Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Utilisation d’agents d’imagerie TEP (radiotraceurs) dans le diagnostic et le suivi de traitements-MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système nerveux
- Système respiratoire
Rats : 1100
Objectifs
L'imagerie par Tomographie par Émission de Positons (TEP) en préclinique est une technique très précieuse pour la recherche biomédicale. Elle permet d'observer et de suivre en détail des radiotraceurs. Un radiotraceur est substance fixée à un atome radioactif. Cette substance est choisie parce qu’elle va se diriger vers un organe ou un tissu particulier. Une fois injectée dans le corps, elle émet de très faibles rayonnements qu’on peut détecter avec la TEP.. Ainsi, les chercheurs peuvent visualiser la distribution de substances radioactives dans le corps, ce qui est particulièrement utile pour étudier des maladies comme le cancer. Cette méthode offre une image précise en 3D, permettant d'évaluer l'efficacité de nouveaux traitements, de comprendre la progression des maladies, ou encore de tester de nouvelles molécules.La TEP est donc un outil essentiel pour faire avancer la recherche médicale de manière sûre et efficace, tout en réduisant la nécessité d'expériences invasives. La TEP est couplée à de l’imagerie de tomodensitométrie (TDM), permettant d’avoir une cartographie complète de la molécule dans l’organisme. L’utilisation de cette technique permet : • De révéler des mécanismes biologiques, comme le métabolisme glucidique ou lipidique ou encore la prolifération cellulaire • De révéler et de suivre la réponse aux traitements dans différentes pathologies • Etudier la biodistribution (c’est-à-dire la répartition de la molécule dans les différents organes) de médicaments Par aillleurs, cette technologie est aujourd’hui largement utilisée chez les patients atteints de cancer pour le diagnostic et le suivi de réponse au traitement. Cependant les radiotraceurs disponibles sont limités (le [18F]FDG est utilisé dans 90% des cas en clinique. Analogue du glucose, il permet de voir les cellules surconssomatrices de glucose mais son utilisation est limitée dans les organes où il y a une fixation physiologique, comme le cerveau . De plus le [18F]FDG peut marquer des cellules inflammatoires ou infectieuses donnant des faux positifs dans le cas de détection de cancer. Le développement de nouveaux radiotraceurs est donc nécessaire pour une meilleure prise en charge des patients atteints de cancers et d’autres pathologies.
Bénéfices attendus
L’imagerie TEP va permettre de valider des radiotraceurs pour leur utilisation à la fois dans les projets scientifiques précliniques et cliniques. Elle va participer à l’amélioration de l’exploration physiologique et fonctionnelle en recherche, à la détection de tumeur et à la visualisation des réponses tumorales suite aux traitements. Cela va permettre des avancées majeures dans la compréhension du vivant. Le développement de nouveaux radiotraceurs plus spécifiques que ceux déjà disponibles va permettre une meilleure prise en charge des patients. Il est essentiel pour améliorer le diagnostic et le traitement des cancers tout en augmentant la compréhension des mécanismes moléculaires impliqués dans diverses pathologies. Les cibles innovantes pour le développement de radiotraceurs en TEP se diversifient et s’adaptent aux besoins de détection et de traitement des maladies complexes. Nos recherches se concentrent sur des biomarqueurs et des mécanismes biologiques spécifiques pour permettre une imagerie plus précise, une détection précoce des maladies, et une meilleure évaluation de l'efficacité des traitements.
Procédures
Dans un premier lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés (1 fois par animal). Après injection du radiotraceur, l’animal est positionné sous la TEP/TDM (TDM, tomodensitomètre : scanner). Des images dynamiques (plusieurs acquisitions pouvant aller de 1h à 2h, réalisés une seule fois par animal) sont réalisées permettant d’évaluer et quantifier la distribution de la molécule marquée dans les organes au cours du temps (2h max) Dans un deuxième lot d’animaux, un radiotraceur est injecté en intra-veineux aux animaux anesthésiés, puis l’animal est réveillé. Après un intervalle de temps adéquat (défini grâce au premier lot d’animaux), l’animal est de nouveau anesthésié puis positionné sous la caméra pour un scanner, suivi de l’acquisition TEP (max 20min). Cette manipulation pourra être répétée 3 à 4 fois sur une période de 6 semaines maximum (avec administration de traitements ou non en parallèle), afin de suivre l’évolution des pathologies chez les animaux.
Impact sur les animaux
L’injection du radiotraceur par voie intraveineuse n’est pas douloureuse pour l’animal. Une gêne de courte durée liée à la piqûre elle-même est attendue. L’animal est imagé sous anesthésie générale pour avoir une parfaite immobilité, Les nuisances attendues sont celles d’une très légère hypothermie (contrecarrée par les systèmes de maintien de chaleur dans l’appareil d’imagerie.
Devenir
Les animaux sont mis à mort pour des analyses post-mortem.
Remplacement
En premier lieu, des expérimentations in vitro se déroulent sur des cellules ou des tissus isolés, pour tester la spécificité, la liaison et la stabilité du radiotraceur. Cela permet de vérifier que la substance fixée avec un atome radioactif cible bien toujours la molécule ou le récepteur d’intérêt, tout en gardant les mêmes propriétés. Les atomes radioactifs sont choisis afin de garantir une absence de toxicité de la molécule elle même. Des résultats satisfaisants in vitro conditionnent le passage à la phase in vivo, c’est-à-dire sur des modèles animaux. Cette étape permet d’observer comment le radiotraceur se comporte dans un organisme vivant : sa distribution dans les différents tissus, sa capacité à atteindre la cible, sa dégradation et son élimination par l’organisme. Cela donne une image plus réaliste de son efficacité et de sa sécurité, en tenant compte des processus physiologiques complexes. En résumé, le passage de l’in vitro à l’in vivo permet de valider la pertinence du radiotraceur dans un contexte biologique complet, étape essentielle avant toute application clinique. Des tests sur animaux sont nécessaires afin de caractériser la biodistribution de la molécule, son activité en lien avec le métabolisme de l’organisme et sa quantification dans les tissus cibles. Il n’y a pas d’approche à ce jour qui puisse se substituer à ce type d'imagerie.
Réduction
L’objet de la demande vise à valider l’utilisation de radiotraceurs pour de l’imagerie TEP préclinique et à aider à caractériser des modèles tumoraux de façon non invasive. Ce type d’imagerie permet la réduction d’animaux puisqu’elle permet un suivi longitudinal du même animal au cours du temps Pour réduire le nombre d’animaux utilisés tout en s’assurant de résultats fiables et statistiquement significatifs, nous avons déterminé le nombre d’animaux à inclure dans chaque groupe expérimental grâce à des approches statstiques robustes. A la fin de toutes les expériences, les tissus d’intérêt sont prélevés. Le maximum d’informations est récolté afin de répondre aux mieux aux questions scientifiques posées.
Raffinement
Les animaux seront suivis 3 fois par semaine afin d'assurer leur bien-être et mettre en place des soins si besoin. Les expérimentations seront arrêtées dès l’atteinte d’un point limite tel que décrit dans une grille de score. Lors de l’injection des radiotraceurs, les animaux sont maintenus sous anesthésie générale. Un tapis et un lit chauffant permettent un maintien continu de leur température corporelle, leur évitant ainsi une hypothermie. De plus, les constantes vitales des animaux sont mesurées des, facilitant le monitoring durant les phases d’acquisition des images (scanner et TEP). Cette technique est dite « non invasive », l’injection du radiotraceur est uniquement sous forme de « trace ». Les doses de traceurs injectés n’induiront pas d’effets néfastes sur les animaux car la quantité de molécule est trop faible pour induire une modification conséquente des mécanismes biologiques. MODIFICATION : Pour ce qu’il est de la doses de radioactivité injectées, pour le suivi d’un animal il peut être injecté jusqu’à 6 fois sur une période de 6 semaines maximum. Nous respecterons le plus souvent, un délais de 7 jours minimum entre chaque injection de radiotraceur. Dans la littérature (préclinique et clinique) et par notre expérience aucune toxicité n’a encore été mise en évidence sur la répétition d’injection sur 6 semaines. Cependant les images TEP et TDM seront étudiées pour s’assurer des changements possibles. Si une étude demande plus d’injection et / ou imagerie sur un temps plus long, alors un suivi accru sera réalisé pour vérifier l’induction d’une quelconque toxicité (étude des images TEP et TDM histologie).
Choix des espèces
Les rongeurs (rats et souris) sont particulièrement utilisés en cancérologie : les souches sont génétiquement caractérisées et la parenté biologique avec l’Homme va nous permettre d’obtenir des informations extrapolables à la pratique clinique humaine. Le choix du modèle murin ou rat sera dépendant de sa pertinence pour la question scientifique et son imagerie. Par exemple, les modèles de rat seront préferentiellement choisis lors de cancers ciblant des organes petits, comme la prostate ou dans l’étude de métastases. En revanche, dans le cas de tumeur spontanée développée sur un modèle murin mimant la pathologie humaine, alors la souris sera utilisée. Les études sont réalisées sur des animaux adultes afin de favoriser la reproductibilité des résultats (métabolisme différent à différents stades de développement, …)
Mise en évidence de l’activité immunostimulante de produits pharmaceutiques sur la réponse immunitaire humorale
- Production de routine
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Objectifs
Ce projet vise à déterminer l'activité immunostimulante des produits pharmaceutiques, conformément au dossier d'Autorisation de Mise sur le Marché approuvé par les autorités compétentes. L'objectif est d'assurer la qualité, l’efficacité et la sécurité des médicaments lors de leur libération.
Bénéfices attendus
Ce projet permet la libération de lots de médicaments dont les effets thérapeutiques sont approuvés pour le traitement des infections respiratoires ou urinaires. Ces produits ont également la particularité d'être utilisés comme des stimulants du système immunitaire, afin d'augmenter les défenses naturelles de l'individu. Au total, une vingtaine de tests au maximum sont programmés sur une année, soit une centaine de tests seront effectués au maximum au cours du projet.
Procédures
Les animaux ne sont soumis à aucun prélèvement ni à aucune procédure chirurgicale. Ils reçoivent uniquement des administrations par voie orale (traitement médicamenteux pendant 5 jours consécutifs) ou par voie intraveineuse dans la veine de la queue (injection d’un stimulant). Chaque intervention dure moins de 30 secondes par souris.
Impact sur les animaux
Les produits testés ne causent pas de nuisances ni d'effets indésirables sur les animaux. Cependant, la contention de l’animal et l’administration du médicament par gavage oral peuvent entraîner un léger stress et le passage de la sonde de gavage peut occasionner une légère irritation. L’introduction d’une aiguille, lorsqu'elle est effectuée selon les bonnes pratiques vétérinaires, entraîne une douleur légère de courte durée ainsi qu’un léger saignement.
Devenir
A la fin de chaque protocole les animaux seront mis à mort pour récupérer la rate afin d’analyser pour évaluer l’efficacité du médicament testé.
Remplacement
Une méthode alternative sur cellules est en cours de développement, mais les résultats ne sont pas encore suffisants pour remplacer le modèle animal. Actuellement, la technique d'analyse des plages de lyse reste la seule validée dans les autorisations de mise sur le marché, et certains pays n’ont pas encore accepté les alternatives de tests in vitro.
Réduction
Pour réduire le nombre d'animaux utilisés, une analyse statistique a été réalisée par des statisticiens à l'aide d'un logiciel spécialisé. Cette étude, basée sur les données collectées entre 2015 et 2016, visait à simuler la probabilité de détecter une différence, existante ou non. Un groupe de 8 souris permet d'obtenir une probabilité d'erreur très faible, tandis qu'un groupe de 7 souris est acceptable mais limite. Grâce à cette analyse, il a été possible de réduire le nombre de souris par groupe de 10 à 8. En dessous de ce seuil, le risque d'obtenir des résultats faussement conformes ou non conformes augmente. Pour réduire le nombre d'animaux utilisés, l’entreprise a réussi à faire accepter, par les pays dans lesquels le produit est commercialisé, que l’analyse soit faite exclusivement sur les produits finis et plus sur les intermédiaires de production (Cela expose le fabricant au risque de découvrir une non-conformité seulement à la fin de la production). Par conséquent, le nombre de tests a été réduit de plus de la moitié.
Raffinement
Les produits administrés sont des médicaments dont nous devons vérifier l’activité thérapeutique immunostimulante. Bien qu'ils soient également formulés pour une administration orale chez l'homme, il n'a jamais été constaté de signes de douleur, de toxicité ou de mortalité des souris à la suite de leur administration. Les gestes techniques sont maîtrisés par le personnel pour minimiser l’angoisse des animaux. L'injection dans la veine de la queue de la souris est réalisée sans contention ni contrainte de l’animal. Pour réduire l'angoisse, les souris seront maintenues en groupes. Les animaux bénéficieront d’un enrichissement validé, qui favorise leur bien-être et réduit les conflits entre mâles. Si un animal présente des signes de détresse ou un comportement anormal, il sera écarté du protocole et pourra recevoir des soins supplémentaires. Dans le cas d’une constatation de mal-être ou de douleur, un suivi sur 5 jours avec une grille de scoring évaluant l’état de la souris sera effectué. Si l'état est trop sévère, et/ou ne s’améliore pas dans les deux jours après constatation du mal être ou douleur, l'animal sera mis à mort par dislocation cervicale avec sédation préalablement.
Choix des espèces
Les souris utilisées dans ce projet sont âgées de 5 à 6 semaines au début du protocole. On estime qu’à cet âge adulte le système immunitaire des souris est bien développé pour atteindre une réponse immunitaire optimale. La souche des souris est connue pour sa capacité à produire une quantité importante d’anticorps à cet âge-là. De plus, elle a l’avantage d’avoir une génétique similaire à celle de l’Homme.
Implantation d’un biomatériau régénératif comme stratégie thérapeutique innovante dans un modèle rat d’AVC. Suivi de l’évolution du tissu cérébral par IRM et histologie. EU 1/2 MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
L’objectif scientifique de ce projet est de développer une stratégie thérapeutique innovante visant à favoriser la régénération des voies nerveuses motrices après une lésion du cortex moteur. Les effets de cette approche seront évalués à la fois sur le plan tissulaire, par imagerie IRM et analyses histologiques, et sur le plan fonctionnel, au moyen de tests moteurs spécifiquement adaptés. Ce projet se déroule dans 2 établissements utilisateurs (EU). L’AJOUT D’UNE PROCÉDURE VISANT À PERMETTRE UNE POSSIBLE RÉDUCTION DU NOMBRE TOTAL D’ANIMAUX UTILISÉS AINSI QU’UNE OPTIMISATION DES CONDITIONS EXPÉRIMENTALES NÉCESSITE UNE MODIFICATION DU PROJET INITIAL AUTORISÉ AVEC AJOUT DE 6 ANIMAUX.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à démontrer l’intégration d’un nouveau biomatériau dans le tissu cérébral et à évaluer son potentiel à favoriser la récupération structurelle et fonctionnelle de la composante motrice. Les principaux bénéfices attendus sont : - Restauration tissulaire ciblée : le biomatériau pourrait stabiliser la matrice extracellulaire et soutenir la reconstruction des circuits corticospinaux. - Amélioration fonctionnelle : en favorisant la régénération neuronale et la réorganisation synaptique, il pourrait améliorer la mobilité et la coordination motrice. - Réduction des interventions multiples : un implant efficace limite le recours à des traitements répétitifs ou invasifs, réduisant le stress et la souffrance des animaux. - Avancée méthodologique : le suivi longitudinal par IRM et tests comportementaux permet d’observer l’évolution de la récupération chez le même animal, augmentant la robustesse des données et réduisant le nombre d’animaux nécessaires.- - Impact translational potentiel : les résultats pourraient guider le développement futur de thérapies régénératives pour les AVC ou traumatismes cérébraux, combinant implants biomimétiques, facteurs de croissance et thérapie cellulaire. En résumé, le projet allie compréhension fondamentale de la régénération cérébrale et perspective thérapeutique.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à 2 chriurgies sous anesthésie (réalisation de lésion (durée 1h) puis pose de l'implant (durée 1h)) au niveau cérébral (EU 1/2). Une IRM cérébrale sous anesthésie (durée 1h) sera réalisée 3 fois aprés la lésion (EU 2/2). La mise à mort sera réalisée pour la récupération des tissus cérébraux (EU 1/2).
Impact sur les animaux
Nuisances liées à la chirurgie: La procédure chirurgicale elle-même constitue une source importante de gêne pour l’animal. Elle peut provoquer une douleur aiguë immédiate liée à l’incision du cuir chevelu, à la trépanation et à la manipulation du tissu cérébral. Malgré l’utilisation d’anesthésie générale et d’analgésiques adaptés, un risque résiduel d’inconfort ou de douleur persiste, notamment lors de la phase de réveil. La chirurgie comporte également des risques de complications, tels que : - Saignements intracrâniens - Infections post-opératoires - Réactions inflammatoires locales - Œdèmes cérébraux pouvant altérer le bien-être de l’animal et interférer avec la récupération attendue Conséquences post-opératoires et facteurs additionnels de stress Après l’intervention, les animaux peuvent présenter un inconfort prolongé lié à la cicatrisation et à l’adaptation physiologique post-lésion. Cela peut se traduire par : - Altération de la motricité - Diminution de l’appétit - Modification du comportement exploratoire - Apparition de crises d’épilepsie soudaines Les premiers tests comportementaux réalisés après récupération peuvent également induire un stress psychologique, en raison de la nouveauté des situations expérimentales et de la contrainte de manipulation.
Devenir
La procédure se termine par la mise à mort des animaux afin de pouvoir étudier leurs tissus cérébraux. Cette étape est nécessaire pour observer directement comment le biomatériau s’intègre dans le cerveau, et pour mesurer la reconstruction des zones touchées et la récupération des cellules et des circuits moteurs. Les informations obtenues permettent également de mettre en relation les changements observés dans le cerveau avec les performances motrices mesurées chez l’animal, donnant ainsi une vision complète de l’efficacité du traitement.
Remplacement
L’accident vasculaire cérébral (AVC) est une maladie grave causée par l’obstruction ou la rupture d’un vaisseau sanguin dans le cerveau, entraînant des séquelles neurologiques. Malgré les progrès de la recherche en laboratoire, les modèles actuels ne permettent pas encore de reproduire la complexité du cerveau humain, en particulier sa vascularisation et les réactions biologiques qui suivent un AVC. Pour mieux comprendre ces phénomènes et tester de nouvelles thérapies, il est donc nécessaire d’utiliser un modèle animal. Ce projet vise à évaluer une stratégie innovante basée sur l’implantation de biomatériaux dans la zone lésée du cerveau, afin de favoriser la régénération. Les effets seront suivis à la fois par des tests fonctionnels (motricité, force, comportement) et par imagerie cérébrale (IRM). Après avoir obtenu des résultats encourageants avec d’autres biomatériaux chez le rat, nous allons maintenant tester un nouveau biomatériau biodégradable, plus proche des conditions physiologiques humaines et offrant un meilleur potentiel régénératif.
Réduction
L’utilisation de méthodes non invasives comme l’IRM et les évaluations motrices permet de suivre les mêmes animaux dans le temps, ce qui limite le nombre d’animaux nécessaires. Nous prévoyons d’utiliser 84 animaux adultes, mâles et femelles, sur une période de 5 ans, et nous réutiliserons, lorsque possible, les données d’animaux témoins provenant de protocoles antérieurs. Les animaux seront répartis en différentes catégories : animaux non lésés, animaux ayant subi une chirurgie factice (sham lésion), animaux avec implantation factice (sham-implant), et hémisphères sains des animaux lésés. Le suivi longitudinal de chaque animal permettra d’évaluer la récupération motrice ainsi que les changements observés à l’IRM et en histologie, tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Le principe fondamental des 5 libertés est strictement respecté tout au long de l’étude. Les rats sont hébergés dans des cages ventilées, par groupes de deux individus (espèce grégaire), dans une salle dédiée exclusivement à cette espèce. L’alimentation est disponible ad libitum, y compris pendant les phases d'entraînement et d’évaluation motrice, sans jeûne ni restriction alimentaire. Le suivi de l’état de santé général est assuré par les expérimentateurs et le personnel de zootechnie : les animaux sont pesés chaque semaine et bénéficient de contrôles vétérinaires réguliers. Une attention renforcée est portée aux animaux opérés, qui font l’objet d’une surveillance quotidienne par du personnel formé. Cette surveillance comprend l’observation de l’appétit, du poids, de la mobilité, de l’état du pelage, du comportement général, et s’appuie sur un score clinique. Ce score guide les décisions à prendre : mise en place d’un traitement visant à diminuer la douleur, renforcement du suivi, retrait de l’étude ou mise à mort si nécessaire. La prise en charge de la douleur repose sur des protocoles stricts et validés, en cohérence avec les principes de nociception et leur impact potentiel sur le bien-être animal et la qualité scientifique des données (cf. paragraphe sur les chirurgies). Un enrichissement environnemental est systématiquement mis en place, incluant des éléments cognitivement stimulants (tunnels, boules de fouille, boules traversantes, odeurs naturelles variées…) ainsi qu’une stimulation sociale via une arène de rencontre intercage. les animaux sont conditionnés de manière progressive aux tâches motrices, à l’aide de renforcements positifs. Cette procédure est conçue pour être peu anxiogène et respectueuse du bien-être animal. Le transport des animaux de l’EU 1/2 à l’EU 2/2 (trajet routier de 10 km) est également encadré avec attention. Les cages sont sécurisées pour le transport, les biberons sont retirés afin d’éviter l’humidification de la litière, les animaux ont accès à des croquettes et à une coupelle de nourriture molle, les couvercles sont scotchés pour prévenir toute ouverture accidentelle, les cages sont placées dans des sacs isothermes afin de limiter les variations thermiques, les chocs et les nuisances sonores.
Choix des espèces
Le rat constitue un modèle privilégié pour l’étude de la récupération fonctionnelle de la motricité du membre supérieur après lésion cérébrale et implantation de biomatériaux. En effet, la mobilité et la force du membre antérieur représentent des fonctions motrices essentielles, dont la récupération est déterminante pour l’autonomie des patients cérébrolésés dans les activités de la vie quotidienne. De plus, des tests comportementaux validés et adaptés chez le rat permettent d’évaluer l’amplitude des mouvements, la force musculaire ainsi que la sensibilité des membres supérieurs. Enfin, le suivi longitudinal de la progression tissulaire est réalisé grâce à des examens d’imagerie (IRM) non invasifs, indolores et pratiqués sous anesthésie, garantissant le bien-être de l’animal. Pour l'IRM, la taille du cerveau de rat est privilégiée par rapport à la souris. Les expériences sont conduites sur des animaux adultes âgés d’environ 3 mois, ce qui correspond à l’âge adulte chez l’homme et se rapproche de la tranche d’âge à laquelle surviennent majoritairement les AVC ischémiques.
Développement de nouveaux vecteurs thérapeutiques et composés pharmacologiques pour le traitement des hémoglobinopathies Beta sur souris humanisées MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Objectifs
La β-thalassémie et la drépanocytose sont les maladies héréditaires génétiques les plus fréquentes au monde. Elles sont dues à des mutations génétiques causant de nombreux symptômes ainsi qu’une réduction de l’espérance de vie (40 ans). Des thérapies géniques sont développées depuis des années afin de guérir ces maladies. Cependant, ces traitements nécessitent la manipulation des cellules souches hors du corps de chaque patient avant leur transplantation. Ce genre de manipulation est complexe et présente plusieurs limitations techniques. De plus, les traitements actuels nécessitent que les patients subissent une chimiothérapie dont les conséquences sont lourdes pour l’organisme. Nous proposons dans ce projet de contourner toutes ces limitations et d’améliorer l'efficacité de ces thérapies en testant une nouvelle génération de vecteurs thérapeutiques ciblant directement les cellules souches à l’intérieur du corps du patient.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet apporteront une preuve de concept de l’application de nos stratégies de modification du génome par administration directe dans la circulation sanguine. Ces nouveaux traitements permettront d’augmenter l’efficacité des thérapies actuelles et de réduire à la fois leur coût et la souffrance des patients.
Procédures
Anesthésie gazeuse (2X), 30s à 15min. Anesthésie profonde (1X), 1min. MODIFICATION Injections (21X maximum), 30s par intervention. Injection en intraveineuse (1X), 1 min par intervention. Prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse (2X) et sous anesthésie profonde (1X), 2 min par intervention. Injection en sous-cutanée (7X), 10s par intervention. Imagerie intravitale (1X), 10min par intervention. Pose de pompe osmotique (X1) : incision, 15min par intervention.
Impact sur les animaux
Les altérations génétiques des animaux utilisés dans ce projet provoquent une immunodéficience sévère qui les rend vulnérables aux infections microbiennes. Le traitement myéloablatif léger appliqué aux souris peut provoquer une douleur transitoire durant les heures qui suivent l’injection intrapéritonéale. L’anesthésie gazeuse ou par injection intrapéritonéale peut provoquer une baisse de la température corporelle et un assèchement des yeux. L’administration par injection sous-cutanée ou intrapéritonéale peut provoquer une douleur légère et un stress. La pose de pompe osmotique par chirurgie sous-cutanée peut provoquer une douleur légère durant plusieurs jours après l’opération. L’injection de cellules souches en intraveineuse et sous anesthésie peut provoquer un stress transitoire. L’imagerie intravitale peut provoquer chez les animaux un stress et une baisse de la température corporelle liée à l’anesthésie gazeuse prolongée nécessaire à sa mise en œuvre. Les prélèvements de sangs réalisés sous anesthésie gazeuse peuvent provoquer une douleur. MODIFICATION : Les injection répétées de médicament sur 21 jours peuvent provoquer une irritation légère ou un abcès au niveau des sites d’injection.
Devenir
Tous les animaux inclus dans ce projet seront mis à mort à la fin de cette procédure car nous avons besoin de prélever leurs organes afin de réaliser plusieurs analyses moléculaires et biochimiques.
Remplacement
Le développement des vecteurs de ce projet a été réalisé en laboratoire, sans l’usage d’animaux, dans les conditions qui se rapprochent des celles observées dans le corps humain. La nature de ce projet, qui se focalise sur la capacité de ces nouveaux vecteurs à fonctionner dans la circulation sanguine, nous oblige naturellement à nous tourner vers un modèle animal proche de l’homme.
Réduction
La lignée de souris utilisée dans ce projet a été choisie dans le but de réduire le nombre d’animaux nécessaires à l’obtention de résultats significatifs. Pour le traitement statistique de nos données, nous aurons recours à plusieurs tests statistiques destinés à réduire les lots du projet de manière optimale. Par ailleurs, nos élevages de souris seront synchronisés en amont de chaque expérience de manière à utiliser au maximum les animaux de chaque portée.
Raffinement
La lignée de souris utilisée dans ce projet a été choisie dans le but de raffiner nos protocoles en diminuant la souffrance engendrée par le conditionnement chimiothérapeutique. Chaque procédure douloureuse sera précédée d’une anesthésie gazeuse ou une anesthésie par injection. Lors des prélèvements de sang, un anesthésique local sera appliqué à l’œil afin de diminuer la douleur qui suit la manipulation. Les animaux seront pesés au cours du conditionnement afin de surveiller toute perte de poids anormale. Une surveillance quotidienne sera réalisée par le personnel compétent de l’animalerie ainsi qu’une surveillance hebdomadaire par les responsables du projet. Les animaux seront hébergés sur portoir ventilé, avec un accès à la nourriture et à la boisson ad libitum. Chaque cage bénéficie d’un enrichissement matérialisé par un tunnel translucide rouge destiné à diminuer le stress et stimuler l’activité, des carrés de cellulose afin de favoriser la nidification et un bâtonnet en bois pour répondre aux besoins naturels des rongeurs. Enfin, la souffrance des animaux sera surveillée régulièrement et la décision de leur mise à mort encadrée par une grille de score spécifique.
Choix des espèces
Les seuls modèles animaux aujourd'hui disponibles pour l'étude des cellules souches humaines ont été développés chez la souris. Cette espèce est facile à élever en animalerie et présente une homogénéité génotypique importante. Les membres de notre laboratoire disposent d'une expertise sur cette espèce, ce qui facilite la réalisation d'un tel projet. Les animaux subiront une greffe de cellules souches à l'âge de 5 à 7 semaines car il s'agit de l'âge optimal pour obtenir les meilleures chances de succès de greffe de cellules souches humaines.
Évaluation de nouvelles thérapies dans le domaine des maladies inflammatoires de l’intestin induit par l’indométacine
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
Rats : 2880
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité thérapeutique de nouveaux traitements sur un modèle de colite chez le rongeur induit par un anti-inflammatoire non stéroïdien utilisé pour soulager les douleur et l’inflammation dans l’arthrose, l’arthrite rhumatoïde, la goute et les tendinites mais conduit souvent à des effets secondaires indésirables gastro-intestinaux. En inhibant la production de prostaglandines, cet anti-inflammatoire réduit l’inflammation et la douleur, mais cette inhibition entraîne une altération de la barrière intestinale et une augmentation de la perméabilité, favorisant des lésions et une inflammation locale pouvant conduire à des complications : ulcères, perforations et saignements entrainant une urgence chirurgicale. Ainsi par ces observations, cet anti-inflammatoire est utilisée pour induire une colite expérimentale chez les rongeurs qui mime par certaines aspects les maladies chroniques inflammatoires de l’intestin comme la maladie de Crohn. Les informations qui seront générées par le biais de ces études seront utilisées pour préparer les phases précliniques et cliniques du développement pharmaceutique de ces nouveaux traitements. Ces informations comprennent entre autres : • Dose minimale produisant un effet thérapeutique • Dose minimale pour lequel l’effet thérapeutique est le plus élevé. • Déterminant pharmacocinétique qui conduit à l’efficacité thérapeutique. • Régime de doses pour les études toxicologiques exploratoires et règlementaires. • Régime de doses pour les essais cliniques chez le volontaire sain, puis chez le patient.
Bénéfices attendus
L’utilisation d’un modèle de colite chimiquement induite chez la souris présente un intérêt majeur en recherche préclinique. Ce modèle reproduit des lésions intestinales et une inflammation similaires à celles observées dans les maladies inflammatoires chroniques de l’intestin, comme la maladie de Crohn. La maladie de Crohn est une pathologie chronique incurable qui entraîne des lésions intestinales évoluant par poussées et rémissions, avec un fort impact sur la qualité de vie. Les traitements actuels, tels que les corticoïdes, immunosuppresseurs et biothérapies, présentent des limites importantes : échecs thérapeutiques fréquents, perte de réponse au fil du temps et effets secondaires sévères. De plus, la maladie s’accompagne souvent de complications psychologiques comme la dépression et l’anxiété, liées à la douleur, la fatigue et la stigmatisation sociale. Ce projet permettra d’évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques (anti-inflammatoires, immunomodulateurs, antioxydants, probiotiques) et d’étudier les mécanismes physiopathologiques impliqués, tels que l’altération de la barrière intestinale, le rôle des prostaglandines et l’impact du microbiote. Enfin, il contribue au développement de biomarqueurs pour le suivi de l’inflammation et de la réponse aux traitements, offrant ainsi une plateforme essentielle pour la découverte de stratégies innovantes contre les Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin.
Procédures
Les gestes techniques concernent tous les animaux. • Pesées : Durée 30 secondes, sur animal vigile, jusqu’à une fois par jour sur la durée des études soit jusqu’à 15 fois par animal . • Administration d’indométacine, 3 possibilités : o par voie orale : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile o par voie sous-cutanée : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile o par voie intrapéritonéale : Durée 10 secondes, une à 7 fois sur animal vigile • Prélèvement de sang par voie retro-orbitale au cours des procédures : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale par injection ou gazeuse, 1 fois par œil et par animal. Le prélèvement retro-orbital sera utilisé en dernier recours, seulement dans le cas où un volume plus large et un prélèvement rapide est nécessaire pour garantir l’intégrité des analytes. • Prélèvements de sang via la veine caudale : Durée 30 secondes, 3 fois par animal, sur animal vigile ou sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. • Prélèvements de sang terminaux par ponction cardiaque ou veine abdominale : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale profonde par injection ou gazeuse. • Administrations des composés à potentiel thérapeutiques (plusieurs choix possibles): o Par voir orale à l’aide d’une sonde gastrique : Durée 10 secondes sur animal vigile, jusqu’à 3 fois par jour, pendant 15 jours. o Par voie intrapéritonéale : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois par jour, jusqu’à 15 jours. o Sous-cutanée : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois par jour, pendant 15 jours. o Par voie intraveineuse retro-orbitale : Durée 30 secondes, sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. Une fois par œil et par animal. o Par voie intraveineuse via veine caudale : Durée 30 secondes, sur animal vigile ou sous anesthésie générale par injection ou gazeuse. Une fois par semaine pendant 2 semaines. • Test de perméabilité intestinale/administration de dextran par voie orale : Durée 10 secondes sur animal vigile, une fois toute les 2 semaines soit 1 à 2 fois par animal. • Mise à jeun avant administration orale de l’indométacine et mise à jeun pour le test de perméabilité intestinale. Durée 12h. Deux fois par animal.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus des modèles de colite sont une perte de poids, des diarrhées, la présence de sang au niveau des fèces et/ou du rectum. Une piloérection, une réduction de la mobilité et une perte de poids > à 20% en 24h ou 25% depuis le jour 0 justifieraient une mise à mort immédiate.
Devenir
Tous les animaux de la procédure seront mis à mort. L’évaluation de l’efficacité des composés à potentiel thérapeutique nécessite des analyses approfondies de différents tissus et du système immunitaire.
Remplacement
Il existe des modèles ex-vivo d’organoïdes intestinaux permettant un premier criblage pour évaluer l’efficacité des composés permettant de limiter le recours à l’animal dans les premières phases de développement. Cependant, ce système dépourvu d’autres organes et de structures immunologiques clés (ganglions mésentérique, rate, système lymphatique, hépatique, rénale et circulatoire) ne peut pas à ce jour constituer un environnement fiable pour prédire la pharmacologie in vivo. Seul un modèle animal peut permettre d’étudier les interactions entre des entités à potentiel thérapeutique et ces différents systèmes biologiques très complexes impliquant entre autres la migration de cellules immunitaires vers l’intestin. Cependant, des tests in vitro et in silico qui permettent de prédire les profils pharmacocinétiques et les interactions avec la cible moléculaire d’intérêt seront utilisés en amont des études de ce projet. Ceci permettra de limiter le recours à l’animal.
Réduction
Les entités thérapeutiques auront préalablement été évaluées de manière extensive sur une batterie de tests in silico et in vitro. Ces tests permettent par exemple de prédire le profil pharmacocinétique d’un composé (ex : lipophilie, absorption, distribution, métabolisme), de déterminer les caractéristiques d’interaction du composé avec la cible d’intérêt (ex. un récepteur, un canal ionique, une enzyme). En outre, le profil pharmacocinétique chez le rongeur aura aussi été déterminé. De nombreux composés auront donc été éliminés du fait de leur faible performance sur ces tests. Ainsi, les tests sur animaux sont réduits au minimum nécessaire. Le nombre d’animaux prévu pour ce projet (2880 souris et 2880 rats, total 5760) se base sur les données de la littérature et les données de mise en place des modèles, notamment des analyses de puissance statistique et des tests de détermination de la taille des groupes expérimentaux. Des analyses rétrospectives seront conduites pour s’assurer de la bonne adéquation du nombre d’animaux par groupe et de la puissance statistique recherché. Dans la plupart des cas, nous utiliserons l'approche conventionnelle du calcul de l'échantillon nécessaire pour une étude et qui repose sur quatre éléments (1) : l'erreur de type I, la puissance d'étude (80% au minimum), les suppositions dans le groupe contrôle pour la fréquence de réponse et la variabilité de celle-ci, et, enfin, l'effet attendu pour le traitement. L'erreur de type I (erreur alpha) consiste, dans une étude de supériorité d'un traitement versus un autre, à rejeter à tort l'hypothèse nulle (absence de différence) c'est-à-dire de conclure à tort qu'une différence existe entre les 2 traitements. Il sera accepté un risque de 5% comme c’est la convention en pharmacologie préclinique, soit une valeur p < 0,05.
Raffinement
Les animaux seront habitués à la manipulation avant le début des études en utilisant exclusivement des techniques non-aversives (ex : prélèvement de l’animal de sa cage avec l’aide d’un tunnel). Les procédures potentiellement douloureuses ou sources d’inconfort ou de stress se feront sous anesthésie générale. Les animaux feront l’objet d’une surveillance clinique a minima journalière sur la durée de la procédure. Les locaux et systèmes d'hébergement suivront un programme de contrôle d’hygiène et sanitaire afin de prévenir tout biais. Les conditions d’ambiance seront contrôlées sur la durée des procédures. Un programme de soins adapté sera mis en œuvre pour l’ensemble des animaux affectés à ce projet, par ou sous l'autorité du vétérinaire. Un plan d'action incluant la communication sera établi et mis en place lors d'apparition d'évènements inattendus. Le nombre de manipulations sur l’animal sera réduit au strict nécessaire car le stress lié à la manipulation non seulement affecte le bien être mais peu aussi impacter la réponse inflammatoire et immunitaire. Des critères d'arrêt anticipé seront mis en place pour chaque procédure afin de réduire tout inconfort, stress, souffrance ou douleur inutile.
Choix des espèces
La grande majorité des modèles et des techniques utilisés dans le cadre de la recherche médicale et pharmaceutique ont été décrits chez les espèces rats et souris. De nombreuses données sur les modèles de Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin chez le rongeur existent déjà dans la littérature et peuvent être utilisées pour l’avancement des projets. Adulte : Les données de la littérature indiquent que les rats (min. 5 semaines) et les souris (min. 7 semaines) adultes représentent des modèles fiables pour l’évaluation de l’efficacité de composés dans le domaine des Maladies Inflammatoires Chroniques de l'Intestin car ils disposent d'un système immunitaire mature.
Etude de l’innocuité et de l’efficacité d’un autovaccin bivalent contre la lactococcose et la furonculose chez la Truite Arc en ciel.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Objectifs
La furonculose et la lactococcose sont deux maladies bactériennes des Salmonidés dues respectivement aux bactéries Aeromonas salmonicida sub. salmonicida et Lactococcus sp (L. petauri, L. garvieae). Elles entraînent des pertes économiques importantes en raison de la mortalité observée lors des formes suraiguës ou aiguës et des coûts liés à leur contrôle. Elles sont toutes les deux saisonnières et touchent toutes les classes d’âges des poissons, particulièrement en période estivale du fait de l’augmentation de la temperature de l’eau. Les vaccins et antibiotiques actuellement utilisés pour prévenir et traiter ces maladies présentent des limites en termes d’efficacité, de lutte contre l’antibiorésistance et de prévention des contaminations environnementales. Actuellement, ce sont des autovaccins qui sont utilisés (vaccin préparé sur mesure à partir du ou des bactéries isolées directement dans l’élevage et destiné uniquement à ce même élevage). Ce projet vise à optimiser les stratégies vaccinales en évaluant un autovaccin bivalent contre ces 2 maladies bactériennes majeures, ce qui permettrait de limiter le nombre d’injections. Outre l’évaluation de l’innocuité et de l’efficacité de cet autovaccin, il inclut une évaluation des interactions entre les valences vaccinales sur le plan immunitaire.
Bénéfices attendus
L’administration de vaccins bivalents contre deux maladies bactériennes nécessitant l’utilisation d’antibiotiques lors des épisodes cliniques, contribuera à la lutte contre l’antibiorésistance en favorisant des pratiques d’élevage durables et en améliorant le bien-être des poissons via la réduction des impacts des maladies infectieuses et du stress des animaux. L’évaluation de l’efficacité et de l’innocuité de ces vaccins est une attente des professionnels, vétérinaires et éleveurs.
Procédures
Prises de sang : Un prélèvement par animal sera réalisé sur animaux anesthésiés. Chaque intervention, incluant l’induction de l’anesthésie, le prélèvement et l'euthanasie, durera environ 30 minutes. Infection par balnéation : les poissons seront exposés à une suspension bactérienne de A. salmonicida ou L. petauri pendant 16 h, dans un volume d’eau restreint mais oxygéné en continu
Impact sur les animaux
L'évaluation de l'efficacité vaccinale nécessite de réaliser des challenges infectieux chez les animaux. Les manifestations cliniques de l'infection expérimentale peuvent entrainer de la douleur chez les poissons. Le protocole sera arrêté dès l'observation de poissons moribonds (poissons avec déséquilibre sévère (nage sur le dos) et/ou absence de réaction au test de l’épuisette (apathie)) ou de signes caractéristiques des maladies (présence d’un furoncle ouvert dont le diamètre est supérieur à 1,5 cm, exophtalmie sévère).
Devenir
tous les animaux seront euthanasiés -soit après les prélèvements sanguins : du fait de l'utilisation de poissons < 50g, une mortalité élevée des animaux est observée, malgré l'expérience des manipulateurs -ou après l'infection des animaux : il n'est pas possible, pour des raisons sanitaires, de maintenir en vie des animaux protentiellement infectés.
Remplacement
L'objectif du projet étant d'évaluer l'efficacité de la vaccination contre la furonculose, cela ne peut se faire que sur animaux vivants. L'expérimentation animale est nécessaire car il n'existe pas encore de modèle in vitro pour l’étude de l'immunité post-vaccinale chez les poissons.
Réduction
Lors de la phase 1 durant laquelle le niveau de protection post vaccinale sera testé par la mesure de la production d'anticorps spécifiques, chaque lot sera constitué de 30 poissons. Ce nombre a été calculé en utilisant l'outil statistique en ligne https://biostatgv.sentiweb.fr avec le module "comparer 2 moyennes" et les paramètres suivant : μ1 = 0,15 ; μ2 = 1 ; ecart-type = 0,4 ; risque alpha = 0,05 et puissance = 0,9. Lors de la phase 2 durant laquelle certains lots de poissons seront soumis à un challenge infectieux pour mesurer l'efficacité vaccinale, les lots de poissons infectés seront constitués de 48 poissons alors que les lots témoins non infectés seront de 24 poissons. Ce nombre de 48 poissons a été déterminé avec le même outil que précedemment, en faisant l'hypothèse d'obtenir un RPS (relative percent survival) de 60 %, sachant que le RPS d'un protocole vaccinal est calculé par la formule suivante : (1 - (nombre de morts dans le lot vacciné et infecté / nombre de morts dans le lot non vacciné et infecté)) x 100. Dans les lots non infectés, nous faisons l'hypothèse que nous n'observerons pas de mortalité, nous avons ainsi réduit de moitié l'effectif de ces lots. Ces effectifs permettent d’obtenir des résultats statistiquement exploitables tout en minimisant le nombre d’animaux utilisés dans l’expérimentation. Une analyse immunologique sera réalisée en fin d’expérimentation sur l’ensemble des poissons survivants, afin de vérifier l'infection et de documenter la réponse immune. Les tests statistiques utilisés incluront des ANOVA, des tests non paramétriques (Kruskal-Wallis), et des modèles de régression linéaire.
Raffinement
Une observation quotidienne des poissons est assurée. Lors des procédures de challenge infectieux, les poissons font l’objet d’une observation plus rigoureuse deux fois par jour, chaque jour, de manière systématique. • Seuils d’alarme liés aux paramètres d’ambiance : Température de l’eau : si >20°C et non rectifiable, arrêt de l’expérimentation. Oxygène dissous : si
Choix des espèces
La truite arc en Ciel est un hôte naturel d'Aeromonas salmonicida et de Lactococcus sp. C'est de plus l'espèce de poisson la plus élevée en France et donc pour laquelle il est important d'améliorer l'efficacité vaccinale Les truites utilisées seront de 5 g à l’arrivée à la station aquacole d'Oniris en Février, atteignant 20 à 30 g au début de l’expérimentation. La furonculose et la lactococcose sont des maladies observées à différents stades d'élevage. Sur le terrain, les éleveurs peuvent commencer à vacciner par voie intrapéritonéale les poissons de 30 à 50 g.
Mise en évidence d’un état diabétique chez le rat Wistar
- Enseignement supérieur
Objectifs
Ce projet vise à caractériser un diabète expérimental chez le rat, en comparaison avec un animal sain, dans le cadre d’un TP pour des étudiants en Master 1. Il permet aux étudiants de comprendre les principes diagnostiques du diabète et d’analyser des données physiologiques in vivo. Les mesures ponctuelles (glycémie à jeun, tests dynamiques) donnent une valeur instantanée, tandis que les indicateurs intégratifs (hémoglobine glyquée) reflètent la glycémie sur plusieurs semaines. Leur combinaison offre une évaluation complète de la pathologie métabolique.
Bénéfices attendus
Ce projet pédagogique permet aux étudiants de mettre en pratique des compétences expérimentales en physiologie animale dans un cadre éthique et réglementé. Il favorise la compréhension des mécanismes physiopathologiques du diabète et l’interprétation de paramètres glycémiques et insulinémiques. La comparaison de deux modèles de diabète différents (STZ et GK) illustre l’hétérogénéité de la pathologie et développe l’esprit critique des étudiants. Enfin, il sensibilise les étudiants au bien-être animal, en mettant en œuvre une analgésie préventive, une anesthésie adaptée et une mise à mort contrôlée.
Procédures
Certains animaux subiront une injection intrapéritonéale de streptozotocine (STZ, 40 mg/kg) pour l’induction du diabète (réalisée 3 semaines avant le TP). Tous les animaux (témoins, rats rendus diabétiques par STZ et rats GK spontanément diabétiques) seront soumis à plusieurs interventions expérimentales : - Injection intrapéritonéale de glucose (1 g/kg) lors du test de tolérance au glucose ; - Prélèvements sanguins sous anesthésie : 6 échantillons de 100 µL par animal (plus une goutte pour glycémie à jeun) prélevés par incision caudale ; - Mise à mort contrôlée à la fin du TP. Toutes ces interventions sont réalisées sous analgésie et anesthésie, avec un suivi attentif de l’état physiologique des animaux. La durée totale des manipulations le jour du TP est d’environ 2 à 2,5 heures par animal, tandis que l’injection de STZ est ponctuelle et réalisée une seule fois, trois semaines avant le TP.
Impact sur les animaux
Les rats diabétiques, qu’ils soient issus du modèle chimique (STZ) ou du modèle spontané (GK), présentent une hyperglycémie chronique, qui peut entraîner des manifestations physiologiques telles que polyurie et légère perte de poids. Ces effets font partie de la pathologie étudiée et nécessitent une surveillance accrue et un entretien adapté des cages (changement deux fois par semaine pour maintenir l’hygiène). Chez les rats STZ, la procédure de suivi de la glycémie implique des prélèvements sanguins hebdomadaires et limités (10 µL) réalisés sur la queue, effectués de manière ponctuelle et rapide. Cette manipulation est considérée comme minimale et ne nécessite pas de prise en charge analgésique supplémentaire. L’ensemble des manipulations prévues durant le TP (analgésie, anesthésie, prélèvements sanguins, mis à mort contrôlée) est conçu pour limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux et garantir leur bien-être pendant toute la durée de l’expérience.
Devenir
A l'issue de la procédure 1, les rats sont maintenus en vie 3 semaines pour aller en procédure 2. A l'issue de la procédure 2, tous les animaux seront mis à mort.
Remplacement
Ce projet s’inscrit dans une approche expérimentale physiologique, et à ce stade, aucune alternative non animale ne permet d’atteindre les objectifs pédagogiques fixés. L’utilisation de rats est indispensable pour étudier l’impact du diabète sur la régulation glycémique et la réponse insulinique in vivo, ainsi que pour observer de manière intégrée les paramètres physiopathologiques associés à l’hyperglycémie. Les modèles diabétiques choisis, rats STZ pour le diabète induit par STZ et rats Goto-Kakizaki (GK) pour le diabète spontané, constituent des modèles bien établis et largement validés dans la littérature scientifique. Ils présentent des caractéristiques physiologiques et métaboliques proches de celles observées chez l’homme, ce qui permet aux étudiants de comprendre et d’analyser de manière réaliste les mécanismes du diabète.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce TP est limité au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs pédagogiques. Chaque binôme de deux étudiants travaille sur deux rats, comprenant un rat sain et un rat diabétique. Pour le modèle diabétique, la moitié des binômes utilise un rat STZ et l’autre moitié un rat Goto-Kakizaki (GK). Le modèle STZ présente une variabilité individuelle dans l’intensité et l’installation de l’hyperglycémie, liée à la sensibilité variable des cellules β pancréatiques à la streptozotocine. Pour garantir que tous les binômes disposent d’un rat diabétique stable, un surplus de 10 % de rats STZ est prévu, soit 1 rat supplémentaire, portant le nombre total de rats STZ à 9 au lieu de 8. De plus, le nombre de rats STZ injectés pourra être légèrement augmenté si le nombre de rats GK disponibles pour la date du TP est insuffisant. En effet, en raison de l’état diabétique, le rat GK se reproduit moins efficacement que le rat Wistar sain, ce qui peut limiter la disponibilité des animaux diabétiques pour le TP. Cet ajustement permet de maintenir un nombre suffisant d’animaux diabétiques, tout en restant conforme à la règle de réduction. Le TP s’adresse à 32 étudiants, soit 16 binômes, nécessitant 32 rats au total. Les résultats obtenus par chaque binôme sont mutualisés et discutés au sein de la salle, optimisant l’exploitation des données et évitant l’utilisation d’animaux supplémentaires.
Raffinement
Tous les rats seront surveillés quotidiennement (aspect global, signes de stress ou de douleur). De même pour les paramètres environnementaux des pièces d'hébergement : la température, les horaires des cycles jours/nuits, les taux d'hydrométrie. Pour les rats Wistar le change de litière est fait une fois par semaine avec un enrichissement sous forme de cubes de papier pour qu'ils puissent faire un nid et un bout de bois à ronger. Le changement de l'eau des biberons est fait 2 fois par semaine. Pour les rats STZ et les rats GK diabétiques qui ont une augmentation du volume et de la fréquence des urines, le change des biberons sera fait 3 fois par semaine. Pour ces rats, le change des cages est fait 2 fois par semaine dans une litière ultra absorbante pour leur apporter un maximum de confort ; nous éviterons le nid qui une fois souillé par l'urine entraine des mauvaises odeurs et de l'humidité ; sera disposé dans la cage un bout de bois à ronger pour favoriser le bien-être et et l’expression de comportements naturels, propres aux rongeurs. Les prélèvements sanguins hebdomadaires réalisés sur la queue de l’animal, d’un volume de 10 µL, ne provoquent pas de douleur notable et ne nécessitent donc aucune prise en charge analgésique. Une fois par semaine nous évaluerons par grille de score adapté, l'apparence, le comportement, et l'hydratation des animaux. Seront mis à mort les rats ayant un score caractéristique de souffrances sévères (moins de 10% attendus).
Choix des espèces
Le choix du rat pour cette étude réside dans le fait que cette espèce présente de grandes similitudes dans sa physiologie et physiopathologie avec celles de l’humain.
Dérégulation des phosphoinositides et myopathie-MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
La myopathie myotubulaire est une maladie génétique néonatale très grave caractérisée par une hypotonie et une atrophie musculaire sévère. C’est une maladie incurable qui conduit au décès des patients par détresse respiratoire dès le plus jeune âge. Le gène responsable de cette maladie code la Myotubularine. C'est une enzyme qui régule une classe de lipides appelée phosphoinositides (PIs). Ce projet a pour objectif de caractériser et d’étudier deux modèles de souris qui reproduisent la dérégulation des lipides contrôlés par la Myotubulaine. Notre but est d’identifier les processus cellulaires ciblés par ces lipides dans le tissu musculaire et comment leur dérégulation impacterait l’apparition et la progression de la maladie. Dans ce contexte, des résultats de l’équipe montrent que l’accumulation les lipides régulés par la Myotubularine régulent le systéme de dégradation des protéines. D’autre part, nos expériences dans des modèles cellulaires dépourvus de la Myotubularine montrent que ces cellules manifestent des défauts de différentiation musculaire. Nous proposons ainsi d’étudier les impactes de la dérégulation des lipides régulés par la myotubularine MTM1 dans le modèle murin (in vivo) spécifiquement dans le muscle squelettique. MODIFICATION L’AJOUT DE LA PROCEDURE 4 NECESSITE UNE MODIFICATION DU PROJET INITIAL AUTORISE AVEC AJOUT DE 44 ANIMAUX.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de décortiquer dans un contexte intégré et physiologique les effets musculaires de la dérégulation des lipides régules par la Myotubularine et ainsi apportera une meilleure compréhension des mécanismes physiopathologiques mis en jeu dans la myopathie myotubulaire liée à l’X. Il permettrait ainsi de proposer de nouvelles pistes thérapeutiques pour cette maladie génétique incurable.
Procédures
Injection d'une toxine (Notexin) à faible dose qui induit la régénération du muscle et donc la formation de nouvelle fibres musculaires: Nombre 72, Durée = 3J ou bien 12J ou bien 24J Post injection (en intramusculaire). Injection d'un viris (l'Adeno-associated virus) pour permettre l’acheminement de gène (non oncogène) dans un tissu afin d'étudier en détail la fonction de ce gène d’intérêt : Nombre 48, Durée 5 semaines post injection (en intramusculaire). Tous les animaux utilisés dans ce projet sont identifiés par un tatouage aux phalanges et sont génotypés suite à un prélèvement de queue inférieur à 0,5mm par le service de l’animalerie habilités pour ce geste. MODIFICATION : 5 FOIS (SEMAINES 4-6-8-10-12), SUR ANIMAL VIGILE: -MESURE DE COMPOSITION CORPORELLE : CONTENTION DANS L’APPAREIL DE MESURE DE LA COMPOSITION CORPORELLE, 2 MINUTES -TEST DE FORCE:5 X 1 SECONDE, AVEC AU MOINS 1 MINUTE DE REPOS ENTRE 2 ESSAIS
Impact sur les animaux
Les souris concernées dans cette étude peuvent développer une faiblesse musculaire importante. Chez l’homme la pathologie liée à la perte de fonction des gènes étudiées dans ce projet induit une myopathie rare et sévère avec qui entraine le décès chez les nouveau-nés ou à l’enfance. De ce fait on suspecte que les protéines étudiées sont nécessaires au développement du muscle qui démarre pendant la vie fœtale. Afin d’étudier ce process et de s'affranchir de l’analyse des fœtus, on a choisi de reproduire la formation du muscle en injectant une toxine (Notexin) à faible dose qui induit la régénération du muscle et donc la formation de nouvelles fibres musculaires. Cette injection se fait d’une manière localisée (Tibialis de la souris) mais pourrait rarement provoquer une nuisance modérée (irritations et démangeaisons). La formation de nouvelles fibres musculaire dans le modèle murin se fait assez rapidement au bout d’une vingtaine de jours et le muscle retrouve sa fonction normale. De même, afin d'approfondir le lien entre nos gènes d’intérêt et la régénération musculaire, on propose d’utiliser un outil d’acheminement des gènes pour les exprimer dans un tissu : les Adénovirus associés. C’est une approche fréquemment employée dans le muscle et utilisée dans les thérapies géniques chez l’homme. L’injection de ces virus est localisée (Tibialis) et ne provoque pas d’effets nuisibles notables chez les souris (résultats antérieurs publiés par le porteur du projet). Enfin tous les animaux utilisés dans ce projet sont identifiés par un tatouage aux phalanges et sont génotypés suite à un prélèvement de queue inférieur à 0,5mm par le service de l’animalerie habilités pour ce geste. MODIFICATION : LA MESURE DE COMPOSITION CORPORELLE INDUIRA UN STRESS DU A LA CONTENTION DANS L’APPAREIL, QUI S’ARRETERA DONC DES LA FIN DE LA MESURE. LA MESURE DE FORCE POURRA INDUIRE UNE FATIGUE MUSCULAIRE LEGERE IMMEDIATEMENT A LA SUITE DU TEST.
Devenir
A l'issue des procédures 1, 2 et 3 (MODIFICATION: "ET PROCEDURE 4"), les animaux sont mis à mort et les muscles sont disséqués et analysés. Ces analyses sont indispensables pour comprendre comment l’altération des phosphoinositides impacte des processus importants de la proteostase musculaire dans le contexte de la myopathie myotubulaire.
Remplacement
En dépit de l’exitance de modèles cellulaires (cellules musculaires de souris dépourvus de l’expression de MTM1 et de Fbxw7) développés par le porteur du projet, ces modèles ne traduisent pas la physiopathologie de la maladie. En effet, cette myopathie apparait dès la naissance chez l’homme et s’aggrave progressivement en touchant spécifiquement le muscle (la fibre musculaire formée qui ne peut pas être reproduite en culture cellulaire). Cette particularité rend l’exploration des cellules musculaires en culture très limitante (restreint aux aspects moléculaires et cellulaire de la perte de l’expression de la protéine MTM1) pour étudier la physiologie de la maladie et envisager des solutions thérapeutiques. De même, il n’existe pas à ce jour des systèmes cellulaires plus intégré (type organoïde) pour étudier le muscle qui est un organe complexe soumis à l’innervation et la contraction. En ce qui concerne la régénération musculaire, c’est un processus complexe qui met en œuvre l’ensemble des cellules résidentes dans le muscle (fibres musculaires, cellules immunitaires, cellules de soutiens du stroma, cellules nerveuse…) et de ce fait impossible à reproduire dans un système in vitro/in cellulo ou ex vivo). Ainsi, le recours au modèle murin est irremplaçable pour le déroulement de ce projet.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe est 8 animaux pour les lignées sans intervention et 6 animaux pour les mêmes lignées avec intervention. Deux animaux en plus par groupe seront inclus afin d’anticiper des pertes. Ainsi le nombre de souris/groupe est réduit à son maximum en respectant les contraintes statistiques dans les publications scientifiques, sans compromettre les objectifs du projet et pour permettre des analyses statistiques fiables. Le nombre de souris utilisé est calculé de manière à donner des résultats statistiquement significatifs en tenant compte de la variabilité entre individus et entre groupe experimentaux.
Raffinement
L’effet de la réexpression de MTM1 et de Fbxw7 dans le muscle des deux modèles étudiés par l’outil AAV fera l’objet d’un suivi. Dans les deux cas, afin de restreindre la réexpression de MTM1 et Fbxw7 dans les cellules musculaires et minimiser au maximum des effets indésirables potentiels, les deux gènes seront sous contrôle d’un promoteur musculaire (expression restreinte au muscle squelettique). La procédure de suivi des animaux injectés par la Notexin ou des Adeno associated virus consistera à faire des observations quotidiennes. Tout effet indésirable peu importe son degré fera l'objet d'un suivie. Une observation des animaux en expérimentation est réalisée quotidiennement. L’état général de l’animal est évalué : prise de nourriture, toilette et mouvements habituels sont considérés comme des signes de bonne santé. La douleur est évaluée par les signes de prostration, de perte d’appétit ou de poids et de mouvements pénibles. Le poids qui traduit entre autres la masse musculaire (atteinte musculaire suite à la délétion des gènes d’intérêt) sera mesuré dès la naissance et tous les 3 jours. L’environnement des animaux est enrichi (bandes de papier Sizzle-Nest pour la nidification, cube de bois pour usure des dents, tunnel ou d'igloo). Pour les animaux qui développeront une faiblesse musculaire (myopathie), l'accès à la nourriture et à l'eau sera facilité en plaçant des croquettes humidifiées et de l'hydrogel dans la cage. Des points d'alertes et des points limites sont fixées par le responsable afin d'entreprendre l'action à appliquer pour réduire la souffrance animale.
Choix des espèces
Nous utilisons des souris parce que le modèle animal de la perte fonctionnelle de la Myotubularine reproduit les principales caractéristiques de la maladie humaine et permet ainsi de se rapprocher le plus de la physiopathologie de la maladie. Le modèle Fbxw7 n’est disponible que chez la souris. D’autre part, l’étude de la myogenèse in vivo après la régénération musculaire a été trés bien décrite chez la souris. C’est un processus conservé et de ce fait traduit ce qui se passe chez l’homme. Il n'existe pas de modèles alternatifs et accessibles pour induire et suivre la myogenèse au cours du temps. Les cultures primaires de cellules satellites isolées de souris de 2 semaines présentent l'avantage de reproduire la différenciation musculaire ex vivo et de complémenter les résultats acquis in vivo, permettant ainsi de réduire le nombre d'animaux nécessaires à l'étude. Les souris sans intervention seront utilisées entre 2 et 20 semaines selon le besoin (survie du phénotype). Un lot de souriceaux âgés de 2 semaines sera utilisé afin d’établir des cellules primaires et compléter l’étude in vivo après régénération (diminuer le nombre de souris). Cet âge est la meilleure fenêtre de prélèvement pour isoler les cellules souches du muscle (cellules satellites).
Evaluation de la performance diagnostique de produits de contraste IRM sur un modèle de métastases cérébrales chez la souris – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
Objectifs
L’imagerie IRM (imagerie par résonnance magnétique) avec administration d’un agent de contraste permet de mieux détecter de nombreuses pathologies cérébrales, notamment en cancérologie, en en rehaussant le signal de la lésion. Outre le dépistage de la maladie et la pose du diagnostic, l’IRM avec agent de contraste permet le suivi de l’évolution de la pathologie et le suivi de l’efficacité thérapeutique mise en place pour le patient. L’enjeu est particulièrement important dans la détection de métastases cérébrales où le pronostic du patient (par exemple : taux de survie à 5 ans) est étroitement corrélé au stade de développement tumoral. Un diagnostic le plus précoce possible de l’ensemble des lésions a un impact direct sur la bonne prise en charge du patient. Le nombre de tumeurs et/ou de métastases ainsi que les caractéristiques de ces lésions (infiltrantes, vascularisées…), leur localisation et l’identification de leurs marges tumorales sont d’autant d’éléments importants pour proposer le meilleur traitement au patient (chirurgie, radiothérapie ciblée, etc..). Dans cet objectif final, le projet vise à évaluer les performances diagnostiques d’un nouvel agent de contraste IRM dans la détection précoce de tumeurs et/ou de métastases cérébrales. Les agents de contraste faisant partie de la classe des médicaments injectables, il s’agira de trouver le meilleur compromis entre la nature et la dose de produit de contraste injectée et l’apport diagnostique pour le patient. Le présent projet sera conduit sur un modèle de souris reproduisant la maladie. Des produits au stade prototype ou déjà commercialisés et considérés à l’heure actuelle comme des références serviront de comparatifs. Cette étude préclinique nous permettra d’obtenir des éléments de réponse avec des paramètres quantitatifs (rehaussement de contraste, nombre et temporalité des lésions détectées) et d’estimer au plus juste la dose qui apportera le meilleur compromis entre performance de détection des lésions et réduction de l’agent de contraste administrée au patient.
Bénéfices attendus
A l’issue de ce projet, nous aurons une idée cliniquement pertinente de la performance diagnostique du produit testé et de la dose à administrer (comparativement à des produits de référence) pour une détection précoce des métastases cérébrales tout en proposant la dose efficace la plus faible possible (compromis entre dose de gadolinium administrée au patient et efficacité du rehaussement à détecter, caractériser et suivre l’efficacité du traitement mis en place). Nous aurons une idée précise, pour une dose donnée, si le nombre de métastases détectées est augmenté par rapport au produit de référence, si la taille minimale de détection et ou le délai d’apparition est réduit, permettant un diagnostic plus précoce, et évaluerons la facilité de délimitation tumorale. Ces résultats permettront d’éclairer les choix de la dose à tester en étude clinique dans l’objectif de mettre à disposition des radiologues un produit de contraste plus performant, en termes de détection et de précocité de détection, améliorant ainsi la prise en charge des patients et, potentiellement, leur taux de survie à 5 ans.
Procédures
Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux anesthésiés et sédatés. Le projet se déroulera en trois phases : Phase A – Mise en place du modèle expérimental. Chaque animal recevra une intervention unique, d’une durée d’environ 10 à 15 minutes, visant à simuler un processus de dissémination tumorale. Cette étape sera réalisée une seule fois par animal, au début de l’étude. Phase B – Suivi par imagerie cérébrale. À partir de la semaine 2 et jusqu’à la semaine [MODIF] 12, les animaux seront suivis par imagerie cérébrale [MODIF] diagnostique jusqu'à apparition de lésions, puis une imagerie cross-over à 24h d'intervalle sera effectuée pour une comparaison entre 2 produits sur un même animal. Chaque séance durera environ 1h à 1h15 par animal, incluant la préparation, l’installation et l’acquisition des images. Ce suivi permettra d’observer l’évolution des lésions et de comparer différents protocoles d’imagerie. Une semaine supplémentaire de suivi pourra être ajoutée selon l’état de santé des animaux. Phase C – Fin de l’étude. L’euthanasie sera pratiquée : • à la fin du suivi par imagerie, • ou plus tôt en cas de problème ou selon les critères de fin d’étude.
Impact sur les animaux
L’administration de médicaments, tels que les analgésiques morphiniques ou l’anesthésie générale, chez l’animal vigile peut provoquer une douleur aiguë au moment de l’injection, ainsi qu’un stress lié à la contention. L’injection intra-cardiaque, utilisée pour l’induction du modèle, est une procédure invasive pouvant entraîner des nuisances importantes. Elle est susceptible de provoquer des douleurs transitoires, des arythmies, des lésions myocardiques, des réactions inflammatoires ou infectieuses, ainsi que des hémorragies internes. Au cours de la phase de développement des métastases cérébrales, les animaux peuvent présenter des troubles neurologiques modérés à sévères : tremblements, incoordination, paralysies partielles, apathie, diminution de la prise alimentaire, perte de poids et déshydratation. Ces signes traduisent une altération progressive de l’état général. L’imagerie par IRM, nécessitant des anesthésies répétées et prolongées, peut induire une hypothermie et une déshydratation. Ces effets sont d’intensité modérée mais peuvent s’accumuler au fil des séances, entraînant une réduction des prises alimentaires et hydriques. Enfin, au-delà de quatre semaines après l’injection tumorale, un envahissement métastatique massif du cerveau peut survenir, provoquant une dégradation rapide de l’état de l’animal, avec un risque élevé de souffrance sévère et de décès spontané.
Devenir
Les souris ayant développé des lésions métastatiques au niveau cérébral (ou dans d’autres territoires si cela arrivait) seront euthanasiées à l’issue du suivi par imagerie IRM, ou à l’atteinte des points limites. Eventuellement, le cerveau des animaux sera prélevé et une analyse histologique ou imagerie élémentaire/moléculaire de coupes cérébrales seront réalisées. Les souris n’ayant pas eu de pousse métastatique (visible en IRM) au bout de 6 semaines post-induction seront euthanasiées et des tissus prélevés pour être utilisés comme matrices biologiques témoins (vierges de certains produits) ou pour des mises au point de bioanalyses.
Remplacement
Si les paramètres physico-chimiques d’un agent de contraste peuvent être déterminés in vitro, l’ensemble des paramètres d’internalisation (entrée dans les cellules cérébrales) et d’extravasation (sortie des vaisseaux) / élimination dans une lésion tumorale sont directement dépendants des caractéristiques intrinsèques de la lésion étudiée et ne peuvent donc être évalués que sur des modèles in vivo. En effet, l’accès à celle-ci dépend directement de l’état d’ouverture de la barrière sang-cerveau et de sa localisation dans le territoire cérébral, ainsi que des caractéristiques propres à chaque lésion (perméabilité, taille, état de vascularisation, tortuosité des vaisseaux, grade, structure du tissu… etc…).
Réduction
L’étude, réalisée en cross-over (comparaison des performances diagnostiques de deux agents de contraste ou doses différents chez un même animal à 24h d’intervalle) permet de diminuer le nombre d’animaux de moitiéen permettant également d’augmenter la puissance statistique d’analyse comparative car : - Chaque lésion métastatique est son propre témoin entre deux comparaisons, permettant de comparer les deux produits sur des lésions avec exactement les même propriétés (taille, perméabilité, accessibilité, nécrose, type…) - Un animal peut présenter plusieurs métastases cérébrales augmentant ainsi le nombre de lésions métastatiques analysé sans augmenter le nombre d’animaux Enfin, selon notre retour d’expérience, le rendement d’animaux répondeur étant variable, l’étude sera réalisée par lot d’implantation de seulement n = 12 animaux à la fois, avec une phase de mise au point afin d’ajuster ce chiffre, de façon à s’approcher au plus juste de l’effectif attendu, c’est-à-dire n = 8 animaux avec lésion(s) métastatique(s) au niveau cérébral. Les animaux ne présentant pas de lésions métastatiques ni signes cliniques pourront servir de matrices biologiques en vue de mises au point d’imagerie moléculaire ou élémentaire.
Raffinement
L’implantation tumorale mise au point sous échographie évite toute ouverture de la peau au niveau du crâne, réduisant de façon importante la souffrance et favorisant la récupération de l’animal. Elle ne sera effectuée qu’une seule fois, avec un volume faible. Par rapport à l’étude antérieure, le protocole d’imagerie a été optimisé afin de réduire les temps d’acquisition des séquences IRM, permettant une anesthésie totale plus brève (de la pose de la voie intraveineuse au réveil, environ 1h contre 1h30 lors de la précédente étude), tout en conservant une bonne qualité de détection des lésions en imagerie réhaussée. D’autre part, une administration d’anti-douleur sera mise en place avant toute intervention invasive afin d’assurer une bonne analgésie. L’administration d’anti-douleur pourra être renouvelée si l’état des animaux le nécessite. Lors des anesthésies générales, les muqueuses oculaires des animaux seront protégées par du gel oculaire pour prévenir de la déshydration. Un appareil de mesure de la respiration nous permettra de suivre la profondeur de l’anesthésie qui sera adaptée en fonction de la réponse de chaque animal. Afin de lutter contre une hypothermie éventuelle, une plaque thermostatée ou un circuit d’eau chaude thermostatée passant sous l’animal seront utilisés lors des anesthésies. Lors des phases de réveil, les animaux seront placés sous lampe rouge (chauffante). Pour le suivi clinique des animaux, une grille de scoring avec différents paliers sera mise en place. Au besoin, nous consulterons un vétérinaire et des mesures seront prises : système particulier d’alimentation ou d’hydratation, analgésie supplémentaire, traitement médicamenteux, etc. Enfin, par retour d’expérience, l’étude menée en interne en 2014 a montré qu’un suivi journalier rigoureux à l’aide de la grille de scoring minimisait fortement les dommages inhérents au modèle et que l’imagerie IRM permettait de détecter les lésions cérébrales avant que celles-ci n’engendrent une souffrance animale sévère ou un décès spontané.
Choix des espèces
Le modèle murin reste le plus utilisé dans la recherche en neurologie et cancérologie et largement reconnu pour apporter robustesse et prédictivité. Les grosses métastases observées chez la souris sont très comparables (tailles, vascularisation, localisation spatiale) à de petites métastases humaines. Sa faible taille remplit tous les critères d’accessibilité pour les administrations d’agents de contraste, taille suffisante pour les implantations tumorales et analyses robustes des images acquises en imagerie IRM. L’attraction importante des cellules pour le cerveau permet qu’aucune lésion tumorale ne soit observée dans d’autres organes. Ce modèle repose sur des souris immunodéficientes, c’est-à-dire qu’elles de possèdent pas ou peu de système immunitaire fonctionnel. Cela évite le rejet des cellules humaines implantées, ce qui est indispensable pour que ces cellules puissent survivre, proliférer et former des métastases dans l’animal et qui serait impossible avec un modèle de souris ayant une immunité classique. Les animaux seront adultes (au minimum âgés de 6 semaines) au moment de l’induction du modèle. En effet, la population d’étude visée est l’adulte.
Comparaison des effets de l’huile de colza gélifiée et de l’huile de palme sur la santé métabolique chez la souris.
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Objectifs
Les matières grasses sont essentielles pour assurer la texture de nombreux aliments mous. Cette texture est généralement obtenue par l’utilisation d’huiles riches en acides gras saturés, comme l’huile de palme, reconnues pour augmenter le risque de maladies cardiovasculaires. Il est donc nécessaire d’identifier des alternatives plus favorables à la santé tout en conservant les propriétés technologiques des produits alimentaires. Les oléogels constituent une alternative innovante permettant de structurer une huile végétale liquide, ici l’huile de colza, dont le profil lipidique est favorable en raison de sa richesse en acides gras oméga-3. Cette structuration repose sur l’utilisation de petites molécules oléogélatrices dérivées d’acides aminés ou d’endocannabinoïdes (messagers chimiques fabriqués par le corps lui-même). La nature de ces molécules nous permet de faire l’hypothèse, d’après ce qui est décrit dans la littérature, qu’elles pourraient exercer des effets bénéfiques, notamment en régulant la prise alimentaire et contrôlant l’inflammation. L’objectif de ce projet est de comparer les effets métaboliques de différentes croquettes formulées : • soit avec de l’huile de palme, naturellement solide; • soit avec de l’huile de colza structurée sous forme d’oléogel à l’aide de deux oléogélateurs distincts (X et Y). Les analyses porteront sur des paramètres circulants et tissulaires impliqués dans la régulation de la prise alimentaire, le métabolisme lipidique et glucidique, ainsi que l’inflammation. L’oléogélateur X sera testé à deux concentrations (2 % et 4 %), ses propriétés technologiques variant selon la concentration. L’oléogélateur Y sera testé uniquement à 4 %, la concentration à 2 % ne résistant pas aux conditions thermiques de fabrication des croquettes. Le recours à l’expérimentation animale est indispensable à ce stade afin d’évaluer les effets physiologiques intégrés de ces nouvelles formulations. Une étude pilote préalable a confirmé la bonne consommation des croquettes et l’absence d’impact négatif sur le bien-être des souris.
Bénéfices attendus
À court terme, cette étude apportera des connaissances nouvelles sur les effets métaboliques des oléogels dans un modèle animal bien caractérisé. Elle permettra de mieux comprendre l’impact de la structuration d’huiles végétales sur la régulation de la prise alimentaire, le métabolisme lipidique et glucidique, ainsi que sur les réponses inflammatoires. Ces résultats constitueront une base scientifique solide pour évaluer la valeur nutritionnelle de ces oléogels. À long terme, ce projet contribuera au développement de formulations alimentaires plus favorables à la santé, en fournissant à l’industrie des éléments scientifiques pour remplacer les graisses saturées par des alternatives à base d’huiles végétales gélifiées. Ces innovations pourraient améliorer le profil nutritionnel de produits de consommation courante (margarines, pâtes à tartiner, produits de boulangerie), favoriser un meilleur apport en acides gras essentiels, notamment les oméga-3, et ainsi contribuer à la réduction du risque de maladies métaboliques et cardiovasculaires dans la population.
Procédures
Les 75 animaux subiront un petit perçage de l’oreille permettant leur identification (moins de 30 secondes avec contention). Les 75 animaux seront pesés une fois par semaine pendant 12 semaines, soit 12 pesées par animal (chaque pesée dure moins de 30 secondes). Parmi eux, 60 animaux recevront pendant 12 semaines une alimentation spécifique, constituée de croquettes enrichies en huiles végétales, associées ou non à des oléogélateurs. Les 75 animaux seront placés à deux reprises dans un tube cylindrique afin d’être introduits dans un appareil permettant la mesure de la composition corporelle (répartition de la masse grasse et de la masse musculaire). Chaque mesure dure moins de 2 minutes, et les deux séances seront espacées de 11 semaines. Les 75 animaux subiront deux périodes de jeûne nécessaires à la réalisation des tests métaboliques : – une période de jeûne de 6 heures (entre 7 h 30 et 13 h 30) ; – une période de jeûne nocturne (entre 20 h et 8 h). Ces deux périodes de jeûne seront espacées d’au moins une semaine. Les 75 animaux recevront une injection dans le ventre d’une solution de sucre afin de mesurer la tolérance au glucose (contention et injection : moins de 30 secondes). Les 75 animaux subiront un gavage d’un bolus d’huile afin d’évaluer le métabolisme des graisses (contention et gavage : moins de 30 secondes). Les 75 animaux subiront deux petites incisions à l’extrémité de la queue (moins de 1 mm) afin de permettre les prélèvements sanguins au cours des tests métaboliques (une incision par test, sans contention, durée inférieure à 30 secondes, avec un intervalle d’au moins une semaine entre les deux tests). Dans le cadre du test de tolérance au sucre, les 75 animaux subiront six prélèvements d’une goutte de sang à l’extrémité de la queue (moins de 30 secondes par prélèvement, sans contention). Dans le cadre du test de tolérance aux graisses, les 75 animaux subiront quatre prélèvements sanguins réalisés selon les mêmes modalités. En fin de protocole, les 75 animaux recevront une injection d’un mélange d’anesthésiques, permettant le prélèvement de sang au niveau du cœur, suivi de la mise à mort (contention et injection : moins de 30 secondes).
Impact sur les animaux
L’identification des animaux par poinçonnement de l’oreille peut entraîner une légère douleur transitoire, sans conséquence durable. La pesée hebdomadaire constitue une source de stress léger et temporaire. La consommation de croquettes riches en lipides va induire une prise de poids modérée, sans altération de la mobilité ou du comportement. Lors des mesures de composition corporelle, les souris seront placées brièvement (moins de 2 minutes) dans un tube cylindrique, ce qui peut générer un léger stress. Les tests métaboliques (tolérance au sucre et tolérance aux lipides) peuvent également provoquer un stress ponctuel : • les périodes de jeûne (6 heures pour le test du sucre et 12 heures pour le test des lipides) sont susceptibles d’engendrer un inconfort modéré • l’injection de sucre et le gavage d’huile sont associés à une douleur ou un stress transitoire • les prélèvements sanguins se font à partir d’une petite incision (< 1 mm) à l’extrémité de la queue, provoquant une légère douleur momentanée. Au total, six prélèvements de sang seront réalisés pendant le test de tolérance au sucre (une goutte à chaque fois) et quatre prélèvements pendant le test de tolérance aux lipides, sans contention, induisant un stress temporaire. • le placement en cage individuelle pendant les 2 heures suivant l’injection de sucre peut également être une source de stress. En fin de protocole, les animaux seront anesthésiés par injection dans le ventre avant le prélèvement sanguin intracardiaque. Cette étape entraîne une brève douleur et un stress transitoire.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure afin de collecter les tissus d’intérêt et de procéder aux analyses permettant de répondre à l’objectif du projet.
Remplacement
À ce stade, une étude chez l’Homme n’est pas possible, car les oléogélateurs X et Y n’ont pas encore reçu d’autorisation de mise sur le marché. L’objectif de ce projet est d’étudier les effets de la consommation d’huiles de colza rendues solides sur le fonctionnement du métabolisme, en particulier sur la prise alimentaire, la gestion des graisses et des sucres par l’organisme, ainsi que sur les phénomènes inflammatoires. Ces effets résultent de l’action conjointe de plusieurs organes (intestin, foie, tissu adipeux, muscle et cerveau). Ils ne peuvent pas être étudiés de manière satisfaisante à l’aide de cultures de cellules isolées ni de modèles informatiques. Le recours à un modèle animal complet est donc nécessaire pour évaluer l’effet global de ces formulations alimentaires sur l’organisme.
Réduction
La taille des groupes a été déterminée à l’aide d’un calcul permettant de définir le nombre minimal d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats fiables. Ce calcul a conduit à un effectif de 15 souris par groupe. Ce nombre correspond au minimum requis pour obtenir des résultats solides et interprétables, tout en limitant strictement le nombre d’animaux utilisés, conformément au principe de réduction. Le nombre de groupes expérimentaux a été limité aux conditions strictement nécessaires grâce à une étude pilote préalable, qui a permis de vérifier que les croquettes étaient bien consommées par les souris et n’entraînaient pas de modification du comportement alimentaire. Cette approche progressive a permis d’éviter l’utilisation inutile d’animaux.
Raffinement
Plusieurs précautions seront prises pour limiter au maximum stress, douleur et inconfort des animaux, tout en assurant la qualité des résultats. Les manipulations seront réalisées par deux personnes expérimentées (gestes rapides, cohérents et réalisés avec douceur, moins de stress). Les animaux seront surveillés trois fois par semaine. Leur consommation de nourriture sera vérifiée chaque semaine par cage, et leur poids sera mesuré individuellement une fois par semaine. Tout changement de comportement, d’apparence ou d’état général sera immédiatement pris en compte. Pour la mesure de la composition corporelle, un apprentissage préalable sera réalisé (une semaine avant) afin d’habituer les souris à entrer dans le tube de mesure. Cette étape vise à minimiser le stress et à éviter les mouvements brusques durant la procédure, qui dure moins de deux minutes. Pour les tests métaboliques, les quantités administrées (solution sucrée ou huile) sont limitées afin de réduire l’inconfort. Une seule incision de 1 mm sera réalisée à l’extrémité de la queue pour chaque test (pour les prélèvements suivants il suffit simplement de gratter la petite croûte avec une compresse). Les prélèvements sanguins se font sans contention. Les tests seront espacés d’une semaine pour laisser aux animaux le temps de récupérer. Lors du test du métabolisme des sucres, si la glycémie d’un animal ne revient pas à la normale dans les 90 minutes suivant l’injection, un suivi supplémentaire sera réalisé à 240 min, puis à 360 min si nécessaire. À la fin de l’étude, les animaux seront anesthésiés afin de permettre le prélèvement sanguin final. La mise à mort sera ensuite effectuée rapidement par dislocation cervicale. Des points limites prédictifs et adaptés à l’étude ont été établis afin de détecter précocement toute souffrance ou altération de l’état général.
Choix des espèces
La souris représente le modèle le plus approprié pour notre projet. La majorité des études publiées dans le domaine de la nutrition et du métabolisme utilisent cette espèce, ce qui permet la comparaison de nos résultats avec la littérature. Sur le plan physiologique, la souris présente un métabolisme des graisses proche de celui de l’Homme. Ces similitudes en font un modèle de référence pour l’étude des effets métaboliques de nouvelles formulations lipidiques. Par ailleurs, les souris présentent une réponse métabolique stable aux régimes riches en lipides, ce qui permet de limiter la variabilité et de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Le recours à la souris est justifié pour évaluer les impacts physiologiques des huiles de colza gélifiées, dans des conditions contrôlées et scientifiquement transposables à l’Homme. Enfin, l’étude pilote permettant de sélectionner les différents types de croquettes testées ici a été réalisée chez la souris. L’administration des croquettes enrichies en différentes huiles et gélifiants débutera chez des souris âgées de 8 semaines, comme au cours de l’étude pilote. À cet âge, les animaux ont terminé leur période de sevrage et le changement de régime alimentaire est généralement bien toléré. Ce moment du développement est également optimal pour éviter que d’éventuelles variations physiologiques observées ne soient confondues avec des effets liés à la croissance (chez des animaux trop jeunes) ou au vieillissement (chez des animaux plus âgés).
Programme de tutorat pour l’acquisition des gestes techniques courants en expérimentation animale sur rats et souris
- Formation professionnelle
Rats : 173
Objectifs
Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Ce type de formation est obligatoire en France et en Europe avant de pouvoir intervenir sur des animaux à des fins scientifiques. Le projet vise à garantir que chaque personne soit bien préparée, accompagnée, et évaluée avant de travailler de façon autonome. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet de formation seront principalement des rats et des souris. Ils seront soumis à différents gestes techniques que les participants doivent apprendre à maîtriser. Ces gestes incluent par exemple des injections (sous la peau, dans le ventre ou dans une veine), des prises de sang à différents endroits du corps, ou des gestes plus complexes comme ceux réalisés lors d'une chirurgie. Chaque animal suivra un parcours progressif avec plusieurs gestes différents, adaptés au niveau du stagiaire. Tous les gestes sont réalisés dans un cadre très encadré, avec des limites strictes sur le nombre d’interventions par animal. À la fin de leur participation, les animaux seront endormis profondément puis euthanasiés sans réveil. L’apprentissage est organisé de manière à limiter au maximum les manipulations inutiles et à garantir le respect du bien-être animal tout au long du programme. La durée de chaque geste est volontairement limitée et adaptée au niveau de formation, afin de réduire au maximum le temps de manipulation et l’impact sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur temporaire. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu ; des complications rares comme une infection locale ou une fausse route lors de l’administration par la bouche ou le nez. Certaines chirurgies sont simulées, mais si une intervention réelle est nécessaire, elle est faite sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. Dans tous les cas, les gestes sont réalisés de manière encadrée, avec des mesures de prévention de la douleur et un suivi attentif de l’état de santé de chaque animal.
Devenir
Dans le cadre de ce projet de formation, tous les animaux seront euthanasiés à la fin de leur participation. Cela s’explique par le fait que certains gestes techniques réalisés sont potentiellement invasifs ou causent un stress ou un inconfort temporaire. De plus, le projet a une visée pédagogique, ce qui implique des manipulations répétées sur un même animal. Afin d’éviter toute douleur ou souffrance prolongée, et de respecter les règles de bien-être animal, chaque animal sera endormi profondément lorsque cela est nécessaire, puis euthanasié de manière conforme aux réglementations en vigueur, sans qu’il ne se réveille. Cette décision permet de garantir à la fois une formation de qualité et un traitement respectueux des animaux utilisés.
Remplacement
Dans ce projet de formation, l’utilisation d’animaux vivants n’a lieu qu’en dernier recours, lorsque cela est vraiment nécessaire pour apprendre correctement un geste. Avant cela, les participants passent par une phase de préparation théorique, avec des documents, des vidéos pédagogiques et des explications détaillées. Ensuite, lorsque c’est possible, ils s’entraînent sans utiliser d’animal vivant. Par exemple, ils peuvent manipuler des cadavres d’animaux déjà euthanasiés pour d’autres raisons, ou utiliser des morceaux de tissus animaux (comme de la peau de poulet) ou encore des modèles en plastique conçus pour simuler des gestes. Ces étapes permettent d’apprendre les bons réflexes et de s’habituer au matériel sans faire souffrir d’animaux. L’usage d’animaux vivants est donc limité à ce qui est strictement nécessaire pour valider les compétences dans des conditions proches de la réalité.
Réduction
Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Chaque personne formée apprend plusieurs gestes sur un seul animal, ce qui permet de mutualiser les apprentissages et d’éviter d’utiliser un animal différent pour chaque geste. En moyenne, une personne réalise une seule procédure de formation qui nécessite cinq animaux. Au total, pour l’ensemble du projet, cela représente environ 863 souris et 173 rats sur cinq ans, en comptant une marge de sécurité pour les imprévus. Quand cela est possible, les animaux utilisés ne sont pas élevés spécifiquement pour ce projet : ce sont par exemple des animaux surnuméraires, des animaux non utilisés dans d’autres expériences ou des animaux de contrôle en fin de suivi. Cela permet de réduire encore davantage le nombre d’animaux produits et de donner une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi. Cette organisation permet donc de former les professionnels de manière efficace, tout en respectant les principes de réduction fixés par la réglementation européenne.
Raffinement
Dans ce projet de formation, tout est mis en œuvre pour limiter au maximum la douleur, le stress ou l’inconfort que pourraient ressentir les rats et les souris. Les participants commencent toujours leur apprentissage sans utiliser d’animaux vivants, en s’exerçant d’abord sur des modèles ou des animaux déjà décédés. Ce n’est qu’une fois ces étapes franchies qu’ils manipulent un animal vivant, sous la supervision d’un formateur expérimenté. Quand un geste est potentiellement douloureux, un médicament antidouleur (buprénorphine) peut être donné à l’animal avant l’intervention. Si un geste s’avère trop difficile à réaliser sans gêne pour l’animal, une anesthésie temporaire peut être utilisée pour éviter toute souffrance. Les chirurgies, lorsqu’elles sont nécessaires, sont toujours faites sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. L’état de chaque animal est suivi à l’aide d’une grille d’observation (cf. Annexe 4) qui permet de détecter rapidement tout signe de douleur ou de malaise. Si un animal atteint un seuil critique (appelé « point limite »), il est euthanasié sans souffrance. Des soins supplémentaires sont apportés, comme le maintien au chaud, la mise à disposition d’aliments faciles à manger après une anesthésie, et la surveillance régulière de leur état. Toutes ces mesures sont mises en place pour respecter les principes de protection animale définis par la réglementation européenne, et garantir une formation de qualité sans exposer inutilement les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisées dans la recherche scientifique. En France, elles représentent environ 70 % des animaux utilisés dans les laboratoires. Ce sont donc les espèces que les participants à cette formation seront amenés à manipuler dans leur travail. Les animaux utilisés sont tous adultes, en bonne santé, et sans maladie. Ce choix est important : les animaux adultes sont plus faciles à manipuler, leur taille permet de bien voir les gestes à effectuer, et cela correspond aux conditions réelles dans lesquelles les chercheurs travaillent. Aucun animal jeune ou âgé n’est utilisé pour la formation. Utiliser des rats et des souris adultes permet donc d’apprendre dans de bonnes conditions, tout en limitant les risques pour l’animal et en respectant les règles éthiques.
Effets de l’expression d’une protéine membranaire sur la carcinogenèse du cancer du pancréas et approche thérapeutique par anticorps
- Recherche appliquée
- Cancers
Objectifs
Le cancer du pancréas est aujourd’hui l’un des cancers les plus meurtriers, avec très peu d’options thérapeutiques efficaces. Pour les formes avancées, les traitements actuels permettent rarement de dépasser une année de survie. Bien que l’immunothérapie ait révolutionné la prise en charge de plusieurs cancers, elle reste pour le moment peu efficace dans le cancer du pancréas. Cependant, de nouvelles pistes suggèrent que des traitements combinés pourraient améliorer la réponse des patients. Ce projet vise à mieux comprendre le rôle d’une protéine très fortement augmentée dans les tumeurs du pancréas, qui semble favorisée par les cellules cancéreuses et associée à un plus mauvais pronostic. Nous avons développé un anticorps dirigé contre cette protéine, qui ralentit déjà la croissance de cellules tumorales dans le cancer du foie. Nous pensons qu’elle pourrait également jouer un rôle important dans le cancer du pancréas et influencer la réponse immunitaire. Notre objectif est donc double : - Comprendre comment cette molécule contribue au développement du cancer du pancréas et à la manière dont la tumeur interagit avec son environnement. - Tester de nouvelles stratégies thérapeutiques, en évaluant si l’anticorps que nous avons développé, seul ou associé à l’immunothérapie, peut ralentir la croissance tumorale et améliorer l’efficacité des traitements. À terme, ce projet pourrait ouvrir la voie à de nouvelles approches thérapeutiques pour un cancer qui manque cruellement d’options efficaces.
Bénéfices attendus
Les cancers du pancréas sont un grave problème de santé public. Bien que rare, il est pratiquement incurable en l’état actuel et les patients atteints ont une durée de vie très faible. Notre projet est une étape vers la mise en place de nouveaux traitements plus efficaces. Nous pensons que notre anticorps peut améliorer l’efficacité des thérapies ciblant le système immunitaire et ainsi la survie de très nombreux malades dans le futur.
Procédures
La majorité des animaux de ce projet seront soumis à une injection unique sous la peau de cellules cancéreuses. Cette injection prend environ une minute à être réalisée sur animaux anesthésiés. Dans certains cas la croissance de la tumeur sous cutanée peut entrainer l’apparition d’une ulcération cutanée au niveau du site d’implantation des cellules. Certains animaux recevront un traitement par anticorps 3 fois par semaine pendant une durée pouvant aller jusqu’à 15 semaines. Les injections seront réalisées sur animaux vigiles, ce qui prend moins d’une minute à être réalisée. Les injections répétées peuvent parfois engendrer une induration ou très rarement une ulcération au niveau des sites d’injection. Un stress physique lors de la manipulation et de la contention nécessaires à l’injection des traitements sont attendus, mais de courte durée. Les animaux subiront un prélèvement de sang terminal. Cette procédure est réalisée sur animaux anesthésiés et est réalisé en environ 1 minute.
Impact sur les animaux
Les injections répétées peuvent parfois engendrer une induration ou très rarement une ulcération au niveau des sites d’injection. Dans certains cas la croissance de la tumeur sous cutanée peut entrainer l’apparition d’une ulcération cutanée au niveau du site d’implantation des cellules. Un stress physique lors de la manipulation et de la contention nécessaires à l’injection des traitements sont attendus, mais de courte durée.
Devenir
Tous les animaux de ce projet seront mis à mort afin de collecter les tissues (tumeurs ; foie ; plasma) qui seront utilisées pour des analyses ultérieures.
Remplacement
Afin de remplacer les études in vivo, nous avons procédé à des études in vitro sur lignées cellulaires et ex vivo sur des tissus de patients afin de démontrer la validité de l’approche. Celle-ci nécessite en parallèle une validation dans un modèle physiologique complet sur animal entier avant transposition clinique chez l’humain.
Réduction
Les tailles d’effectifs ont été déterminées à priori grâce à un logiciel dédié afin d’obtenir des résultats statistiquement fiables et robustes. Les données obtenues grâce aux animaux de ce projet seront analysées avec des tests statistiques classiques.
Raffinement
Afin de raffiner au mieux notre méthodologie, le protocole expérimental est planifié en amont. L’environnement des animaux est enrichi avec des tubes de coton pour la nidification et des briques de tremble à ronger. Les animaux seront hébergés en portoirs ventilés, ce qui les protégera des infections. Les animaux seront maintenus en groupe. Des points limites précoces ont été établis afin d’interrompre si nécessaire les procédures permettant de soustraire les animaux à toute douleur ou souffrance. Les procédures invasives ou stressantes sont réalisées sous anesthésie générale et analgésie. Avant les procédures le nécessitant, au cours de la période d’acclimatation de 7 jours, les souris seront laissées 2-3 jours sans manipulation puis habituées à la contention afin de diminuer le stress lié aux injections répétées.
Choix des espèces
Les souris sont de petits mammifères très proches de l’homme notamment du point de vue immunologique. Le modèle proposé dans cette étude a contribué dans le passé à établir le potentiel curatif des approches thérapeutiques ciblant le système immunitaire actuellement prescrites chez l’homme. Les animaux seront utilisés à un âge adulte de 8 semaines afin qu’ils présentent un système immunitaire mature. De plus il est préférable de greffer les cellules sur des animaux adultes afin que les tumeurs grandissantes entravent le moins possible leur capacité de mouvement