est ajoutée au cas par cas en fonction de l’invasivité de la chirurgie et des risques infectieux associés. Des prélèvements sanguins peuvent etre réalisés en cours d'étude (en général un prélèvement à la chirurgie et un prélèvement en fin d'étude, d'une durée de quelques minutes). Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres types d'interventions non douloureuses, de type IRM ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie légère (en général, en fonction de la durée de l'étude, 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent etre envisagées en cours d'étude). L'IRM sera externalisé dans un EU partenaire, la durée de l'intervention est d'environ 1h30.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - mise à jeun - stress liés à la chirurgie - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours - hématome ou oedème au niveau du site opératoire, pendant quelques jours - défaut d'hémostase (hypotension, pâleur muqueuse, apathie) - défaut d'oxygénation, d'étanchéité de la cage throracique, difficultés respiratoires pendant quelques jours - reflux gastrique, vomissements pendant quelques jours - diarrhées, présence de sang dans les selles pendant quelques jours. Les douleurs post-opératoires peuvent apparaitre et seront prises en charge par des mesures de raffinement. Les animaux recevront une anesthésie fixe afin de réaliser l'imagerie, pouvant induire un stress. Du produit de contraste pourra être injecté grâce à un cathéter en intraveineux. Une légère perte de poids (non systématique) pourrait être observée dans les quelques jours suivant l'anesthésie.
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induit par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : tests mécaniques sur des prothèses abdominales pour évaluer la résistance du dispositif). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de chirurgie des tissus mous en raison des interactions complexes s'établissant entre le tissus ciblé et le dispositif lui-même. De plus, l’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation que doivent suivre les tests précliniques sur les dispositifs médicaux, avant de pouvoir lancer les tests cliniques.
Réduction
Le donneur d'ordre demandant la réalisation de ces tests s'engage à ne pas faire renouveler à l'identique un essai déjà mené précédemment. Par ailleurs pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu), pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêt à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes" sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc).
Raffinement
Pour limiter le stress des animaux, une période d’acclimatation pendant laquelle ils ne subissent aucune manipulation non indispensable est réalisée à leur arrivée dans l’EU. Ensuite, et avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations (exemples : habituation aux pesées, habituation alimentaire). Des enrichissements sont présents dans l’environnement des animaux (exemple : jouets), et ces mesures sont renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements : pommes dans la litière des porcs, ou friandises dans les jouets, et augmentation de la litière des ovins). Les transports des animaux vers les EU partenaires seront organisés dans le respect du bien-être animal et de la réglementation en vigueur (durée du transport jusqu'à 1h30 en fonction des EU avec ajout de litière et transport en groupe). Un contrôle clinique de chaque animal est réalisé par du personnel qualifié (vétérinaire, technicien ou zootechnicien) au départ et à l'arrivée. Lors des séances d'imagerie externalisées, afin de limiter le stress des animaux, une période de repos adéquate sera instaurée entre la réception des animaux et l'anesthésie et entre le réveil des animaux et le transport retour vers notre EU. La douleur des animaux : la chirurgie est réalisée sous anesthésie et analgésie (à base de morphiniques). En phase post-opératoire, les suivis quotidiens sont renforcés et des soins post-opératoires spécifiques peuvent être mis en place (désinfection des sites chirurgicaux à une fréquence adaptée). Les signes cliniques servant de points limites ont été définis, pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances. Selon l'espèce, les prises de sang peuvent être réalisées sous anesthésie générale (injectable et/ou volatile, lors d'une phase de chirurgie par exemple), ou sous sédation légère (voir paragraphe sur la liste des médications) avec au besoin une analgésie, afin de maitriser le stress et la douleur potentielle. Les conséquences de l’anesthésie/chirurgie : du gel oculaire est appliqué au niveau de la cornée lors des anesthésies des animaux pour prévenir l'assèchement oculaire. Une attention particulière est portée à la lutte contre l'hypothermie : température de la salle, isolation du sol, couvertures, lampes chauffantes si besoin. En cas de doute, une mesure de la température rectale est réalisée.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans les textes de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs ou le lapin. Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le porc ou les ovins/caprins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (le long terme: espèces à longue durée de vie). Le stade de développement est exprimé en âge ou en poids. Dans la plupart des cas, l’utilisation d’animaux adultes est recommandée. Le stade de développement est pertinemment sélectionné en fonction de l'utilisation clinique du produit ou de sa taille par exemple. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée. Cas particulier des porcs domestiques : étant donné les conditions d’hébergement, le comportement social et la manipulation des animaux, l’utilisation de porcs domestiques en croissance (âgés d’au moins 8 semaines) est la plus appropriée dans ce projet.
Evaluation de la réponse inflammatoire suite à l’injection d’un vecteur délivrant de l’ARN dans un modèle de souris – MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
L’étude de la réponse inflammatoire dans un modèle de souris est essentielle pour évaluer la sécurité, l’efficacité et la faisabilité de l’utilisation d’un produit à visée thérapeutique. Elle contribue à orienter son développement, optimiser les protocoles d’administration, et à garantir la sécurité de ce type de thérapie. Ce projet a donc pour objectif d’évaluer la réponse inflammatoire pouvant survenir après l’injection d’un vecteur non intégratif pouvant délivrer de l’ARN chez l’animal. C’est un requis pour l’utilisation future de ce vecteur in vivo, et notamment chez l’Homme à des fins thérapeutiques. L’injection intra veineuse sera testée, avec un rappel d’injection 3 semaines plus tard. Les analyses consisteront en un dosage de la sécrétion de cytokines dans le sang. MODIFICATION: ce projet démarre 2 années plus tard que prévu, en raison d'une restructuration de la société, priorisation des projets et finalisation des levées de fonds; d'où la demande de prolongation de la durée sur 4 ans au total. Par ailleurs, nous souhaitons rajouter un prélèvement sanguin avant l'injection des vecteurs, afin d'obtenir le niveau basal d'expression des cytokines.
Bénéfices attendus
Cette étude de la réponse inflammatoire chez l’animal va permettre : - d’évaluer la sécurité du produit en évaluant la réaction du système immunitaire; - d’identifier les caractéristiques du produit pouvant provoquer une réponse inflammatoire; - de prédire les réponses immunitaires humaines possibles.
Procédures
Les animaux recevront 2 injections par voie intraveineuse (durée 2-3 minutes). On réalisera 6 - MODIFICATION: 7 - prélèvements sanguins (durée 2-3 minutes)
Impact sur les animaux
Dans le cadre d’une étude de la réponse inflammatoire, l’administration in vivo d’un produit peut entrainer des effets indésirables, notamment des réactions allergiques, des effets toxiques…. L’administration in vivo du vecteur de transfert d’ARN par voie intraveineuse peut entrainer un stress ou une douleur chez l'animal, Par ailleurs, ces souris subiront des prélèvements sanguins pouvant également induire un stress.
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés à l'issue des procédures expérimentales. Etant donné que ces souris seront injectées avec un vecteur lentiviral, on ne pourra pas les ré-utiliser. Les animaux seront ainsi euthanasiés en fin de procédure expérimentale, pour ne pas les maintenir en vie inutilement.
Remplacement
Le Remplacement du modèle animal pour une étude de de la réponse inflammatoire peut se faire selon l'utilisation : - de modèles in vitro, avec des cellules du système immunitaires; - d’organes sur puce qui permettent de créer des modèles miniatures d’organes ou tissus humains; - de modèles bio-informatiques et de simulation; - de biobanques de tissus humains; - des organoïdes, version miniature et simplifiée d'un organe fabriqué in vitro et qui présente une anatomie et une fonction proches de la physiologie. La fonctionnalité du vecteur de transfert prévu pour cette étude est ainsi validée sur des modèles cellulaires in vitro en amont. Cependant, aucun de ces outils ne pourra générer l’ensemble des données attendues sur la réponse inflammatoire induite par l’injection d’un vecteur viral dans un modèle d’organisme physiologique entier. La réponse inflammatoire étant la somme d’une cascade de réponses physiologiques, elle est impossible à évaluer de façon exhaustive sans le modèle animal et doit donc s’étudier in vivo.
Réduction
La Réduction du nombre d’animaux lors de la mise en place d’une étude implique une réflexion sur la planification expérimentale pour laquelle la conception de l’étude vise à réduire le nombre d’animaux nécessaires tout en garantissant des résultats statistiquement significatifs. Le design associé à ce projet prend en considération les objectifs fixés correspondant au minimum requis pour une étude statistique. Nous utiliserons ainsi 8 souris par groupe (sauf pour le groupe controle où un effectif de 4 souris sera suffisant), cet effectif constituant un bon compromis entre puissance d'analyse et réduction du nombre d'animaux, en comparant les animaux ayant eu un vecteur non-intégratif, un vecteur intégratif ou le véhicule. Des études similaires antérieures ont notamment permis de réduire le nombre d’animaux tout en garantissant des données interprétables et statistiquement utilisables. Le nombre de contrôles peut ainsi être limité à 4 souris. Par ailleurs, 4 femelles et 4 males permettront d’évaluer la réponse inflammatoire potentielle après injection des vecteurs lentiviraux. Nous ne nous attendons notamment pas à un dimorphisme sexuel dans cette réponse.
Raffinement
Le Raffinement implique la mise en place de procédures assurant: - l’amélioration du bien-être des animaux pour minimiser la douleur et la détresse éventuelles des animaux participant à l’étude; - une surveillance non-invasive pour collecter les données sur le bien-être des animaux; - la présence de produits d’enrichissements dans les lieux d’hébergement des animaux. En particulier, nous suivrons l'état général des animaux, le toilettage, la posture, la présence de vocalisation et les sites d'injection. Tous ces items nous permettront de décider de l'atteinte de points limites le cas échéant pouvant entrainer l’euthanasie de l'animal pour éviter toute souffrance. Lors des prélèvements sanguins, nous effectuerons une compensation du volume injecté avec du sérum physiologique. En cas de rixe entre animaux, nous pourrons être amenés à isoler l'individu dominant pour éviter toute lésion. L’animal isolé sera sorti de la procédure temporairement (si on arrive à le soigner) ou définitivement et il sera alors mis à mort. Le cas échéant, des soins locaux par spray d'un antiseptique seront attribués. Si une douleur est présente, un antalgique pourrait être administré selon les recommandations vétérinaires
Choix des espèces
La souris est l’un des modèles animaux les plus couramment utilisés dans ce type d’étude pour les raisons suivantes : - Similitudes génétiques, anatomiques et physiologiques avec l’Homme - Disponibillité et coûts - Simplicité de manipulation - variété de souches permettant de simuler des conditions pathologiques spécifiques si nécessaire Les souris qui seront utilisées auront entre 10 et 14 semaines, - MODIFICATION: entre 9 et 14 semaines, s’assurant ainsi de leur maturité et de leur taille adulte. Cela facilite la manipulation, la collecte d’échantillons et la réalisation des expériences à suivre.
Evaluation de l’impact de deux molécules immuno-modulatrices sur le développement du Syndrome de Leigh chez la souris MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Objectifs
Il n'existe aucun traitement disponible pour la plupart des maladies mitochondriales, maladies génétique du métabolisme entraînant un handicap grave et une mort prématurée. Le syndrome de Leigh en est une des formes plus graves. Il est causé par des mutations dans de nombreux gènes différents affectant la fonction des mitochondries, les centrales énergétiques de nos cellules. Cliniquement, cette maladie affecte généralement le cerveau et les muscles. Une étude récente a rapporté un effet positif de deux médicaments agissant sur l'inhibition du système immunitaire chez un modèle de souris développant un syndrome de Leigh suite à l'inactivation d'un gène mitochondrial particulier. Le but de notre projet est de tester ces deux molécules sur un deuxième modèle de souris du syndrome de Leigh, impliquant un autre gène, afin de déterminer si ces deux traitements peuvent être généralisable à tous les patients atteints par cette maladie.
Bénéfices attendus
Le projet vise à étudier l'implication du système immunitaire en tant que mécanisme principal à l'origine du syndrome de Leigh et la possibilté d'approches thérapeutiques le ciblant . Si les résultats sont solides et montrent des améliorations significatives, cela devrait permettre le développement de traitements cliniques pour le syndrome de Leigh et potentiellement pour d’autres maladies mitochondriales.
Procédures
Traitement pharmacologique: administration de deux molécules thérapeutiques dans la nourriture, de l'âge de 21 jours jusqu'à la mise à mort de l'animal basée sur l'observation de signes cliniques. Basé sur une publication sur un modèle similaire, le traitement pourrait s'étendre sur 6 mois. Test de coordination motrice: les souris seront placées sur une machine (rotarod) permettant de vérifier leur capacité à coordonner les mouvements de leurs pattes. Il y aura une phase d'entrainement à l'âge de 30 jours, puis une phase de mesure à 40 jours. Basé sur des publications scientifiques, les souris restent en moyenne 10 minutes sur le rotarod, par mesure. Trois mesures seront effectuées, espacées de 15 minutes de récupération.
Impact sur les animaux
Les souris utilisées sur ce projet ont un phénotype dommageable qui commence par une perte de poids et un retard de croissance (vers 4 semaines), puis des difficultés progressives à se mouvoir, et enfin des difficultés respiratoires peu avant le décès (à 7-8 semaines). Les traitements pharmacologiques en question ont été déjà appliqués dans des études scientifiques publiés qui ne semblent pas attribuer effets indésirables spécifiques.
Devenir
Tous les animaux prévus sur ce projet seront mis à mort en fin de protocole expérimental en vue de prélèvements post-mortem
Remplacement
Nous ne pouvons pas remplacer ce modèle en absence d’autre modèles cellulaires qui permettent d’étudier la réponse du système nerveux à des immunotraitements in vivo. De plus, les modèles physiopathologiques par définition étudient les conséquences pathologiques de la mutation sur l’ensemble de l’organisme. Les lignées cellulaires tels que les cellules de peau de patients atteints par le syndrome de Leigh ne peuvent pas reproduire les mécanismes complexes d'adaptation physiologique systémiques liés à ces dysfonctionnements des mitochondries.
Réduction
Nous réduisons au maximum le nombre d'animaux à utiliser pour obtenir des résultats exploitables au niveau statistique et les effectifs ont été calculés à l'aide d'un logiciel. Ainsi nous allons utiliser les mêmes souris pour les analyses cliniques, pathologiques et moléculaires.
Raffinement
Nous raffinons nos conditions d'expérimentation et d'hébergement pour le bien-être de nos animaux. En concertation avec la structure de bien-être animal, les animaux sont hébergés dans des cages aux normes (au minimum par 2 et au maximum par 5) suivant l’âge et le poids des animaux. De plus les cages sont enrichies par des jouets (maisons, copeaux, papier…). En raison du phénotype dommageable des souris, nous ajoutons de la nourriture directement dans les cages, et utilisons des biberons avec tétine longue, pour permettre aux animaux de s'alimenter plus facilement. Pour limiter l’inconfort lié aux procédures, les manipulations seront réalisées par des personnes compétentes et expérimentées. Le bien-être des animaux fera l’objet d’un contrôle quotidien par le personnel de l'établissement utilisateur et du laboratoire. De plus, dans le cadre du protocole expérimental, à partir du début du traitement à lâge de 3 semaines, le poids corporel, la température rectale, la consommation alimentaire, l’état clinique seront évalués en aveugle au moins trois fois par semaine (lundi, mercredi, vendredi). Une pesée supplémentaire sera effectuée le dimanche à partir de l’âge de 6 semaines. Un score sera attribué aux signes cliniques. Dès que les souris obtiendront un score de 3 points, elles seront mises à mort (point limite).
Choix des espèces
La souris est un excellent modèle pour les maladies humaines, car l'organisation de ses gènes est très similaire à celle de l'homme. De plus, la disponibilité de souris génétiquement modifiées permet d'étudier finement les mécanismes sous-tendant la pathogenèse de ces maladies mitochondriales. Dans le cas présent, cela permettra de tester l'efficacité de molécules thérapeutiques sur le syndrome de Leigh à l'échelle d'un organisme par des observations concrètes sur la survie et l'évolution pondérale. Le début du traitement commencera dès le sevrage des animaux à 21 jours car les molécules testées étant dans la nourriture, il faut que les souris puissent se nourrir seules. Le traitement continuera jusqu'au moment de la décision d'euthanasier les souris, basée sur notre grille de score, car le critère principal d'efficacité du traitement pharmacologique est la survenue plus tardive des signes cliniques pathologiques.
Evaluation de l’expression de transgènes issus de vecteurs herpétiques non réplicatifs et de leur distribution chez la souris immunocompétente en vue de développer des outils de médecine génomique
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Le système nerveux périphérique fonctionne comme un réseau reliant le cerveau et la moelle épinière aux muscles, organes et tissus. Il contrôle les mouvements, les sensations (comme la chaleur ou le froid) et les réactions aux stimuli externes. Les troubles de ce système peuvent entraîner des altérations sensitives et motrices, responsables de pathologies telles des polyneuropathies, des douleurs chroniques, ainsi que des dysfonctionnements organiques comme la vessie neurogène, des troubles gastro-intestinaux (constipation ou diarrhée), des anomalies cardiovasculaires (hypotension orthostatique) ou des perturbations de la sudation. Une approche thérapeutique innovante consiste à utiliser des vecteurs viraux dérivés de l’herpès, modifiés pour être non pathogènes et non réplicatifs. Ces vecteurs modifiés exploitent la capacité naturelle du virus à remonter le long des nerfs, permettant une administration localisée au niveau des zones affectées. Ils sont conçus pour délivrer des gènes spécifiques aux neurones périphériques, notamment ceux situés dans les ganglions dorsaux, centres majeurs de ce réseau. Le projet vise à établir un modèle murin permettant d’analyser la distribution et l’expression d’un transgène transporté par ces vecteurs dans différents organes et sur des périodes prolongées. Pour suivre la localisation et l’efficacité des vecteurs, ceux-ci exprimeront un gène produisant une enzyme générant de la bioluminescence, détectable par imagerie non invasive chez la souris simplement anesthésiée. Cette méthode permettra de visualiser la présence et l’activité des vecteurs sans recourir à des techniques invasives. Ce projet inclut également l’évaluation de versions optimisées des vecteurs ainsi que la corrélation entre la bioluminescence et des marqueurs potentiellement détectables dans le sang. Si cette corrélation est confirmée, le suivi pourra être réalisé par prélèvements sanguins sans nécessiter de bioluminescence dans des projets ultérieurs.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de développer un modèle chez la souris permettant de suivre et d’analyser la pharmacocinétique des vecteurs viraux tout au long de la vie d’un même animal, en ciblant les neurones sensoriels ainsi que certains organes d’intérêt. Ce modèle vise à fournir des données essentielles pour comprendre la distribution, la durée d’action et l’efficacité de ces vecteurs en vue de futurs développements chez l'homme comme approche de thérapie génique contre des pathologies touchant le système nerveux périphérique. À court terme, le projet poursuit deux objectifs majeurs. Le premier consiste à définir les conditions optimales d’administration des vecteurs viraux afin d’obtenir une expression efficace et stable du transgène dans les organes cibles. Le second vise à évaluer l’impact de différents sites et modalités d’injection. Cette comparaison permettra de mieux comprendre le transport rétrograde des vecteurs, leur biodistribution dans les organes cibles tels que les ganglions dorsaux et la moelle épinière, ainsi que dans des organes non-cibles comme le foie. À long terme, ce modèle offrira la possibilité de prédire la durée d’action des traitements basés sur ces vecteurs viraux chez l’humain. Une meilleure compréhension de la pharmacocinétique et de la distribution des vecteurs tout au long de la vie d’un animal constituera ainsi un atout majeur pour le développement de thérapies géniques ciblées, plus efficaces et plus sûres chez l’homme Le projet donne l’opportunité d’évaluer l’activité des vecteurs par la mesure de biomarqueurs circulants en remplacement de la bioluminescence. Si cette approche s’avère concluante, ces analyses contribueront également à réduire le nombre d’animaux utilisés. Il permettra enfin l’identification de nouvelles cibles biologiques et d’ouvrir la voie à des indications supplémentaires pour lesquelles ces vecteurs pourraient être utilisés comme produits thérapeutiques, notamment dans le traitement de maladies chroniques.
Procédures
Administration de vecteur viraux dans le coussinet plantaire (unique ou double à 24h d’intervalle) ou dans le muscle de la patte (deux administrations contemporaines), chaque administration dure environ 30s sous anesthésie générale gazeuse. Administration d’anti-inflammatoire et d’antalgique en couverture de la ou des deux administrations de vecteur (20 minutes pré-administration, en fin de journée post-administration, suivies de deux administrations d’anti-inflammatoire le lendemain de l’injection) (contention de 30s et injection d’environ 10s). Administrations de luciférine (agent nécessaire à l’imagerie par bioluminescence) chez les souris vigiles, préalables aux imageries par bioluminescence (imagerie d’une durée de 20 min maximum par session réalisée sous anesthésie à l’isoflurane) : 7 fois sur la durée d’une étude de 28 jours et 17 fois sur une étude de longue durée (1 an). Prélèvements de sang chez la souris vigile avec contention d’une durée maximale de 2 min (moins de 30s) au maximum 14 fois (pour une étude d’une durée d’1 an) et dans le respect des volémies physiologiques et délais de récupérations.
Impact sur les animaux
− l’administration du vecteur viral (une ou deux fois maximum) sous anesthésie générale peut générer du stress et une douleur légère au réveil. − des prélèvements de sang au niveau de la veine marginale de la patte peuvent générer du stress et une douleur légère de courte durée. − des signes cliniques modérés observables associés à l’injection des virus (gène transitoire (moins de 2h) pour se mouvoir occasionnée par la localisation de l’injection dans le coussinet plantaire, inflammation potentielle autour du site d’injection (moins de 2h). - selon la voie d’administration du vecteur viral, les injections d’anti-inflammatoire et antalgique en aval et en couverture peuvent également générer du stress et une douleur légère. - stress et douleur légère liés aux mesures pour l’évaluation de la localisation des vecteurs viraux par de l’imagerie (répétées 7 fois pendant les études de 28 jours et 17 fois pendant les études de 1 an selon les procédures) et incluant l’administration de l’agent de bioluminescence préalable à chaque mesure - et l’anesthésie gazeuse d’une durée de 20 min maximum.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à l’issue des études puisqu’il est nécessaire d’évaluer et de quantifier l’expression des vecteurs viraux dans les organes cibles comme les ganglions dorsaux, la moelle épinière, le coussinet plantaire et le foie. Des prélèvements d’organes d’intérêt et de sang seront réalisés pour générer des échantillons qui pourront être utilisés pour des études ultérieures (détermination de l’expression de protéines ou de gène d’intérêt, par immunohistochimie, transcriptomique ou protéomique…).
Remplacement
Les méthodes in vitro ou in silico actuelles ne permettent pas de vérifier la migration des vecteurs viraux sur de longues distances dans les nerfs (plusieurs centimètres) ni de localiser précisément les vecteurs. En injectant le vecteur dans la patte de la souris, on peut suivre son trajet des terminaisons nerveuses localisées dans le site d’injection jusqu'aux noyaux de ces neurones localisés dans les ganglions de la racine dorsale (appelé transport rétrograde). Avant de tester sur les souris, des essais ont été faits en laboratoire sur des modèles de culture cellulaire. Les résultats en laboratoire sur des modèles de culture cellulaire ont montré des résultats encourageants mais il est maintenant indispensable de poursuivre ces recherches en utilisant un organisme complexe et entier pour pouvoir évaluer le transport rétrograde de ces vecteurs d’un organe donné jusqu’à un autre localisé à plusieurs centimètres de distance, ce qui est impossible dans les modèles in vitro car aucun dispositif in vitro ne mime à ce jour ce type de modèle.
Réduction
Un vecteur rapporteur utilisant la bioluminescence permet de suivre l'expression d'un gène d'intérêt qui lui est intégré. La création d'un modèle avec vecteur rapporteur facilite la vérification de la localisation de l'expression du transgène dans des organes cibles, comme les ganglions dorsaux, grâce à des techniques d'imagerie non invasive. Cela évite l'euthanasie des souris pour des mesures post-mortem à différents temps, réduisant ainsi le nombre d'animaux nécessaires à l'étude. Cette méthode permet d'analyser la distribution et la pharmacocinétique sur une période prolongée chez un même animal, ce qui améliore la compréhension de la présence et de l'expression du transgène dérivé de vecteurs au fil du temps. À la fin de l'étude, tous les organes pertinents et des échantillons de sang sont collectés pour des analyses in vitro des gènes ou protéines cibles, optimisant ainsi les études et diminuant l’utilisation de souris supplémentaires pour obtenir des échantillons. Des études préliminaires sur des modèles animaux ont validé les conditions expérimentales, y compris les doses et les voies d'administration, nécessaires pour atteindre les objectifs du projet. La taille des groupes expérimentaux a été déterminée au strict minimum en fonction de ces données, pour permettre une analyse correcte des données d’étude, fixant le nombre final à huit souris par groupe traité et une souris par groupe témoin. Le nombre de souris par groupe pourra être réévalué au cours du projet si la variabilité observée est faible grâce aux conditions expérimentales établies. Les temps de cinétique pour l'euthanasie des groupes de souris, afin de corréler les données in vivo de bioluminescence et/ou de biomarqueurs sanguins avec les données ex vivo des organes cibles, ont été définis au minimum pour obtenir des données exploitables, contribuant à réduire le nombre d'animaux nécessaires. L'imagerie constitue une méthode non invasive et indolore, permettant un suivi régulier et longitudinal d'un même animal tout au long de l'étude. Un des objectifs de ce projet est de diminuer le nombre d'animaux requis pour les études futures en explorant la possibilité de suivre l'expression du vecteur viral sur de longues périodes uniquement par bioluminescence et/ou détection de l'activité du vecteur dans le sang, sans nécessiter l'euthanasie à différents temps pour des évaluations post-mortem.
Raffinement
La procédure d’injection dans le coussinet plantaire est réalisée selon les bonnes pratiques sous anesthésie générale gazeuse et sous couverture anti-inflammatoire et antalgique, avec un maintien de la température corporelle dès l’anesthésie jusqu’au réveil total de la souris. Une vigilance sera apportée sur la reprise de la marche et l’absence de signes de douleur pour l’animal post injection (suivi d’une potentielle gène). Des études en amont de ce projet déjà réalisées chez l’animal ont permis de confirmer l’absence de toxicité ou effets adverses liés à l’injection de ces virus. Les animaux font l’objet d’une observation clinique spécifiquement en post injection sur une durée de 24h puis tout au long des études, par les expérimentateurs et par les zootechniciens, pour s’assurer de leur rétablissement, de leur bien-être et de l’absence de signe clinique. En cas de signe clinique, le vétérinaire est alerté et les recommandations de la SBEA et les points limites seront appliqués. Le suivi de la localisation de l’expression du transgène à partir des vecteurs herpétiques non-réplicatifs par l’imagerie sous anesthésie gazeuse est une méthode non invasive pour l’animal et sans douleur qui permet de suivre un même animal tout au long de l’étude. Pour la seconde partie du projet, des prélèvements sanguins de petit volume vont être réalisés pour obtenir des informations supplémentaires, comme le profil d'exposition plasmatique et l’analyse de l’expression du vecteur rapporteur dans le sang. La validation de cette opportunité de mesure du vecteur rapporteur dans le sang permettra d’émettre l’hypothèse d’une expression du vecteur dans les organes cibles. Dans ce contexte, cela permettra de raffiner la procédure expérimentale en ne nécessitant plus le recours à des anesthésies répétées (une fois par mois/1 an) pour les études de longue durée.
Choix des espèces
Dans le cadre du projet, les souris seront utilisées. Il est crucial d'évaluer la pharmacocinétique du vecteur chez un animal doté d'un système immunitaire compétent. Le choix de cette espèce est basé sur des études antérieures qui ont permis de comprendre la biodistribution de premières générations du vecteur chez la souris immunocompétente et d’établir une transposabilité avec l’homme. En effet, tout comme chez l’homme, le système immunitaire de la souris permet le même comportement du vecteur dans l’organisme, incluant l’entrée en latence du vecteur et l’expression du transgène qu’il comporte. Dans le modèle murin, les mécanismes de transport rétrograde du vecteur viral sont conservés. Il est nécessaire de continuer à approfondir les connaissances sur cette même espèce et souche immunocompétente. Ainsi, dans le cadre de ce projet la souris constitue un modèle prédictif de l’homme. Les souris sont utilisées à l’âge adulte, à partir de 8 semaines. Il s’agit de l’âge d’utilisation classique des souris dans ce cas. L’innervation du coussinet plantaire par les neurones sensoriels provenant des ganglions de la racine dorsale est considérée bien établie et homogène entre les souris lorsqu’elles ont atteint l’âge de 8 semaines.
Analyses des réactions inflammatoires et de l’angiogenèse dans une fenêtre dorsale avec la souris transgénique CX3CR1-GFP
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Objectifs
L'objectif général est de suivre l'inflammation et la revascularisation dans un organisme vivant suite à l'implantation de dispositifs médicaux, de biomatériaux ou de cellules tumorales. Nous utilisons un modèle de souris transgéniques qui présente une fluorescence des tissus suite à différents signaux d'activation liés à l'inflammation et la revascularisation. Ces observations sont possibles grâce à l'utilisation de la technologie de microscopie intra-vitale dévelopée à travers une fenêtre translucide implantée sur le dos des animaux. Cette technique d'imagerie médicale offre une visualisation tridimensionnelle (3D) des cellules circulantes.
Bénéfices attendus
Les dispositifs médicaux implantables représentent une stratégie thérapeutique efficace dans de nombreuses pathologies ; ils permettent par exemple la réduction de la dégénérescence neuronale dans la maladie de Parkinson, la prévention des problèmes cardiovasculaires ou encore la surveillance et la réduction des complications chez les diabétiques. Plus précisément, notre approche constitue une étape clé dans la conception d’un pancréas bio-artificiel mais aussi dans la régénération de la peau chez les grands brûlés ou encore dans le diagnostic précoce d’un dysfonctionnement rénal. Enfin notre dernière étude dans ce projet porte sur des cancers très agressifs tels que les tumeurs pulmonaires, avec une efficacité très limitée des thérapies actuelles et une survie diminuée des patients. Ici, notre objectif final est l’amélioration de l’efficacité des stratégies d’immunothérapie.
Procédures
Les souris subiront une procédure chirurgicale sous anesthésie générale d’une durée maximale de 30 minutes. Deux à 4 séquences de microscopie (à 3, 6, 9 et 12 jours après l’implantation chirurgicale de la fenêtre) seront réalisées : les souris seront maintenues sous anesthésie générale pendant une durée maximale de 2 heures pendant la microscopie. Avant les séquences microscopiques (entre 6h et 2h), certaines souris subiront une injection intradermique. Au début de ces séquences, certaines souris subiront l’injection d’un traceur fluorescent par une canule implantée dans la veine caudale. La durée d'injection est entre 1 et 2 secondes. À la fin du suivi, les souris seront euthanasiées sous anesthésie afin d'analyser les reins, le foie et la rate.
Impact sur les animaux
L'implantation de la fenêtre dorsale provoquera des douleurs et de l'inflammation, qui devraient se résorber rapidement (en 2 à 3 jours). L'animal ressentira un gêne, mais ne sera pas limité dans ses mouvements, car une fenêtre en titane est très légère. L’hébergement individuel peut provoquer davantage de stress chez l’animal, comparé à celui hébergé en groupe. Pour les suivis en microscopie, l'animal sera sous anesthésie générale et ne ressentira aucune douleur lors de la cannulation pour une injection intraveineuse éventuelle, ou lors de la fixation sur un cadre pour limiter ses mouvements.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort pour pouvoir prélever les organes qui seront analysés dans le cadre de ce projet scientifique.
Remplacement
Pour nos applications in vivo les peaux et les pancréas artificiels, les membranes bio-compatibles ont été testés et sélectionnés après des évaluations in vitro sur cellules en culture. Ces tests ont porté sur leur cytotoxicité, leur stabilité dans des conditions physiologiques, ainsi que sur l’adhérence, la prolifération et la migration cellulaire à leur surface. En conséquence, les membranes retenues sont compatibles avec les études in vivo. La cytotoxicité des nanoparticules fluorescentes a été testée et leurs composants optimisés et validés sur des cultures cellulaires. Série 3 – Les cellules tumorales ont été testées in vitro à l’aide d’un modèle de tumeur-sur-puce. Après les études in vitro, nous avons optimisé les conditions de biocompatibilité et de stabilité, ce qui limitera nos tests in vivo. Désormais, il n'y a plus de recours possible aux methodes alternatives et in vitro pour analyser les effets inflammatoires systémiques. Pour l’instant, il n’existe pas de modèle in vitro permettant d’étudier l’ensemble des réactions inflammatoires.
Réduction
Pour reduire le nombre d'animaux transgéniques générés, on s'affranchit de l'âge (adulte) et du sexe sans conséquences scientifiques : on utilisera les souris produites par l'élevage calibré selon nos besoins expérimentaux. Nous incluons à la fois des souris mâles et femelles dans nos études afin de limiter l’euthanasie des souris excédentaires L’implantation de fenêtres dorsales permet un suivi longitudinal sur un même animal sur une période minimale de deux semaines, contribuant ainsi à la réduction du nombre d’animaux utilisés conformément aux principes des 3R. Les analyses statistiques seront effectuées de façon à optimiser le nombre d'animaux par groupe expérimentaux.
Raffinement
Depuis 2023, nous travaillons à l’amélioration du protocole d’implantation de fenêtres dorsales. Les anciennes fenêtres présentaient plusieurs inconvénients : elles étaient instables dans le temps. Nos derniers modèles de fenêtres ont été optimisés pour accueillir un diamètre de fenêtre plus grand en alliant la robustesse des anciennes fenêtres et la biocompatibilité ; ils sont faciles à stériliser et à réutiliser. Ce type de fenêtre résiste au moins 14 jours sur le dos de la souris, sans provoquer de complications majeures. Lors de la première semaine, les souris recevront du paracétamol dilué dans leur biberon et une injection sous-cutanée d'un analgésique avant l'implantation de la fenêtre dorsale. L’implantation chirurgicale des fenêtres sera réalisée simultanément avec l’implantation des dispositifs médicaux, biomatériaux ou des cellules tumorales évitant ainsi la nécessité d’une anesthésie générale supplémentaire. Les souris seront identifiées par tatouage (non invasif). Les injections répétées de traceurs fluorescents sont limitées grâce aux technologies microscopiques utilisées. Les souris seront hébergées individuellement, mais sans isolement social : leurs cages ventilées seront placées sur le même portoir afin de maintenir un contact visuel entre les animaux. Toutes nos observations en microscopie seront réalisées sous anesthésie légère. Les animaux seront maintenus à une température de 37 °C à l’aide d’un tapis chauffant et recevront un gel ophtalmique pendant toute la durée de l’expérience. Les points limites seront établis et respectés.
Choix des espèces
L'espèce animale retenue correspond à un modèle expérimental largement documenté et correspond à l'espèce la plus pertinante et la moins susceptible de ressentir de la douleur, de la souffrance ou de l'angoise de façon durable et sans qu'il soit possible de la soulager. Pour atteindre les objectifs, la souris est un modèle approprié et bien validé pour l’imagerie in vivo. Les souris, très petits mammifères, ont une taille très adaptée pour les études en microscopie intra-vitale et un positionnement sous l'objectif facilité. Le modèle de la souris transgénique est parfait car il permet l'observation de la fluorescence in vivo et permet de suivre une réaction inflammatoire dans le temps. Nous utilisons des souris adultes à partir de l’âge de six semaines. À cet âge, leur système immunitaire est mature et leur taille est suffisante pour permettre l’implantation d’une fenêtre dorsale.
Étude du rôle des cellules immunitaires innées dans la progression de la drépanocytose chez la souris
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
Objectifs
La drépanocytose est une maladie génétique récessive causée par une mutation d’un gène, qui provoque une déformation des globules rouges. Cette pathologie entraine des complications rénales et cardiaques. Malgré les traitements actuels, les complications multiorganiques persistent. Des recherches récentes soulignent le rôle clé de certaines cellules immunitaires dans l’amplification des réponses inflammatoires, aggravant les lésions tissulaires et les dysfonctionnements des organes. Ce projet vise à explorer l’implication de ces cellules dans les complications liées à la drépanocytose et à évaluer leur potentiel en tant que cibles thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra de mieux comprendre les mécanismes inflammatoires impliqués dans les complications aiguës et chroniques rénales et cardiaques de la drépanocytose. En se concentrant sur la contribution des cellules immunitaires, l’objectif est d’identifier des marqueurs pronostiques validés ainsi que de nouvelles cibles thérapeutiques capables de dépasser les limites des traitements actuels, en s’attaquant directement aux causes sous-jacentes des atteintes organiques associées à la drépanocytose. À terme, cette recherche pourrait contribuer à améliorer de manière significative les résultats cliniques et le bien-être global des patients atteints de cette maladie.
Procédures
- Biopsie de la queue : une seule biopsie de moins de 2 mm (10 secondes) réalisée sur une souris. - Prélèvement sanguin : un prélèvement sur souris vigile (durée environ 30 secondes) et deux prélèvements sur souris anesthésiées (durée environ 1 minute). - Mesure de la pression artérielle : deux mesures non invasives de 20 minutes sur souris vigiles pendant deux jours consécutifs. - Injections : 15 injections (une par jour) sur souris vigiles (environ 20 secondes par jour). - Administration orale : entre 15 et 90 administrations orales (une par jour) sur souris (environ 20 secondes par jour). - Administration par mini-pompes osmotiques : implantation sous-cutanée de pompes pour la délivrance continue du traitement (durée de la chirurgie : environ 5 minutes). - Séjour individuel dans des dispositifs métaboliques d’une durée de 8 à 24 heures, réalisé une à deux fois selon le protocole. - Exposition à une atmosphère hypoxique contrôlée : une à deux expositions d’une durée de 3 à 24 heures dans un environnement à faible teneur en oxygène.
Impact sur les animaux
Les souris ressentiront des douleurs légères et de courte durée à la suite de la biopsie de la queue et de la mesure de la pression artérielle. - Elles subiront également le stress d’un confinement individuel dans des cages métaboliques pendant une durée de 8 à 24 heures. - L’administration par voie orale, le prélèvement sanguin et les injections leur causeront une douleur légère et de courte durée ou un inconfort minime au site d’injection. -Douleurs modérées et de courte durée après chirurgie pour la pose de la pompe osmotique. - Les crises vaso-occlusives, qui reproduisent les complications aiguës observées dans le contexte de la drépanocytose, provoquent des douleurs intenses et prolongées, comparables aux épisodes douloureux sévères ressentis chez les patients drépanocytaires. - L’administration par voie orale quotidien entraînera un certain inconfort chez les souris, mais cette technique sera réalisée à l’aide de sondes d’alimentation en plastique polypropylène, afin de minimiser les risques de lésions œsophagiennes.
Devenir
Tous les animaux du projet seront mis à mort afin de prélever les organes et d’analyser les reins, le cœur et le foie.
Remplacement
Le modèle animal permet d’étudier la physiopathologie rénale, cardiaque et hépatique en tenant compte de l’ensemble des paramètres physiologiques présents chez un organisme vivant. Les approches in vitro ou in silico ne peuvent pas reproduire cette complexité, notamment les interactions entre les vaisseaux sanguins et le système immunitaire, ce qui les rend peu pertinentes pour comprendre ces mécanismes.
Réduction
Le nombre minimum d'animaux requis est calculé sur la base d'un plan expérimental permettant d’obtenir la puissance statistique nécessaire pour obtenir des conclusions biologiquement pertinentes. Les effectifs sont déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés. Pour chaque animal, un maximum d’organes et d’échantillons biologiques sera prélevé afin d’éviter la répétition des expériences sur de nouveaux animaux. Ces tests statistiques sont adaptés à la taille de nos échantillons. Les accouplements sont optimisés pour obtenir les animaux d’intérêt avec le meilleur rendement possible.
Raffinement
Plusieurs mesures seront prises pour réduire le stress, l’anxiété et la souffrance des animaux : 1/ Des points limites clairs et stricts, spécifiques au projet, ainsi qu’un système de notation de la douleur ont été définis pour surveiller le bien-être des animaux et permettre une intervention si nécessaire. 2/ Pour limiter la douleurs, des prélèvements seront effectués sous anesthésie, des analgésies sont prévues pour traiter la douleur.
Choix des espèces
Le modèle souris est essentiel pour étudier les pathologies rénales, cardiaques et hépatiques, car il reflète la complexité de l’organisme vivant que les modèles in vitro ou in silico analyses ne peuvent pas reproduire. Les souris âgées de 4 semaines à 6 mois sont idéales, car elles ont dépassé le sevrage physiologique et ne sont pas encore à un âge où une fibrose des organes (rein, cœur, foie, etc.) pourrait se développer en raison de facteurs liés à l'âge pendant la drépanocytose, ce qui permet d’assurer une variabilité minimale des résultats expérimentaux.
Evaluation de la tolérance locale et de la performance de dispositifs médicaux de type III injectables, après implantation sous-cutanée ou intradermique chez le Rat, le Lapin et le Porc. MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Lapins : 120
Cochons : 50
Objectifs
Le projet a pour objectifs d'obtenir des informations relatives à la tolérance locale de dispositifs médicaux injectables résorbables (DM classe III) et de répondre aux exigences quant à la constitution des dossiers réglementaires en vue de leur mise sur le marché. Les exigences relatives à la caractérisation de ces DM sont de plus en plus élevées, afin de garantir la sécurité des patients à court et long terme. La réalisation d'études de tolérance locale sur des modèles animaux appropriés, permettant de détecter au mieux l'apparition d'effets secondaires, est essentielle dans étapes de développement des dispositifs médicaux injectables. Toutes les études réalisées, même très en amont dans le processus de développement, sont susceptibles d'être utilisées dans les dossiers réglementaires, pour la partie "conception". Les études de tolérance sont généralement couplées à des observations d'efficacité des produits évalués (versus des produits de référence), et à la caractérisation de leur comportement dans l'organisme (modification des propriétés physiques du produit, dégradation, intégration dans les tissus...): ainsi une seule étude permet l'obtention de nombreuses informations pertinentes. MODIFICATION : Augmentation du nombre total de Lapin prévu dans la demande d'autorisation de projet, dans la même période d'autorisation. Sur la période d'autorisation, nous développerons plus de dispositifs médicaux biocompatibles innovants qu'il était prévu initialement, dont il est nécessaire d'évaluer la tolérance pour chaque nouvelle formulation. Leur tolérance est mesurée conformément à des protocoles expérimentaux standard et récurrent néccessitant un nombre d'observation minimum par formulation. Ajout également d'un nouveau fournisseur d'animaux.
Bénéfices attendus
Les projet permettra d'obtenir des données fiables concernant la tolérance, l'intégration et la dégradation des dispositifs médicaux injectables. Il permettra également de répondre aux exigences réglementaires concernant la constitution des dossiers en vue d'une mise sur le marché. Ceci afin d'assurer la sécurité des patients recevant ces produits ainsi d'assurer la sécurité des patients recevant les produits.
Procédures
Les animaux auront des injections sous anesthésie génér le à J0, pour une durée totale de 5 à 15 minutes/animal. D'autres actes sont envisagés mais non systématiques: Prises de sang: rats sous anesthésie générale 1/semaine maxi pendant 1 mois, puis 1/mois maxi, 30 seconde par acte. Lapins vigiles avec anesthésie locale: 1 fois par semaine maximum pendant 1 mois, puis 1 fois par mois maximum, 1 minute maximum par acte. Porcs: sous anesthésie générale 1/semaine maxi pendant 1 mois, puis 2 fois par mois maximum. Biopsies cutanées chez le Porc: sous anesthésie générale (injection intramusculaire, 30 secondes), maximum 20 biopsies réparties sur la durée de l'étude, durée 15 minutes environ par biopsie.
Impact sur les animaux
Les produits développés sont constitués de produits biocompatibles en solution aqueuse plus ou moins visqueuse. Il s'agit de composants très bien documentés pour une utilisation chez l'Homme. Ils sont par ailleurs évalués en premier lieu in vitro: les effets néfastes attendus chez l'animal après implantation sont donc mineurs, et constitués majoritairement d'inflammation locale légère à modérée. Dans de rares cas, les implantations intradermiques chez le Lapin peuvent générer des réaction un peu plus fortes, mais restant localisées au niveau du site d'injection.
Devenir
Dans la majorité des cas, les animaux devront être euthanasiés, afin de prélever les sites d'injection à des fins d'analyse. Cependant, chez les porcs, lors d'injections intradermiques, il sera parfois possible de réaliser les prélèvements par biopsie avec un biopsy punch (sous anesthésie générale) et de conserver les animaux en fin d'étude en vue d'une réutilisation.
Remplacement
Les produits étudiés sont d'abord évalués de façon approfondie grâce à des expériences in vitro: culture cellulaire, modèles de peau artificielle, organe isolé. Les essais de tolérance/biocompatibilité in vivo sont indispensables en complément des tests in vitro, lors de la mise au point d'un dispositif médical. En effet, seule l'implantation dans un organisme complet et vivant permettra d'évaluer d'éventuelles réponses immunitaires/inflammatoires ainsi que l'intégration des produits dans les tissus environnants. Par ailleurs, le recours aux animaux est rendu obligatoire par le règlement Européen (UE) 2017/745 tout en suivant la norme ISO 10993, pour l'élaboration des dossiers pour l'obtention d'un marquage CE (équivalent de l'AMM mais pour les dispositifs médicaux) et également demandé pour les dossiers équivalents dans les pays tiers.
Réduction
Le nombre d'animaux à utiliser dans les études réglementaires est imposé par la norme ISO 10993, les préconisations sont donc suivies, sans augmenter inutilement le nombre d'animaux et sans répéter les protocoles. Dans le cas d'études non réglementaires, on veille à n'utiliser que les animaux strictement nécessaires pour l'obtention des résultats voulus, généralement un nombre très inférieur aux exigences réglementaires. La possibilité d'injecter plusieurs produits en différents sites chez un même animal, permet également de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Une période d'acclimatation systématique est respectée (durée selon l'espèce animale, mais toujours minimum 1 semaine). Les animaux sont hébergés en groupe et ont accès à un enrichissement spécifique à leur espèce (matériel de nidification pour les rats, blocs/objets à mâcher pour tous les animaux, jouets…). Des points limites, suffisamment prédictifs, permettent de sortir un animal de l’étude en cas d'effet secondaire sévère, ou de mettre en place des traitements pour des réactions locales (application de cicatrisant, administration d'antidouleur) afin que l'animal soit impacté le moins possible. Toues les manipulations des animaux seront réalisées dans un contexte de renforcement positif, basé sur des interactions amicales avec les personnels en charge des soins, afin de permettre des manipulations sans stress et avec un minimum de contraintes. Les actes trop stressants ou douloureux sont effectués sous anesthésie générale: injections à J0, prises de sang chez le Rat, chez le Porc, et biopsies cutanées chez le Porc. Chaque animal bénéficie d’une attention et de soins de qualité pendant les interventions mais aussi en dehors de celles-ci afin d’assurer un bien-être optimal tout au long de la procédure (observation quotidienne et suivi clinique avec pesée minimum une fois par semaine). Quelles que soient les procédures, toute éventuelle douleur est, si nécessaire, rigoureusement contrôlée grâce aux moyens pharmacologiques appropriés (anesthésie/analgésie).
Choix des espèces
Les 3 espèces font parties des espèces préconisées par la norme en vigeur. Le rat et le lapin sont des modèles d'implantation utilisés et maitrisés dans l'établissement utilisateur depuis 2006. Leur taille est suffisante pour permettre l'implantation de plusieurs produits chez un seul animal, l'utilisation de techniques d'imagerie et d'appareils de mesures de paramètres cutanés. Le porc est l’espèce animale se rapprochant anatomiquement le plus de l’Homme ; notamment dans la structure de la peau (couche cornée et ratio derme/épiderme équivalent). Cette similitude permet d'évaluer avec une plus grande certitude l’effet attendu en clinique. Sa taille, plus importante, permet également l'implantation de plus de produits chez un seul animal, permettant alors de réduire le nombre d'animaux utilisé. Ces modèles sont des modèles de choix (nombreuses données dans la littérature). Leurs comportements sont bien connus, ce qui permet de détecter facilement tout signe de douleur et/ou de mal-être. Les rats utilisés seront de jeunes adultes, environ 300g (=en fin de croissance, paramètres physiologiques stables). Les lapins seront âgés d'environ 14 semaines, soit environ 3.5kg (= présence d'un derme suffisamment épais pour que l'implantation intradermique des produits ne génère pas une contrainte mécanique trop importante). Les porcs utilisés seront de jeunes adultes. En effet, leur taille doit permettre un hébergement en animalerie conventionnelle dans de bonnes conditions. D’autre part, leur poids de 35kg à 70kg permettra de travailler sur des structures épidermiques, comparable à celles de l'homme (couche cornée et ratio derme/épiderme équivalent) ; indispensable pour reproduire les conditions attendues en clinique.
Recherche des effets bénéfiques et/ou protecteurs de produits dans différents modèles de troubles musculaires chez le rongeur
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Rats : 4800
Objectifs
Les troubles ou perturbations musculaires peuvent être observés dans différentes pathologies comme dans la sarcopénie (diminution des capacités musculaires, en général liée à l'âge), après une infection, au cours du vieillissement, à la suite d’une malnutrition ou au cours d’un traitement par exemple par un produit anticancéreux.
Bénéfices attendus
Les troubles ou perturbations musculaires, comme la sarcopénie, avec une perte progressive de masse musculaire, sont un problème majeur de santé publique lié à l’avancée en âge, et qui affecte la mobilité, l’indépendance et la qualité de vie, notamment des seniors. Cette problématique silencieuse entraîne une fragilité musculaire et osseuse accrue, un risque de chutes et des complications qui représentent un grave problème de santé publique. D’autres troubles musculaires peuvent être observés dans différentes pathologies comme après une infection, à la suite d’une malnutrition, ou au cours d’un traitement anticancéreux. Les efforts réalisés pour prévenir et/ou inverser la tendance en préservant sa force musculaire avec notamment de l’exercice physique et un apport en protéines sont insuffisants. Il est nécessaire de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Ce projet va permettre de déterminer si un produit possède des propriétés pour réduire et/ou supprimer des troubles musculaires observés dans différentes pathologies liées à l’âge comme la malnutrition ou un état post-infectieux à travers des protocoles qui reproduisent des conditions cliniques.
Procédures
Les protocoles entraineront une perte de poids, des troubles musculaires et de la fatigue. Les traitements pourront se faire quotidiennement sur des animaux vigiles au plus 1 fois par jour par du personnel expérimenté pour limiter le stress de l'animal. Des prélèvements sanguins pourront avoir lieu sous anesthésie au plus une fois par jour, et au plus 10 fois au cours du protocole pour chaque animal. En fin de protocole avant l'euthanasie, sous anesthésie générale et sous analgésie, des prélèvements de tissus pourront être réalisés.
Impact sur les animaux
Au cours des protocoles, une perte de poids pourra survenir. La surveillance quotidienne des animaux permettra de respecter les points limites pour limiter les souffrances. Les produits seront administrés quotidiennement (hors week-end). Ces administrations induisent un stress mineur mais répété chez l’animal. Les mesures de fonctions musculaires (tests comportementaux) induisent un stress aigu (intense dans le cas de l’habituation au tapis roulant). Les prélèvements de sang et de tissus se feront sous anesthésie générale afin de réduire le stress de la manipulation. En cas d’anesthésie prolongée, l'hydratation oculaire sera préservée et les animaux seront placés sur un tapis chauffant. Le nombre d’animaux utilisés est le plus petit permettant de mettre en évidence un effet pharmacologique statistiquement significatif, c’est-à-dire 12 animaux par groupe.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à la fin des procédures afin d’effectuer des prélèvements de sang ou d’organes.
Remplacement
L'étude des troubles musculaires et de leurs conséquences fonctionnelles chez l'animal implique l'utilisation d'animaux entiers, notamment parce qu’ils touchent différents organes. L'utilisation de modèle avec des organes isolés ou des cellules pourrait permettre d’évaluer l’effet de produits sur un muscle ou un type cellulaire par exemple, mais ne permettrait pas d'évaluer son influence l’ensemble du corps et des organes potentiellement touchés lors de ces troubles. Des résultats obtenus lors de précédentes études et des données de la littérature permettent de sélectionner les produits à étudier (doses, voies d'administration, volumes). Des alternatives non animales ne peuvent être envisagées pour rechercher l'ensemble des objectifs prévus. Les méthodes expérimentales in vitro ou in silico ne permettent pas de reproduire l’ensemble des symptômes observés dans les protocoles d‘étude des troubles musculaires. Il est donc nécessaire de travailler sur un organisme entier.
Réduction
La variabilité des réponses comportementales aux effets d’un traitement chez le rongeur justifie une taille de groupe de minimum 12 animaux par condition expérimentale. Un effectif inférieur expose à un risque de devoir reproduire les procédures pour valider statistiquement la solidité des résultats obtenus par une analyse de la variance. En cas de résultat significatif, les différences entre chaque groupe et le groupe contrôle seront explorées à l’aide d’un test de comparaisons multiples adapté. En cas de faible ou non efficacité de produits, son étude sera arrêtée. Si une étude réalisée chez une espèce donne des résultats satisfaisants, la deuxième espèce ne sera pas utilisée. De même, quand un produit administré par voie orale donne des résultats satisfaisants, une deuxième voie ne sera pas utilisée.
Raffinement
Une surveillance attentive des animaux est réalisée. Les animaux seront hébergés à plusieurs afin de maintenir leur socialisation et dans des cages enrichies avec des tunnels, des mouchoirs et/ou du Sizzle dry et des aliments directement dans les cages (dans les copeaux). Les administrations des différents produits sont effectuées par du personnel expérimenté. L'administration se fera à l’aide de sondes souples pour limiter les irritations. Durant les procédures, des prélèvements sanguins des animaux se feront sous anesthésie afin de réduire l’inconfort et le stress des animaux. Les animaux seront placés sur des tapis chauffants lors de l’anesthésie pour éviter une hypothermie. Lors de certaines études, des prélèvements de muscles seront réalisés dans les mêmes conditions, puis les animaux seront euthanasiés. L’état clinique des animaux sera évalué quotidiennement et attentivement selon les points limites mis en place. Ils seront mis à mort en cas d’atteinte des points limites pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse.
Choix des espèces
Après recherche bibliographique et des études réalisées lors d’un précédent projet, le rat et la souris sont apparus comme les espèces animales les plus fréquemment décrites, et les plus appropriées pour ce projet. Les animaux utilisés sont des adultes conformément aux publications de référence.
Evaluation préclinique d’une nouvelle molécule dans un modèle de souris du syndrome de Rett
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
Le projet a pour objectif d’évaluer l’efficacité d’une nouvelle molécule dans un modèle murin du syndrome de Rett. Cette molécule a été sélectionnée sur la base de données préliminaires suggérant une modulation bénéfique de l’activité neuronale anormale observée dans ce syndrome. Dans le cadre de cette étude, nous utiliserons un modèle murin génétiquement modifié reconnu comme modèle préclinique pertinent pour l’étude du syndrome de Rett. Ces souris reproduisent plusieurs caractéristiques phénotypiques majeures de la maladie humaine, notamment des altérations motrices, cognitives, respiratoires et comportementales, ainsi qu’une réduction de l’espérance de vie. L’utilisation de ces souris est donc essentielle pour valider l’efficacité et la sécurité du traitement que nous souhaitons tester.
Bénéfices attendus
Ce projet s’inscrit dans une démarche de recherche translationnelle, avec l’espoir de faire progresser le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patientes atteintes du syndrome de Rett, maladie orpheline de traitement actuellement.
Procédures
Les animaux seront soumis à 3 types de tests de comportements de 8-30min. Le 1er test sera évalué 5 fois sur 5 semaines pour une durée de 8min/évaluation. Concernant le second celui-ci sera évalué 1 fois durant 10min. Enfin le dernier sera évalué 1 fois durant 30min.
Impact sur les animaux
3 évaluations comportementales auront lieu et engendreront un stress léger de 8 à 30 minutes.
Devenir
Mise à mort de tous les animaux après les tests comportementaux.
Remplacement
L’utilisation de modèles murins pour ce projet est indispensable car ces modèles sont le seul recours «in vivo» pour mimer les symptômes pathologiques de ce syndrome de rett et rechercher des biomarqueurs associés. En effet pour mimer cette pathologie de l'Homme et rechercher d’éventuelles thérapies médicamenteuses, certains points comme les capacités cognitives et motrices ne peuvent être explorées que sur des modèles "in vivo".
Réduction
Les analyses statistiques adaptées aux données générées permettront lde limiter le nombre d'animaux au minimum possible par groupe, en l’occurrence 12 par groupe, pour obtenir une puissance statistique. Tous les tests comportementaux sont effectués sur les mêmes lots de souris pour limiter le nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Tous les animaux seront hébergés selon les normes de bien-être en vigueur (5 individus par cage, présence d’enrichissement (papier doux, cotons, abris faciles d’accès et nourriture adaptée). Les animaux sont habitués à l'expérimentateur lors de 3 séances de manipulation de 5 minutes par souris avant le début des expériences. Ils seront observés quotidiennement et des points limites ont été définies permettant de déterminer la conduite à tenir.
Choix des espèces
Afin de refléter les symptômes du syndrome de Rett la souris génétiquement modifiée reste à ce jour un des modèles les plus utilisés pour reproduire plusieurs caractéristiques phénotypiques majeures de la maladie humaine, notamment des altérations motrices, cognitives, respiratoires et comportementales, ainsi qu’une réduction de l’espérance de vie. Les expériences débuteront sur des animaux de 5 semaines, âge jeune adolescent des souris.
Evaluation de l’efficacité d’un composé, chez la souris, pour traiter la fibrose du foie
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Objectifs
Les maladies chroniques du foie représentent un enjeu majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Parmi ces maladies, la stéatose hépatique non alcoolique, qui correspond à une cirrhose du foie sans consommation d’alcool, est en forte progression à cause de l’augmentation de l’obésité ou encore du diabète de type 2. Dans cette maladie, il y a une accumulation importante de graisses dans les cellules du foie ,ce qui entraine une cicatrisation du foie appelée fibrose hépatique. Cette fibrose va rigidifier des parties du foie conduisant progressivement à une perte de fonction du foie et pouvant évoluer vers une insuffisance hépatique terminale. De plus, la fibrose hépatique chronique peut être responsable du développement de cancer du foie, ce qui accentue la gravité de cette pathologie. La stéatose hépatique non alcoolique est souvent diagnostiquée à un stade avancé, lorsque les lésions dans le foie sont déjà présentes. A l’heure actuelle il n’existe aucun traitement efficace pour inverser ou ralentir cette fibrose. Le développement de traitements efficaces contre la fibrose étant un enjeu majeur en santé, l’objectif principal de ce projet est de tester chez la souris un nouveau composé pour traiter la stéatose hépatique non alcoolique.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu du projet est le développement d’un traitement efficace pour lutter contre la progression de la fibrose hépatique. De plus ce projet permettra de mieux connaitre les mécanismes biologiques encore mal connus responsables du développement de la maladie.
Procédures
Pendant 38 semaines, 30 souris seront nourries avec un régime riche en graisses et cholestérol pour les rendre obèses et 10 souris recevront un régime standard. Pour tester la glycémie au cours du régime, 20 souris parmi les 40 souris du projet seront mis à jeun sur la nuit (maximum 15h). Le lendemain, une injection de glucose (moins de 20 secondes) sera réalisée sur l'animal conscient et des prélèvements de sang se feront au niveau de la queue. Les prélèvements seront réalisés sur un temps court (durée inférieure à 2 minute) et de façon répétée en 6 fois sur une période de 2h dans la même journée. Un autre prélèvement sanguin au niveau de la queue (une seule prise) sur la totalité des 40 souris sera réalisé 11 semaines plus tard.
Impact sur les animaux
Les souris qui recevront sur 38 semaines le régime riche en graisses et cholestérol vont prendre du poids et devenir un peu moins actives à cause de l'obésité. Durant la période de jeûne de 14-15h sur la nuit, les souris privées de nourriture pourront ressentir une sensation de faim. Lors de l’injection de glucose, le passage de l’aiguille de petite taille au travers de la peau sera de très courte durée (moins de 20 secondes) et entrainera un inconfort chez les souris. Des prélèvements sanguins à la queue seront pratiqués sur animaux conscients après 16 et 27 semaines de régime. Ces prélèvements bien que rapides (durée < 2 minutes) sont susceptibles d’induire un stress et une légère douleur.
Devenir
Après les 38 semaines de régime, tous les animaux seront mis à mort par une méthode d'euthanasie réglementaire pour prélever les tissus et le sang. L'analyse de ces prélèvements nous permettra de mieux comprendre les mécanismes de développement dans le foie de la fibrose et d'identifier les cibles thérapeutiques de notre composé.
Remplacement
ll n’existe pas de modèle in vitro permettant de reproduire de manière fiable l’environnement in vivo que l'on retrouve dans un organisme vivant et dans lequel plusieurs types de cellules interagissent entre elles et participent au développement de la fibrose . De plus, cette maladie se développe lorsqu’il y a des problèmes métaboliques (ex hausse de la glycémie) dans l’organisme entier suralimenté, ce qui justifie l’utilisation d’animaux. Enfin il n’existe pas de méthode alternative n’utilisant pas l’animal de laboratoire pour tester l’efficacité d’un composé sur la fibrose hépatique.
Réduction
Le nombre total de souris a été calculé pour avoir un effet statistique significatif sur les paramètres étudiés. A la fin de l’étude, des tissus autres que le foie pourront être prélevés chez les animaux et utilisés dans le cadre de différents projets dans notre équipe en lien avec d’autres maladies étudiées dans notre laboratoire (obésité, pré-diabète, atteintes cardiaques, rénales). Pour l’analyse des données recueillies lors des différentes expériences nous appliquerons les tests statistiques appropriés en utilisant un logiciel d'analyse.
Raffinement
Les souris seront surveillées quotidiennement et la litière des cages sera plus fréquemment changée. Les procédures expérimentales seront réalisées par du personnel expérimenté. Pour diminuer le stress lors des prélèvements de sang, les animaux seront habitués au mesure de contention quelques semaines avant la prise de sang. Pour éviter d’avoir recours au gavage source de stress, le traitement sera administré quotidiennement (5 jours sur 7) dans de la nourriture constituée de beurre de cacahuète pour l’appétence. Le traitement avec le composé a déjà été administré chez le rongeur (rat et souris) dans de précédents travaux sans entrainer d’effets indésirables
Choix des espèces
Les souris utilisées dans ce projet sont très sensibles au régime riche en graisses et développe une obésité et une stéatose hépatique non alcoolique similaire à la maladie humaine. Les souris utilisées seront de jeunes mâles âgés de 5 à 6 semaines car la plupart des études sur le modèle murin pour étudier cette maladie sur une longue période utilisent de jeunes souris adultes. Ainsi, grâce aux nombreuses études scientifiques publiées, de nombreuses informations sur la souris sont disponibles et permettront de mieux comparer les résultats obtenus dans ce projet.