Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
Modèle expérimental de perméabilité vasculaire chez le lapin et le rongeur
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 1250
Lapins : 2560
Objectifs
Les atteintes vasculaires de la rétine sont communes à plusieurs maladies telles que le diabète, les uvéites, les occlusions veineuses ou l’hypertension, et sont responsables de la majorité des pertes de vision dans les pays industrialisés. Ces pathologies entrainent une détérioration des capillaires sanguins de la rétine qui perdent leur étanchéité. L’augmentation de la perméabilité vasculaire et la rupture de la barrière hémato-rétinienne est une étape clé dans l’installation de la maladie qui peut évoluer vers une rétinopathie proliférative avec une production anormale de nouveaux vaisseaux peu fonctionnels, des décollements de la rétine et des saignements dans le vitré. Un oedème au niveau de la macula, zone de la rétine responsable de la bonne acuité visuelle, peut survenir à tout moment et entrainer la perte de la vision. L'étude des pathologies a permis de mettre en évidence des composés clés impliqués dans le mécanisme conduisant à la perméabilité vasculaire, comme notamment le VEGF (Vascular Endothelial Growth Factor). Ces composés sont les cibles privilégiées des traitements pour bloquer l'évolution de la maladie, mais sont également utilisés pour mimer la pathologie dans des modèles expérimentaux. L'objectif de ce projet est d’obtenir un modèle de perméabilité vasculaire afin de tester des traitements potentiels chez le lapin et le rongeur. Le modèle est développé chez plusieurs espèces pour offrir un choix plus étendu de possibilités de traitements, la taille réduite des yeux des rongeurs permet l'utilisation de quantités moindres de traitement, au contraire la taille plus importante de l'œil de lapin permet de tester des traitements plus proches de ceux appliqués à l'homme comme la pose d'implant.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu est de proposer un modèle expérimental pour évaluer l'efficacité de nouveaux traitements luttant contre la perméabilité vasculaire au niveau de la rétine. La recherche de traitement est en constante évolution, pour intervenir à différents stades de la maladie et préserver au mieux la vision des patients.
Procédures
Le déclenchement du modèle expérimental est dû à une injection intravitréenne. Les examens ophtalmologiques se feront à l'aide de techniques non invasives (imagerie, observations au biomicroscope). Ces examens sont réalisés chez l’homme en cabinet médical par un ophtalmologiste sans anesthésie et sans hospitalisation. Ils le sont également chez l’animal en clinique vétérinaire. Ces examens pourront se faire pour une partie sur animaux vigiles mais certains qui nécessitent l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère, ce type d'examen ne dure que quelques minutes. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par injection au niveau de l'œil (injection intravitréenne, sous conjonctivale), soit par administration orale, par injection sous cutanée, intraveineuse, ou intramusculaire (pour les anesthésiants). Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois avec généralement une moyenne de 3 administrations et un maximum de 8 administrations par jour. Les administrations de produit par injection au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont plus limitées, une à deux fois par semaine. Ces procédures sont aussi un peu plus longues et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical, et durent en général 5 minutes par animal. Si le traitement est administré par voie orale il peut être au maximum quotidien, par voie intraveineuse il sera au maximum 3 fois par semaine, si la voie d’administration est l’injections sous-cutanée, la fréquence sera au maximum de 2 fois par jours, sur la durée de l’étude soit maximum 2 mois. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal. Les prélèvements de sang se feront par ponction et seront basés sur les recommandations du Gircor.
Impact sur les animaux
Ces modèles expérimentaux induisent une augmentation de perméabilité vasculaire transitoire, le retour à la normale se fait en quelques jours. Les nuisances pour l’animal sont celles dues aux manipulations de l'animal pour les observations, le stress dû aux contentions manuelles de l'animal pour les administrations de produits, les instillations ou la douleur éventuelle de la piqûre lors des injections de produits ou d'anesthésiant. L'administration des produits devrait engendrer tout au plus une douleur légère et de courte durée notamment lors de l’anesthésie. Au cours de l’anesthésie jusqu’au réveil, une baisse de la température corporelle pouvant induire un stress est attendue. En dehors de ces périodes d’examen ou d’administration de traitement, l’animal est libre de ces mouvements, avec un accès à l’eau et à la nourriture.
Devenir
Les animaux qui auront suivi la totalité de chaque procédure expérimentale seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit...). Pour les études d’efficacité de traitement, les animaux n’ayant pas suivi la totalité de la procédure (estimé à environ 10%, hormis ceux exclus pour cause de points limites) pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire. Ces animaux sont des animaux qui sont exclus de l'étude en raison d'un défaut anatomique ou physiologique détecté aux examens de baseline au niveau de l'œil avant le début de l’étude. Ces animaux n'auront pas reçu d'induction de la pathologie, ni d'administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie.
Remplacement
A ce jour, aucune méthode alternative ne permet de mimer l’œil dans son environnement et dans sa globalité fonctionnelle. Les lignées cellulaires ou les systèmes alternatifs comme les organoïdes ne permettent d’étudier qu’une partie des mécanismes. En effet, l’œil est composé de différents tissus (vasculaires, rétinien neuronal, vitréen, cornéen, humeur aqueuse ...) de physiologie différente et soumis aux variations environnementales, aux interactions des tissus et organes voisins. Les études in vivo permettent d’observer les réponses physiologiques d’un traitement dans un organisme vivant en tenant compte des pharmaco cinétiques, des métabolites générés. Compte tenu de la complexité de l’organe nous aurons donc recourt à des animaux.
Réduction
Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à l'aide des tests statistiques paramétriques ou non paramétriques suivant la distribution des données, avec possibilité d'effectuer des comparaisons multiples ; chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin. Un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. Des évaluations non invasives de la pathologie sont utilisées tout au long de l'étude pour éviter la mise à mort de l'animal. Enfin, une attention particulière sera portée à la formation des opérateurs et à la qualité des soins apportés aux animaux, afin de garantir leur bien-être tout au long de l’étude
Raffinement
Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les animaux seront hébergés en binôme avec différents enrichissements adaptés à l'espèce. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Afin de réduire le stress de l'animal lors d'examens nécessitant l'immobilisation de l'animal, une administration d'anesthésique sera réalisée. Lors des anesthésies des substituts de larmes sont régulièrement instillés sur les cornées pour éviter le dessèchement, un dispositif est prévu pour éviter l’hypothermie (tapis chauffant, ou lampe). Les procédures impliquées ne devraient pas entrainer de douleur. La sévérité de la demande est classée légère. L’application d’anesthésiant locaux est prévue avant les injections. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum, cependant si une complication apparait au cours du temps, l’emploi d’un analgésique de type buprénorphine sera envisagé.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la bibliographie scientifique. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée. De plus, les modèles expérimentaux concernant cette pathologie sont largement utilisés et décrits sur ces espèces dans les publications de référence sur laquelle le projet est basé. Pour ce projet, des souris, des rats et des lapins ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie. Les lapins inclus dans ce projet auront minimum 8 semaines et les rongeurs minimum 6 au début de l’étude, âge minimum pour la maturation de la rétine, conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles.
Production d’échantillons et de matériaux biologiques de référence, issus de volailles, pour la caractérisation et le contrôle de méthodes de diagnostic en santé animale
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
Dindes : 80
Autres oiseaux : 160
Objectifs
L'influenza aviaire et la maladie de Newcastle sont des maladies à virus des oiseaux dont l'impact sanitaire et économique est majeur dans les élevages de volailles. La surveillance et la lutte contre ces maladies reposent sur l'utilisation de méthodes de diagnostic de laboratoire, dont les performances doivent être préalablement déterminées et contrôlées. L'objectif de ce projet est de constituer une collection d'échantillons biologiques, d'origine et de caractéristiques connues, qui serviront à ces contrôles. Le recours aux animaux est la seule façon d'obtenir des échantillons représentatifs des prélèvements qui sont faits en pratique quand la présence de la maladie est suspectée en élevage. Les échantillons collectés pendant le projet sont des écouvillons et des sérums prélevés chez quatre espèces de volailles (poule, dinde, canard de Barbarie et canard mulard) après inoculation contrôlée avec un virus de l'influenza aviaire ou un paramyxovirus aviaire.
Bénéfices attendus
L’utilisation de méthodes d’analyses de laboratoire est obligatoire pour confirmer officiellement un cas d’influenza aviaire ou de maladie de Newcastle. Les échantillons (écouvillons et sérums) récoltés à différents stades de l'infection chez les volailles seront utilisés pour les contrôles préalables de conformité des méthodes de diagnostic de l'influenza aviaire et de la maladie de Newcastle. Ils pourront également être utilisés en routine afin d'harmoniser, au niveau national, la mise en oeuvre de ces mêmes méthodes.
Procédures
Les animaux sont soumis aux prélèvements suivants sur animaux vigiles. Au maximum, 9 écouvillons oropharyngés, 9 écouvillons cloacaux et 3 prises de sang seront réalisés par animal, sur un pas de temps de 20 jours au maximum. L'infection des animaux est effectuée par application d'une goutte de suspension de virus dans chaque oeil et chaque narine, en début de procédure. Au cours de chaque intervention, les prélèvements (3 types au maximum pour une date donnée) sont réalisés séquentiellement sur l'animal : la durée de chacun des actes ne dépasse pas une minute pour une durée totale d'immobilisation et de contention d'environ 3 à 5 minutes par animal.
Impact sur les animaux
Suite à l’inoculation des virus, les signes cliniques suivants pourront être observés le plus souvent isolés (et éventuellement associés dans les cas les plus prononcés) : symptômes respiratoires, digestifs et symptômes généraux pouvant exceptionnellement amener l’animal à arrêter de s’alimenter ou à rester prostré. Toutefois, les virus sélectionnés ne provoquent généralement que des signes de gêne respiratoire modérée. Par ailleurs, chez les canards, l’infection est fréquemment inapparente. Les manipulations et la contention des animaux nécessaires à la réalisation des prélèvements, ainsi que ces derniers, peuvent également avoir un impact négatif sur le bien-être des animaux. Toutefois, ces nuisances sont de faible intensité et très limitées dans le temps. Le risque d’hématome suite aux prises de sang est réduit : le personnel est formé à cet acte et applique systématiquement un point de compression pour éviter la formation de l’hématome.
Devenir
La mise à mort de l'ensemble des oiseaux utilisés au cours d'une procédure, qui ont donc été infectés et auront produit des anticorps, est nécessaire pour procéder (au moment de cette mise à mort) à la récolte d'un volume maximal de sang permettant d'obtenir un volume final de sérum, dont la collecte est l'un des objectifs du projet, lui aussi maximal. Par ailleurs, cette mise à mort est également nécessaire pour prévenir tout risque de dissémination des virus inoculés.
Remplacement
Le modèle d’infection des oiseaux par voie naturelle permet l’obtention d’échantillons dans lesquels le virus recherché ou les anticorps produits par l'animal infecté sont naturellement associés de manière représentative à la matrice du prélèvement lui-même. Ces prélèvements, d’origine contrôlée et de caractéristiques a priori connues, sont ceux qui se rapprochent le mieux des prélèvements collectés en élevage pour le diagnostic ou la surveillance des maladies des volailles, ce qui les rend pertinents pour le contrôle des méthodes d'analyse.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés correspond à l’effectif standard (fixé par la réglementation) prélevé sur le terrain, pour le diagnostic de l‘influenza aviaire ou de la maladie de Newcastle, et il est adapté pour optimiser le volume total de sérum collecté en fin de procédure. Par ailleurs, ce projet ne nécessite pas d'analyse statistique.
Raffinement
Les souches de virus utilisés seront de préférence sélectionnées parmi des souches qui n’étaient pas associées, lors de leur détection, à des formes sévères de maladie : ceci permet de limiter l’intensité prévisible des signes cliniques que pourraient manifester les animaux inoculés lors de la procédure. De plus, un examen clinique au moins quotidien permet de suivre l’évolution des signes cliniques éventuels : il est prévu, dès la première détection éventuelle de signes cliniques prononcés, d’augmenter la fréquence des observations à deux fois par jour afin de détecter précocemment toute aggravation. Des points limites stricts et spécifiques de la procédure expérimentale associée à ce projet seront également appliqués. Les animaux sont logés dans des parcs ou des volières, en respectant les normes d'élevage adaptées (superficie et densité d'animaux, points d'alimentation et d'abreuvement), par groupes d'animaux de même espèce, bénéficiant ainsi d'un enrichissement social. Ils sont nourris et abreuvés à volonté.
Choix des espèces
Les espèces d'oiseaux choisies (poule, dinde, canard de Barbarie et canard mulard) correspondent à quatre espèces de volailles parmi les plus couramment élevées en France, et à ce titre les plus fréquemment prélevées dans le cadre des plans de lutte et de surveillance pour l'influenza aviaire et la maladie de Newcastle. Les animaux seront inoculés entre 4,5 et 6,5 semaines d'âge. Cette classe d'âge correspond à la période médiane ou finale de l'élevage de production pour les différentes filières concernées. Par ailleurs, le choix de cette tranche d'âge représente un compromis entre une bonne réceptivité à l'infection (celle-ci étant généralement plus importante, plus l'animal est jeune) et une moindre sensibilité à la maladie.
Protocole d’infection expérimentale de poissons par bain et/ou injection pour le développement de nouvelles stratégies vaccinales et antivirales
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Ce projet permet l’étude des agents pathogènes et du dialogue hôte/pathogène et le développement de nouveaux vaccins chez la truite. Il vise à : - mieux comprendre ces virus d’importance majeure pour la filière piscicole nationale et réglementés au niveau européen. - mieux appréhender les marqueurs génétiques (variations dans les gènes) à l’origine de la virulence et du franchissement de la barrière d’espèce (ici adaptation à la truite de nouvelles souches virales présentes chez d’autres espèces de poisson) afin de développer des outils de diagnostic discriminant permettant à terme une meilleure gestion sanitaire. - développer des candidats vaccins efficaces et sûrs.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont : - une meilleure connaissance des déterminants moléculaires (variations dans les protéines virales) responsable de la virulence et du franchissement de la barrière d’espèce (ici adaptation à la truite de nouvelles souches virales présentes chez d’autres espèces de poisson) de ces virus d’importance majeure pour la filière piscicole. Ce projet permettra à terme de développer des outils de diagnostic discriminant pour une meilleure gestion sanitaire et des candidats vaccins efficaces et sûrs utilisables par bain pour l’immunisation des alevins dont la vaccination à grande échelle par injection est impossible sur le terrain et par injectionchez les adultes et les reproducteurs pour lesquels cette méthode est utilisée en élevage. Nous espérons que ce projet permettra d’améliorer la santé des poissons face à ces infections virales et de limiter les pertes économiques dans les élevages français et européens.
Procédures
Les interventions réalisées sur les truites seront les suivantes : -Deux manipulations des alevins lors des tris, des transferts et des pesées réalisées sous anesthésie en début et parfois en fin de procédure (durée de l’ordre de la minute). -Mise à jeun de 24h -Injections réalisées sous anesthésie : 2 maximum par expérimentation espacées de 21 jours (durée d’environ 30 secondes par poisson). -L’infection par bain d’une durée de deux heures sera réalisée deux fois maximum -Une prise de sang terminale sur animal anesthésié (environ 1 min).
Impact sur les animaux
Les manipulations (tri, pesée, transfert) ainsi que la mise à jeun 24 heures avant les infections engendrent un stress chez les animaux. L’infection des truites arc-en-ciel par les souches virales virulentes de ces virus est fatale avec des taux de mortalité très élevés chez les jeunes alevins comme observé dans les piscicultures (de 30 à 100 %). Les souches virulentes sont utilisées pour mesurer la sensibilité des truites. Il faut noter qu’une grande majorité des souches virales que nous testons in vivo chez la truite sont des souches virales atténuées (taux de mortalités très variables mais inférieurs à ceux induit par la souche virulente) ou à vocation vaccinale (absence de mortalité résiduelle recherchée) et que dans nos expérimentations la moitié des poissons utilisés sont reclassés en gravité « légère » ou « modérée ».
Devenir
Tous les animaux de ce projet qui rentreront dans un protocole d'infectiologie ne pourront être réutilisés pour d'autres finalités, ils seront donc mis à mort en fin d'expérience.
Remplacement
Les procédures décrites dans ce projet sont complémentaires aux expériences sur des lignées cellulaires de poissons (in vitro) car elles visent à comprendre les interactions virus-hôte dans leur intégralité (virulence, réponse immunitaire, résistance à l’infection…). L’étude de la réponse immunitaire et de la protection induites par un vaccin ne peut être réalisée autrement que sur animal vivant. De plus, l’apparition ou non de symptômes chez les poissons après infection expérimentale est le seul critère sur lequel il est possible de se baser pour définir les notions de virulence et d’atténuation des souches virales. A ce jour, aucun système in vitro ne permet de prédire le niveau de virulence ou d’atténuation d’une souche virale chez l’animal infecté et encore moins son immunogénicité (son efficacité à induire une réponse immunitaire protectrice) chez l’animal vacciné.
Réduction
Le nombre d’animaux inclus est justifié par le besoin de s’affranchir de la variabilité inter-animale au sein d’un même groupe et permet une analyse statistique rigoureuse des résultats obtenus. Ce nombre d’animaux est également dicté par la très petite taille des alevins (1 à 5 cm) et la nécessité d’effectuer des prélèvements en quantité suffisante pour valoriser scientifiquement les résultats. Ces dernières années, nos modèles d’infection ont été rigoureusement standardisés et nous veillons à réduire les effectifs de poissons autant que possible pour obtenir des résultats significatifs..
Raffinement
Nous effectuons les expériences dans un environnement optimal pour les animaux. La manipulation des animaux se fait sous anesthésie afin de limiter leur stress. Les animaux sont gardés en lots, aucun animal n’est isolé ce qui est très important pour le bien-être des poissons. La présence de congénères constitue un élément important d'enrichissement du milieu, car c’est la seule possibilité dont nous disposons, puisque l’ajout d’objet dans les aquariums peut provoquer des blessures et rendre les observations des animaux très difficiles. Toutefois, chaque aquarium est équipé d’un bulleur (Colson et al. Sci Rep. 2022) et le sol des aquariums est de couleur foncée. Le bien-être et l’état de santé des animaux est suivi 2 fois par jour minimum pendant toute la durée des expérimentations. Des critères d’arrêt ont été définis rigoureusement : nage erratique et non réponse à des stimuli externes ; les animaux les ayant atteints sont euthanasiés pour limiter toute souffrance.
Choix des espèces
La truite arc-en-ciel est l’hôte naturel des virus étudiés dans ce projet. Cette espèce est également, au niveau économique, la principale espèce aquacole produite sur le territoire. Les épidémies virales au niveau des piscicultures françaises peuvent engendrer la destruction totale de l’élevage. Le développement de vaccins efficaces est donc dédié à cette espèce d’intérêt. Stade juvénile pour la truite entre 0,3 et 10 g, ce qui correspond à des tailles allant de 1 à 10 cm. Les poissons juvéniles de poids inférieur à 3 g (taille inférieure à 3 cm) sont généralement plus sensibles à l’infection virale que les adultes.
Infestation orale de renards captifs par T. crassiceps afin d’optimiser les méthodes de détection fécale des Taenias chez les carnivores et étudier les réponses immunitaires sanguines associées
- Protection de l’environnement
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
Objectifs
Taenia crassiceps est un parasite intestinal contaminant des rongeurs (au stade larvaire) et des carnivores comme les renards (Vulpes Vulpes) (au stade adulte sous forme de vers produisant des œufs). Ce projet vise à induire pour la première fois une infection expérimentale par Taenia crassiceps chez des renards captifs et de déterminer combien de jours après l’inoculation les œufs parasitaires et l’ADN parasitaire sont détectables. Le développement des méthodes moléculaires a permis de grandement améliorer la capacité de détection de l’infestation via l’ADN parasitaire fécal (copro-ADN) y compris en l’absence d’œufs car l’ADN parasitaire peut également provenir de la desquamation ou de la lyse de vers dans l’intestin. L’utilisation en routine d’une approche moléculaire à partir de copro-ADN permettrait d’augmenter grandement la sensibilité du diagnostic d’infection par des Taenia chez les carnivores sauvages et domestiques, de réaliser des études épidémiologiques plus robustes et d’évaluer le risque d’infection pour les populations humaines et domestiques exposées. De plus, l’analyse des réponses sanguines (cellulaire et serologique) au cours de l’infection permettra de mieux comprendre les paramètres immunitaires clefs pour l’implantation des vers de Taenia et leur maturation dans l’intestin des renards. A terme, ces connaissances permettront d’appréhender des méthodes de lutte éventuelles et de standardiser le modèle infectieux chez les renards captifs.
Bénéfices attendus
Ce projet validera la possibilité d’infestation expérimentale de renards roux par Taenia sp. et permettra de mesurer la durée de période prépatente pour T. crassiceps chez le renard. Les échantillons obtenus de fèces de renards contenant des œufs du parasite ainsi que de copro-ADN parasitaire permettront de valider la meilleure sensibilité de l’approche par détection de copro-ADN en comparaison avec les techniques coprologiques classiques d’observation des œufs.
Procédures
Les prélèvements de fèces seront réalisés par collecte sous les cages sans manipulation d’animaux. La distribution des larves et des comprimés d’antiparasitaires sera réalisée dans une gamelle contenant aussi des aliments aimés par les animaux. Les animaux seront anesthésiés par inhalation d’un gaz anesthésique pour les prélèvements de sang (un maximum de 10 fois sur la durée de chaque étude à intervalle de 3-4 jours minimum et chaque procédure dure environ 10min ; 5 min de mise en place du masque délivrant le gaz et 5 min de prise de sang).
Impact sur les animaux
Aucune nuisance n’est attendue dans ce projet. Les renards seront dans des cages habituelles. L’infestation intestinale par un taenia ne cause normalement pas de symptômes chez les carnivores, hormis lors de très fortes infestations (correspondant à plus d’une cinquantaine de vers) pouvant induire une diahrrée. Dans cette étude, il est prévu d’administrer un maximum de 20 vers/renard comme lors d’une infestation classique. Toutefois, en cas de troubles digestifs trop importants (diarrhée profuse sur au moins 3 jours, ou sanguinolente, perte de poids inhabituelle ou signes de douleur abdominale), l’animal sera vermifugé pour mettre fin à l’infestation et traité par un vétérinaire pour soulager les symptômes.
Devenir
Chaque renard traité à l’antiparasitaire pourra être réutilisé pour d’autre procédures légères si aucun effet d’accumulation n’est détecté.
Remplacement
Il n’est pas possible de reproduire in-vitro la maturation et la production d’œufs par des vers de Taenia dans des conditions identiques à celles de l’intestin de renard, et d’induire des réponses immunitaires. L’utilisation de renards reste donc indispensable pour ce projet.
Réduction
Aucune comparaison statistique n’est attendue et les résultats seront purement descriptifs. Etant donnée la longue durée d’infection et la disponibilité d’hébergement permettant de récolter les fèces dans un plateau sous les cages, un maximum de 5 inoculations (5 renards) sera réalisé par an.Dans ce projet préliminaire, aucune comparaison statistique n’est attendue et les résultats seront purement descriptifs. A ce stade, la variabilité du niveau d’infection expérimentale par Taenia crassiceps chez des renards n’est pas connue. Par extrapolation aux réponses à un autre cestode dont le renard est hôte définitif, Echinococcus multilocularis, il est possible que seules environ 2/5 inoculations résulteront en la maturation au stade adulte des vers de Taenia. Sur cette base, un maximum de 5 inoculations seront réalisées par an sur 5 ans, afin d’obtenir au moins 2 renards infectés par an et un maximum de 25 renards naïfs sera donc utilisé. L’impact de la réutilisation des renards entre les études sera également testée la 2eme année sur 2 renards déjà utilisés la première année, et si elle ne fait pas baisser le taux d’infection par Taenia crassiceps, certains renards seront réutilisés entre études. Le nombre total de renards utilisés pourra donc être inférieur à 25.
Raffinement
Les protocoles d’inoculation seront les mêmes que ceux déjà régulièrement mise en œuvre pour un modèle expérimental similaire avec Echinococcus multilocularis autorisé chez les renards. L’inoculation et le recueil des échantillons fécaux ne nécessiteront aucune manipulation stressante pour les animaux. Des prises de sang seront réalisées sous anesthésie gazeuse un maximum de 2 fois par semaine et un maximum de 10 fois au total. Les cages d’hébergement des renards seront identiques à celles hors protocoles (4m2), et à proximité de congénères auxquels ils sont habitués. Le régime alimentaire et l’abreuvement seront fournis de façon habituelle et le projet ne nécessitera aucune période d’habituation. Le suivi quotidien des animaux sera renforcé avec des vidéos pour suivre le cas échéant des signes d’inconfort digestif, et des pesées sans manipulation dans des cages de pesées pour détecter une perte de poids inhabituelle (>25% en 1 mois). L’hébergement des renards d’élevage en cages est raffinée par les enrichissements suivants: - Zones d’observations : plateformes d’observation 1/ fixe au fond de la cage, et 2/ mobile sous laquelle les animaux peuvent aussi se cacher s’ils le souhaitent - Zones de séparation : petit tunnel par lequel l’animal doit sauter pour passer d’un côté de la cage à un autre, et se mettre à distance des observateurs - Zones de repos : cartons ouverts sur le sol des cages, boites en bois dont le fond est garni d’une litière (sous forme de matelas apprécié par les animaux) - Zones d’exploration : cartons « construits » avec des aliments cachés à l’intérieur, jeux résistants (balles en plastique, os à ronger, cordes tressées, morceaux de bois) - Zones de marquage par l’urine et les fèces de chaque animal dans sa cage : carreaux, morceaux de cartons changés moins fréquemment que d’autres.
Choix des espèces
Les animaux utilisés dans ce projet sont des renard roux (Vulpes vulpes) comme hôte définitif majeur de T. crassiceps. Les animaux seront adultes ou jeunes d’au moins 6 mois.
Evaluation des propriétés anticoccidiennes des extraits d’insectes, introduits dans l’alimentation des volailles
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Maladies animales
Objectifs
Les coccidioses représentent le premier fléau parasitaire de l’aviculture conduisant à d'importantes pertes économiques de plus de 12 milliards d’euros dans le monde et par an. Ces maladies infectieuses sont provoquées par la multiplication de parasites protozoaires. Une fois ingérés, ces parasites envahissent les cellules intestinales et se multiplient massivement avant d’être excrétés. Les pertes de production observées dans les élevages avicoles sont principalement dues à une morbidité chez le poulet de chair. En outre, l’infection par ce parasite prédispose les oiseaux à l'entérite nécrotique, ainsi qu'à la colonisation par d’autres bactéries pathogènes. La dégradation de la litière causée par cette infection peut également entraîner de la boiterie de la volaille. Le traitement repose principalement sur l’administration d’anticoccidiens dans l’aliment des oiseaux pendant toute la durée de l’élevage. Cependant, l’apparition de résistances souligne l’urgence de trouver des moyens de lutte alternatifs : nouvelles formulations vaccinales ou nouvelles approches thérapeutiques. Ce projet vise à évaluer les propriétés anticoccidiennes d’extraits naturels d’insectes, en conditions contrôlées. Un projet antérieur a permis de caractériser in vitro les propriétés anticoccidiennes d’extraits naturels d’insectes (extrait lipidique et extrait protéique). La poursuite du projet nécessite désormais d’objectiver l’effet des extraits d’insectes in vivo. L’objectif est de quantifier l’effet de la supplémentation sur des paramètres parasitaires, la physiologie et la réponse immunitaire des oiseaux, comme la poule.
Bénéfices attendus
Les bénéfices à court terme, dans le cadre de ce projet, seraient que les lots supplémentés présentent un meilleur contrôle de l’infection parasitaire (effet anticoccidien : moins de lésions, moins d’excrétion de parasite) et une amélioration de la physiologie (moins d’inflammation et tissu à l’homéostasie). Les oiseaux non infectés et supplémentés pourraient également bénéficier d’une meilleure croissance. Le bénéfice à moyen terme serait de pouvoir recommander la supplémentation en extrait d’insecte sur le terrain, auprès des éleveurs (des produits commerciaux existent mais n’ont pas encore été recommandés pour la volaille).
Procédures
Les animaux seront soumis à une administration par voie orale du parasite Eimeria à une dose qui ne cause pas de morbidité et qui n’induit pas de signes cliniques proches du point limite. L’objectif est de reproduire une infection expérimentale par voie orale (0.5 mL à l’aide d’une seringue munie d’un embout en silicone (4mm de diamètre ; 2cm de long) ou pipette avec cône de 0.5 mL) pour étudier l’effet de la supplémentation en extrait d’insecte chez des oiseaux infectés ou non par Eimeria. Les contrôles recevront 0.5 mL d’eau. L’inoculation est réalisée au fond de la cavité buccale de l’animal et n’est pas invasive comme le serait un gavage dans lequel l’embout serait inséré jusqu’à l’oesophage. L’inoculation est de courte durée (20s maximum). Aucune douleur n'est attendue suite au gavage. L’angoisse liée à la contention est estimée comme légère et de très courte durée. Elle est effectuée par du personnel expérimenté. Tous les animaux seront régulièrement pesés au cours de l’expérimentation (1, 14, 21 jours d’âge) et les animaux seront soumis à un prélèvement de sang juste avant leur mise à mort. 3 mL de sang seront prélevés. L’angoisse liée à la contention est estimée comme légère et de très courte durée. Après une anesthésie gazeuse flash (quelques minutes), les puces télémétriques sont injectés en intrmusculaire (moins de 1 minute) et la récupération très rapide des animaux (moins de 5 min sous lampe chauffante) et puis remis en lot dans la foulée.
Impact sur les animaux
Les animaux seront soumis à une administration orale du parasite Eimeria à une dose qui ne cause pas de morbidité et qui n’induit pas de signes cliniques proches du point limite. Cependant, une perte de poids pourra être observée chez les animaux infectés non supplémentés sans atteindre le point limite ni des signes cliniques sévères. L’effet attendu de la supplémentation est d’améliorer l’état des animaux comme par exemple de limiter la perte de poids causée par l’infection et les conséquences négatives de l’infection (lésions, inflammation), diminuer l’excrétion parasitaire. Dans le cas peu probable que l’état des animaux supplémentés et infectés soit pire que les animaux contrôles, l’observation des animaux (2 fois par jour) permettra de déterminer si ceux-ci atteignent le point limite (plumes ébouriffée, prostration, yeux mi-clos, …). Dans ce cas, les animaux seront euthanasiés avant la fin de l’expérimentation. Les puces télémétriques seront placées chez 10 animaux par lot, sous anesthésie générale, pouvent engendrer un stress et une douleur légère au point d'implantation.
Devenir
Pour l’unique procédure de ce projet, tous les animaux seront euthanasiés afin de pouvoir prélever différents tissus (caeca) et de pouvoir analyser la charge parasitaire contenue, le scoring des lésions et la réponse immunitaire induite.
Remplacement
L’objectif est d’évaluer les propriétés anticoccidiennes in vivo or, l’agent pathogène Eimeria tenella responsable de la coccidiose a un spectre d’hôte restreint : il infecte exclusivement le poulet Gallus gallus.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est choisi en fonction de la dispersion des paramètres mesurés. Nos effectifs sont basés sur les études du laboratoire portant sur les scores lésionnels lors de supplémentation et pour lesquelles il faut en moyenne 20 animaux / groupe entre deux groupes pour avoir une différence significative avec une puissance de 93% avec un seuil alpha de 0.05 pour un test non paramétrique défini par le plan expérimental.
Raffinement
Les poulets seront hébergés dans des conditions environnementales contrôlées, ils disposeront d’un enrichissement social et comportemental. Ils seront hébergés en groupe de 20 poussins, au sol, dont la température est régulée (ajout le lampe chauffante) avec aliment et eau ad libitum ainsi qu’un éclairage 12h/24h. Ils bénéficieront également d’un enrichissement environnemental et matériel : l'espace de vie sera enrichi par la suspension de rubans, de perchoirs et de la litière favorisant le grattage (litière de miscanthus pour éviter les poussières). La prise de sang est réalisée avant l’euthanasie par du personnel formé et qualifié, ce qui permet d’effectuer une prise de sang en douceur et rapidement pour éviter toute souffrance. Dans ces conditions, l’animal est détendu et ne présente pas de signes d’angoisse et de stress. L'anesthésie gazeuse flash dure quelques minutes et récupération très rapide des animaux (moins de 5 min sous lampe chauffante), qui sont remis en lot dans la foulée. Pas de gène visible, ni de modification d’interactions entre les poussins. .
Choix des espèces
Le poulet Gallus gallus est l’espèce hôte chez laquelle se multiplient les parasites Eimeria. Des poulets de statut sanitaire protégé sont utilisés. L’étroitesse du spectre d’hôtes des parasites du genre Eimeria empêche toute tentative de manipulation d’une espèce parasitaire aviaire sur un modèle animal autre que la poule. Des poussins de 1 jour sont utilisés afin d’apporter la supplémentation alimentaire contenant les extraits lipidique ou protéique de larves d’insecte le plus tôt possible dans la vie des oiseaux, cela pouvant agir sur la composition du microbiote digestif, et contribuer la lutter contre l’infection parasitaire. Les oiseaux seront utilisés dès l’éclosion et seront ou non supplémentés dès leur début de vie pour évaluer l’effet de la supplémentation alimentaire en extraits d’insecte sur le contrôle de l’infection parasitaire, la croissance ds oiseaux et l’inflammation. Une coccidiose expérimentale sera ensuite induite à 14 jours d’âge afin de reproduire expérimentalement la fenêtre d’infection de la coccidiose aviaire. Les animaux sont mis à mort à 21 jours d’âge.
Prélèvements sanguins dans le cadre du développement et de la mise en place de méthodes analytiques chez les carnivores.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Chiens : 300
Objectifs
Paramétrer et qualifier des équipements de mesure analytique appartenant à des laboratoires rattachés au Département Recherche et développement, soit au Département Controle Qualité de l'établissement ; Développer et valider de nouvelles méthodes analytiques telles que le dosage de principes actifs ou de biomarqueurs (biochimie, hématologie, anticorps) ; Renouveler le stock de sang ou dérivés du sang nécessaire aux contrôles des lots de vaccins (Contrôle Qualité). La procédure est déclenchée suite à des demandes internes validés par les directions techniques.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de disposer d'échantillons sanguins pour paramétrer et qualifier les équipements de mesure analytique, ainsi que pour valider de nouvelles méthodes de dosage de principes actifs ou de biomarqueurs. Ces échantillons alimentent également le stock de sang ou de dérivés du sang (hématies) nécessaire aux contrôles qualité de routine des médicaments. Les prélèvements par animal sont optimisés et la réutilisation des carnivores est privilégiée dans les limites éthiques. Ceci contribue à réduire le nombre total d'animaux utilisés tout en garantissant la fiabilité des études précliniques indispensables à l'élaboration de nouveaux médicaments.
Procédures
La prise de sang non terminale est toujours un acte unique (non répété sur la journée) effectué chez le chien vigile, chez le chat vigile ou anesthésié. La contention de l’animal dure environ 1 minute pour la réalisation d’une prise de sang qui comprend la tonte de la zone de prélèvement, la désinfection de cette zone et la prise de sang elle-même. La prise de sang terminale est un acte unique effectué chez un animal (chien ou chat) profondément anesthésié. Ce type de prélèvement sanguin dure au maximum 10 minutes y compris la tonte et la désinfection de la zone de prélèvement.
Impact sur les animaux
Les animaux ont été habitués à la manipulation et à la contention afin de réduire au maximum le stress et permettre ainsi la réalisation du prélèvement sanguin chez des animaux vigiles. Cependant, certains chats sont stressés par la contention qui nécessite, dès lors, une anesthésie pour le bien-être de l’animal et la sécurité du manipulateur. Les prises de sang entraînent, au plus, une douleur légère au point de ponction mais cette dernière disparaît chez l’animal anesthésié. Aucun effet indésirable n’est attendu excepté un hématome dans de très rare cas. En cas de dégradation de l'état général, qui n’a jamais été observé pour ce genre de prélèvement, l'animal sera immédiatement pris en charge par un vétérinaire afin d’établir un diagnostic et d’instaurer un traitement symptomatique.
Devenir
Tous les animaux, utilisés pour une prise de sang non terminale, retournent dans le cheptel. Tous les animaux, utilisés pour une prise de sang terminale, sont euthanasiés.
Remplacement
Il n’y a pas de méthode alternative à l’utilisation de sang (ou de ses dérivés plasma et sérum) pour la mise au point de méthodes d’analyse ou à la réalisation de test in vitro. De plus, ces dernières répondent à des exigences réglementaires BPL ou BPF ou à la Pharmacopée Européenne.
Réduction
Le projet est conçu pour limiter au maximum le nombre d'animaux utilisés : 1) Optimisation du nombre d'animaux : le nombre nécessaire d'animaux est systématiquement justifié avant chaque procédure pour répondre aux besoins scientifiques tout en évitant toute duplication inutile. 2) Réutilisation éthique : la réutilisation des carnivores est privilégiée dans le respect du bien-être animal et sous réserve d'une évaluation de la sévérité réelle encourue lors des études précédentes. 3) Évaluation vétérinaire : le choix des animaux inclut une évaluation par le vétérinaire de l'établissement basée sur le cumul des procédures, l'état général, le comportement en colonie et le temps d'élimination des principes actifs: : possiblement present pour des animaux entrant dans d'autres projets et recevant des produits à longue remanencepossiblement interferents avec l'utilisation programmée du sang ou de ses dérivés. 4) Rotation des animaux : Une rotation des animaux prélevés est effectuée, car les prélèvements sont effectués sur des animaux non inclus dans des études. Celles-ci pouvant être faites à tout moment, la règle générale observée est qu’il est rare qu’un même animal soit prélevé deux fois de suite sur une période de l’ordre du trimestre.
Raffinement
Afin de limiter l'impact physiologique des prélèvements et de réduire le stress et la douleur au strict minimum, les mesures suivantes sont mises en œuvre : 1) Optimisation des volumes : les prélèvements sont réalisés selon les lignes directrices EFPIA / ECVAM afin de minimiser le volume et la fréquence. Innovation méthodologique : un volume minimal est déterminé pour chaque acte (ex : entre 3 et 10 mL pour le maintien du stock de sang dans une solution isotonique permettant la conservation des hématies, jusqu’à des quantités très faibles de « micro-échantillons de 0,5 ml pour les études de qualification pharmacocinétique selon les protocoles techniques. 2) Compétence du personnel : les prélèvements sont réalisés par du personnel formé et expérimenté, garantissant une procédure peu invasive et peu douloureuse selon les standards EFPIA / ECVAM. 3) Habituation et renforcement positif : les chiens et les chats sont habitués à la manipulation, à la contention et à l'acte de prélèvement pour prévenir le stress. 4) Récompense : une friandise est systématiquement administrée après l'intervention pour favoriser une association positive avec le personnel et la procédure. 5) Gestion du stress par la non-exposition : Le prélèvement est effectué dans une autre zone que celle de l’hébergement et un animal ne sera jamais prélevé en présence d’un autre animal afin de prévenir tout stress chez ce dernier. 6) Gestion du stress par l'anesthésie : bien que le prélèvement soit réalisé sur animal vigile, une sédation ou une anesthésie est pratiquée si la contention induit un stress ou pour prévenir des lésions vasculaires chez un animal agité (ex: jeune animal). 7) Prévention des hématomes : un point de compression manuelle est appliqué au niveau du point de ponction vasculaire immédiatement après le prélèvement. 8)Prévention des infections : la zone de prélèvement est tondue et désinfectée avant ponction veineuse. De plus, du matériel stérile à usage unique est utilisé. 9)Confort thermique : lors d'une sédation ou anesthésie, les animaux sont placés, pendant la phase de réveil, sur un matelas chauffant ou sous une lampe infrarouge afin de prévenir toute hypothermie. Les animaux sont surveillés jusqu’à leur réveil complet afin de s’assurer de leur bon état général. 10) Suivi clinique post-prélèvement : un suivi est instauré jusqu'au réveil complet avec une évaluation de l'état général et, en cas de doute, un examen spécifique des fonctions neurologiques par un vétérinaire
Choix des espèces
Les chiens et les chats sont les modèles expérimentaux choisis car l’établissement utilisateur développe spécifiquement des médicaments destinés aux carnivores domestiques. L'utilisation de ces espèces cibles est indispensable pour garantir la validation du matériel et des méthodes d’analyses employées lors des études d’innocuité et d’efficacité. Ces espèces sont recommandées par les instances réglementaires pour assurer la fiabilité des données pharmacocinétiques et bioanalytiques. L'utilisation des espèces cibles permet d'obtenir une qualité d'information optimale sur la réponse biologique réelle, facilitant ainsi la comparaison et la transférabilité des méthodes vers les études cliniques ultérieures. De plus, les techniques doivent être validées sur les espèces les plus couramment utilisées au sein de l'installation d'essai afin de maintenir un référentiel de données historiques robuste. Dans le cadre de ce projet, les animaux adultes sont privilégiés par rapport aux individus plus jeunes. Ce choix se justifie par le fait que le volume sanguin total d'un animal est directement proportionnel à son poids. Ainsi, l'impact d'un prélèvement sanguin sur l'état général est moindre chez un adulte plus lourd, ce qui constitue un raffinement physiologique important. Toutefois, en cas d'indisponibilité ponctuelle des animaux adultes (par exemple s'ils sont déjà inclus dans d'autres protocoles d'études), des jeunes adultes (à partir de 5 mois) pourront être utilisés de manière exceptionnelle pour répondre aux besoins analytiques du laboratoire. Seuls des animaux sevrés et cliniquement sains seront inclus dans les procédures. Un examen préalable par le personnel vétérinaire ou par le personnel technique qualifié sera systématiquement réalisé avant toute inclusion pour garantir le bien-être des sujets.
Evaluation de la virulence de 2 souches récentes de virus de la septicémie hémorragique virale sur alevins de truites arc en ciel
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Objectifs
Cette étude a pour objectif d’investiguer l’impact épidémique potentiel de 2 souches du virus de la Septicémie Hémorragique Virale (vSHV) récemment détectées en France (2024 et 2025). Malgré des conditions environnementales propices à l’expression et l’amplification virale, une de ces 2 souches a été détectée sans observation de signes cliniques évocateurs de la maladie dans un élevage infecté. Les difficultés à amplifier ces souches au laboratoire sur des lignées cellulaires habituellement sensibles au vSHV, couplées à l’observation de mutations inhabituelles dans les séquences génétiques soulèvent des interrogations quant à leur niveau de virulence . L’infection expérimentale contrôlée d’alevins de truites arc-en-ciel issus d’une lignée hypersensible par ces 2 souches de terrain comparée à un témoin positif hautement pathogène permettra de caractériser le potentiel de virulence de ces souches dans un environnement aquatique en forte évolution (réchauffement des eaux). La mise en oeuvre de 2 voies d'infection (balnéation ou injection intrapéritonéale) permettra de mieux caractériser le potentiel de pathogénicité des 2 souches et leur capacité à infecter l'hôte par voie naturelle (passage de la barrière naturelle via peau / branchies).
Bénéfices attendus
Cette étude permettra de mieux comprendre la circulation du virus sur le terrain et son évolution. En caractérisant le pouvoir pathogène de 2 souches atypiques récemment détectées en France en élevage, elle apportera des clés pour les études épidémiologiques menées lors de la découverte de foyers de SHV.
Procédures
Les animaux seront infectés avec les souches virales par immersion dans un volume d’eau réduit hyperoxygéné pendant environ 3 heures. En fin de procédure, des prises de sang seront réalisées sur les survivants (moins d'1 minute par animal) avant mise à mort afin d'étudier la réponse immunitaire spécifique de l'hôte (analyse des plasmas par séroneutralisation ciblant les anticorps anti-SHV).
Impact sur les animaux
La phase de balnéation dans un volume d’eau réduit hyperoxygéné (3 heures) génère un stress pour les animaux, limité du fait que le volume disponible est largement suffisant pour permettre leur mobilité. L’épreuve infectieuse virale constitue un stress sévère puisqu’elle induit l’apparition de signes cliniques et d’une mortalité pouvant être significative. La prise de sang, sous anesthésie, génère une légère douleur. L'injection par voie intrapéritonéale génère également une légère douleur, sous anesthésie.
Devenir
Mise à mort pour raison sanitaire.
Remplacement
Cette étude vise à étudier le caractère pathogène de 2 souches atypiques de vSHV récemment isolées sur le territoire français. Le virus de la SHV est un virus réglementé, faisant l’objet d’un plan National d’Eradication et de Surveillance mis en place par les autorités Françaises depuis 2017. Malgré des conditions environnementales propices à l’expression du virus, une des 2 souches étudiée ici a été détectée dans un élevage en l’absence de signes cliniques évocateurs de la maladie. Le diagnostic in vitro engagé en premier lieu ne se substitue pas à des essais in vivo qui eux seuls pourront permettre d’évaluer la virulence d’un agent pathogène suspecté.
Réduction
Le nombre de poissons et de bassins par condition a été réduit à son minimum en intégrant la variabilité inter-bassin fréquemment observée, les mortalités pouvant survenir sur les stades alevins et de façon à assurer une fiabilité statistique des résultats. Pour l’infection à virus vSHV, 90 animaux seront utilisés pour les 2 souches testées, 60 pour les contrôles, pour chacune des voies d'infection évaluées (balnéation ou injection intra-péritonéale), soit un total de 600 animaux.
Raffinement
Différents types d’enrichissement sont proposés aux animaux (couvercles sur les bassins et bullage leur permettant d'avoir des zones d'ombre et de turbulence). L'état de santé général des poissons sera évalué quotidiennement en utilisant une grille de points limites adaptée intégrant plusieurs paramètres (nage, comportement, état physique). En fonction des scores obtenus avec cette grille, des actions pourront être mises en place comme des mesures de surveillance accrue et/ou une mise à mort compassionnelle.
Choix des espèces
La truite arc en ciel est l'espèce d'eau douce la plus produite en France. Les stades alevins sont les plus sensibles au vSHV.
D?veloppement d?un mod?le exp?rimental de myopie chez le rongeur pour l??valuation de strat?gies th?rapeutiques
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 1620
Objectifs
L?objectif principal de ce projet est de d?velopper un mod?le exp?rimental de myopie chez le rongeur afin d??tudier les m?canismes cellulaires et mol?culaires impliqu?s dans la progression du d?faut r?fractif et de l?allongement axial. La myopie est une pathologie fr?quente et en forte augmentation mondiale, pouvant conduire ? des complications s?v?res lorsqu?elle devient ?volutive ou forte, notamment des alt?rations r?tiniennes, scl?rales ou choro?diennes. Les mod?les exp?rimentaux d?velopp?s permettent d?induire de mani?re contr?l?e une myopisation, reproduisant les modifications structurelles de l??il observ?es chez l?humain, telles que le remodelage scl?ral, les perturbations de la choro?de, les modifications de l??pith?lium r?tinien ou l?activation de voies m?canosensibles. Ces mod?les facilitent l?analyse des r?ponses cellulaires et mol?culaires associ?es, incluant les variations d?expression de g?nes impliqu?s dans la croissance oculaire, les voies de signalisation r?gulant la scl?re, ainsi que les processus inflammatoires et de stress oxydatif pouvant contribuer ? la progression de la myopie. Ils constituent ?galement une plateforme pertinente pour ?valuer l?efficacit? de strat?gies th?rapeutiques visant ? limiter l?allongement axial, moduler la signalisation scl?rale ou pr?venir les complications li?es ? la myopie forte, avant leur ?valuation clinique. En r?sum?, ces mod?les repr?sentent un outil essentiel pour approfondir la compr?hension de la physiopathologie de la myopie et identifier de nouvelles cibles th?rapeutiques.
Bénéfices attendus
Le principal b?n?fice attendu de ce projet est la mise au point de mod?les exp?rimentaux robustes permettant d??valuer l?efficacit? de nouvelles approches th?rapeutiques visant ? limiter la progression de la myopie ou ? pr?venir ses complications structurelles. La myopie, en particulier dans ses formes ?volutives ou fortes, constitue une pathologie ? fort impact clinique, associ?e ? un risque accru de r?tinopathies, de d?collement r?tinien et de d?g?n?rescence maculaire. Les options th?rapeutiques permettant d?en contr?ler l??volution restent encore limit?es, d?o? la n?cessit? de disposer de mod?les fiables reproduisant les m?canismes physiopathologiques observ?s chez l?humain. Ces mod?les permettront de simuler les modifications caract?ristiques de l??il myopique, telles que l?allongement axial, le remodelage scl?ral, les perturbations choro?diennes et les alt?rations de la signalisation r?tinienne. Ils offriront la possibilit? d??valuer avec pr?cision l?effet des traitements sur la modulation de la croissance oculaire, la r?gulation des voies m?canosensibles, l?int?grit? scl?rale ou la fonction r?tinienne. Ces ?tudes contribueront ? identifier les mol?cules ou strat?gies les plus prometteuses, ? optimiser les sch?mas th?rapeutiques et ? approfondir la compr?hension de leurs m?canismes d?action, tout en garantissant une approche ?thique conforme aux exigences r?glementaires.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis ? diff?rentes interventions r?parties sur une p?riode allant de 1 ? 6 semaines, en fonction des objectifs et des r?sultats obtenus avec les traitements ?valu?s. Ces interventions comprennent : 1. Induction par dispositif optique : Cette proc?dure, r?alis?e une seule fois en d?but d??tude sous anesth?sie g?n?rale, consiste ? appliquer un dispositif optique sur un seul ?il. Elle dure au maximum cinq minutes. Un ajustement ou un repositionnement pourra ?tre n?cessaire si le dispositif se d?place. 2. Induction par administration d?un principe actif : Cette m?thode repose soit sur : ? des instillations quotidiennes (3 ? 4 fois par jour) pendant toute la dur?e de l??tude, ? soit des injections effectu?es 1 ? 2 fois par semaine. Les instillations sont tr?s rapides (quelques secondes) et ne n?cessitent qu?une simple contention. Les injections, en revanche, exigent une anesth?sie et durent environ 2 ? 3 minutes. 3. Examens ophtalmologiques ? Observation ? la lampe ? fente : r?alis?e en baseline, puis tous les jours apr?s induction. Chaque examen dure moins de cinq minutes. ? L?imagerie in vivo : effectu?e avant induction puis une fois par semaine. Ces examens n?cessitent une anesth?sie l?g?re pour immobiliser l?animal et garantir des images interpr?tables. Elle ne dure pas plus de 5 ? 10 minutes. 4. Administrations de traitements ? Instillations topiques (collyres) : d?une dur?e de 1 ? 2 minutes par application, sur animal vigile, ? raison de trois fois par jour en moyenne (jusqu?? 6?8 fois/jour maximum) pendant 1 ? 6 semaines. ? Injections intra- ou p?ri-oculaires : r?alis?es sous anesth?sie locale ou g?n?rale, durant quelques minutes. Elles peuvent ?tre quotidiennes mais sont le plus souvent hebdomadaires. ? Injections syst?miques : administr?es sur animal vigile, r?parties sur 1 ? 6 semaines. Elles peuvent ?tre quotidiennes et ne durent pas plus de 2 minutes. 5. Pr?l?vements sanguins effectu?s en g?n?ral une fois par semaine sur animal vigile, leur fr?quence d?pend du volume pr?lev? et du temps de r?cup?ration requis. Chaque pr?l?vement veineux est rapide, durant 1 ? 2 minutes
Impact sur les animaux
Dans le cadre des mod?les d?induction de la myopie et des proc?dures associ?es (pose des dispositifs, anesth?sies r?p?t?es, examens in vivo), plusieurs nuisances ou effets ind?sirables peuvent ?tre observ?s. Bien que ces mod?les soient globalement peu invasifs et bien tol?r?s, il est n?cessaire d?anticiper les points suivants : 1. Les anesth?sies g?n?rales l?g?res, utilis?es pour la pose des dispositifs et les examens OCT hebdomadaires ou l?administration de produits, peuvent entra?ner des effets transitoires fr?quents comme une hypothermie durant et apr?s l?anesth?sie (risque compens? par tapis chauffant), une s?cheresse corn?enne. 2. La pose ou le port des dispositifs (lentilles) peuvent entrainer une irritation cutan?e locale autour du dispositif (colle, sutures, bandeau), une conjonctivite m?canique, des s?cr?tions oculaires augment?es, sans infection associ?e, un d?placement ou perte du dispositif, n?cessitant une remise en place, et bien s?r un flou visuel permanent plus important sur l??il induit, pouvant modifier le comportement exploratoire de l?animal (transitoire et attendu dans le mod?le), un comportement de frottement, surtout les premiers jours, li? ? la g?ne du dispositif. Dans les deux mod?les, il s?agit de nuisances attendues, habituellement mod?r?es et r?versibles, qui diminuent apr?s les premiers jours d?adaptation. 3. Les effets ind?sirables li?s aux manipulations, administrations et examens r?p?t?s pouvant conduire ? un stress l?ger et transitoire, un risque mineur de perte de poids et des irritations locales.
Devenir
? l?issue de la proc?dure exp?rimentale d?induction de la myopie et des examens associ?s, l?ensemble des animaux ayant suivi la totalit? du protocole seront euthanasi?s de mani?re ?thique et conforme ? la r?glementation, afin de permettre les analyses ex vivo n?cessaires. Ces analyses comprendront notamment : des ?tudes histologiques des structures oculaires (r?tine, choro?de, scl?re), des dosages biochimiques ou mol?culaires, ainsi que des ?valuations morphologiques compl?mentaires indispensables ? la validation scientifique des r?sultats. En revanche, les m?res et les animaux non inclus dans l?int?gralit? de la proc?dure, estim?s ? environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d?un point limite), pourront ?tre r?utilis?s dans d?autres protocoles compatibles, sous r?serve de l?avis favorable du v?t?rinaire responsable. Ces animaux sont g?n?ralement retir?s avant l?induction car les examens de baseline peuvent r?v?ler : une anomalie anatomique ou physiologique, un d?faut oculaire pr?existant, ou un crit?re rendant l?induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n?auront subi ni induction, ni administration de traitement exp?rimental. Ils n?auront ?t? expos?s qu?? des examens non invalidants, parfois r?alis?s sous anesth?sie l?g?re (lampe ? fente, OCT, biom?trie), sans cons?quences durables. Dans ces conditions, leur r?utilisation ?ventuelle s?inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une r?duction du nombre total d?animaux utilis?s tout en garantissant la protection du bien??tre animal et le respect des exigences scientifiques du projet.
Remplacement
L??il est un organe sensoriel d?une grande complexit?, constitu? de structures anatomiques et physiologiques vari?es (corn?e, cristallin, r?tine, choro?de, scl?re, nerf optique?) interagissant de mani?re dynamique avec leur environnement local et syst?mique. Son fonctionnement est influenc? en permanence par des variations m?caniques, physicochimiques et biologiques, essentielles ? la r?gulation de la croissance oculaire et de la r?fraction. Bien que des m?thodes alternatives telles que les cultures cellulaires, les organo?des ou les mod?lisations in silico aient connu des avanc?es importantes ces derni?res ann?es, ces approches restent limit?es pour reproduire l?ensemble des interactions fonctionnelles, m?caniques et pharmacocin?tiques observ?es dans un ?il vivant. En particulier, elles ne permettent pas de simuler de mani?re fiable la progression de la myopie, l?allongement axial, les modifications tridimensionnelles de la scl?re, ni les r?ponses r?tiniennes et choro?diennes complexes impliqu?es dans la r?gulation de la croissance oculaire. Dans ce contexte, le recours ? un mod?le animal demeure actuellement indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet, notamment pour : 1. Reproduire fid?lement les conditions pathologiques associ?es au d?veloppement et ? la progression de la myopie, incluant l?allongement axial, le remodelage scl?ral et les perturbations choro?diennes. 2. ?valuer l?efficacit? et la tol?rance de nouvelles strat?gies th?rapeutiques visant ? ralentir la croissance oculaire ou ? pr?venir les complications de la myopie forte, au sein d?un organisme vivant int?grant vascularisation, innervation et r?gulations m?canosensorielles. 3. ?tudier les effets ? long terme sur les tissus oculaires, en particulier la scl?re, la r?tine et la choro?de, dans un environnement physiologique complet impossible ? reproduire in vitro ou in silico.
Réduction
Le nombre d?animaux par groupe a ?t? volontairement limit? afin de respecter les principes ?thiques encadrant l?exp?rimentation animale, tout en maintenant une puissance statistique suffisante pour garantir la fiabilit? et la reproductibilit? des r?sultats. Une analyse de puissance sera r?alis?e syst?matiquement avant chaque s?rie exp?rimentale afin de d?terminer l?effectif optimal permettant de d?tecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de r?duire l?effectif n?cessaire sans compromettre la validit? scientifique du projet. Dans une d?marche active de r?duction du nombre d?animaux utilis?s, plusieurs approches compl?mentaires seront mises en ?uvre. L?utilisation de m?thodes non invasives pour le suivi de la myopie ? notamment l?imagerie oculaire (OCT pour la choro?de et la r?tine, biom?trie optique pour la mesure de la longueur axiale...) ? permettra d?effectuer des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, ?vitant ainsi les sacrifices ? diff?rents points temporels. Lorsque cela est scientifiquement pertinent, les deux yeux d?un m?me animal pourront ?tre analys?s. On aura ainsi pour un m?me animal un oeil induit et un oeil contr?le, ce qui permettra d'avoir des yeux contr?les sans augmenter l?effectif. De plus, l?optimisation des protocoles exp?rimentaux (standardisation des conditions d?induction de la myopie, contr?le pr?cis des param?tres d??clairement, de l?environnement visuel et des variables biologiques) contribuera ? limiter la variabilit? interindividuelle et ? renforcer la robustesse des r?sultats. Enfin, une attention particuli?re sera port?e ? la formation des exp?rimentateurs et ? la qualit? des soins apport?s aux animaux afin de garantir leur bien??tre tout au long de l??tude.
Raffinement
Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera assur? afin de d?tecter rapidement tout signe de stress, d?inconfort ou d?effet ind?sirable li? aux proc?dures exp?rimentales. Cette surveillance permettra une intervention rapide selon des points limites pr?d?finis, adapt?s au mod?le de myopie et visant ? r?duire toute souffrance potentielle. Les animaux seront h?berg?s en groupe dans des cages enrichies, avec acc?s ad libitum ? la nourriture et ? l?eau. L?environnement sera optimis? par des abris, des mat?riaux ? ronger et des ?l?ments favorisant l?exploration, afin d?assurer leur bien??tre psychologique et comportemental. Dans le cadre du projet, une anesth?sie g?n?rale sera n?cessaire pour les proc?dures d?induction de la myopie (ex. mise en place de dispositifs optiques). Elle pourra ?tre compl?t?e par une anesth?sie locale. Une analg?sie pr??op?ratoire sera administr?e, et une antibioprophylaxie locale pourra ?tre appliqu?e en cas de risque infectieux. Les examens de suivi seront principalement non invasifs, tels que la biom?trie optique pour la longueur axiale et l?imagerie comme l'OCT par exemple pour l?analyse r?tino?choro?dienne. Ces techniques permettront des suivis longitudinaux chez les m?mes individus, r?duisant ainsi le nombre d?animaux n?cessaires. Lorsque l?immobilit? est requise, une anesth?sie l?g?re et courte pourra ?tre administr?e. Apr?s chaque anesth?sie, les animaux seront plac?s sur un support chauffant pour pr?venir l?hypothermie, et une hydratation oculaire sera maintenue jusqu?au r?veil. Ils seront ensuite replac?s dans leur environnement habituel pour limiter le stress post?manipulation. Le projet a ?t? valid? par un comit? d??thique et sera suivi par la structure en charge du bien??tre animal.
Choix des espèces
Les esp?ces retenues pour ce projet, le rat et la souris, pr?sentent des caract?ristiques anatomiques, physiologiques et m?taboliques bien d?crites dans la litt?rature, facilitant l?extrapolation des r?sultats vers l?humain, notamment dans l??tude de la croissance oculaire et des m?canismes impliqu?s dans la myopie. Ces deux esp?ces sont couramment utilis?es dans des mod?les valid?s de myopie exp?rimentale, en particulier pour l??tude de l?allongement axial, du remodelage scl?ral et des r?ponses r?tiniennes. Leur utilisation offre une grande flexibilit? exp?rimentale, notamment pour les suivis longitudinaux, la biom?trie optique, l?imagerie et l?analyse de marqueurs mol?culaires. L?exp?rience accumul?e avec ces mod?les garantit la reproductibilit? des r?sultats, leur comparabilit? avec d?autres ?tudes pr?cliniques et leur pertinence pour le d?veloppement de nouvelles strat?gies th?rapeutiques. Le choix de ces esp?ces s?inscrit dans une d?marche scientifique rigoureuse, ?thique et translatoire, visant ? maximiser la qualit? des donn?es tout en respectant les principes de l?exp?rimentation animale. Les animaux seront inclus ? un stade juv?nile, correspondant ? la phase de croissance oculaire active, condition indispensable pour induire de mani?re fiable la myopie et mesurer l?allongement axial. Pour les souris, induction g?n?ralement entre P14 et P28, avec un suivi sur 2 ? 6 semaines selon le protocole et pour les rats, induction g?n?ralement entre P21 et P35, avec un suivi de dur?e comparable, adapt? au cin?tique de croissance propre ? l?esp?ce. ? ces ?ges, la r?tine, la choro?de et la scl?re sont suffisamment matures pour r?pondre aux manipulations optiques, tout en conservant une plasticit? ?lev?e de la croissance oculaire. Ce choix garantit une r?ponse coh?rente et reproductible aux protocoles d?induction (lentilles n?gatives ou d?privation de forme), tout en limitant les biais li?s ? la s?nescence ou, ? l?inverse, ? la croissance trop rapide des toutes premi?res semaines de vie. ? cet ?ge, la pr?sence de la m?re est indispensable. Il sera donc n?cessaire soit de recevoir des femelles gestantes, avec une mise bas pr?vue directement dans notre ?tablissement, soit de commander ? l??leveur des port?es reconstitu?es incluant la m?re et ses petits. Une fois que l??ge des souriceaux ou des ratons le permettra, les m?res seront s?par?es de leur port?e et pourront ?tre r?utilis?es dans un autre projet.
Détermination des paramètres pharmacocinétiques de tétracyclines chez les ruminants
- Protection de l’environnement
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Maladies animales
Bovins : 16
Objectifs
Pour préserver l’efficacité des antibiotiques « récents » en médecine humaine, il est recommandé d'utiliser des antibiotiques « anciens » en médecine vétérinaire. Ces antibiotiques « anciens » sont déjà utilisés chez les ruminants mais du fait de l'ancienneté des autorisations de mise sur le marché de ces antibiotiques, une révision et une optimisation des modalités de traitement (doses, voies d'administration, intervalles de traitement) sont nécessaires pour garantir l'efficacité des molécules pour traiter les infections chez les ruminants. Les objectifs de ce projet seront donc de (1) déterminer le devenir de certains antibiotiques « anciens » dans l’organisme d'agneaux et de veaux selon plusieurs modalités d'administration, (2) prédire par des modèles mathématiques l'efficacité ou non des différents traitements antibiotiques contre des bactéries rencontrées fréquemment chez ces espèces, et (3), dans l'éventualité d'une inadéquation des protocoles de traitements actuels, proposer par des modèles mathématiques des doses et intervalles d'administration permettant une lutte efficace contre les bactéries les plus fréquemment responsables d’infection chez les ovins et les bovins.
Bénéfices attendus
Les applications attendues sont (1) une utilisation plus efficace des tétracyclines largement utilisées chez les ovins et les bovins, afin de préserver leur efficacité plus longtemps pour l'animal comme pour l'Homme et ainsi éviter au maximum d'utiliser les antibiotiques de seconde et de troisième génération; (2) la réduction de l’utilisation des antibiotiques « récents » en médecine vétérinaire ce qui permettra de les préserver pour la médecine humaine.
Procédures
Il y aura 2 phases expérimentales pour chaque animal comportant 15 prises de sang au maximum et une administration d'antibiotique. L'administration durera de 2 min à 5 min environ. La durée des prises de sang sera de 30 secondes au maximum (contention comprise).
Impact sur les animaux
Les prélèvements sanguins nécessaires à l’obtention de plasma seront réalisés de manière répétée et peuvent entrainer un stress qui sera diminué au maximum notamment en utilisant le renforcement positif. En ce qui concerne les effets indésirables attendus, aux doses utilisées dans notre étude, leur survenue sera peu probable mais ils ne peuvent pas être exclus. Les animaux seront alors observés plus particulièrement dans l’heure suivant les administrations, en plus des deux suivis quotidiens.
Devenir
Les agneaux pourront être conservés au sein de laboratoire et rejoindront le cheptel de TP. Les veaux ne pourront pas être conservés au laboratoire et rejoindront le circuit de consommation humaine après respect du temps d'attente pour viande et abats, les antibiotiques étant utilisés selon les formulations et les doses autorisées chez les bovins.
Remplacement
Pour optimiser les posologies des tétracyclines en élevage, il serait en théorie nécessaire de déterminer : - le devenir des médicaments dans l'organisme d'animaux sains, - à partir de ces données et de données sur les pathogènes ciblés, de tester sur des animaux infectés de nouveaux schémas posologiques. Il n'est pas possible de se passer d'animaux pour la première partie sur animaux sains car le devenir d'un médicament dans un organisme (pharmacocinétique) n'est pas prévisible par des études in vitro compte-tenu de la complexité des mécanismes (absorption, métabolisme hépatique, diffusion tissulaire, élimination rénale...). Cependant, nous allons remplacer les optimisations de posologie suivantes sur animaux infectés par modélisation in silico à partir des données in vivo sur animaux sains et de données d'efficacité des traitements obtenues in vitro.
Réduction
Le nombre d'animaux nécessaire pour cette étude a été déterminé à partir de données obtenues pour un des deux antibiotiques testés chez le porcelet. Il serait alors nécessaire d'utiliser 8 agneaux et 8 veaux pour tout le projet. Cependant, il n'est possible de réaliser que 2 des 4 administrations sur les mêmes animaux car il serait nécessaire de faire un trop grand nombre de prises de sang par animal. Le nombre total d'animaux sera alors de 16 agneaux et de 16 veaux.
Raffinement
Les agneaux comme les veaux seront hébergés en groupe, même lors de la réalisation des cinétiques. La stalle des veaux et la bergerie des agneaux seront équipées de brosses, de pierres à lêcher, de ballons et de balles de foin à faire rouler. Pour faciliter les administrations intramusculaires sur les veaux, ils seront habitués en amont à venir se placer d'eux-mêmes dans un cornadis et à y rester le temps de la distribution de l'aliment concentré. Pour faciliter les administrations par voie orale sur les agneaux, ils seront entrainés à boire via une seringue. Le stress des prélèvements sanguins sera diminué au maximum en utilisant le renforcement positif (récompenses alimentaires lors de la réalisation des prises de sang), mais également en habituant en amont les animaux à être contenus, à ressentir une compression de la jugulaire, à voir approcher une aiguille. Les animaux seront observés au moins deux fois par jour et une observation plus détaillée sera également réalisée dans l'heure suivant l'administration. Si le suivi clinique d'un animal révèle une intolérance ou un effet secondaire majeur, l'expérimentation sera arrêtée pour cet animal et des soins appropriés seront effectués.
Choix des espèces
Les ovins et les bovins sont les espèces cibles du projet. Agneaux et veaux sevrés car : - il est nécessaire de mener l'étude sur des animaux ruminants et non au stade pré-ruminant pour pouvoir extrapoler les données aux utilisations en élevage, - les agneaux à l'engraissement et les veaux de boucherie sont les animaux les plus traités aux antibiotiques en élevage par rapport à des animaux adultes.
Etude préliminaire pour évaluer l’innocuité de solutions microbiennes chez la truite arc-en-ciel pour la prévention d’infections microbiennes
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Maladies animales
Objectifs
L’objectif du projet est d’évaluer l’impact de solutions microbiennes appliquées en production primaire d’une part sur la santé et les performances des animaux, et d’autre part sur la qualité et sécurité des aliments ainsi que sur les microbiotes associés tout au long de la chaîne de transformation. La filière piscicole sera le modèle d’étude car elle permet de travailler en conditions contrôlées de l’élevage des animaux, de leur abattage jusqu’au conditionnement des filets de poissons.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre d’étudier l’intérêt d’une même solution microbienne pour la prévention des maladies bactériennes en élevage de truites arc-en-ciel et pour la conservation du produit fini pour le consommateur. Les bénéfices attendus concernent toute la filière : de l’élevage au consommateur en proposant des solutions microbiennes qui pourront préserver l’animal et la denrée alimentaire en offrant une continuité entre l’amont et l’aval de la production.
Procédures
Les animaux seront alimentés avec un aliment supplémenté avec une solution microbienne. L'alimentation sera quotidienne pendant un mois. Les prélèvements (écouvillon peau et tube digestif) ne seront réalisés que sur animaux mis à mort.
Impact sur les animaux
Il n’est pas attendu de nuisances sur les poissons car les solutions bactériennes sont choisies en amont comme étant décrite sûres pour les animaux et l’homme dans la bibliographie mais leur innocuité doit être vérifiée. L’effet néfaste observable serait un amaigrissement dû à une non prise alimentaire en raison de la présence de la solution bactérienne sur l’aliment. Des troubles digestifs peuvent être envisagés également.
Devenir
Les animaux seront anesthésiés puis mis à mort par surdosage d’anesthésique suivie d’une exsanguination. Les animaux ne pourront pas être réutilisé à l’issue de l’expérimentation car ils auront été exposés à différentes solutions microbiologiques qui pourront interférer avec d’autres protocoles d’étude.
Remplacement
Pour évaluer l’innocuité des solutions microbiennes, il n’est pas possible de le faire par des modèles in vitro. Il est donc nécessaire d’utiliser des truites pour cette évaluation in vivo.
Réduction
Dans cette étude préliminaire, chaque groupe sera conduit en triplicat de 15 poissons (3 x 15). Aucune mortalité n’est attendu entre les groupes nourris avec des aliments enrobés de solutions microbiennes et l’aliment non supplémenté. Pour calculer le nombre de poisson nécessaire, nous avons utilisé l'outil statistique en ligne https://biostatgv.sentiweb.fr avec le module "comparer 2 moyennes" et les paramètres suivant : μ1 = 0,9 (moyenne du taux de survie dans les groupes avec aliment supplémenté) ; μ2 = 1 (moyenne du taux de survie dans le groupe contrôle) ; ecart-type = 0,08 ; risque alpha = 0,05 et puissance = 0,9. Ce calcul nous indique la nécessité d’utiliser 14 animaux par groupe. Toutefois, pour des raisons de comportement animal social, un minimum de 15 poissons pour 100L a été retenu sur la base de nos expériences passées. Ce nombre évite certains comportements de stress des animaux. De plus, pour limiter le nombre de groupes d’animaux testé, des tests in vitro d’inhibition de bactéries pathogènes majeures de la truite arc en ciel seront préalablement réalisés pour n’utiliser que des solutions microbiennes pertinentes.
Raffinement
Les animaux sont observés chaque jour durant toute la durée du protocole. Les paramètres de température et d’oxygénation sont mesurés en permanence via des sondes. La qualité de l’eau (pH, teneurs en nitrites et en nitrates) est vérifiée chaque semaine pour garantir des conditions d’élevage optimales pour les poissons. L’application d’une grille de score clinique adaptée permettra d’évaluer la santé des poissons chaque jour (Annexe 2). En cas d’atteinte significative, les animaux seront retirés de l’expérimentation et euthanasiés. Chaque bac est enrichi de structures permettant aux poissons de se cacher.
Choix des espèces
La truite arc-en-ciel est l’espèce piscicole d’eau douce la plus élevée en France et en Europe. Elle présente un intérêt économique élevé. Nous utiliserons des juvéniles de 20 – 30g car il s’agit du stade auquel les solutions microbiennes peuvent être utilisées en élevages piscicoles (assimilation via l’aliment) et qui est intéressant de protéger contre des maladies bactériennes car encore fragile.
Caractérisation et recherche d’indicateurs de la santé globale de vaches de race Holstein et Normande durant leurs lactations
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
La santé a longtemps été considérée sous la forme d’un caractère binaire : l’animal est sain ou malade au regard d’une affection ou d’une maladie donnée, à un instant donné. Toutefois, l’état de santé général est multifactoriel et évolutif. Il possède un fort impact sur le bien-être de l’animal, de même que sur ses performances et sa longévité. De ce fait, il s’agit d’un caractère clé pour la durabilité tant environnementale qu’économique de l’élevage, ainsi que pour son acceptabilité sociétale. Dans une optique de re-conceptualisation de la santé pour prendre en compte son caractère continu, explorer les mécanismes biologiques qui la caractérisent, et étudier ses liens avec les autres caractères, un collectif de scientifiques a défini ensemble les contours d’une nouvelle expérimentation de long terme en bovins laitiers
Bénéfices attendus
Nous attendons de ce projet des avancées de connaissances scientifiques, avec une meilleure caractérisation des phénotypes mesurés (variabilité individuelle, sensibilité environnementale, évolution au cours du temps), et des relations qui les unissent, aussi bien entre eux qu’avec les évènements de santé et les performances zootechniques, afin d’identifier les synergies et les compromis entre fonctions et leurs impacts sur la longévité des vaches dans deux systèmes d’élevage très contrastés en termes d'objectifs de performance, de conduite et de challenges.
Procédures
Pour la caractérisation fine des animaux, des prélèvements sanguins seront réalisés 3 fois au cours de l’expérimentation sur les vaches laitières, à chaque vêlage, et une dernière le jour de la réforme. Les animaux sont alors maintenus au cornadis. Les mesures de poids (une fois par semaine pour les vaches) se feront sans geste technique autre que le déplacement et la contention des animaux. Pour la mesure de la note d'état, les vaches seront maintenues au cornadis une fois par mois. Voici le temps estimé pour chaque acte : Prise de sang : 2 minutes Mesure du poids : 1 minute Mesure de la note d'état : 5 minutes.
Impact sur les animaux
Les prélèvements prévus (prises de sang) seront réalisés dans le cadre d'une contention adaptée au poids des animaux (animal bloqué dans une cage ou aux cornadis). Cette contention, ainsi que la simple présence humaine et la manipulation associée peuvent générer un stress ponctuel chez l'animal. Le prélèvement en lui-même peut générer sur le moment une douleur limitée et fugace.
Devenir
Les procédures n’entravent pas le devenir de l’animal et n’ont qu’un effet limité et de court terme sur son bien-être. Aussi, l’ensemble des animaux inclus dans cette expérimentation va poursuivre une vie normale d’un animal de renouvellement dans un troupeau de bovins laitiers.
Remplacement
Les mécanismes étudiés mettent en jeu des interactions complexes au sein de l’hôte qu’il est impossible de reproduire dans un modèle cellulaire, de culture d’organe ou in silico.
Réduction
L’objectif de cette expérimentation est d’étudier la génétique de la santé des bovins. Concrètement, nous mesurons dans le projet différents paramètres du sang, et des analyses statistiques visent à déterminer quelle part de la variation observée dans ces paramètres est liée à la génétique des animaux et quelle part est liée au milieu de vie des animaux (effets de l’environnement). Pour avoir des différences significatives entre individus sur chaque paramètre, il faut un effectif important d’animaux élevés dans les mêmes conditions (environnement). L’effectif de 270 animaux du projet doit permettre de repérer les paramètres les plus pertinents à mesurer.
Raffinement
Différentes mesures ont été prises afin de raffiner ce protocole. Tout d’abord, les différentes mesures ont été regroupées sur les mêmes temps, même si ce n’était pas toujours le moment optimal pour chaque paramètre pris séparément, afin de limiter le nombre d’interventions sur les animaux. Ensuite, chaque intervention a été pensée de manière à limiter les nuisances pour les animaux (limitation des volumes de sang prélevés, utilisation de tube sous vide pour minimiser la douleur…) Les procédures impliquées dans le projet sont de sévérité légère et appliquées par des opérateurs expérimentés. Les conditions d'hébergement et d'alimentation répondent aux normes d’élevage. L’état de santé des animaux sera surveillé tout au long de l’expérience. La prophylaxie et le traitement des animaux en cas d’affection ou de blessure ne sont pas modifiés par la mise en œuvre du projet. Tout animal présentant un trouble de santé sera soigné en fonction de la pathologie conformément aux pratiques de l'élevage, et, au besoin, le vétérinaire praticien sera consulté. Chaque prélèvement peut être reporté ou annulé si l'état de santé ou de stress de l'animal est jugé incompatible avec la réalisation dudit prélèvement. Les animaux sont gardés en vie en fin d'expérimentation. De par les interventions d'élevage, une phase d'imprégnation à l'homme est réalisée dès la naissance de chaque veau. Cela réduit grandement le stress généré par la présence de l'homme lors des prélèvements, d'autant que ce sont les mêmes personnes qui interviennent.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est le bovin. Il s’agit de femelles de race Holstein et Normande, grandes races laitières françaises (et internationale pour la Holstein). Ces animaux ne sont pas transgéniques et ont été obtenus par des méthodes de reproduction utilisées en élevage classique. Les animaux seront des femelles bovines laitières suivies depuis 60 jours après vêlage jusqu’à leur tarissement ou réforme, soit du stade vache en lactation au stade vache tarie / vache réformée.
Modèle désensibilisation cornéenne chez le rongeur
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 1305
Objectifs
Notre objectif est de mettre en place un modèle de dénervation cornéenne chimique chez le rongeur. La cornée possède une innervation abondante provenant du ganglion trijumeau qui est impliquée dans la régulation de la sensibilité cornéenne, la sécrétion des larmes, le réflexe de clignement des paupières, et la cicatrisation. Des dysfonctionnements de ces nerfs afférents peuvent survenir à la suite de dommages du ganglion trijumeau, d’herpes oculaire, de diabète ou d’intervention chirurgicale et peuvent entrainer une dénervation cornéenne partielle ou complète. Chez l’homme la maladie est rare mais elle conduit à une altération sévère de la cornée si elle n’est pas diagnostiquée rapidement avec un risque de cécité. Les premiers signes sont une perte de la sensibilité cornéenne : hypoesthésie ou anesthésie, puis des altérations de l’épithélium de la cornée, couche de cellules la plus externe. Le processus naturel de cicatrisation n’étant plus assuré correctement, ces altérations évoluent en ulcères plus ou moins profond, qui peuvent s'accompagner d’un envahissement anormal de néovaisseaux alors que la cornée est un tissu complètement transparent. La diminution des clignements de paupières et de la sécrétion de larmes amplifie le processus. La désensibilisation chimique permettra d’étudier la contribution des fibres afférentes à la trophicité de la cornée, et les conséquences sur la cicatrisation, mais aussi de tester des composés agissant sur la préservation des fibres nerveuses et la restauration de la sensibilité cornéenne.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est la mise au point de modèles expérimentaux robustes permettant d’évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques visant à préserver ou restaurer la sensibilité et l’intégrité cornéenne après une dénervation.
Procédures
L'induction de la dénervation se fera par application d'un composé issu d'un piment la capsaïcine, connu pour insensibiliser les fibres nerveuses. Cette intervention a lieu une fois en début de l'étude, ou selon le protocole, deux fois à un jour d'intervalle, avec une concentration plus faible de produit. Dans le cas où le but sera d'étudier le retard de cicatrisation, un grattage de l'épithélium cornéen sera également pratiqué le jour de l'induction. Les examens ophtalmologiques ne sont pas invasifs et sont réalisés chez l’homme en cabinet médical en ambulatoire sans anesthésie ou sur l’animal en clinique vétérinaire. Pour notre projet, ces examens se feront pour une partie sur animaux vigiles (lampe à fente, mesure de la sensibilité cornéenne, ou mesure de production de larme) 4 fois par semaine sur une semaine. Certains examens nécessitant l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère. Ils ne dureront que quelques minutes. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par injection au niveau de l'œil, soit par administration orale, par injection sous cutanée, intraveineuse, intrapéritonéale ou intramusculaire (pour les anesthésies chez le rat). Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois par jour (en moyenne 4 fois 8 fois). Les injections de produit au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont limitées, une à deux fois par semaine. Elles sont un peu plus longues (environ 5min) et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical. Si le traitement est administré par voie orale ou intrapéritonéale, il peut être au maximum quotidien, par voie intraveineuse : au maximum 3 fois par semaine, par voie sous-cutanée : au maximum de 2 fois par jours. La durée d’une étude est 1 semaine. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal.
Impact sur les animaux
L’administration de capsaïcine est douloureuse sur un animal vigile, mais dans le projet l’animal sera anesthésié pendant la phase d’induction, pendant environ 30 min, une analgésie sera mise en place. Après cette phase de douleur, la capsaïcine induit une insensibilisation prolongée des fibres nerveuses pendant laquelle l’animal ne ressentira pas de douleur. Des traitements à base de capsaïcine existent chez l’homme pour traiter la douleur des névralgies. Si l’étude inclut l’étape d’étude la cicatrisation cornéenne le grattage de l’épithélium cornéen se fera sous anesthésie et analgésie. Les examens et administrations nécessitent une contention brève, pouvant induire un stress ponctuel de quelques minutes. Des mesures spécifiques (habituation, manipulation douce, environnement calme) seront mises en place pour limiter cet impact. Les procédures plus invasives, telles que les injections péri-oculaires ou les examens nécessitant une immobilisation prolongée, seront réalisées sous anesthésie légère afin de garantir le confort de l’animal. Ces anesthésies peuvent occasionner une gêne transitoire mais ne présentent pas de risque significatif à long terme.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, tous les animaux ayant suivi l’intégralité du protocole seront euthanasiés de manière éthique et réglementée, pour réaliser des analyses ex vivo nécessaires à la validation des résultats (analyses histologiques, dosages biochimiques, études moléculaires, etc.). Cependant, les animaux n’ayant pas été inclus dans la totalité de la procédure — estimés à environ 10 %, hors exclusions liées aux points limites — pourront être réutilisés dans d’autres protocoles expérimentaux compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement exclus en raison d’un défaut anatomique ou physiologique détecté lors des examens de baseline, notamment au niveau de l’œil, avant le début de l’induction de la pathologie. Ces individus n’auront reçu ni induction de la kératopathie, ni administration de traitement, mais auront uniquement été soumis à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère. Leur réutilisation, lorsqu’elle est possible, s’inscrit dans une démarche de réduction du nombre d’animaux utilisés, conformément aux principes des 3R, tout en garantissant le respect du bien-être animal et des exigences scientifiques.
Remplacement
L’œil est un organe sensoriel d’une grande complexité, composé de structures anatomiques et physiologiques très diverses (cornée, cristallin, rétine, nerf optique...), interagissant de manière dynamique avec leur environnement local et systémique. Il est soumis à des variations mécaniques, physicochimiques et biologiques constantes, qui influencent directement sa fonction et sa réponse aux traitements. Bien que des méthodes alternatives aient été développées ces dernières années, telles que les cultures cellulaires, les organoïdes ou les modélisations in silico, ces approches, bien qu’utiles, ne permettent pas encore de reproduire l’ensemble des interactions fonctionnelles et pharmacocinétiques observées dans un œil vivant. En particulier, elles ne permettent pas de simuler de manière fiable les effets de la dénervation sensitive, les altérations de la cicatrisation cornéenne. Dans ce contexte, le recours à un modèle animal reste actuellement indispensable pour reproduire les conditions pathologiques de dénervation cornéenne, et étudier l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches thérapeutiques dans un organisme vivant.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe a été délibérément limité afin de respecter les principes éthiques liés à l’expérimentation animale, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour permettre une analyse fiable et reproductible des résultats. Une analyse réalisée en amont de chaque série expérimentale, afin de déterminer l’effectif optimal nécessaire à la détection d’un effet significatif. Ce calcul permettra, le cas échéant, d’ajuster à la baisse le nombre d’animaux inclus dans les procédures, sans compromettre la validité scientifique des conclusions. Dans une démarche de réduction du nombre d’animaux utilisés, plusieurs stratégies seront mises en œuvre. L’utilisation de méthodes non invasives pour le suivi de la pathologie, telles que l’imagerie cornéenne en temps réel (microscopie confocale), permettra de réaliser des suivis longitudinaux sur les mêmes individus, évitant ainsi la nécessité de sacrifices à chaque point d’analyse. Lorsque cela est scientifiquement pertinent, les deux yeux d’un même animal pourront être analysés, ce qui permet de doubler les données collectées sans augmenter le nombre d’animaux. Par ailleurs, l’optimisation des protocoles expérimentaux (standardisation des conditions d’induction de la dénervation, contrôle rigoureux des paramètres environnementaux et biologiques) contribuera à limiter la variabilité interindividuelle et à maximiser la robustesse des résultats.
Raffinement
Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les animaux seront hébergés en groupe avec accès libre à la nourriture et à l’eau (ad libitum) dans des cages incluant des abris et des objets à ronger. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. L’application de capsaïcine se fera sous anesthésie, et un traitement analgésique est prévu en complément. De même si le retard de cicatrisation de l’épithélium cornéen est envisagé, les animaux seront anesthésiés et une analgésie est prévue. Si l’immobilité est requise pour un examen (confocal) une anesthésié une anesthésie légère et courte pourra être administrée pour assurer le confort et limiter le stress. Après chaque anesthésie, les animaux seront sous environnement chauffant pour prévenir l’hypothermie. Une hydratation locale sera réalisée sur les cornées jusqu’au réveil afin d’éviter les complications oculaires. Les animaux seront ensuite replacés dans leur environnement habituel pour réduire le stress post-manipulation.
Choix des espèces
Les espèces sélectionnées pour ce projet, le rat et la souris, présentent des caractéristiques anatomiques, physiologiques et métaboliques bien documentées dans la littérature scientifique, ce qui facilite l’extrapolation des résultats vers l’humain, notamment dans le contexte des pathologies cornéennes avec altération des fibres nerveuse. Ces deux espèces sont couramment utilisées dans les modèles expérimentaux validés de dénervation cornéenne et de régénération nerveuse, et leur emploi repose sur une expérience étendue au sein de la communauté scientifique. Leur utilisation permet une grande flexibilité expérimentale, notamment en termes de suivi longitudinal, d’imagerie cornéenne et de quantification des marqueurs moléculaires. Les animaux utilisés dans ce projet seront des jeunes adultes, âgés d’au minimum 6 semaines pour les rats et d’environ 5 à 6 semaines pour les souris, correspondant à une maturité fonctionnelle et physiologique des structures cornéennes et nerveuses Ce stade de développement garantit une réponse cohérente aux protocoles d’induction de la pathologie, ainsi qu’une meilleure reproductibilité des résultats. Le choix de cette tranche d’âge permet également d’éviter les biais liés à la croissance ou à la sénescence, tout en assurant une bonne tolérance aux procédures expérimentales.