Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
Evaluation d’efficacité de transduction d’un plasmide dans le muscle de souris déficientes en dysferline grâce aux ultrasons focalisés
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Objectifs
Les dysferlinopathies sont un groupe de maladies musculaires rares et héréditaires caractérisées par des mutations dans un gène impliqué dans la réparation des fibres musculaires, ce qui entraîne une altération de cette fonction. Les atteintes cliniques dans les dysferlinopathies incluent généralement une faiblesse musculaire progressive qui affecte principalement les muscles des membres ; en particulier les épaules, les hanches et les cuisses. Les patients présentent aussi avec l’évolution de la maladie une perte de la force et de la fonction musculaire ce qui entraîne des difficultés à effectuer des activités quotidiennes telles que monter les escaliers, se lever d'une chaise, ou porter des objets lourds. Ces atteintes cliniques peuvent varier en gravité d'un individu à l'autre. Les souris ayant une mutation dans ce gène présentent une atteinte musculaire très progressive avec un impact clinique pour l'animal au-delà de 13 mois. Notre objectif est donc de délivrer le gène entier dans le muscle squelettique des souris. Ce gène étant trop grand pour passer les membranes, nous allons utiliser la technique de FUS (ultrasons focalisés) pour permettre à l'ADN de rentrer dans les cellules musculaires murines. En effet, des microbulles de gaz seront injectées dans la circulation sanguine et grâce aux ultrasons focalisés, ces microbulles vont s’agiter et provoquer un effet de cavitation qui va permettre l’ouverture des barrières biologiques. Au cours de tests préliminaires, nous avons démontré l’efficacité des ultrasons focalisés pour le passage de molécules à travers les membranes des fibres musculaires. Ce nouveau projet a pour objectif de tester l'efficacité de délivrance de notre gène à l’aide du FUS dans un modèle de souris déficient ; le but final étant de développer une thérapie génique efficace et sûre.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce travail seront principalement pour les patients atteints de ce type de myopathie. En effet si notre hypothèse s’avère valide, la thérapie par remplacement de gène entier va pouvoir éviter la dégénérescence des fibres musculaires et réduire l’inflammation observée chez les patients ainsi que d’améliorer potentiellement d’autres phénotypes métaboliques sans utiliser de vecteur viral.
Procédures
Les animaux seront soumis à une anesthésie d’environ 10 minutes afin de procéder aux deux injections et à l'application des ultrasons focalisés.
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés au cours de ce projet vont développer une atteinte musculaire progressive ayant surtout un impact histologique puisqu'aucun animal ne sera gardé au-delà de l'âge auquel la myopathie clinique se déclare. Malgré l'anesthésie gazeuse, les souris pourraient ressentir des douleurs suite à la procédure comprenant deux injections.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l'issue des procédures afin de récupérer les organes qui seront analysés d'un point de vue histologique et moléculaire.
Remplacement
Les techniques in vitro ne peuvent être utilisées qu’afin de voir un effet à l’échelle cellulaire de l’administration de la dysferline entière. L’efficacité de transduction de la dysferline entière dans le muscle squelettique grâce à la technique des ultrasons focalisés ne peut être explorée que sur des modèles vivants. Les premières étapes de notre projet ont démontré que cette approche était fonctionnelle ; nous devons maintenant étendre cette étude à des injections dans le muscle. Malheureusement, l’approche envisagée ne peut éviter un essai sur un modèle in vivo.
Réduction
Afin de réduire au strict minimum le nombre d’animaux utilisés dans notre projet, nous utilisons une approche statistique qui nous permet de conclure qu'au moins 4 souris par groupe sont nécessaires. Afin de faire face à d’éventuelles pertes d’animaux ou incidents techniques, nous avons augmenté ce nombre de 15% ; nous arrivons donc à un total de 5 souris par groupe, soit au total 30 souris (15 pour la première phase et 15 pour la deuxième). En prenant en compte les souris pour l’élevage (procédure 1), ce nombre atteint 78 souris.
Raffinement
Dès la naissance des animaux dans notre établissement utilisateur, nous porterons une attention au bien-être animal. Les animaux seront hébergés par groupe de 3 à 5 avant d’entrer en procédure. L’environnement sera enrichi en fonction des préférences des animaux à l’aide de bandelettes de kraft, de dômes en carton et/ou de buchettes de bois. La manipulation des animaux sera faite par des personnes compétentes et sensibilisées à la contention low stress. Le modèle que nous allons utiliser a été caractérisé d’un point de vue phénotypique et connaissant l’âge d’apparition des signes de souffrance ou de détresse qui est très tardif, nous étudierons les animaux avant l’apparition des phénotypes dommageables. Pendant la procédure qui se fera sous anesthésie gazeuse, nous appliquerons un anesthésique local en collyre avant l'injection retro-orbitale. Les points limites nous permettront de limiter au strict minimum l’apparition de souffrance.
Choix des espèces
L’anatomie et la fonction des muscles squelettiques sont proches des muscles humains. Les souris génétiquement modifiées sont de bons modèles d’étude des atteintes du système neuromusculaire, de leurs physiopathologies et de leurs causes génétiques. Afin d'étudier l'évolution naturelle de la pathologie, les animaux seront étudiés de l'âge de 1 mois jusqu'à l'âge de 4 mois (3 mois post-injections).
Etude du remodelage du muscle bronchique dans un modèle d’asthme pédiatrique chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Objectifs
La mise en place du remodelage du muscle lisse bronchique (MLB) dans l’asthme pédiatrique sont méconnus. Pourtant, l’augmentation de la taille du MLB chez les enfants asthmatiques est associé à la sévérité de la maladie. Nos travaux, réalisés in vitro à partir de cellules MLB de patients enfants asthmatiques, nous ont permis d’identifier le rôle clé du métabolisme énergétique dans l’hyperprolifération de ces cellules. Nos travaux chez l’homme ne permettent pas d’analyser complètement les mécanismes de prolifération des cellules MLB in vivo. Afin d’étudier le rôle du MLB dans l’asthme pédiatrique, nous souhaitons utiliser un modèle murin d’asthme. Ce modèle est particulièrement pertinent, car il permet de combiner l’exposition de deux aérocontaminants impliqués dans la sévérité de la maladie chez l’Homme. Les objectifs du projet sont donc les suivants : 1) Mettre en place un modèle d’asthme pédiatrique qui permettra d’évaluer le remodelage du MLB in vivo. 2) Interférer avec le développement du MLB en traitant les animaux avec des molécules d’intérêt thérapeutique.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif d’étudier in vivo les mécanismes de mise en place du remodelage du MLB. L’équipe de recherche travaille déjà in vitro en utilisant des cellules de patients pédiatriques asthmatiques mais l’asthme est une maladie mettant en jeu différents types cellulaires (cellules épithéliales, cellules MLB et cellules inflammatoires) qui ne peuvent à ce jour pas être étudier in vitro. Le modèle murin apparaît donc comme indispensable à la compréhension des mécanismes cellulaires. Le projet permettra également de tester des molécules d’intérêts thérapeutiques, mis en évidence sur les cellules de patients pédiatriques asthmatiques et de tester leur efficacité in vivo sur le remodelage du MLB.
Procédures
Les animaux seront soumis à des instillations nasales (IN) sous sédation à l’isoflurane (7 IN d’une durée de moins de 2 minutes) et certains animaux à des injections intrapéritonéales (IP) (14 IP). Pour les mesures terminales de mesure des paramètres respiratoires, ces expérimentations seront faites par la méthode de trachéotomie sur les animaux anesthésiés. Il n’y a pas de réveil après les mesures des paramètres respiratoires qui durent environ dix minutes.
Impact sur les animaux
Nous avons identifié 3 nuisances attendues potentielles : 1) Les souriceaux seront manipulés très jeunes, il y a donc un risque de rejet après manipulation des animaux par les mères. 2) L’administration de molécule liquide en instillation nasale chez les souriceaux pourraient conduire à une fausse route / étouffement. 3) Le refroidissement des animaux pendant les manipulations d’instillation nasale et injection intrapéritonéale. En revanche, nous ne nous attendons pas à observer de nuisance particulière liée à la création du modèle d’asthme pédiatrique. La collaboration scientifique menée à Gent a permis de montrer qu’il n’y a pas de mortalité suite à ce protocole ni de modification du comportement ni stress ou perte de poids, il n’y a donc pas d’incidence sur le bien-être animal. Les allergènes utilisés dans le cadre du protocole ne sont pas des molécules toxiques pour l’animal, elles permettent uniquement de développer la maladie asthmatique dont la symptomatologie est sans conséquence sur le bien-être animal.
Devenir
A la fin du protocole d’asthme, chaque animal sera utilisé pour analyser la fonction respiratoire, l’inflammation et le remodelage du MLB. Une fois mis à mort, les organes d’intérêt seront également prélevés ex vivo pour des analyses notamment d’immunofluorescence.
Remplacement
L’asthme est une maladie complexe mettant en jeu différents types cellulaires qui ne peuvent pas être étudiés in vitro. Le modèle murin d’asthme pédiatrique permettra d’élucider les mécanismes complexes conduisant au remodelage du MLB. Parallèlement à ce protocole in vivo, des études in vitro sur les cellules de patients pédiatriques asthmatiques pourront être réalisées afin de valider les observations réalisées chez les animaux.
Réduction
Chaque protocole nécessite la comparaison de plusieurs paramètres de la fonction respiratoire et ce entre différents groupes de souriceaux exposées à différents traitements. Notre but est de réduire au maximum le nombre d’animaux par expérience tout en conservant la significativité des résultats. Chaque groupe de souris doit être composé de 12 souriceaux minimums afin de mettre en évidence une différence significative entre les groupes sur les différents paramètres analysés notamment la résistance bronchique. Le nombre d'animaux a été déterminé par une approche statistique. Les expériences seront répétées trois fois afin de s’assurer de leur reproductibilité et de s’assurer d’un éventuel effet bénéfique d’une molécule thérapeutique. De plus, se souciant de réduire le nombre des animaux en expérimentation, après la mise à mort, nous réaliserons de multiples études ex vivo sur différents organes.
Raffinement
Un suivi quotidien sera réalisé par des personnes formées, compétentes et soucieuses du bien-être animal, basées notamment sur l’apparence physique externe, la prise de poids et le comportement des animaux. Ces contrôles permettent de repérer tout animal en souffrance, d’en avertir le responsable du projet et de prendre les mesures appropriées. Afin d’éviter toute souffrance, les animaux seront anesthésiés et analgésiés si nécessaire en fonction de l’évaluation de l’état des animaux par rapport aux points limites. Nous avons identifié 3 nuisances attendues potentielles : 1) Les souriceaux seront manipulés très jeunes, il y a donc un risque de rejet après manipulation des animaux par les mères. Pour éviter cela, on limitera au maximum le nombre d’expérimentateur au cours du protocole et ils veilleront à toucher la sciure de la cage avant manipulation des animaux. 2) L’administration de molécule liquide en instillation nasale chez les souriceaux pourraient conduire à une fausse route / étouffement. Pour éviter cela, l’administration des molécules sera réalisée sous sédation à l’isoflurane avec un volume d’injection réduit au maximum. Le choix d’un volume minimal associé à la bonne gestion de la profondeur de l’anesthésie gazeuse permettra de réduire considérablement un éventuel risque de fausse route. 3) Le refroidissement des animaux pendant les manipulations d’instillation nasale et injection intrapéritonéale. Pour éviter cela, l’expérimentateur placera la boite d’induction d’isoflurane sous un tapis chauffant pour maintenir les animaux à la bonne température. De plus, le procédé est très cours, moins de 2 minutes avec l’induction de l’anesthésie gazeuse comprise. Les souriceaux seront surveillés par des expérimentateurs qui ont l’habitude des protocoles murins d’asthme jusqu’à leur réveil.
Choix des espèces
La souris est l’espèce la plus classiquement utilisée pour l’étude de l’asthme. L’asthme est une maladie touchant différents composants, qui interagissent de façon étroite, tels que le muscle lisse bronchique, l’épithélium bronchique et les cellules inflammatoires. Il n’existe pour l’instant pas de système in vitro permettant de faire coexister ces différents types cellulaires. Par ailleurs, nos travaux chez l’homme montrent une augmentation de la prolifération des cellules musculaires lisses bronchique chez les patients enfants asthmatiques. Grâce à un modèle de souris pédiatrique asthmatique et l’utilisation de molécules thérapeutiques, nous pouvons envisager une meilleure compréhension des phénomènes qui permettent le remodelage du MLB. De plus, le stade de maturation pulmonaire des souriceaux correspond à la catégorie asthme de l’enfant pré-solaire. Au total, le modèle murin apparaît donc comme un modèle indispensable pour évaluer les mécanismes du remodelage du MLB dans l’asthme pédiatrique et pour identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.
Analyse in vivo de l’altération des propriétés cicatricielles des cellules souches musculaires chez les patients atteints d’ischémie des membres inférieurs et développement de nouvelles approches de thérapie cellulaire
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
L’ischémie chronique des membres inférieurs est la forme la plus grave de maladie vasculaires périphérique.s Elle est associée à une faiblesse et des douleurs musculaires qui ne peuvent s'expliquer uniquement par une réduction du flux sanguin. Le muscle squelettique adulte possède une forte capacité de régénération grâce à des cellules souches musculaires résidentes. Leur fonction réparatrice est étroitement régulée par leur environnement. Plusieurs études ont montré l’existence d’interactions entre les cellules souches musculaires et les cellules vasculaires environnantes lors de la réparation du muscle squelettique. Les signaux contrôlant ces interactions dans le contexte de l'ischémie des membres inférieurs ne sont pas connus. De même, les mécanismes du remodelage tissulaire et la contribution des cellules souches musculaires au développement des lésions musculaires post-ischémiques restent peu explorés. Nous avons observé qu’une exposition chronique à un faible taux d’oxygène altère la fonction des cellules souches musculaires et par conséquent la régénération musculaire chez la souris. Étant donné l'importance du tissu musculaire comme support biomécanique et biologique de la revascularisation, une altération fonctionnelle des cellules souches musculaires pourrait participer à l'aggravation des lésions musculaires et au défaut de perfusion des membres inférieurs chez les patients atteints d’ischémie des membres inférieurs. Dans ce contexte, nos objectifs sont 1) de caractériser l’altération des propriétés cicatricielles des cellules souches musculaires issues de patients atteints d'ischémie des membres inférieurs in vivo, et 2) d’évaluer le bénéfice thérapeutique de la restauration d’un tissu musculaire viable par des approches de thérapie cellulaire associant des cellules souches musculaires humaines de muscle sain et des biomatériaux innovants, sur la revascularisation et la régénération des membres ischémiés in vivo.
Bénéfices attendus
Ce travail offrira une meilleure compréhension des mécanismes responsables des lésions musculaires post-ischémiques chez les patients et offrira une nouvelle approche de thérapie cellulaire innovante pour le traitement de l'ischémie des membres inférieurs, en fournissant un support biomécanique favorable à la revascularisation des muscles ischémiés chez les patients.
Procédures
Les procédures invasives sur animal anesthésié sont au nombre de quatre : 1. Injection d'une toxine dans le muscle de la patte sur animal anesthésié (1 fois, durée : 10 min) 2. Modèle de lésion musculaire par injection d'une toxine dans le Tibialis Anterior sur animal anesthésié (1 fois, durée : 10 min) 3. Modèle de lésion musculaire par ligature de l'artère fémorale (modèle d’ischémie des membres inférieurs) sur animal anesthésié (1 fois, durée : 20 min) 4. Injection de cellules souches musculaires humaines associées ou non à un biomatériaux dans le Tibialis Anterior sur animal anesthésié (1 fois, durée : 10 min). Les procédures non invasives sur animal anesthésié sont au nombre de une : irradiation des pattes postérieures de la souris sur animal anesthésié (1 fois, durée : 20 min)
Impact sur les animaux
Les nuisances et effets indésirables sont ceux liés à la contention/manipulation des animaux pouvant engendrer du stress ou ceux liés à la récupération post-irradiation ou post-chirurgie (modèle de lésion musculaire) ; pouvant conduire à une perte de poids dans les 24 premières heures (10%), une altération de leur apparence physique (manque de toilettage, poil ébouriffé, paupière fermée, posture anormale) ou un comportement anormal (mobilité réduite). De notre expérience, les signes de souffrance interviennent dans les 24h suivant l’induction des lésions musculaires (que ce soit par un agent chimique ou à la suite de la ligature de l’artère fémorale) mais ne perdurent généralement pas au-delà. De même, aucun signe de souffrance n'est observé chez des animaux qui ont subi une irradiation que des pattes postérieures (la moelle osseuse étant parfaitement conservée).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin des deux procédures afin de permettre les analyses histologiques et moléculaires nécessaires pour répondre à notre question biologique.
Remplacement
Afin de caractériser l’atteinte des capacités régénératrices des cellules souches musculaires (MuSCs) issues de patients atteints d’ischémie critique des membres inférieurs (ICMI) comparativement à des patients contrôles, des expériences de culture cellulaire seront menées indépendamment, afin de tester in vitro leur capacité de prolifération, de différenciation et de fusion. Mais pour répondre à notre question biologique, le remplacement total par de la culture cellulaire n'est pas envisageable. En effet, les modèles in vitro ne rendent pas compte de l'immense complexité des interactions physiopathologiques qui existent entre les populations cellulaires au sein d’un organisme ou d’un tissu entier et notamment entre les MuSCs et les cellules vasculaires. Notamment, l'utilisation de modèles animaux reste essentielle pour mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques impliqués dans l’ICMI et pour tester de nouvelles approches thérapeutiques innovantes dans le muscle ischémié. Enfin, la souris est le modèle de choix en raison des similitudes des systèmes de réparation du muscle squelettique humain. Ainsi, le modèle de ligature de l’artère fémorale permet de reproduire les lésions ischémiques retrouvées chez les patients atteints d’ICMI, offrant une pertinence clinique pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques dans cette pathologie.
Réduction
Nous allons réduire le nombre d'animaux grâce à l'utilisation de tests statistiques appropriés et grâce à l’utilisation de la patte opposée non injectée que nous utiliserons comme contrôle sans lésion. Nos expériences dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=10 animaux par groupe expérimental et par temps sont nécessaires pour les analyses histologiques et moléculaires compte tenu de la variabilité inter-individuelle dans nos deux modèles chirurgicaux de régénération musculaire.
Raffinement
Les animaux importés qui arriveront de la zone d’élevage à la zone expérimentale sont laissés en acclimatation une semaine avant toute manipulation. Pour raffiner, la souffrance des souris sera réduite en utilisant des sédatifs et analgésiques. Pour les modèles chirurgicaux, les souris seront anesthésiées et des injections d’antidouleurs seront faites en pré- et post-opératoire afin de limiter la douleur. Les animaux seront examinés de façon biquotidienne pendant les 5 premières jours suivant la lésion musculaire afin de vérifier leur état général de santé et établir la grille de score des points limites. En cas des signes de souffrance déinfis par la grille de score des points limites, des mesures graduées et adaptées (analgésie, mise à mort compassionnelle, ...) seront prises. La qualité de l'élevage est améliorée en enrichissant les cages expérimentales avec des bâtons à ronger, des éléments permettant la nidification (papiers, maison en carton) ainsi qu’un accès illimité à la nourriture et à l’eau de boisson.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix car la physiologie et la réparation post-lésionnelle du muscle squelettique est proche de celle de l’Homme. Elle a également l’avantage indéniable de permettre l’utilisation des souris génétiquement modifiées rendant possible la greffe de cellules d’origine humaine et permettant en déplétant les MuSCs de l’hôte de tester l’efficacité d’une thérapie cellulaire à base de MuSCs humaines sur la revascularisation et la réparation musculaire dans un modèle murin d’ICMI. La souris offre également l'avantage d'être de petite taille et de limiter ainsi le nombre de cellules humaines à greffer in vivo. Nous utiliserons des animaux jeunes adultes de 7 à 10 semaines. A ce stade, les muscles sont parfaitement formés et les cellules souches musculaires résident en périphérie de la fibre musculaire à l’état de repos. Nous maitrisons les modèles chirurgicaux de lésion musculaire pour lesquels nous n’avons aucune mortalité post-opératoire. Enfin, nous maitrisons les outils permettant les évaluations structurelles et moléculaires du muscle squelettique et le suivi des MuSCs humaines greffées chez la souris.
étude du role du métabolisme du glucose dans la croissance du muscle chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
La perte de masse musculaire est une caractéristique commune à de nombreuses maladies, altérant l’autonomie, la qualité de vie et la survie des patients. Les exercices de musculation sont efficaces pour prévenir cette perte, cependant, plusieurs pathologies sont associées à une moindre prise de masse musculaire induite par l’exercice, ce qui complique la prise en charge des patients. L’identification des facteurs impliqués dans la résistance musculaire à la prise de masse est une étape essentielle pour le développement de thérapies adaptées. Le contrôle de la masse musculaire dépend fortement de l’énergie disponible dans l’organisme. La prise de masse musculaire en réponse à un entraînement physique induit une augmentation d’environ dix fois de la consommation de glucose par le muscle, ce qui souligne l’importance de l’apport énergétique durant la croissance musculaire. Cette augmentation de l’absorption du glucose suggère que son utilisation par le muscle influence directement la croissance musculaire. Cependant, le rôle précis de la consommation musculaire de glucose lors de cette croissance reste encore mal compris. La détermination de l’impact des apports énergétiques sur la prise de masse musculaire constitue un domaine de recherche prometteur qui permettra de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents à la croissance musculaire. Ce projet vise à identifier les mécanismes cellulaires responsables de l’adaptation musculaire, en se concentrant plus particulièrement sur les voies de production d’énergie au sein des cellules musculaires
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans l'insensibilité aux effets de l’exercice physique observée chez de nombreux patients (obèses et âgés notamment). Ce projet pourrait donc permettre d’améliorer la prise en charge des patients et d’améliorer leur qualité de vie.
Procédures
Quarante-huit animaux seront soumis à un prélèvement peu douloureux au bout de la queue afin de déterminer, par analyse génétique, leur aptitude à participer à l’étude. Ces 48 animaux recevront une injection quotidienne (piqûre de 2 secondes) pendant 5 jours. Ils recevront également une injection de sédatif et d’analgésique (piqûre de 2 secondes) avant l’opération, puis une injection d’un autre analgésique immédiatement après celle-ci (piqûre de 2 secondes). Une fois endormis et sous analgésie, les animaux subiront une intervention chirurgicale (10 minutes). Les animaux des mêmes groupes effectueront une prise de masse musculaire par surcharge des muscles, ces derniers étant alors seuls responsables du travail mécanique de la marche pendant 21 jours, simplement par déambulation libre dans la cage. Seize animaux recevront un traitement par une molécule réduisant la production d’énergie à partir des sucres pendant ces 21 jours (cette molécule sera diluée dans l’eau de boisson et ne nécessitera aucune manipulation supplémentaire). Huit animaux seront traités avec un activateur de la production d’énergie, sous forme d’une injection quotidienne (piqûre de 2 secondes) pendant 21 jours. Enfin, huit animaux subiront un prélèvement peu douloureux au bout de la queue pour obtenir une goutte de sang destinée à mesurer la glycémie.
Impact sur les animaux
Les animaux opérés pourront ressentir des douleurs légères et de l’inconfort liées à l’opération, la surcharge du muscle ainsi qu’à l’inflammation les jours suivant l’opération. Les autres effets indésirables sont la fatigue induite pas l’inhibition de la production d'énergie et de potentielles hypoglycémies provoquées par l’activateur de la production d'énergie.
Devenir
Pour mener notre une étude et identifier les mécanismes impliqués dans la réponse à la croissance du muscle, nous devons prélever le muscle plantaire et réaliser des analyses moléculaires à l’issue de la procédure. Cela nécessite de mettre à mort les animaux en fin de projet.
Remplacement
Cette étude ne peut être conduite que chez l'animal car il n’y a pas de modèles alternatifs pour l’étude du muscle à maturité. Cependant, toutes les études visant à déterminer les mécanismes cellulaires impactés par l'utilisation des sucres par les cellules musculaires seront ralisées sur lignée cellulaires.
Réduction
Pour réduire le nombre d’animaux nous analiseront les deux pattes des animaux réduisant de moitier le nombre d’individus nécessaire. La quantité de tissu prélevable pour ce genre d’expérimentation est faible ; pour éviter d’augmenter le nombre de souris nécessaires pour identifier les mécanismes cellulaires d’un côté et analyser la prise de masse du muscle de l’autre, nous réaliseront les études des mécanismes cellulaires sur des cultures cellulaires.
Raffinement
Les groupes contrôles ne seront pas incisés pour éviter les souffrances inutiles. Les souris sont opérées sous anesthésiant, analgésique et hypnotique, les muscles dont le tendon aura été sectionné ne sont pas enlevés de la loge (pas de retrait du muscle), cela réduit un peu les effets de prise de masse mais réduit la lourdeur de l’opération (plus petite incision et moins d’inflammation) et donc l’ampleur des douleurs et gènes post opératoire. Les souris sont placées sur un plateau chauffant (37°C) pendant la période de réveil post opératoire. Un gel hydraté (hydrogel) est placé dans la cage des souris et la nourriture est mise au sol la semaine suivant l’opération pour faciliter l’accès à l’hydratation et à l’alimentation. Les souris sont surveillées (apathie, toiletage, expression faciale et poids) pendant les 3 premiers jours post opératoirse. Une perte de poids de plus de 20% ou une apathie chronique (3jours) conduira à la mise à mort de l’animal de façon anticipée.
Choix des espèces
Les conditions d’hypertrophie du muscle chez l’humain que nous souhaitons étudier plus précisément sont bien reproductibles dans le modèle souris. De plus, nous utiliserons des modèles génétiquement modifiés qui n’existent que chez la souris. Les animaux seront utilisés au stade adulte afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé.
Imagerie non invasive de l’inflammation lors d’une myocardite chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
Objectifs
Le terme de « cardiomyopathies inflammatoires » regroupe un ensemble de pathologies qui toutes sont caractérisées par une inflammation du muscle cardiaque. Cependant, malgré ce point commun, la prise en charge des patients diffère fortement en fonction de la nature de la maladie. Il est donc essentiel, en pratique clinique, de diagnostiquer la présence d’un site inflammatoire dans le cœur, puis de réaliser un prélèvement (biospie) à ce site pour déterminer la nature de la maladie. En pratique, il reste difficile de localiser le site inflammatoire avec l’ agent d’imagerie de référence, car il peut également se fixer de manière non spécifique dans le cœur sain. L’objectif de ce projet est de résoudre ce problème grâce à un nouvel agent d'imagerie de l'inflammation offrant un meilleur signal. Il fera l’objet d’une évaluation pour cette application en réalisant de l’imagerie sur un modèle de souris d’inflammation du cœur.
Bénéfices attendus
L’agent d’imagerie de l’inflammation qui va être évalué est en cours d’évaluation clinique dans une autre indication. L’objectif ici sont donc de déterminer s’il permet également la visualisation de l’inflammation du muscle cardiaque . S’il est validé pour cette nouvelle application, il pourra être utilisé dans le cadre de la pratique clinique pour diagnostiquer cette inflammation et pour guider les prélèvements. Cela permettra également de disposer d’un outil de recherche pour tester de manière non invasive des traitements ciblant la réponse inflammatoire.
Procédures
Les animaux subiront une unique procédure incluant l’induction de l’inflammation du muscle cardiaque (myocardite) (réalisée via 2 injections en sous-cutané au temps initial et à 7 jours) et son suivie par imagerie. A différents temps (de 0 à 3 semaines suivant l’induction de la myocardite) les animaux recevront une injection intraveineuse d’un agent d’imagerie suivi d’une anesthésie volatile de courte durée (
Impact sur les animaux
Cette procédure a été classée en modérée car l’induction de la maladie peut être une source de stress et de douleurs pour l’animal. Un stress léger lié aux injections peut également survenir.
Devenir
A l’issue de la procédure les animaux seront mis à mort. En effet, des analyses post-mortem seront nécessaires pour caractériser la réponse inflammatoire et la distribution de l’agent d’imagerie à une échelle cellulaire et tissulaire.
Remplacement
La réponse inflammatoire lors d’une myocardite ne peut être évaluée qu’in vivo. Toutefois, l’agent d’imagerie a été préalablement entièrement caractérisé et validé in vitro sur protéine et sur cellules. Sa spécificité et sa sensibilité pour lier sa cible ont ainsi été préalablement démontrées in vitro.
Réduction
Le design de l’étude a été conçu de sorte à réduire le nombre d’animaux. Ainsi, dans un premier temps un suivi longitudinal sera réalisé afin de restreindre l’étude aux seuls temps pertinents.
Raffinement
Des points limites adaptés au modèle permettront de réduire le stress et la souffrance. L’imagerie sera réalisée sous anesthésie volatile.
Choix des espèces
La souris constitue un modèle de référence pour l’étude des de la myocardite. L’agent d’imagerie reconnait la protéine humaine impliquée dans l’inflammation, mais également la protéine de souris. De ce fait l’espèce retenue est la souris. Des souris adultes seront utilisées afin de se rapprocher du contexte clinique.
Evaluation non-invasive par Résonance Magnétique Nucléaire des altérations histopathologiques des muscles squelettiques dans des modèles murins
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Ce projet répond à un besoin critique en médecine : disposer de mesures objectives pour suivre la progression des maladies neuromusculaires (NMDs) et fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques. Bien que les biopsies musculaires soient largement utilisées pour la caractérisation des NMDs, elles sont invasives, non répétables en clinique et limitées par l’hétérogénéité de l’atteinte musculaire dans ces maladies. Dans ce contexte, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) offre un moyen non invasif d’évaluer régulièrement l’état des muscles dans leur ensemble. Plus spécifiquement, pour les études cliniques, l’IRM de la fraction de graisse est devenue un biomarqueur incontournable pour caractériser l’évolution de la dégénérescence musculaire et son remplacement par du tissu graisseux. Cependant, il existe un besoin urgent de développer une mesure plus anticipative, capable d’évaluer les modifications tissulaires précoces précédant le remplacement graisseux.
Bénéfices attendus
Les maladies neuromusculaires (NMDs) et la sarcopénie sont des affections gravement débilitantes qui impactent profondément la qualité de vie des patients et de leurs proches, tout en imposant un lourd fardeau au système de santé publique. L'absence de mesures objectives permettant de suivre la progression naturelle de ces maladies et de fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques freine le développement thérapeutique. Le développement d'une méthode alternative à la biopsie musculaire, capable de caractériser les altérations microstructurales des muscles dans leur intégralité et de manière répétée, représenterait une avancée significative. Une telle approche améliorerait considérablement la compréhension de la progression des maladies et renforcerait notre capacité à évaluer l'efficacité des traitements. Cette innovation mènerait à une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents au développement des maladies, à des stratégies thérapeutiques optimisées et, in fine, à une amélioration notable des soins et de la qualité de vie des patients.
Procédures
Trois lots de souris subiront plusieurs examens identiques d’IRM des membres postérieurs. Chaque examen a une durée maximale d’environ 2 heures. Au terme de leur dernier examen, chaque animal sera euthanasié afin de permettre des prélèvements histologiques musculaires sur les membres postérieurs. Le premier lot servira à établir les valeurs de référence et la précision des différentes métriques d’IRM et d’histologie. Les souris de ce lot subiront trois examens d’IRM espacés d’au moins une semaine. Pendant chaque examen, les souris seront anesthésiées avec un gaz afin d’éviter tout stress ou mouvement, et de garantir leur confort. Leur respiration sera surveillée en continu, et des soins seront apportés pour éviter tout dessèchement oculaire lié à l’anesthésie. Les animaux seront installés confortablement sur le dos, les pattes maintenues délicatement pour assurer des images de bonne qualité. L’examen est totalement indolore et non invasif. Il permet de collecter des données précises sur les muscles des pattes arrière, sans aucune chirurgie. Le deuxième lot de souris, réparties en six groupes, subira deux examens d’IRM. Après le premier examen, qui servira de valeur de référence (Baseline), une lésion musculaire localisée sera induite, sous anesthésie, sur l’un des membres postérieurs. Cette intervention dure moins de 15 minutes. Un analgésique prophylactique sera administré avant la lésion afin de minimiser la douleur et l’inconfort des animaux après l’intervention. Ensuite, chacun des six groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle différent après lésion (24 heures, 48 heures, 4 jours, 7 jours, 12 jours et 1 mois). Le troisième lot de souris, réparties en cinq groupes, subira également deux examens d’IRM. Après le premier examen de référence, un des membres postérieurs de chaque souris sera immobilisé à l’aide d’un plâtre, sous anesthésie. Cette intervention dure moins de 20 minutes. Ensuite, chacun des cinq groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle post-immobilisation différent (4 jours, 7 jours, 10 jours, 14 jours et 21 jours). Le plâtre sera retiré avant l’examen. De manière générale, pour les groupes soumis à une immobilisation prolongée, le plâtre sera retiré périodiquement, sous anesthésie, pour inspection, hygiène et, si nécessaire, soins du membre immobilisé, puis remis immédiatement. En cas de signes de douleur, un analgésique sera administré une fois par jour.
Impact sur les animaux
Un examen d’imagerie par resonance magnétique (IRM) in vivo nécessite l’immobilisation du sujet pendant la durée de l’examen. Dans ce projet, cela est accompli en réalisant les examens sous anesthésie générale. Cet examen est non-invasif, atraumatique et sans douleurs. La seule nuisance associée à cette procédure une légère diminution du rythme respiratoire, accompagnée d’une légère baisse de la température corporelle pendant la durée de l’examen (moins de 2 heures), attribuable à l’anesthésie. Dans un lot de souris, une lésion musculaire unilatérale sera induite sous anesthésie dans un des membres postérieurs des animaux. Cette lésion peut provoquer de la douleur et une légère réduction de la mobilité pendant les 4-7 jours suivant la lésion, avec un pic inflammatoire observé autour du 4ᵉ jour. Une régénération complète du muscle est prévue un mois après la lésion. Dans un autre lot de souris, l’immobilisation d’un des membres postérieurs à l’aide d’un plâtre entraînera une diminution modérée de la mobilité. Cette immobilisation sera réalisée sous anesthésie générale et induira un processus d’atrophie musculaire dans le membre concerné. Les souris pourraient également ressentir du stress en raison de l’inconfort causé par le plâtre et par la restriction de leurs mouvements naturels. De plus, une irritation cutanée sous le plâtre pourrait survenir.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure expérimentale afin de permettre des prélèvements musculaires sur les membres postérieurs pour des analyses histologiques.
Remplacement
Les techniques développées dans ce projet ont pour objectif final l’imagerie quantitative in vivo. Des processus physiologiques tels que les échanges compartimentaux (intracellulaire, interstitiel, vasculaire) et la perfusion tissulaire influencent significativement le signal de RMN et, par conséquent, le modèle biophysique à établir. À ce jour, aucun substitut synthétique ne permet de reproduire fidèlement les caractéristiques du tissu musculaire vivant, ce qui nous contraint à recourir à l’expérimentation animale dans le cadre de ce projet.
Réduction
L’imagerie par résonance magnétique (IRM) permet d’obtenir de nombreuses informations différentes sur les muscles, à partir d’un seul examen. Comme cet examen est non invasif et sans douleur, il peut être répété plusieurs fois sur le même animal sans effet nocif. Cela permet de suivre l’évolution des tissus dans le temps tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires à l’étude. Pour cette étude, un total de 120 animaux sera utilisé, répartis en 12 groupes de 10 souris. Ce nombre a été déterminé grâce à un calcul préalable (calcul de puissance) afin de garantir que les résultats obtenus soient fiables et statistiquement significatifs. En effet, il est important d’utiliser un nombre suffisant d’animaux pour pouvoir identifier clairement les effets étudiés, tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. Des analyses statistiques seront nécessaires pour interpréter correctement les résultats. Elles permettront notamment d’évaluer la fiabilité des mesures IRM, de déterminer si les changements observés dans les muscles sont significatifs, et de comparer les résultats obtenus par IRM avec ceux observés au microscope après prélèvement.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages ventilées, de fond plat avec de la litière de contact et bénéficiant d’un environnement enrichi avec du papier absorbant et des tubes en carton pour la construction de nids. Les animaux bénéficiéront également d’une période d’acclimatation d’au moins 10 jours. Les examens IRM se dérouleront sous anesthésie générale afin de garantir l’immobilité des animaux pendant les acquisitions et de minimiser leur stress. Afin de prévenir le dessèchement de la cornée et d’assurer le bien-être des animaux pendant les examens prolongés sous anesthésie, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux des souris dès l’induction de l’anesthésie. La température corporelle sera maintenue à environ 38 degrés Celsius à l’aide d’un tapis chauffant, et la fréquence respiratoire surveillée en continu. Pour le lot de souris subissant une lésion musculaire localisé, un analgésique prophylactique sera administré pour minimiser la douleur et l’inconfort post-lésion. Les animaux dont un membre postérieur est immobilisé par un plâtre seront surveillés quotidiennement. Le plâtre sera conçu de manière à laisser les orteils de la patte immobilisée visibles, permettant ainsi de détecter rapidement tout signe d’inconfort ou de complication. Une attention particulière sera portée aux signes tels qu’un grattage excessif du membre immobilisé, des irritations cutanées, des blessures dans la partie proximale du membre, ou une coloration anormale des orteils. Le plâtre sera retiré au moins une fois à chaque 7 jours, sous anesthésie, afin de garantir l’hygiène de la patte et d’évaluer son état. En cas de blessure superficielle, la zone sera désinfectée et un pansement appliqué. Si des signes de douleur sont observés, un analgésique sera administré. Les animaux seront surveillés quotidiennement par du personnel qualifié. Toute modification significative et persistante du comportement, qui puisse suggérer un signe de douleur excessive constituera un critère d’arrêt de l’expérimentation. Dans ce cas, l’euthanasie de l’animal sera réalisée conformément aux protocoles éthiques en vigueur.
Choix des espèces
En raison de leur petite taille et de la facilité avec laquelle elles peuvent être hébergées, les souris constituent un modèle animal pratique à manipuler. Le modèle murin est largement utilisé dans la recherche biomédicale et a été développé pour étudier un large éventail de pathologies humaines, en particulier les maladies Neuromusculaires. Par ailleurs, notre laboratoire a développé de nombreux outils dédiés à l’imagerie et à la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire, spécifiquement adaptés à l’étude du muscle squelettique chez les souris. Du point de vue technique, la petite taille des souris est aussi compatible à l’étude par RMN dans des machines d’IRM considérablement plus petites et moins couteuses, même si à haut champ magnétique. Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux adultes jeunes (12 à 16 semaines). Ce choix permet de s’affranchir des variations liées au développement/maturation tissulaire qui peuvent avoir un impact significatif sur les mesures. Cet intervalle d’âges inclut les différents points temporels décrits dans les procédures expérimentales.
Vaccination intranasale avec un vaccin à ARNm contre le VIH-1
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
- Système urogénital
Objectifs
L'objectif est de développer un vaccin intranasal à ARN contre le VIH. Le VIH est un virus ciblant le système immunitaire, rendant les patients plus vulnérables à d’autres infections et maladies. Le virus se propage pendant les rapports sexuels non protégés (sans préservatif ou sans médicament spécifiques), ou lors du partage d’équipement d’injection de drogues. Si non traité, le VIH peut mener au SIDA (syndrome de l’immunodéficience acquis). Malgré de nombreuses années de recherche, le développement d’un vaccin efficace contre le VIH reste un défi. Le point critique est d'induire une réponse immunitaire efficace et durable aux sites de l'infection. Notre but est de tester l’efficacité de formulations vaccinales administrées par voie intranasale afin d'induire une réponse génitale étant donné que les sites muqueux communiquent entre eux. De nouvelles technologies vaccinales comme celles de l’ARN (utilisé avec succès contre le COVID-19) est une solution prometteuse. Cependant, administrés par des méthodes traditionnelles comme une injection, ces vaccins ne déclenchent pas une forte réponse au niveau génital. Dans cette étude, nous utiliserons des vaccins ARN encapsulés dans des lipides qui permettront le passage muqueux et amélioreront la réponse immunitaire. Nous testerons différentes formulations vaccinales contenant des ARN. Nous testerons différentes voies d'administration. Nous mesurerons les réponses immunitaires dans le sang et dans les parties génitales, en s’intéressant notamment à la durabilité de la réponses immunitaire. Enfin, nous étudierons l'efficacité de notre stratégie vaccinale en infectant les souris. Le VIH n’infecte pas naturellement la souris, donc nous utiliserons un virus non pathogène qui a certaines caractéristiques du VIH et qui sera administré par voie génitale.
Bénéfices attendus
Le développement de vaccins ciblant les antigènes du VIH reste compliqué et a échoué dans la plupart des essais cliniques. Le problème principal est la difficulté d'induire des anticorps neutralisants à large spectre et la haute variabilité génétique du virus. Il est donc nécessaire de développer une stratégie efficace et robuste contre le VIH. Ce projet a pour objectif de développer de nouvelles formulations vaccinales, administrées par voie intranasale qui induisent une forte réponse immunitaire dans les muqueuse vaginales, rectales et orales. Nous évaluerons la réponse anticorps, qui se développe dans la muqueuse et au niveau systémique. Les données générées dans ce projet seront essentielles pour tester par la suite la protection induite par la formulation la plus prometteuse. De plus, ce projet apportera de nouvelles connaissances dans le développement des réponses immunitaires durables dans le contexte du VIH. Ce projet permettra de déterminer la meilleure stratégie pour améliorer la réponse immunitaire au niveau génital. La voie intranasale qui est sans aiguille permettrait aussi de rendre la vaccination plus accessible et confortable.
Procédures
1) Les souris seront identifiées à leur arrivée 2) Vaccination par voie nasale ou dans le muscle sous anesthésie. Il y aura entre 2 et 4 immunisations par souris. Les prélèvements suivants seront effectués avant chaque immunisation et avant la mise à mort (5 fois maximum) 3) prélèvement d'un petit volume de sang: c’est un geste qui dure 30 secondes. 4) Lavages vaginaux avec une solution saline : geste qui dure 5 minutes. 5) Prélévement des fèces: les souris selon isolées dans des boîtes qui n’entravent pas leurs mouvements jusqu’à la collecte d’un nombre suffisant de fèces (20 minutes). 6) Lavage nasal (sous anesthésie) : En utilisant une pipette, un petit volume de solution saline sera doucement déposée au goutte à goutte sur une narine, permettant au fluide de sortir par l’autre narine pour le prélèvement. 7) Prélevement de la salive : Ce prélèvement sera fait lors de la même anesthésie que pour le lavage nasal (4) ). La sécrétion de salive sera stimulée avec un médicament qui fait saliver utilisé chez l'humain pour collecter une quantité suffisante de salive pour les analyses. La procédure sera réalisée sur un tapis chauffant pour maintenir la température corporelle des souris. 8) pour les souris femelles, le cycle hormonal sera synchronisé avant l'infection virale pour faciliter l’accès du virus au tissu génital. 1 seule fois, pour les expériences d'infection. 9) Administration virale sous anesthésie: une seule fois pour les expériences d'infection 10) un anticorps sera injecté en intra-veineux quelques minutes avant la mise à mort. Ce geste sera fait une seule fois avant la mise à mort. 94% des souris (n=620) subiront ces gestes sur un intervalle de 9 semaines. Seulement 40 souris (6%) participeront à l’étude longitudinale pour évaluer la durabilité de l'immunité et subiront ces techniques sur une durée de 18 mois.
Impact sur les animaux
Un inconfort léger et transitoire peut arriver pendant l’administration du vaccin, en particulier lors de l’injection intramusculaire qui peut causer une douleur ou une inflammation locale au site d’injection. L’administration intranasale peut induire une légère irritation. Certains animaux peuvent avoir un comportement modifié pendant un petit moment. Des réactions physiologiques peuvent survenir comme une augmentation de la température corporelle ou une perte de poids temporaire, ceci rentre dans l'ordre dans les 24-48 heures. Une manipulation répétée pour les rappels vaccinaux peuvent induire un stress léger, cependant toutes les procédures seront faites par des personnes qualifiées.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure pour préléver des échantillons et des organes. Ces échantillons seront utilisés pour analyser les réponses immunitaires pour établir l’immunogénicité des formulations vaccinales testées
Remplacement
Avant de tester les formulations chez les souris, nous étudierons in vitro la passage des ARN dans les capsules lipidiques sur des modèles cellulaires. Cependant, aucun modèle animal ne permet de tester la réponse vaccinale, en particulier la durabilité des réponses immunitaires. Cela peut seulement être étudié dans un animal vivant récapitulant tous les systèmes biologiques.
Réduction
Pour réduire le nombre d’animaux utilisés, nous inclurons autant de groupes test que possible pour un groupe contrôle, tout en gardant les expériences réalisables et les données robustes. Nous utiliserons des tests statistiques standards pour s’assurer de la validité des résultats. Si un ou plusieurs groupes démontrent une réponse immunitaire plus forte que les souris contrôles, nous répèteront l’expérience trois fois pour confirmer les résultats.
Raffinement
Après chaque vaccination et anesthésie, les souris seront surveillées pendant 30 à 60 minutes, puis 3, 24, 48 et 72 heures après vaccination. Nous surveillerons l’apparition de douleur ou d'inconfort comme une difficulté à bouger, une boîterie ou une sensibilité accrue au site d’injection. Pour la vaccination intranasale, nous vérifierons l’absence d'une forte irritation nasale ou de problèmes respiratoires. La température corporelle et le poids seront vérifiés aux temps mentionnés. Si une souris présente un signe de souffrance comme une extrême fatigue, absence de mouvement, un gonflement, des problèmes de respiration ou perd plus de 20% de son poids initial, elle sera immédiatement mise à mort. Étant donné que nous étudions une réponse immunitaires après une vaccination, nous ne pouvons pas donner d’analgésiques ou d’anti-inflammatoires car ils pourraient interférer avec les réponses immunitaires.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus adapté pour étudier les réponses immunitaires spécifiques à un vaccin. La plupart des expériences d’immunogénicité seront réalisées avec des souris âgées de 7 semaines à 6 mois car avant 7 semaines les souris n’ont pas un système immunitaire mature et après 6 mois la réponse immunitaire peut être altérée. Étant donné qu’il a été démontré que l’âge peut modifier les réponses vaccinales, certaines expériences avec la formulation vaccinale la plus prometteuse chez les souris jeunes seront répétées chez des souris âgées de plus de un an.
Mise au point d’injections intramusculaires chez le chien sain pour l’évaluation de l’efficacité d’un produit de thérapie génique pour le traitement du ptosis lié à la dystrophie musculaire oculo-pharyngée
- Recherche appliquée
- Troubles sensoriels
Objectifs
Ce projet a pour but de développer des injections dans les muscles des chiens sains, afin de tester l’efficacité d’un traitement de thérapie génique pour soigner le ptosis (chute de la paupière) lié à une maladie rare appelée dystrophie musculaire oculo-pharyngée (DMOP). Cette maladie affecte les adultes et touche en moyenne une personne sur 100 000, mais est plus fréquente chez certaines populations, comme les Canadiens français du Québec ou les Juifs de Boukhara en Israël. La DMOP est causée par une mutation génétique qui produit une protéine défectueuse, ce qui perturbe les muscles. Les premiers symptômes incluent des difficultés à avaler (dysphagie) et une chute progressive des paupières (ptosis) généralement avant 45 ans, suivie par une faiblesse des jambes avant 60 ans. Une équipe de recherche a développé un traitement de thérapie génique qui utilise un virus modifié pour bloquer la protéine défectueuse et introduire une version normale du gène. Un essai clinique est en cours pour tester l’efficacité de ce produit thérapeutique sur les difficultés de déglutition des patients. Les premiers résultats sont très prometteurs. Cette équipe souhaite maintenant tester ce produit thérapeutique pour traiter le ptosis en l’injectant directement dans le muscle qui soulève les paupières. Actuellement, il existe deux interventions chirurgicales pour traiter le ptosis chez les patients atteints de DMOP : une opération qui suspend la paupière au muscle frontal ou une autre qui enlève le muscle releveur des paupières. Cependant, le ptosis revient souvent après ces opérations. Nous pensons que cela se produit parce que les muscles releveurs continuent de s’affaiblir. Le produit thérapeutique pourrait aider à traiter ce muscle et améliorer la situation.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif de déterminer combien de points d’injection et quel volume d'injection par point sont nécessaires pour traiter l'ensemble du muscle qui soulève la paupière supérieure chez le chien sain. Les résultats de cette étude serviront à préparer une étude de dose avec un produit thérapeutique chez le chien, afin de collecter des données importantes pour demander une autorisation d’essai clinique pour le traitement du ptosis chez des patients atteints de DMOP
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes à une intervention chirurgicale unique au niveau des muscles de la paupière, sous anesthésie générale, d'une durée d’environ 90 à 120 minutes, sans réveil.
Impact sur les animaux
La procédure sera réalisée sous anesthésie générale (fixe ou volatile) et avec un traitement contre la douleur adaptée, afin de limiter les désagréments pour l’animal pendant toute l’intervention. Un petit stress pourra survenir lors de la pose d’un cathéter pour la prémédication, mais cela ne durera que 2 à 3 minutes. Si l'animal ressent de la douleur, une dose supplémentaire de médicament contre la douleur sera donnée, mais cela ne devrait durer que quelques minutes. Si des problèmes de circulation ou de pression sanguine apparaissent, des médicaments supplémentaires seront administrés si nécessaire. Les animaux devront être à jeun entre 6 et 12 heures avant l'anesthésie pour éviter les risques de vomissements ou de fausses routes pendant l'anesthésie. Si nécessaire, un médicament contre les vomissements pourra être donné le jour de l’intervention. Enfin, étant donné que les animaux seront mis à mort à la fin de l’intervention (ils ne se réveilleront pas), aucun effet secondaire ni gêne post-opératoire n'est attendu. Un stress lié à la pose d’un cathéter veineux pour la prémédication pourra être généré (durée 2-3 minutes). Pour limiter ce stress, cette pose sera effectuée en présence de 2 techniciens formés : un pour la contention de l’animal et un pour la pose du cathéther
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de ce projet. Des prélèvements de divers organes et tissus, y compris les muscles injectés et les tissus adjacents seront analysés en post-mortem.
Remplacement
Le remplacement d'animaux ne sera pas possible pour l’étude de dose du produit thérapeutique dans le muscle releveur de la paupière supérieure, car il n’existe pas aujourd’hui de méthode alternative pour tester l’effet d’un traitement de thérapie génique in vivo. L’animal est le seul organisme vivant permettant d’étudier l’impact d’un transfert de gène dans différents types cellulaires (différents organes), en lien avec le produit testé, le mode d’administration utilisé et la dose. D'autre part, l'espèce chien a été choisie du fait que (i) les dimensions des muscles à traiter sont similaires à ceux des humains, (ii) que le produit thérapeutique est actif moléculairement sur le gène endogène canin, et (iii) qu'il existe une quantité importante de données toxicologiques et anatomiques historiques chez le chien qui contribueront à étayer les résultats de l’étude de dose. Du fait que l’étude de dose à suivre se fasse chez le chien, il est nécessaire de réaliser cette mise au point de l‘injection intramusculaire du muscle releveur de la paupière supérieure dans cette même espèce. Pour cette mise au point, il est indispensable d'utiliser des animaux vivants afin de déterminer avec précision la diffusion du tampon après injection intramusculaire dans un muscle vivant, irrigué par la circulation sanguine.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisé dans ce projet a été réduit au maximum sachant que le but est de mettre au point une technique d’injection dans un muscle spécifique, difficile d’accès. Ce nombre est un nombre nécessaire mais suffisant pour déterminer dans un total de façon robuste le nombre maximal de points d’injection par muscle et le volume maximal par point d’injection.
Raffinement
La procédure utilisée est adaptée pour éviter tout inconfort de l'animal, et sera réalisée par du personnel formé et expérimenté. Le bien-être animal passera notamment par : - De bonnes conditions d'hébergement selon la réglementation en vigueur. Pour leur bien-être les animaux seront hébergés en groupe de 3 et recevront un enrichissement adapté (jeux divers disponibles dans les box, sociabilisation avec présence humaine, éducation, toilettage). - Un suivi régulier des animaux assuré par un vétérinaire ou un technicien animalier formé et expérimenté (observations biquotidiennes, pesées régulières, analyse du comportement). La mise en place de mesures adaptées en fonction des interventions prévues au cours de cette étude : anesthésie générale associée à une analgésie multimodale pour limiter une éventuelle douleur peropératoire.
Choix des espèces
Cette étude a pour but de recueillir des données en vue de traiter une maladie rare appelée DMOP, qui provoque notamment un affaissement des paupières (ptosis). Le traitement envisagé est une thérapie génique, c’est-à-dire l’introduction d’un gène « médicament » dans les cellules pour corriger le problème à la source. Les muscles qui permettent de relever les paupières sont très petits et difficiles à atteindre chez les petits animaux comme les rongeurs. C’est pourquoi cette étude sera réalisée chez le chien. En effet, chez le chien, ces muscles ont une taille très proche de ceux de l’être humain, ce qui permet de tester les doses et la méthode d’injection dans des conditions réalistes. La procédure qui sera utilisée pourra ensuite être reproduite lors des essais chez l’Homme. Dans la suite de cette recherche, un vecteur viral (un virus modifié, inoffensif, servant à transporter le gène thérapeutique) sera injecté. Le gène utilisé fonctionne chez différentes espèces, ce qui permet de mesurer son effet aussi bien chez le chien que chez l’humain. Le chien est une espèce bien connue des chercheurs, avec de nombreuses données disponibles sur sa santé et son anatomie. Cela permettra de mieux interpréter les résultats de l’étude. Les chiens seront traités alors qu’ils sont jeunes adultes (entre 8 et 12 mois). À cet âge, leurs muscles sont assez développés pour les injections prévues. Cela réduit aussi les risques qu’ils aient déjà été en contact avec le virus utilisé comme vecteur, ce qui pourrait rendre le traitement inefficace (en cas d’animaux dits séropositifs). Pour s’en assurer, chaque chien sera testé avant d’être inclus dans la phase de traitement.
Étude du métabolisme du muscle squelettique après une insuffisance circulatoire aigue chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’explorer la signature métabolique du muscle squelettique âgé préalablement exposé à une insuffisance circulatoire aigue (ICA) et d’en comprendre l’éventuel impact à distance sur les autres organes. In fine, il s’agit de positionner le muscle squelettique comme une possible cible thérapeutique afin d’améliorer le devenir des patients en réanimation et en péri-opératoire.
Bénéfices attendus
A court terme, ce projet présente un intérêt important pour le laboratoire de recherche puisqu’il permettra la mise en place d’un modèle d’insuffisance circulatoire aigue chez la souris dont l’objet principal sera l’étude du métabolisme musculaire. Ce modèle est conçu pour être au plus proche de la présentation et la prise en charge de l’ICA chez l’humain. Par ailleurs, ce modèle s’intègre dans une démarche translationnelle puisqu’il viendra compléter un essai clinique sur l’ICA en chirurgie cardiaque. Ce projet scientifique pourrait constituer une avancée importante dans la recherche de nouvelles stratégies thérapeutiques en anesthésie et réanimation, centrées sur le muscle squelettique. Grâce à la meilleure compréhension physiopathologique du rôle du muscle dans la récupération après une agression, nous souhaitons mettre en évidence des cibles métaboliques pour identifier les patients à risque de présenter des complications post-opératoires ou une hospitalisation prolongée en réanimation. Cela permettra d’améliorer la qualité des soins et la sélection des patients.
Procédures
Les animaux seront soumis à un grip test (3 répétitions du test d'une durée de quelques secondes chacune, entrecoupées de 2 à 3 minutes de repos) ainsi qu'à une procédure chirurgicale (ICA) de 3 h maximum, sans réveil.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues se résument au stress lors du grip test (maximum 10 minutes au total) et de l'anesthésie générale (quelques secondes avant endormissement).
Devenir
A la fin de chacune des procédure, l'ensemble des animaux est mis à mort, par des personnes formées et compétentes, dans le but de collecter et d'analyser les tissus d'intérêt (sang, muscle squelettique, rein, foie, cerveau). Ces analyses (biochimie, expression genique, histologie) permettront d'explorer la signature métabolique du muscle squelettique âgé préalablement exposé à une insuffisance circulatoire aigue (ICA) et d’en comprendre l’éventuel impact à distance sur les autres organes.
Remplacement
L’étude de l’insuffisance circulatoire aigue et de la communication inter-organes qui lui succède nécessite un modèle intégratif permettant la prise en compte de l’action à distance de tous les organes après une ICA. De ce fait l’analyse ne peut être réalisé qu’in vivo pour garde un niveau d’information suffisant. L’intérêt de cette recherche réside aussi dans son potentiel applicatif et l’utilisation de critères de jugement fonctionnels. Il n’existe à ce jour pas d’autre méthode fiable d’analyse systémique de la communication inter-organe.
Réduction
Le nombre d’animaux nécessaire pour répondre aux différentes problématiques exposées dans ce projet a été déterminé en se basant sur les données bibliographiques actuelles. Compte tenu de la variabilité des réponses individuelles et du risque de décès durant l'ICA tant que les conditions expérimentales ne sont pas arrêtées, des groupes de 15 animaux seront formés afin de pouvoir mettre en évidence des différences statistiques. De plus, une veille bibliographique a été effectuée afin d'éviter de refaire des expérimentations déjà réalisées par d'autres équipes de recherche et pour utiliser les travaux susceptibles de nous aider dans notre démarche (définir les niveaux d'hypotension à tester, les durées d'ICA notamment). Ceci permet d’optimiser et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans notre projet.
Raffinement
Les animaux sont placés en pièce d'acclimatation lors de leur arrivée à la zootechnie. Ils sont pris en charge par du personnel de la zootechnie compétent qui vérifie leur état et place de l'enrichissement dans les cages pour amoindrir le stress du transport et permettre aux animaux de faire un nid. Les animaux issus de différents cartons de transport ne sont jamais mélangés lors de la répartition dans les cages d'hébergement. Les cages sont passées en revue quotidiennement pour repérer les blessures éventuelles, comportement anormal (isolement, pas de reflexe de fuite lorsque l'on vient attraper l'animal), maigreur, problème de dentition, et pesés 1 fois par semaine. De plus, toutes les procédures engendrant de la douleur sont réalisées sous anesthésie chirurgicale et un analgésique est utilisé en parallèle de ces procédures. Les chirurgies sont réalisées par du personnel formé. Lors de l'ICA, si la pression artérielle moyenne chute en deçà de la valeur définie dans le protocole, une perfusion du sang de l'animal (prélevé pour l'ICA et hépariné) sera réalisée pour maintenir la pression à la valeur choisie.
Choix des espèces
Les souris représentent un modèle bien établi pour l’analyse des fonctions métaboliques et la souche choisie pour ce projet a déjà été utilisée pour la réalisation d’un modèle d’ICA permettant l'étude de la fonction renale dans la littérature. Notre modèle s'intéresse à l'altération musculaire. Nous prenons donc exemple sur ce premier modèle publié et l'adaptons pour l'étude du muscle squelettique. Les animaux seront étudiés à l’âge adulte, à partir de 8 semaines, pour ne pas interférer avec les mécanismes mis en jeu au cours du développement.
Stratégies de thérapie cellulaire et d’ingénierie tissulaire pour la réparation des lésions du muscle squelettique.
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Le muscle squelettique adulte contient des cellules souches appelées Cellules Satellites (CS), qui lui permettent de se réparer après une blessure. Cependant, dans certaines conditions pathologiques (maladies musculaires) ou post-traumatiques (accidents, chirurgie), cette capacité de réparation est altérée, et le muscle ne peut plus fonctionner normalement. Nous utilisons les CS pour développer des traitements pour aider le muscle à se réparer après une lésion traumatique. Nos travaux s’articulent selon 3 projets de recherche : 1) L’optimisation des méthodes de purification des CS : nous améliorons les méthodes de purification des CS humaines pour augmenter la quantité de cellules obtenues et leur qualité pour la clinique, mais également des CS de souris afin de réduire le nombre d’animaux utilisés en recherche (Réduction). 2) Le développement de méthodes permettant de produire un nombre élevé de CS humaines in vitro tout en préservant leur pouvoir réparateur (capacité à réparer un muscle endommagé et à reconstituer un pool de CS appelé auto-renouvellement). 3) Le développement de stratégies de médecine régénérative pour réparer les lésions musculaires massives post-opératoires ou post-traumatiques, pour lesquelles il n’existe pas de traitement à ce jour. Nous étudions le potentiel thérapeutique de nouveaux matériaux associés à différentes sources de cellules ayant un pouvoir de réparation du muscle (les CS et les cellules souches pluripotentes induites [iPSC] humaines).
Bénéfices attendus
Projet 1 : Court terme : Améliorer le rendement de purification des CS de rongeurs permettra de réduire le nombre d’animaux utilisés la recherche pré-clinique sur les CS. Long terme : Améliorer le rendement de purification des CS humaines permettra de franchir une étape vers leur utilisation clinique en thérapie cellulaire. Projet 2 : Court terme : Nos expériences permettront de mieux comprendre la façon dont les CS humaines fonctionnent et ainsi d’élaborer une méthode pour préserver leurs pouvoir réparateur in vitro. Long terme : Préserver le pouvoir réparateur des CS humaines permettra d’élaborer des traitements pour les lésions musculaires localisées (ex : l’insuffisance urinaire et certaines pathologies musculaires). Projet 3 : Court terme : Notre projet permettra de mieux comprendre les évènements intervenant lors d’une lésion massive des muscles (ou VML), et de développer des approches de médecine régénérative pour remplacer le muscle lésé. Long terme : Nos approches de médecine régénérative conduiront vers le développement clinique de stratégies thérapeutiques pour les patients souffrant de lésions musculaires massives.
Procédures
4 injections intrapéritonéales (IP) sur animal vigile : 2 min (1 fois/jour) ; 1 injection intramusculaire (IM) sous anesthésie générale : 10 min. 1 injection IP sur animal vigile : 2 min ; chirurgie sous anesthésie générale : 30 min ; injection en sous-cutanée (SC) : 2 min. Mesure force musculaire : 1 injection IP sur animal vigile : 2 min ; chirurgie et électrostimulations sous anesthésie générale : 45 min. 1 injection IP sur animal vigile : 2 min ; chirurgie sous anesthésie générale : 30 min ; injection en sous-cutanée (SC) : 2 min. Mesures extension du genou sous électrostimulations sous anesthésie générale : 45 min ; injection en sous-cutanée (SC) : 2 min (3 fois/souris).
Impact sur les animaux
Les injections intrapéritonéales peuvent générer un inconfort passager pendant l’injection. Aucune perte de mobilité n’a été constatée. L’injection intramusculaire d’une toxine induisant une destruction des fibres musculaires est source de douleur. Les animaux retrouvent leur mobilité 10 à 15 min maximum après l’injection. L’ablation partielle du quadriceps est source de douleur pour l’animal. Les animaux retrouvent leur mobilité totale 2h après la chirurgie. La mesure de force musculaire in situ est source de douleur. Les électro-stimulations réalisées sur les muscles d’animaux anesthésiés sont de faible intensité mais peuvent être source d’inconfort. Aucune perte de mobilité n’est constatée. Pour toutes les procédures, des points limites adaptés ont été déterminés et seront appliqués.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à l'issue des procédures.
Remplacement
Pour l’ensemble de nos projets, les expériences seront réalisées en priorité sur des CS humaines quand cela sera possible. L’expérimentation sur les animaux ne sera utilisée que pour valider nos données in vitro et in silico (Evaluation du potentiel de greffes des hCS préamplifiées in vitro), ou lorsque les processus biologiques doivent être étudiés au niveau de l'organisme entier (Approches d’ingénierie tissulaire pour la réparation des lésions VML). Ces projets pré-cliniques ont un fort potentiel translationnel pour le traitement des lésions musculaires focales et des lésions musculaires massives (VML), et doivent donc être validés in vivo sur l’animal avant d'envisager un transfert vers la clinique.
Réduction
Afin de respecter le principe de Réduction dans nos projets, nous avons calculé le nombre d’animaux minimum (strictement nécessaire) par des analyses statistiques (test de puissance). Pour les différents axes, le nombre d’animaux a été calculé indépendamment, en tenant compte des résultats déjà obtenus, de la variabilité inhérente aux différentes procédures expérimentales, et des résultats déjà disponibles dans la littérature scientifique. De plus, toutes les expériences seront conçues et programmées de manière à recueillir le maximum de données par animal. Par exemple, un même muscle sera utilisé pour la mesure de force et plusieurs autres analyses.
Raffinement
Le concepteur et l’applicateur du protocole prendront les dispositions appropriées pour éviter toute souffrance, douleur, angoisse ou inconfort aux animaux. Les expérimentations seront effectuées par du personnel qualifié et expérimenté. Le milieu sera enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, abris en carton, carré de coton compacté et billes de bois. Les protocoles d’analgésie pré- et post-opératoires seront adaptés en fonction de la procédure expérimentale. Ils pourront également être adaptés pendant la réalisation des procédures de façon à limiter au maximum la douleur pouvant être ressentie par l’animal. Les procédures nécessitant l’anesthésie des animaux sont étudiées pour assurer une profondeur suffisante de l’anesthésie et pour limiter les difficultés de récupération pendant la phase de réveil des animaux. Pour prévenir tout risque d’hypothermie, les animaux seront placés sur une plate-forme chauffante pendant l’intervention et la phase de réveil , et ne sont remis en stabulation qu’une fois actifs. Les animaux seront à nouveau contrôlés 2 heures après le réveil et de la nourriture humidifiée et de l’hydrogel seront placés dans la cage pour en faciliter l’accès, pendant les premières 24h suivant l’intervention, les potentiels signes de souffrance seront surveillés. Si l’un des point limites énumérés dans le projet était atteint, l’animal concerné serait immédiatement mis à mort (directive européenne 63/UE/2010).
Choix des espèces
Nous avons choisi la souris pour 2 principales raisons : (1) La disponibilité des modèles transgéniques reporteurs et immunodéprimés nécessaires à nos expériences de greffe, (2) La courte durée de gestation chez la souris est compatible avec la durée de nos expériences. Les expériences de greffe et de réparation post-lésionnelle ne peuvent être réalisées que sur des souris adultes en raison de la taille des souris. De plus, le processus d’auto-renouvellement des cellules souches (retour à l’état quiescent) ne peut être étudié que sur le muscle adulte.
Mise au point de virus adéno-associés ciblant les cellules souches du muscle squelettique à des fins de thérapie génique
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Les cellules souches du muscle squelettique (aussi appelées cellules satellites) sont essentielles dans le processus de la régénération musculaire, et pourraient être la population cellulaire clé pour les thérapies géniques pour lutter contre des myopathies. Par contre, ces cellules sont entourées par plusieurs autres types de cellules. Les thérapies géniques pour certaines maladies musculaires pourraient être améliorées en utilisant des vecteurs de gènes ciblant spécifiquement ces cellules souches, et en évitant ainsi l’expression des gènes apportés (transgènes) dans d’autres populations cellulaires, qui pourraient déclencher des réponses immunitaires. Nous allons utiliser des virus adéno-associé (AAV) pour tester des séquences régulatrices de gènes seulement exprimés dans les cellules satellites, afin de créer des vecteurs qui peuvent cibler les cellules souches du muscle squelettique. Des rats sauvages ou avec une dystrophie musculaire provoquée par mutation du gène Dmd, responsable de la production de la dystrophine, seront injectés par voie intramusculaire avec les AAVs. Le ciblage des cellules souches sera examiné par analyse en immunofluorescence sur coupe histologique et cytométrie en flux.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à identifier des séquences d’ADN qui permettent une expression spécifique des transgènes dans les cellules souches du muscle squelettique. De telles séquences ne sont pas connues à ce jour, donc cette identification représentera une avancée importante dans notre connaissance du ciblage et de la régulation génique dans les cellules souches. Du point de vue clinique, ces séquences seraient essentielles pour des thérapies géniques ciblées pour les cellules souches, pour éviter des effets non-ciblés et des réponses immunitaires.
Procédures
Dans ce projet, les animaux recevront une injection intramusculaire sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Nous attendons une douleur légère liée avec l’injection intramusculaire, qui sera traitée avec des analgésiques pendant deux jours suivant l’injection. Les rats DMD ne présentent pas des effets délétères majeurs du phénotype avant l’âge de 10 mois, et dans ce projet, ils seraient mises à mort à l’âge de 1,5-2 mois.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour récupérer les prélèvements nécessaires aux analyses histologiques et moléculaires.
Remplacement
Nous réalisons des cultures de myoblastes en première intention pour tester nos séquences d’intérêt. Malheureusement, ces cultures restent loin de la situation in vivo puisque les vraies cellules souches du muscle sont quiescentes chez l’adulte, se divisant rarement, ce qui rend impossible la mise au point d'un système d'étude représentatif in vitro. De plus, nos expériences antérieures ont montré que certaines séquences prometteuses en culture n’avaient pas toujours une activité spécifique in vivo. Compte tenu de ces contraintes, il reste nécessaire de valider les séquences selectionnées dans un modèle animal.
Réduction
Le calcul de puissance statistique nous recommande d’utiliser 8 rats par AAV et point de temps. Ce nombre a été validé avec d’autres projets similaires terminés pour lesquels nous avons pu conclure de façon significative.
Raffinement
Les animaux sont stabulés en portoirs à cages ventilées, dans des pièces dont la température et l’hygrométrie sont contrôlées, monitorées et fidèles à la règlementation. Pour le bien-être des rats, nous avons fait le choix des plus grandes cages disponibles sur le marché, de sorte qu’ils peuvent marcher, courir et se dresser sur leurs pattes arrière. Cet exercice spontané quotidien est pleinement justifié pour des rats dont nous évaluons les capacités locomotrices. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères, à l’âge d’un mois. L’isolement n’existe jamais et le milieu est enrichi avec des lanières de papier Kraft, des bâtons de bois à ronger, des balles rondes, des tunnels ou des carrés de coton compacté. Pour éviter une réponse de stress induite par les divers tests, les animaux seront habitués dès leur plus jeune âge à être manipulés régulièrement, le plus en douceur possible. Le suivi des animaux sera conduit par un personnel par ailleurs compétent pour reconnaître, quantifier, atténuer ou supprimer les signes de douleur ressentie chez les animaux. Une grille d’évaluation critériée de la douleur et des points limites pour cette lignée a été établie. Les rats seront constamment évalués en observant individuellement les animaux, week-ends et jours fériés inclus. Toute atteinte des points limites sera suivi d’une action correctrice précisée sur la grille. En cas d’absence de bénéfice (trouble irréversible), nous procéderons à la mise à mort compassionnelle de l’animal avant qu’il ne souffre.
Choix des espèces
Nous avons choisi le rat pour des raisons multiples. D’abord, nous utilisons un modèle de la dystrophie musculaire de Duchenne dans le rat, qui récapitule le phénotype humain. Le rat est aussi un mammifère, et beaucoup des séquences d’ADN que nous allons mettre dans les AAVs sont conservées chez l’humain. Donc si une séquence a une activité forte dans des cellules de rat, il est probable que cette activité sera maintenue dans les cellules humaines. Pour les rats utilisés en procédure 1, les AAVs seront injectés à 4 semaines d’âge, quand le muscle se forme toujours, parce que les cellules souches du muscle sont plus accessibles au virus à ce stade.
Investigation de la fonction immunologique du muscle dans la réponse immunitaire anti-tumorale
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
L’objectif de ce projet est de déterminer si l’augmentation de la masse musculaire permet de réduire la résistance des tumeurs colorectales, hépatiques et du mélanome à l’action antitumorale des cellules immunitaires en réponse à un traitement par immunothérapie dans des modèles murins de cancer colorectal, de carcinome hépatocellulaire ou de mélanome sous-cutanés chez les mâles et les femelles. Il a été mis en évidence qu’une masse musculaire décuplée chez des animaux déficients pour le gène de la myostatine est associée à une croissance tumorale ralentie et à une formation de polypes intestinaux moindre. Cependant, l’implication potentielle du système immunitaire dans ce processus n’a pas été évaluée et l'impact d'une masse musculaire supérieure sur la réponse à l'immunothérapie n'a jamais été étudiée chez ces souris transgéniques. Nous effectuerons des suivis de croissance tumorale et des isolements de cellules immunitaires infiltrant les tumeurs chez des animaux contôles ou déficients en myostatine traités ou pas par immunothérapie. Diverses équipes nationales et internationales étudient l’impact du cancer sur la perte de masse musculaire et la cachexie mais aucune n’a à ce jour exploré l’effet d’une masse musculaire préservée sur la réponse immunitaire antitumorale en utilisant notamment le modèle de souris déficient pour la myostatine. D'autre part les investigations menées à la fois chez les mâles et les femelles permettront d'évaluer l'effet immunorégulateur du sexe dans l'interaction entre le muscle et le système immunitaire dans un contexte de cancer.
Bénéfices attendus
L'objectif de ce projet est d'évaluer le rôle immunomodulateur du muscle dans un modèle préclinique afin de fournir un rationnel scientifique pour proposer des stratégies adaptées de maintien de la masse musculaire chez la patiente ou le patient atteint d'un cancer digestif ou d'un mélanome dans le but d'améliorer sa réponse à l'immunothérapie et de favoriser des rémissions à long terme. Le potentiel de transfert des résultats de ce projet vers une application clinique faisable est fort.
Procédures
Les animaux seront soumis à une injection d'une solution saline contenant les cellules tumorales d'une durée d'environ 10 secondes et entre 0 à 4 injections d'immunothérapie d'une durée d'environ 10 secondes.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sur les animaux concernent: - le stress et la légère douleur lors de l'injection des cellules tumorales et des traitements - la douleur modérée possible en fin de croissance tumorale. En effet, l'apparition d'une crevasse ou d'une nécrose de la peau au niveau de la tumeur peut survenir, ce qui est vérifié au cours du suivi des animaux.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de chacune des procédures et leurs organes prélevés en post-mortem pour des analyses cellulaires, biochimiques et moléculaires ultérieures.
Remplacement
Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, pour être prédictifs, les évaluations de nouveaux agents thérapeutiques en oncologie doivent être réalisées sur les organismes vivants.
Réduction
Si le génotype n'a aucun effet sur l'efficacité de l'immunothérapie lors de l'expérience 2, les expériences suivantes visant à évaluer les modulations précoces de la réponse immunitaire et les réponses immunitaires mémoires ne seront pas réalisées. Aussi, si le sexe n'impacte pas les expériences 1 et 2, un seul sexe sera choisi pour les expériences 3 et 4. Enfin, un calcul des effectifs nécessaires basé sur une variable biologique simple (taille de la tumeur) nous permettra d'atteindre une significativité des résultats avec un minimum d'animaux.
Raffinement
L'expérimentateur est formé et expert des modèles tumoraux garantissant des gestes techniques maîtrisés et une manipulation adéquate des animaux. La taille des tumeurs sera mesurée 3 fois par semaine à l’aide d’un pied à coulisse. Cela permettra de s'assurer qu'elles restent inférieures à la taille classiquement utilisée comme point limite en cancérologie chez la souris. Ce suivi individuel permettra la surveillance du bien-être des animaux qui seront hébergés par groupe de cinq à six dans un établissement agréé. Dans le cas où certaines souris seraient proches d’un point limite, la surveillance deviendra quotidienne. Si un animal présente des signes de souffrance, les mesures nécessaires seront prises pour limiter la souffrance animale et un traitement pourra être administré selon les recommandations d'un vétérinaire.
Choix des espèces
La souris, outre l’avantage lié à ses caractéristiques physiologiques, est la seule espèce animale pour laquelle des mutations génétiques peuvent être relativement facilement introduites et générer ainsi des souris déficientes pour une cible particulière donnée. Ces modèles murins très standardisés permettent une meilleure reproductibilité de nos expériences. Enfin les outils d'évaluation du système immunitaire, notamment les anticorps pour la cytométrie de flux, sont très développés et nombreux chez la souris ce qui permet une investigation approfondie des diverses populations cellulaires d'intérêt. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 12 et 20 semaines d’âge) pour la mise en oeuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles avec des animaux possédant un système immunitaire mature et une croissance musculaire stabilisée.