Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
- 340 projets autorisés en juin 2026 (01/07/2026)
Remplacement du Tibialis Anterior par une matrice mimétique dans un modèle murin immunodéprimé EU1-2
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Ce projet vise à tester une nouvelle approche pour remplacer un muscle endommagé. Aujourd’hui, lorsqu’un muscle est perdu à cause d’une maladie ou d’un accident, il ne peut pas être remplacé. Nous développons une structure artificielle qui imite un muscle et qui peut être implantée à la place du muscle manquant. Cette structure est ensuite enrichie avec des cellules capables de former du tissu musculaire. L’objectif est de vérifier si cette approche permet de recréer un muscle fonctionnel dans un organisme vivant.
Bénéfices attendus
La perte d’un muscle, liée à une maladie ou à un accident, est aujourd’hui irréversible car il n’est pas possible de transplanter un muscle entre humains en raison des réactions du système immunitaire. Pourtant, ce type de handicap pourrait concerner des centaines de millions de personnes dans le monde. En effet, les maladies musculaires touchent une personne sur 3000 en Europe et la prise en charge actuelle varie entre 100 000 et 150 000 euros par patient et par an pour les formes les plus avancées. Ce projet propose une nouvelle approche pour répondre à ce besoin : remplacer le muscle manquant par une structure artificielle qui imite un muscle naturel. Une fois implantée, cette structure est enrichie avec différents types de cellules humaines capables de reconstruire un tissu musculaire. L’objectif est de démontrer que cette solution peut permettre de recréer un muscle fonctionnel. À terme, cette approche pourrait ouvrir la voie à de nouveaux traitements pour les personnes ayant perdu la fonctionnalité d'un muscle.
Procédures
Au cours du projet, les animaux auront une chirurgie sous anesthésie et analgésie (1 fois, durée : 15 minutes) et une injection de cellules sous anesthésie (1 fois, 5 minutes). Les animaux seront transportés d'un établissement 1 vers un établissement 2 (animaux vigiles, 10 minutes). Enfin, les animaux seront suivis par imagerie sous anesthésie (6 fois, durée : 15 minutes).
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux sont immunodéprimés ce qui les exposent à un risque accru aux infections. Plusieurs actes seront réalisés sous anesthésie (chirurgie, injection, imagerie), elle pourra engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse cardio-respiratoire. L’intervention chirurgicale pourra engendrer des douleurs modérées et des risques d’infections. Les injections pourront induire une douleur légère de courte durée. Le transport entre les deux établissements pour la mise en oeuvre du projet et les imageries pourront engendrer un léger stress.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire à la fin de la procédure afin de prélever et analyser les muscles.
Remplacement
Avant toute utilisation chez l’animal, les différentes cellules sont étudiées en laboratoire grâce à des modèles in vitro. Ces tests permettent de vérifier leur bon fonctionnement et leur capacité à former des structures proches de celles observées dans l’organisme. Concrètement, certaines cellules sont sélectionnées pour leur capacité à former des fibres musculaires capables de se contracter, d’autres pour leur aptitude à former des vaisseaux sanguins, et d’autres encore pour leur rôle dans la production de composants essentiels du tissu. Ces propriétés sont évaluées à l’aide d’observations au microscope, de manière qualitative. Cette étape permet de s’assurer que les cellules présentent les caractéristiques attendues avant leur utilisation dans un organisme vivant. Cependant, à ce jour, il n’existe pas de méthode alternative permettant de reproduire l’ensemble des mécanismes impliqués dans la formation d’un muscle complet. Les interactions complexes entre les différents types de cellules, les vaisseaux sanguins et les tissus ne peuvent pas être modélisées de manière fiable uniquement en laboratoire. C’est pourquoi une approche in vivo reste nécessaire pour répondre aux objectifs de ce projet.
Réduction
Le nombre d’animaux a été défini de manière à obtenir des résultats fiables tout en respectant la règle des 3R. Au total, jusqu’à 120 animaux seront utilisés dans le cadre du projet. Afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires, chaque souris servira de contrôle pour elle-même lorsque cela est pertinent, notamment en comparant les deux muscles de l’animal. Cette approche permet d’augmenter la puissance des analyses sans augmenter le nombre d’animaux. Les données seront comparées entre groupes à l’aide d’analyses statistiques adaptées, afin de garantir la robustesse et la fiabilité des résultats.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Pour limiter les risques d'infections liés au phénotype, les animaux auront de la nourriture, de la litière et des enrichissements stérilisés et l'eau de boisson sera purifiée. Les animaux seront également manipulés avec des gants sous hotte et hébergés en cages ventilées. L'ensemble des actes seront réalisés sous anesthésie générale et avec analgésie pour la chirurgie. Pendant l'anesthésie, les animaux sont placés sur tapis chauffant afin de maintenir leur température corporelle et un gel ophtalmique est appliqué pour prévenir le dessèchement des yeux. Avant et après la chirurgie, un gel nutritif sera introduit dans la cage ainsi que des croquttes au sol pour faciliter la prise hydrique et alimentaire. Pour le transfert entre les deux établissements, les animaux seront placés dans une boite de transport avec litière, croquettes et enrichissement. La boite sera placée dans un sac opaque pour préserver les animaux de la lumière extérieure. Le transport de l’établissement 1 à l’établissement 2 est de 10 minutes maximum à pied. Les examens seront réalisés après une semaine d’acclimatation. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.
Choix des espèces
L’utilisation de souris immunodéficientes est indispensable pour ce projet, car elle permet d’évaluer la greffe de cellules humaines dans un organisme vivant. Ces animaux présentent une déficience du système immunitaire ce qui limite fortement le rejet des cellules humaines injectées. Cette caractéristique est essentielle pour permettre la survie, l’intégration et l’étude des cellules humaines dans le tissu musculaire. Le modèle murin est largement utilisé en recherche biomédicale pour l’étude de la régénération musculaire, en raison de sa pertinence biologique et de la disponibilité de modèles adaptés. Ainsi, l’utilisation de cette lignée permet d’obtenir des résultats fiables et pertinents au regard des objectifs du projet. Les animaux seront utilisés à un stade adulte (entre 2 et 8 mois), ce qui correspond à un organisme mature et permet d’étudier la régénération musculaire dans des conditions proches de celles observées chez l’humain adulte. Ce choix est particulièrement pertinent pour évaluer l’intégration de la matrice et la formation d’un tissu musculaire fonctionnel dans un environnement physiologique stabilisé.
Etude du rôle de deux protéines dans les maladies glomérulonéphrites chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
Objectifs
La maladie rénale chronique (MRC) représente un enjeu majeur de la santé publique, affectant environ dix pourcents de la population mondiale. Parmi les MRC, les glomérulonéphrites (GN) constituent une cause importante d’insuffisance rénale terminale, pour lesquelles aucun traitement curatif n’est disponible à ce jour. Les traitements actuels présentent de nombreux effets secondaires ce qui complique la prise en charge de ces maladies. Des données récentes suggèrent le rôle protecteur de deux protéines dans le rein. Ainsi, notre étude vise à explorer le potentiel thérapeutique de ces protéines dans les maladies rénales. Deux modèles de maladies rénales seront utilisés qui présentent des lésions similaires à celles retrouvées chez les patients. L’utilisation de ces deux modèles permettra de : 1. Caractériser le rôle de ces deux protéines dans des maladies rénales. 2. Etudier les limites et effets secondaires des traitements actuels de ces protéines. 3. Etudier l’effet d’un traitement actuel pour la GN sur l’expression des protéines. 4. Tester l’activation pharmacologique d'une des protéines. Ces travaux pourraient ouvrir la voie à de nouvelles stratégies pour le traitement des GN
Bénéfices attendus
La maladie rénale chronique (MRC) est un problème majeur de santé publique socio-économique affectant 10 pourcents de la population mondiale. Elle est la cause d’insuffisance rénale (IR) terminale nécessitant dialyse et transplantation, en raison d’absence de traitement curatif. L’IR est associée à une mortalité très élevée, même avant le stade de l’IR terminale. Les traitements utilisés ont des effets secondaires néfastes importants pour les patients. Le développement de nouvelles thérapies est primordial, c’est pour cela que ce projet a l'ambition de proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Des études antérieures réalisées par notre groupe et d’autres équipes de recherches ont pu démontrer le potentiel protecteur de deux protéines dans le rein mais leur rôle dans les MRC et particulièrement dans les glomérulonéphrites n’a pas été étudié. Nous souhaitons ici étudier le rôle de ces deux protéines dans la MRC, identifier leur rôle et à quel moment ces protéines sont induites et exprimées afin de pouvoir établir le moment propice pour les cibler en thérapeutique. Ce projet, pourraient déboucher sur un essai clinique chez l’homme, en particulier chez des patients pour lesquels les traitements actuels n’ont aucun bénéfice, voire ont des effets secondaires néfastes.
Procédures
(1) Une partie des animaux recevra une injection de sérum physiologique ou d’une chimiothérapie pour induire un modèle de maladie rénale qui entraine une atteinte des podocytes. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (2) D’autres animaux recevront une injection de sérum physiologique ou d’un sérum induisant une maladie rénale qui touche les glomérules. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale. (3) Les traitement thérapeutiques seront administrés chirurgicalement avec implantation de minipompes osmotiques. Environ 5 minutes par souris sous anesthésie générale et analgésie. (4) L'ensemble des souris auront à subir un prélèvement d'urines quatre fois tout au long du protocole. Environ 1 minute par souris, sur animal vigile. (5) Prélèvement de sang sous anesthésie générale et analgésie, 1 minute environ par souris ; suivi de l'euthanasie par une méthode règlementaire en vue des différents prélèvements et analyses nécessaires.
Impact sur les animaux
Le stress et la douleur peuvent être générés par : 1. Douleur locale suite aux injections. Les injections seront de courte durée mais les animaux peuvent développer une inflammation locale et un stress lors de la contention. 2. Stress en raison de manipulations des souris, les pesées et le recueil des urines qui se feront chaque 3 ou 5 jours. 3. Les complications associées au modèle murin. Suite à l'injection du sérum néphrotoxique, les animaux peuvent prendre du poids en raison de l'ascite et des œdèmes développés lors de la mise en place des lésions rénales. 4. Complications liées à l'anesthésie au moment de l'euthanasie (détresse respiratoire, arrêt cardio respiratoire, stress thermique). Les protocoles mis en place dans le projet sont relativement courts, nous ne devrions pas observer de complications associées à l'insuffisance rénale terminale (perte de poids, baisse de la température corporelle).
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure, par une méthode réglementaire sous anesthésie générale et analgésique par une personne expérimentée afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires pour les analyses.
Remplacement
En raison notamment de la complexité du tissu rénal qui comporte des dizaines de types cellulaires et au vu de l’état encore embryonnaire de la recherche sur les organoïdes, l’étude des maladies rénales requiert l’obtention de tissu rénal prélevé sur l’animal d’expérience ou l’homme. Il n’existe pas de méthode alternative in vitro pour analyser l’évolution de défaillance chronique progressive d’organes. De plus, l'un des critères majeurs est la fonction rénale, qui doit être mesurée par le dosage de la concentration plasmatique, de créatinine et d'urée.
Réduction
Des expériences préliminaires ont permis d’évaluer l’hétérogénéité inter-individuelle du phénotype étudié (lésions tissulaires rénales) dans les deux modèles. Un effectif de 10 à 15 animaux par groupe a été déterminé sur la base d’un calcul de puissance statistique réalisé à priori, permettant de détecter les différences phénotypiques entre les groupes d’animaux, et s’assurer de la reproductibilité de ces résultats d’une série à l’autre. Chaque procédure sera effectuée deux fois sur des lots indépendants. Le nombre total d'animaux est de 1140 souris
Raffinement
Les nuisances pour les animaux seront réduites au maximum grâce à l’application de mesures de raffinement appropriées. Avant le début de la procédure, les animaux seront acclimatés dans l’animalerie pendant au moins une semaine afin de les préparer à leur environnement. Leur bien-être sera assuré par un enrichissement optimal de leur environnement, comprenant une litière à base de cellulose composée de plusieurs éléments de tailles différentes. Cette litière, initialement compacte, sera décompactée par les animaux eux-mêmes. Des morceaux de bois à ronger et un dôme refuge en cellulose seront fournis dans chaque cage, offrant aux animaux des éléments pour explorer et se cacher, contribuant ainsi à leur confort. La gestion de la douleur sera une priorité, avec l’utilisation de méthodes d’analgésie et d’anesthésie adaptées pour minimiser toute souffrance. Des points limites ont été définis pour assurer une surveillance stricte du bien-être des animaux tout au long de l’expérience. Afin de garantir leur état de santé optimal, une surveillance quotidienne de leur aspect physique et du poids des animaux sera effectuée par le personnel qualifié de l'animalerie ou les responsables du projet. Les animaux seront hébergés dans des conditions strictement conformes à la réglementation en vigueur. Chaque cage contiendra un maximum de cinq animaux, et l’animalerie respectera des conditions de température, d’humidité et de renouvellement de l’air rigoureuses. Des mesures de soins seront prises pour limiter l’inconfort des animaux suite aux injections en intraveineuse (nécessaire pour l’induction du modèle).
Choix des espèces
-Pertinence du modèle souris en tant que mammifère grâces aux conditions simples à mettre en place pour son hébergement, tout en respectant les principes éthiques liés à l’expérimentation animale. -Modèle bien maitrisé dans cette espèce par le personnel du laboratoire -Nombreuses données relatives au projet déjà disponibles dans la littérature scientifique, et ont été obtenues grâces à cette espèce. -Lignée de souris génétiquement modifiées déjà générée et sans phénotype dommageable. Les procédures seront réalisées sur des souris livrées à l’âge de 8 semaines. Après une semaine d’acclimatation, les animaux seront soumis aux procédures à l’âge de 9 semaines (correspondant à un stade adulte jeune où la fonction rénale est mature sans présenter des lésions de vieillissement). Les souris génétiquement modifiées produites au laboratoire seront utilisées au même âge.
Etude de l’efficacité de candidats médicaments dans un modèle préclinique d’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système respiratoire
Objectifs
L’objectif de ce projet est de tester de nouveaux médicaments destinés au traitement d’une maladie grave des poumons appelée hypertension pulmonaire artérielle. Cette maladie entraîne une augmentation de la pression dans les vaisseaux des poumons, ce qui fatigue progressivement le cœur et peut conduire à une insuffisance cardiaque. Elle peut apparaître sans cause connue, être liée à des facteurs familiaux, ou être associée à d’autres maladies ou à certains médicaments. Bien que des traitements existent déjà pour soulager les symptômes, leur efficacité reste limitée et variable selon les patients. Le but de cette étude est donc d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques dans un modèle animal, afin de mieux comprendre leur potentiel avant une éventuelle utilisation chez l’être humain.
Bénéfices attendus
Le modèle utilisé dans ce projet reproduit de manière fiable les principales caractéristiques de la maladie étudiée, en particulier les atteintes des vaisseaux des poumons et du cœur. Chez les animaux, l’augmentation progressive de la pression dans les poumons entraîne des modifications du cœur similaires à celles observées chez les patients atteints de cette maladie. L’utilisation de ce modèle permet de mieux comprendre les mécanismes de la maladie et d’évaluer l’effet de nouveaux médicaments dans des conditions proches de celles rencontrées chez l’être humain. Les résultats obtenus permettront d’identifier les futurs molécules thérapeutiques les plus prometteuses, qui pourraient ensuite être étudiés chez l’homme dans le cadre d’essais cliniques, avec pour objectif d’améliorer la prise en charge future des patients.
Procédures
Les animaux sont anesthésiés afin d’injecter la substance induisant une augmentation de la pression artérielle dans les petits vaisseaux sanguins localisés dans les poumons c'est-à-dire l'hypertension artérielle pulmonaire (durée de l’intervention : 6-8 min). Durant les 5 semaines suivantes, les animaux seront traités quotidiennement avec plusieurs composés par différentes voies d'administration selon les objectifs de l’étude (durée de 1 à 5 minutes selon la voie choisie). Le traitement pourra également être administré via des pompes diffusant les composés, implantées sous anesthésie et analgésie. Au cours du protocole, les animaux seront à nouveau anesthésiés afin de réaliser une imagerie cardiaque (environ 20 min) pour contrôler les répercussions de l'induction de la pathologie et l'effet potentiel des nouvelles molécules thérapeutiques à tester. Une autre imagerie cardiaque sera effectuée en fin de protocole (environ 20 min), puis une chirurgie sera effectuée sous anesthésie et analgésie afin de réaliser des mesures de pression dans le cœur et dans l'artère pulmonaire (environ 20 min). Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours du protocole sur animaux vigiles ou anesthésiés (environ 5 minutes par prélèvement), ou en fin de protocole après les mesures de pression et avant leur mise à mort.
Impact sur les animaux
Les animaux recevront une substance destinée à provoquer la maladie étudiée. Cette administration est réalisée sous anesthésie générale et peut entraîner une gêne passagère, notamment au niveau respiratoire ainsi qu'une gêne au niveau du site d'injection (démangeaisons, sensation de brûlure). Avec le développement de la maladie, les animaux peuvent présenter une diminution de l’activité, une baisse de l’appétit et de la prise de boisson, pouvant conduire à une perte de poids. Une intervention chirurgicale pourra être réalisée pour implanter un dispositif diffusant le traitement. Cette intervention implique une ouverture de la peau et peut entraîner une douleur ou une gêne temporaire liée à la présence du dispositif. L’administration répétée de médicaments peut générer du stress, car elle nécessite une manipulation et une contention des animaux. Certains effets indésirables liés aux médicaments testés ou aux gestes techniques peuvent survenir, en particulier avec de nouvelles molécules. Des prises de sang et des examens d’imagerie cardiaque seront réalisés sous anesthésie ou avec contention, ce qui peut entraîner un inconfort temporaire, du stress ou une douleur légère. En fin de protocole, des mesures complémentaires seront effectuées sous anesthésie générale.
Devenir
Afin de caractériser l'effet des traitements testés, notamment l'effet biologique, nous devons faire des mesures qui sont trop invasives pour permettre le réveil de l’animal, et il est indispensable de récupérer le cœur et les poumons en fin d'expérience pour évaluer l’efficacité des traitements
Remplacement
Ce projet vise à évaluer l’efficacité de nouveaux médicaments dans un organisme vivant. Les tests réalisés sur des cellules ou des tissus isolés ne permettent pas d’étudier les effets globaux du médicament sur le cœur et les poumons. L’utilisation d’un modèle animal est nécessaire pour mieux comprendre ces effets et le comportement du médicament dans le corps.
Réduction
Les effectifs ont été ramenés au minimum permettant toutefois d’avoir un effet statistique significatif. Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d'animaux nécessaire en utilisant les données précédemment acquises dans notre laboratoire. Afin de limiter le nombre d'animaux utilisés, de l'imagerie est utilisée pour permettre de suivre plusieurs paramètres dans le temps sur le même animal.
Raffinement
A l’arrivée des animaux, une période d'acclimatation d’au moins 5 jours est respectée. Une importance particulière est portée au suivi des animaux pour prévenir et remédier à l’apparition de douleur ou de mal-être. Les points limites sont fixés avant le début des expérimentations. Une grille de score est établie afin de faire un suivi clinique des animaux, avec la mise en place de mesures adaptées en fonction du score et des critères d’arrêt de souffrance. Des enrichissements multiples leur sont proposés en alternance, pour limiter l’habituation et l’ennui. Les actes pouvant générer de la douleur seront réalisés sous anesthésie et/ou analgésie. Lorsqu’une chirurgie avec réveil sera nécessaire, elle sera réalisée en conditions propres (sans microbes) et les animaux auront un suivi post-opératoire intensif pendant au moins 3 jours. Par ailleurs, les animaux seront habitués à la manipulation et à la contention ainsi qu’aux environnements nouveaux afin de réduire le stress.
Choix des espèces
Le rat est le modèle animal le plus approprié pour cette étude car la maladie peut y être reproduite de façon fiable et ses effets sur le cœur sont comparables à ceux observés chez les patients. Sa taille permet également de réaliser des prises de sang répétées pour mieux suivre l’action du médicament dans l’organisme. Des rats entre 4 et 8 semaines au moment où ils arrivent en acclimatation dans nos locaux sont utilisés dans ce modèle. L’âge des animaux impactant la sévérité du modèle, ces paramètres seront choisis selon les objectifs de l’étude.
Production des lots expérimentaux et maintien de la lignée murine modèle de l’Ataxie Apraxie Oculomotrice de type 1, avec prélèvement invasif pour génotypage
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Objectifs
L’Ataxie Apraxie Oculomotrice de type 1 (AOA1) est une maladie neurodégénérative rare caractérisée par une dégénérescence d’une zone cérébrale spécifique. Cette pathologie est liée à une mutation génétique qui conduit à une incapacité à réaliser des mouvements volontaires et un handicap moteur sévère. La mise au point d’un traitement pour l’AOA1 est cruciale pour les patients atteints de cette maladie qui ne bénéficient actuellement d’aucune solution thérapeutique. Il existe un modèle murin de la pathologie pertinent pour l’évaluation de stratégie thérapeutique avant leur évaluation chez l’Homme. L’objectif du projet sera de réaliser des prélèvements invasifs de tissu permettant de connaitre le patrimoine génétique des animaux produits afin de maintenir la colonie de ce modèle murin génétiquement modifié, pour permettre par la suite de tester différentes approches thérapeutiques dans des projets dédiés.
Bénéfices attendus
L’Ataxie Apraxie Oculomotrice de type 1 (AOA1) est une maladie neurodégénérative rare de la famille des ataxies cérébelleuses autosomiques récessives. Ce trouble neurologique héréditaire se caractérise par une ataxie cérébelleuse à début précoce (âge moyen d’apparition : environ 4 ans) et entraine un handicap moteur sévère, avant l’âge de 25 ans. A ce jour, il n’existe aucun traitement curatif pour les patients. Le bénéfice du projet sera de connaitre le patrimoine génétique des animaux que nous produisons afin de maintenir une lignée de souris génétiquement modifiées, modèle de cette pathologie. Ceci nous permettra de générer des lots expérimentaux pour différents projets de recherche portant sur l’évaluation de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le traitement de l’AOA1. A plus long terme ce projet pourrait donc permettre d’améliorer les connaissances sur l’AOA1 et contribuer à l’amélioration de la prise en charge des patients.
Procédures
Afin de connaitre leur patrimoine génétique tous les animaux produits auront un petit prélèvement de tissu, effectué une fois sur animal vigile (moins d’une minute par animal). Dans de très rares cas (problème technique), un deuxième prélèvement pourra être nécessaire (1 fois, moins d’une minute par animal, vigile). Une partie des animaux présentera des troubles moteurs légers détectables à partir de l’âge de 8 jours mais qui ne présenteront pas d’impact significatif sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les animaux ressentiront une légère et brève douleur au moment du prélèvement pour connaitre leur patrimoine génétique. Il existe également un risque de saignement à la suite du prélèvement. Ils pourront ressentir un stress lors des manipulations. Une partie des animaux du projet peuvent présenter des légers troubles moteurs liés à leurs modifications génétiques (phénotype dommageable) observables à partir de l’âge de 8 jours, mais qui n’entrainent pas d’effets indésirables significatifs.
Devenir
En fonction de leur patrimoine génétique, une partie des animaux sera dirigée vers d’autres projets de recherche, en utilisation continue. Tous les autres animaux seront euthanasiés car ils ne pourront pas être réutilisés dans d’autres projets ou replacés du fait de leur modification génétique.
Remplacement
Il a été démontré qu’un modèle cellulaire d’AOA1 peut être généré à partir de cellules souches de patients. Bien que ce modèle cellulaire constitue un outil pertinent pour l’étude des altérations moléculaires et cellulaires associées à la pathologie, il présente des limitations majeures. En particulier, il ne permet pas de reproduire le phénotype ataxique ni d’évaluer les conséquences fonctionnelles et comportementales de la maladie. Dans ce contexte, le recours à un modèle animal apparaît indispensable afin de reproduire de manière adéquate les troubles moteurs et neurodégénératifs observés chez les patients. Le tissu nerveux ne pouvant être accessible chez l’Homme et les essais thérapeutiques ne pouvant être testés directement chez l’Homme, il est essentiel de recourir à des études pré-cliniques chez l’animal. La souris représente un modèle pertinent pour approfondir la compréhension des mécanismes physiopathologiques de l’AOA1 et pour évaluer des approches thérapeutiques, notamment de thérapie génique, susceptibles de ralentir la progression de la maladie et potentiellement la guérir. Étant donné qu’un modèle de l’AOA1 associé à la mutation génétique que nous voulons cibler a déjà été créé chez cette espèce, ce modèle constitue un outil particulièrement pertinent et approprié pour nos études de recherche.
Réduction
Du fait de la nature du projet (prélèvement pour connaitre le patrimoine génétique des animaux), il n’y aura pas de tests statistiques. Nous piloterons notre élevage afin de ne produire que le nombre d’animaux nécessaires pour correspondre à nos besoins stricts pour les projets de recherche et le maintien de notre lignée. Nous prévoyons donc de produire au cours du projet un nombre total maximal de 4392 souris afin de constituer nos cohortes d’étude (contrainte de génotype). Nous contrôlerons les accouplements pour générer uniquement les animaux nécessaires, ainsi, en fonction de nos besoins expérimentaux au cours des 5 années du projet il est possible que nous produisions finalement moins que ce nombre maximal. Les animaux produits seront en utilisation continue dans des projets d’évaluation de thérapies dans lesquels les effectifs par groupe auront été définis à l’aide de tests statistiques afin d’inclure uniquement le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats statistiquement exploitables. De plus nous inclurons dans ces groupes les mâles et les femelles, en effet nous pouvons utiliser les 2 sexes dans ce modèle murin préclinique car la mutation d’intérêt n’est pas liée au sexe, ce qui limitera le nombre d’animaux à produire.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des conditions conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce. Ils auront à disposition de l’eau et de la nourriture à volonté, ainsi qu’un enrichissement de leur environnement (bâtonnet de bois à ronger et coton pour nidifier au minimum). Les animaux en provenance d’un fournisseur bénéficieront d’une semaine d’acclimatation avant leur mise en accouplement. Une attention particulière est portée aux animaux afin de garantir leur bien-être grâce à une surveillance quotidienne par la zootechnie, la mise en place de points limites et de soins adaptés. Le prélèvement pour le génotypage est de la plus petite taille possible et réalisé sur de jeunes animaux (moins de sensibilité à la douleur et cicatrisation rapide), c’est un geste rapide et maitrisé qui est réalisé par des personnes compétentes dans un endroit calme dédié. Les petits sont replacés rapidement avec leur mère et le reste de la portée pour leur redonner un environnement réconfortant. Ils sont surveillés immédiatement puis environ 30 minutes après pour s’assurer de l’absence de saignement et de la bonne prise en charge par la mère. Le matériel est propre et désinfecté entre chaque animal pour limiter le risque d’infection et de contamination croisée. Une partie des animaux pourra présenter des troubles moteurs en lien avec leur modification génétique (phénotype dommageable). Ces troubles ne seront réellement impactant qu’à partir de l’âge de 200 jours environ or les animaux concernés seront transférés dans des projets dédiés aux expérimentations dès l’âge de 21 jours environ. Les techniques de raffinement spécifiques à ce phénotype dommageable sont donc prévues exclusivement dans les projets expérimentaux.
Choix des espèces
Nous avons besoin d’un modèle animal fiable pour reproduire et étudier la pathologie et pertinent pour tester par la suite différentes approches thérapeutiques. La souris est un modèle bien connu, son génome est connu et de nombreux outils sont disponibles pour le modifier, permettant ainsi d’introduire des mutations génétiques spécifiques pour la modélisation de pathologies humaines. Dans notre cas cette espèce représente un modèle pertinent puisqu’un modèle de l’Ataxie Apraxie Oculomotrice de type 1 (AOA1) associé à la mutation génétique que nous voulons cibler a été créé chez cette espèce. Cette lignée permet de reproduire les signes observés chez les patients atteints d’AOA1. Le prélèvement pour connaitre le patrimoine génétique des animaux sera réalisé à l’âge de 7 à 10 jours. Cet âge nous permettra de bénéficier de la cicatrisation rapide observée chez les jeunes animaux et de connaitre très tôt leur génotype afin de les transférer dans les projets d’expérimentation à partir du sevrage.
Effet d’une élévation locale de la température sur la réponse immunitaire dépendante des anticorps dans un modèle vaccinal murin
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
La température du corps des mammifères, dont l’homme, est finement régulée, mais elle peut augmenter, par exemple lors d’une fièvre induite par une vaccination ou par une infection. Cette augmentation de la température est connue pour influencer le fonctionnement du système immunitaire. Cependant, l’effet de la température sur la réponse immunitaire humorale, qui correspond à la production d’anticorps par des globules blancs essentiels au système immunitaire appelées lymphocytes B, reste encore mal connu. La capacité des lymphocytes B à produire des anticorps en réponse à une vaccination ou à un microbe est un processus complexe. Elle nécessite la coopération avec d’autres types de cellules du système immunitaire et la formation de structures spécialisées situées dans certains organes, comme les ganglions lymphatiques ou la rate. La réponse humorale se caractérise également par la mise en place d’une mémoire immunitaire dirigée contre la cible vaccinale ou le microbe, qui peut persister pendant plusieurs mois, voire plusieurs années. Le maintien de cette mémoire repose sur des interactions entre différents types cellulaires dans plusieurs organes, notamment la rate et la moelle osseuse. Ces mécanismes complexes sont difficiles à reproduire en laboratoire sur des cellules isolées. L’objectif principal de ce projet est de mieux comprendre comment une augmentation de la température peut influencer la réponse immunitaire humorale. Pour cela, le projet utilise un modèle expérimental chez la souris permettant d’augmenter la température de manière localisée, uniquement au niveau d’un ganglion lymphatique, de 1 à 2 degrés pour mimer l’intensité de l’élévation de température dans la fièvre. Le projet comporte deux objectifs successifs : 1/ vérifier que le dispositif expérimental permet d’augmenter localement la température de manière stable et réversible, sans affecter l’état général des animaux ; 2/ étudier si cette élévation locale de la température, appliquée au moment d’une vaccination, modifie la qualité et la durabilité de la réponse immunitaire. L’objectif principal est l’évaluation de la mémoire immunitaire à long terme. Des analyses réalisées à des temps plus précoces pourront permettre de mieux comprendre les mécanismes impliqués.
Bénéfices attendus
Mieux comprendre l’effet de la température sur la réponse immunitaire humorale pourrait avoir un impact important dans le domaine de la vaccination. En particulier, l’élévation de la température pourrait, à terme, être envisagée comme un moyen non médicamenteux d’améliorer l’efficacité de certaines réponses immunitaires, une approche déjà explorée dans d’autres domaines, notamment en cancérologie. Par ailleurs, ce projet permettra d’évaluer plus précisément les conséquences de la prise de médicaments visant à faire baisser la fièvre après une vaccination. Cette pratique est très répandue, mais son impact potentiel sur la mise en place d’une réponse immunitaire efficace et durable reste encore mal compris. Les résultats de ce projet pourraient ainsi contribuer à améliorer les connaissances sur le fonctionnement du système immunitaire et à guider, à plus long terme, certaines stratégies vaccinales.
Procédures
Les animaux seront soumis à plusieurs types d’interventions au cours du projet. Certaines souris subiront une intervention chirurgicale sous anesthésie générale afin d’implanter un petit objet métallique sous la peau au niveau du flanc. Cette chirurgie est réalisée une seule fois par animal et dure environ 20 minutes, suivie d’une période de récupération de 3 à 4 semaines avant toute autre manipulation. Après la phase de cicatrisation, les souris seront placées dans un dispositif générant un champ magnétique permettant d’induire une élévation locale de la température au niveau de l’implant. Cette élévation de température est maintenue pendant 48 heures. Dans le cadre de la validation du modèle, certaines souris seront soumises à cette procédure jusqu’à trois fois, à une semaine d’intervalle. La température locale sera mesurée par imagerie infrarouge, sans contact avec l’animal. Des mesures de température corporelle seront également être réalisées à l’aide d’une sonde rectale. Ces mesures durent en moyenne 1 à 2 minutes par animal et sont répétées à différents temps pendant les 48 heures de chauffage. Dans la seconde partie du projet, certaines souris seront vaccinées sous anesthésie générale par injection sous-cutanée au niveau de la patte arrière, une à deux fois par animal (vaccination initiale et rappel), chaque injection durant moins d’une minute. Des prélèvements sanguins seront réalisés à plusieurs endroits et à plusieurs temps (jusqu’à trois fois par animal), chaque prélèvement durant environ 1 minute. Enfin, les expériences se termineront par l'euthanasie des animaux sous anesthésie, avec un prélèvement sanguin final, d’une durée d’environ 2 minutes.
Impact sur les animaux
L’implantation chirurgicale de l’objet métallique peut entraîner une douleur et un inconfort modérés et transitoires, associés à une inflammation locale liée à la chirurgie, généralement limités à quelques jours après l’intervention. L’élévation locale de la température peut être associée à une sensation de chaleur localisée et à un inconfort transitoire pendant la durée du chauffage. Les vaccinations et les injections sous-cutanées peuvent provoquer une gêne locale temporaire et une réaction inflammatoire modérée au site d’injection. Les prélèvements sanguins et les mesures de température peuvent entraîner un stress passager lié à la manipulation des animaux. L'ensemble de ces interventions peut conduire a une légère perte de poids et des modifications transitoires du comportement. Les expériences se terminent par l'euthanasie des animaux.
Devenir
À l’issue des procédures, les animaux sont euthanasiés afin de permettre le prélèvement de sang en quantité suffisante ainsi que de différents organes du système immunitaire (ganglions lymphatiques, rate, moelle osseuse). Ces prélèvements sont indispensables à l’analyse de la réponse immunitaire humorale, de la mémoire immunitaire induite par la vaccination et des mécanismes associés. Ces analyses nécessitent des prélèvements terminaux et ne sont pas compatibles avec le maintien en vie des animaux.
Remplacement
Nous avons effectué des expériences in vitro afin d’étudier l’effet d’une élévation de la température sur les lymphocytes B. Il est cependant impossible in vitro de reproduire l’environnement complexe impliquant la coopération dans le temps et l’espace entre de nombreux types cellulaires qui permet aux lymphocytes B de produire des anticorps in vivo et de devenir des cellules mémoires capables de survivre pendant plusieurs mois. Il est donc nécessaire d’étudier cette réponse dans un organisme entier vivant, dans un modèle animal dont le système immunitaire et le contrôle de la température est proche de l’homme, comme la souris.
Réduction
Le nombre d’animaux a été limité au maximum (186) grâce à une organisation progressive du projet. Une première étape permet de valider le dispositif expérimental avant son utilisation, afin d’éviter de réaliser des expériences inutiles sur un grand nombre d’animaux. Des tests ont également été réalisés en dehors de l’animal pour vérifier le bon fonctionnement du dispositif. De plus, chaque animal peut être utilisé pour plusieurs mesures, ce qui permet de limiter le nombre total d’animaux. Enfin, le nombre d’animaux nécessaires a été calculé à l’avance afin d’obtenir des résultats fiables tout en utilisant le minimum d’animaux possible. Certaines analyses ne seront réalisées que si nécessaire, afin de ne pas utiliser d’animaux supplémentaires.
Raffinement
Les procédures impliquant une intervention chirurgicale, ainsi que les injections liées à la vaccination, sont réalisées sous anesthésie générale avec analgésie. Un suivi clinique quotidien est mis en place après chaque intervention et jusqu’à la fin de la procédure afin de détecter précocement tout signe de douleur, de stress ou de dégradation de l’état général. Pour cela, une grille d’observation est utilisée, prenant en compte des critères tels que la perte de poids, l’apparence générale, le comportement et la présence de signes cliniques anormaux comme un écoulement nasal, permettant d’établir un score de douleur. Des points limites ont été définis. En fonction du score de douleur et de sa persistance, la douleur sera traitée soit par analgésie jusqu'à l'amélioration du score (les animaux seront euthanasiés après 3 jours si le score ne s'améliore pas), soit les animaux seront euthanasiés. Une perte de poids pouvant être liée à une déshydratation est prise en charge par une réhydratation adaptée. Afin de réduire le stress lié aux manipulations et aux changements d’environnement, les souris sont habituées progressivement aux conditions expérimentales, notamment aux manipulations, à la prise de température et aux cages utilisées pour les expériences. Tout au long du projet, les animaux sont maintenus en groupes sociaux, sans isolement, dans un environnement enrichi comprenant des matériaux de nidification et des objets à ronger, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, et sont observés tous les jours.
Choix des espèces
La souris a été choisie car son système immunitaire fonctionne de manière comparable à celui de l’être humain et est très bien étudié. Comme l’homme, la souris est un animal qui régule sa température corporelle, ce qui permet d’étudier de façon pertinente l’effet d’une augmentation de la température sur les défenses immunitaires. Toutes les expériences seront réalisées chez des souris adultes, âgées de 8 à 10 semaines au début des interventions. À cet âge, les animaux ont une taille suffisante pour permettre les interventions chirurgicales, et leur système immunitaire est pleinement développé, ce qui est indispensable pour étudier correctement la réponse à une vaccination et la mise en place d’une mémoire immunitaire.
Maintien et génotypage de lignées de souris pour l’étude de maladies rénales chroniques.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
Objectifs
Les maladies rénales chroniques représentent un problème de santé publique majeur, touchant 850 millions de personnes dans le monde. Ces pathologies, d'origine génétique ou acquise, se caractérisent par une altération progressive et irréversible de la fonction et de la structure du rein. Actuellement, il n'existe aucun traitement permettant d’enrayer efficacement cette progression, qui conduit souvent à l’insuffisance rénale terminale, nécessitant alors une dialyse ou une greffe rénale. Cette absence de solutions thérapeutiques curatives souligne la nécessité de mieux comprendre les mécanismes biologiques et cellulaires impliqués dans la progression des MRC. L’objectif de ce projet est de permettre la création et/ou le maintien de lignées murines transgéniques, avec ou sans phénotype rénal observable, afin de fournir des modèles pertinents pour l’étude de ces mécanismes. Ces lignées sont essentielles pour identifier les voies physiopathologiques impliquées et, à terme, développer de nouvelles approches thérapeutiques. Les modifications génétiques concernées n’entrainent pas de conséquences dommageables pour les souris. Ces modifications génétiques sont deteminées par génotypage qui consiste en l’analyse de l’ADN pour identifier la présence, l’abscence ou la modification d’un gène.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de générer et de maintenir des modèles de souris permettant l’étude des mécanismes de maladies rénales chroniques pour lesquelles aucun traitement n’est actuellement disponible. Une meilleure compréhension de mécanismes responsables de la destruction du rein permettra d’améliorer les traitements à destination des patients atteints par ces maladies.
Procédures
Prélèvement de queue sur animal vigile (1 fois, 5sec).
Impact sur les animaux
La contention et le prélèvement peuvent provoquer un stress et une souffrance légère et transitoire de quelques minutes.
Devenir
Les animaux sont mis à mort après accouplement ou si leur génotype n’est pas celui attendu. Les animaux de génotype souhaité mais non utilisés pour le maintien des colonies feront l'objet d'une utilisation dans le cadre de projets d'expérimentations faisant l’objet d’une demande d’autorisation séparée et seront mis à mort au terme de cette utilisation.
Remplacement
Compte tenu de l’absence de modèle cellulaire complet, il n’est pas possible du substituer des approches in vitro aux modèles murins impliqués dans ce projet. Il n’y a pas de remplacement possible fiable à l’heure actuelle pour le prélèvement de queue.
Réduction
Les stratégies d’accouplements ont été calculées selon les expériences antérieures pour générer un nombre suffisant d’animaux pour mener à bien les projets de recherche. Le nombre d’animaux est justifié par l’utilisation de différents fonds génétiques car nous avons montré que le fond génétique est un déterminant essentiel des lésions rénales. D’autre part, les deux sexes sont étudiés car la sensibilité aux lésions rénales peut différer entre mâles et femelles.
Raffinement
Les souris seront surveillées par les membres qualifiés de l'animalerie et par les responsables du projet afin de détecter tout signe de douleur ou de maladie. Tout comportement anormal sera directement communiqué à la personne en charge du projet. Des points limites spécifiques ont été établis. Tout animal en souffrance recevra un soin adapté (anti-septique, compression). Si les points limites établis sont atteints sans possibilité de soulager l’animal, celui-ci sera mis à mort.
Choix des espèces
La souris permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Afin de permettre l’identification des souris et l’analyse de leurs gènes avant leur sevrage, le tatouage des coussinets et le prélèvement de queue sont effectués entre 7 et 10 jours de vie.
Recherche préclinique de nouvelles molécules thérapeutiques contre les maladies rénales chroniques
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
Rats : 1800
Objectifs
Les maladies rénales chroniques (MRC) touchent environ 7 à 10% de la population en France. La MRC est une menace silencieuse due à une diminution progressive et irréversible du fonctionnement des reins qui ne filtrent plus correctement le sang de l'organisme. Au stade terminal (un patient sur 1000), les patients devront subir des dialyses ou une transplantation. Plusieurs options thérapeutiques existent en fonction du stade de la pathologie. Toutefois, malgré les avancées récentes, il existe un besoin persistant de davantage d'options thérapeutiques pour les MRC, car les traitements actuels ne stoppent pas toujours la progression vers l'insuffisance rénale terminale et ne conviennent pas à tous les patients. Le principal objectif de notre projet est d’évaluer de nouvelles approches thérapeutiques pour les maladies rénales chroniques dans un modèle bien documenté dans la littérature conduisant à des atteintes rénales similaires à celles observées chez les patients.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à tester, développer et valider des cibles thérapeutiques innovantes capables de modifier le cours de la maladie rénale, permettant d’améliorer la prise en charge thérapeutique des patients atteints de maladie rénale chronique en offrant une alternative aux traitements symptomatiques actuels.
Procédures
Prélèvement sanguin : - Afin de suivre l’urémie et la créatininémie : un prélèvement sanguin pourra être fait (excepté la semaine de l’étude pharmacocinétique) au maximum une fois par semaine si l’étude dure moins de 4 semaine (soit 3 prélèvements) ou une fois toutes les 2 semaines si l’étude dure entre 5 et 10 semaines (souris), 12 semaines (rat) (soit maximum 4 ou 5 prélèvements). • Souris : veine submentale ou à la veine saphène, volume max 100μL • Rat : veine saphène médiale ou caudale, volume max 200μL. - Afin de relier l’efficacité des composés à leurs taux sériques, une étude de pharmacocinétique pourra être effectuée une fois au cours de l’étude. Ainsi, au maximum 3 prélèvements, chez la souris de maximum 30μL (veine submentale ou veine saphène) et chez le rat 30µL, maximum 150µL (veine saphène médiale ou caudale), de sang seront réalisés pendant la même journée ou étalés sur 2 journées. Le volume total de ces prélèvements n’excédera pas 10% du volume sanguin de la souris ou du rat et les prélèvements seront effectués sur animaux vigiles. Prélèvement d’urine après mise en diurèse individuellement en cage à métabolisme pendant 6 à 8 heures (nourriture et eau de boisson ad libitum), maximum 2 fois pendant l’étude. Pose du dispositif du Médibeacon mesure de la filtration glomérulaire (méthode non invasive), les animaux sont rasés et épilés, mise en place d’un petit capteur (1 cm2) sur le dos, fixé par du sparadrap, placement vigile en cage individuelle pendant 1h puis retour dans sa cage d’origine, maximum 2 fois pendant l’étude. Injection par voie veineuse rétro-orbitaire d’une sonde fluorescente (2mL/kg) sous anesthésie gazeuse (isoflurane, induction : 2.5-5% / Maintien : 1-3%), la même anesthésie ayant servis à la pose du dispositif du Médibeacon, maximum 2 fois pendant l’étude.
Impact sur les animaux
Les MRC entraînent une diminution du fonctionnement des reins qui ne filtrent plus correctement le sang de l'organisme. De ce fait, dans ce modèle nous suspectons une douleur induite par la présence de cristaux dans les reins et des pertes de poids transitoires à la suite des changements de diète (caséine/adénine). Les signes de douleur chez les animaux se manifesteront par une posture anormale, diminution de l’activité spontanée, diminution du soin du pelage. La pose du dispositif de Médibeacon sur la peau du dos pourra entrainer une irritation temporaire de la peau. Les traitements sont susceptibles de créer de l’inconfort physique passager.
Devenir
En fin de procédure expérimentale ou en cas d’atteinte des points limites éthiques, les animaux seront mis à mort de façon humaine et des analyses sur les organes, nécessaires pour mesurer l’efficacité des molécules testées, seront réalisées.
Remplacement
Les modèles animaux représentent un outil incontournable dans l’étude des mécanismes immuno-pathologiques et fibrotiques. Aucun modèle alternatif in vitro n’est disponible pour étudier les mécanismes cellulaires complexes intervenant dans la physiopathologie de la MRC. La supplémentation de la nourriture en adénine pour les souris et le rat mâle constitue un modèle robuste documenté dans la littérature. Étant donné que le paramètre principal étudié dans ce projet est la survenue d’une maladie résultant d’un ensemble complexe d’acteurs cellulaires et de médiateurs solubles, l’utilisation de modèles animaux (rat et souris) est incontournable. Seules les molécules présentant les caractéristiques les plus prometteuses seront évaluées dans ce projet.
Réduction
Nous utiliserons un modèle bien établi dans la littérature afin de limiter la phase de mise au point et ainsi de réduire le nombre d’animaux. Le nombre d’animaux utilisés par groupe sera réduit au minimum tout en permettant une bonne analyse statistique.
Raffinement
Les points finaux pour chaque procédure ont été établis afin d’éviter toute souffrance indésirable des animaux. Les animaux sont hébergés dans des cages adaptées, pour préserver leurs interactions sociales et limiter les phénomènes de disputes ou de stress engendrés par une surpopulation. L’environnement est enrichi par des objets adaptés à l’espèce. Les animaux sont observés quotidiennement par le personnel de l'animalerie formé au bien-être des animaux et par les expérimentateurs.
Choix des espèces
Les espèces animales utilisées dans le cadre de ces recherches sont la souris et le rat. Le modèle a été sélectionné et mis au point, sur la base de la littérature existante et de notre expertise (procédure incluse dans une DAP précédemment autorisée). Les animaux seront utilisés au stade adulte afin de travailler sur des organes parfaitement développés pour évaluer les composés d’intérêt.
Elevage d’une lignée de souris développant une maladie vasculaire génétique rare (Projet multi-sites : 1/2)
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Objectifs
L'objectif de ce projet est l’étude de modèles souris reproduisant une maladie génétique rare vasculaire du tissu conjonctif qui provoque une souplesse anormale des articulations, une peau très élastique et des tissus fragilisés dont les vaisseaux sanguins. Chez l’Homme, la majorité des décès est due à des ruptures artérielles.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu est de valider des essais de différents traitements médicamenteux ayant permis d'améliorer la survie des souris développent cette maladie. A terme, les résultats de ce projet permettraient de mieux comprendre les mécanismes conduisant à ces ruptures artérielles afin de proposer des thérapies et d'améliorer le diagnostic, le confort de vie des patients et le traitement.
Procédures
Chaque petit obtenu sera marqué par injection sous cutanée d’une puce électronique pour un suivi individuel et sera génotypés pour identifier les animaux d’intérêt. L'injection de la puce est rapide et se fait par voie sous-cutanée dans la région du cou ; la contention de l'animal dure moins d'une minute. Le prélèvement de bout de queue et/ou d'oreille dure également moins d'une minute. Le prélèvement se fait sur animaux vigiles, avant le sevrage pour le prélèvement d'un bout de queue et après l'âge de 14 jours pour le prélèvement d'oreille. De manière générale, une seule biopsie est réalisée par animal, en cas de nécessité de refaire la caractérisation génétique, une deuxième biopsie par animal pourrait être réalisée en suivant les préconisations liées à l'âge de l'animal.
Impact sur les animaux
Dans le cas des souris développent la maladie, la mort survient subitement sans aucun symptôme identifié. La biopsie, en particulier le prélèvement d'un bout de queue, peut causer de la douleur et de l'inconfort aux animaux. Même si la procédure est rapide, la coupure d'un bout de queue ou la perforation de l'oreille peut être douloureuse. La manipulation des animaux pour biopsie peut causer du stress et de l'anxiété. Suite à la biopsie, les animaux pourraient être temporairement limités dans leurs activités normales, notamment si la douleur ou l'inconfort les affecte.
Devenir
Les animaux sont soit expédiés en vue de leur utilisation, soit mis à mort lorsque les résultats du génotypage ne sont pas conformes, lorsque la taille de l’élevage souhaitée est atteinte ou lorsqu’ils présentent une anomalie congénitale. Si des animaux d'intérêts ne peuvent pas être expédiés (du fait par exemple d'une annulation de l'expérience), ils seront mis à mort.
Remplacement
L’étude sur cellules en culture ne permet que d’explorer des modifications limitées dans des conditions de culture particulière. L'étude des conséquences des mutations sur animal entier est donc indispensable pour la compréhension des mécanismes globales de la maladie.
Réduction
Afin de réduite la quantité d'animaux utilisé dans ce projet, nous produirons les lots uniquement par Fécondation In Vitro (FIV). La production d'animaux par FIV permet de réduite au minimum le nombre d'animaux utilisé pour la production des lots (au vu des données que nous avons et de notre expertise nous estimons que le sperme collecté sur 2 mâles permettra de produire environ 350 petits). De plus, aucun stock d'animaux ne sera conservé pour le maintien d'une colonie ; les animaux produits par FIV seront uniquement destinés à l'expérimentation.
Raffinement
Les animaux sont maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Des grilles de score de surveillance avec des points limites suffisamment prédictifs seront renseignées.
Choix des espèces
Ce modèle de souris transgéniques a déjà été créé et caractérisé. Nous avons donc besoin de poursuivre les études sur ce dernier. Les mâles utilisés pour les cryoconservations de sperme seront utilisés entre 10 et 20 semaines d'âges. Les mâles produits seront eux envoyés en expérimentation à 4 semaines d'âge. Seuls les mâles seront utilisés pour l'expérimentation car les ruptures artérielles spontanées sont observées essentiellement chez les souris mutées mâles (de l’ordre de 50% à 24 semaines) vs les souris femelles (de l’ordre de 20%), et un effet spécifique de la testostérone a été observé et en cours d’analyse.
Etude des conséquences de l’invalidation du récepteur aux chimiokines 3 (CCR3) sur la sévérité de la polyarthrite expérimentale
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Ce projet de recherche est une preuve de concept de l'intérêt thérapeutique potentiel du ciblage d'un récepteur à travers un objectif simple qui est d'étudier les conséquences d'une invalidation de ce récepteur (souris déficientes) sur la sévérité d'une polyarthrite expérimentale à travers 3 modèles expérimentaux complementaires.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont une meilleure compréhension des polyarthrites rhumatoïdes qui sont réfractaires aux traitements actuels avec l'identification d'une cible thérapeutique potentielle.
Procédures
Certains animaux recevront des injections intradermiques sous anesthésie générale d'une durée de 3 min environ, temps d'induction compris. Les autres interventions seront des injections intrapéritonéales sur animaux vigiles de moins d'une minute. Les injections sont réalisées par du personnel expérimenté. Au cours de la procédure, les animaux seront pesés et l'oedème des pattes arrières évalué par mesure du volume. 48 animaux sont concernés.
Impact sur les animaux
Nuisance n°1 Induction de l'arthrite sous anesthésie générale dans le modèle arthrite au collagène. Nuisance n°2 Développement de l'arthrite. Perte de poids et douleurs pour les animaux induits par l'arthrite. La douleur considérée comme sévére pour le modèle arthriet au collagène et modérée pour le modèle arthrite aux anticorps, ne peut être prise en charge pharmacologiquement car à ce jour aucune molécule antalgique n'a été identifiée comme dépourvue d'effet anti-inflammatoire.
Devenir
Des analyses histologiques sur les articulations (arthrite) seront réalisées à l'issue des procédures expérimentales nécessitant la mise à mort des animaux.
Remplacement
La présente étude a été planifiée après une recherche documentaire approfondie et de nombreuses études in vitro. Après avoir soigneusement analysé les études thérapeutiques cruciales in-vivo, il a été observé que les modèles de souris mâles sont les modèles de référence pour la polyarthrite rhumatoide. De plus, compte tenu des développements déjà réalisés, cette étude in-vivo est cruciale et constituera un jalon pour progresser sur la compréhension de ce récepteur. Après avoir consulté la littérature et considéré l'importance de cette étude , le présent projet ne peut être remplacé par aucune autre étude alternative.
Réduction
Ce projet est planifié en gardant à l'esprit le nombre minimum d'animaux nécessaires (8 animaux par groupe) pour atteindre le niveau de signification pour chaque modèle. Ce nombre est basé sur l'expérience de notre unité, et des autres unité de recherche utilisant ce modèle expérimental. Le projet est divisé en deux groupes : groupe composé d'animaux sauvages et groupe composé d'animaux invalidés pour le récepteur. Compte tenu de l'importance de chaque groupe dans l'étude, il n'est pas possible de réduire le nombre de groupes et d'animaux. Sur la base des études in vitro/in vivo antérieures, un effectif de n=8 animaux/groupe d’étude devrait être suffisant pour révéler des différences significatives entre les groupes.
Raffinement
Les modèles sont bien connus et maîtrisés au laboratoire en termes de douleurs. Pour les modèles longs (n'est pas concerné l'oedème à la carraghénine car développé sur 7h): Nous surveillerons quotidiennement les animaux. Les animaux seront pesés deux fois par semaine. Un changement de litière bi- hebdomadaire puis quotidien lorsque les animaux seront en phase d’arthrite sévère , l'utilisation de tunnel permettra de diminuer la manutention et le stress provoqué par ce changement de litière. Pour les 3 modèles, des grilles d'évaluation validées pour la surveillance sont utilisées avec un point limite associé, conduisant à la mise à mort de l'animal si le score est trop elevé. Si des anomalies du comportement (vocalisation, pilo-erection, cachexie) ou des troubles du mouvement pouvant traduire une douleur intense et/ou une perte pondérale supérieure à 25% par rapport à J0 étaient observés, les animaux concernés seraient mis à mort en conformité avec les recommandations éthiques. L’apparition éventuelle d’une infection au niveau du site d'injection nous obligerait également à mettre à mort l'animal.
Choix des espèces
Dans ce projet nous utilisons des souris déficientes pour le récepteur et leurs contrôles sauvages pour ce gène. Il n'existe pas d'autres espèces permettant ce type d'analyse par invalidation génique. Les animaux utilisés seront agés de 7/8semaines car totalement développés d'un point de vue immunologique.
Etude des mécanismes allergiques dans des modèles murins
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Les maladies allergiques, qu’elles soient respiratoires (comme l’asthme allergique) ou alimentaires, sont en constante augmentation dans le monde, aussi bien dans les pays développés que dans les pays en développement. En France, on estime qu’environ un tiers de la population est concerné par au moins une forme d’allergie. Certaines de ces pathologies peuvent être graves, voire mettre en jeu le pronostic vital, comme certaines formes sévères d’asthme ou les réactions allergiques aiguës liées à l’ingestion de fruits à coque. À ce jour, il n’existe pas de traitement permettant de prévenir efficacement les allergies ou d’en contrôler durablement les symptômes. Les mastocytes, qui sont des cellules du système immunitaire, jouent un rôle central dans les réactions allergiques. Leur activation, notamment via les immunoglobulines E (IgE), déclenche les phénomènes inflammatoires responsables des symptômes. Dans ce contexte, ce projet propose d’évaluer de nouvelles approches thérapeutiques reposant sur l’utilisation d’anticorps humanisés ciblant les IgE. Ces stratégies seront étudiées dans différents modèles d’allergies majeures, incluant l’asthme allergique, l’allergie alimentaire et les réactions anaphylactiques. L’objectif est d’améliorer la compréhension des mécanismes impliqués dans les allergies et d’identifier de potentielles pistes de traitement.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à améliorer la compréhension des mécanismes impliqués dans les maladies allergiques, en particulier dans l’asthme allergique, les allergies alimentaires et les réactions anaphylactiques. Ces pathologies, fréquentes et parfois graves, représentent un enjeu important de santé publique. Le projet proposé permettra de mieux caractériser le rôle de certains acteurs clés du système immunitaire dans le déclenchement et l’amplification des réactions allergiques. Cette meilleure compréhension est indispensable pour identifier de nouvelles cibles thérapeutiques. À plus long terme, les connaissances acquises dans le cadre de ce projet pourraient contribuer au développement d’approches thérapeutiques innovantes, visant à prévenir ou à mieux contrôler les réactions allergiques, et ainsi à réduire leur impact sur la qualité de vie et la santé des patients.
Procédures
Chaque injection se fera sur animal vigile et sous contention (20 sec), alors que les inhalations (2x par semaine pendant 6 semaines) et les injections intra-dermiques (1x dans le modèle de PCA) se feront sous anesthésie gazeuse, (induction/perte de conscience : 2min ; inhalation 20 sec). Des prélèvements sanguins seront réalisés en sub-mandibulaire sur animal sous anesthésie gazeuse au minimum 1 fois par semaine, avec alternance des joues de prélèvement (induction/perte de conscience : 2min ; prélèvement : 30 sec). Une trachéotomie sera réalisée sous anesthésie générale, après vérification de la profondeur de la narcose et suppression de tout réflexe (10-15min), par du personnel diplomé en « chirurgie de l’animal de laboratoire », en fin de procédure expérimentale et sans réveil possible (procédure sans réveil).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus chez les animaux sont principalement liés aux procédures expérimentales et aux modèles d’allergie utilisés. Les administrations de traitements par injection peuvent entraîner une douleur aiguë de courte durée liée à la piqûre (quelques secondes) ainsi qu’un inconfort transitoire au point d’injection. Des nuisances spécifiques sont attendues en fonction des modèles d’allergie étudiés. Dans le modèle d’asthme allergique, l’exposition aux allergènes par voie respiratoire peut induire une gêne respiratoire transitoire. Dans le modèle d’allergie alimentaire, le gavage peut entraîner un stress de courte durée lié à la contention et à l’administration (environ 20 secondes). Ce modèle peut également provoquer des troubles digestifs (diarrhées, inconfort abdominal). L’induction d’une réaction anaphylactique peut entraîner une baisse transitoire de la température corporelle. Dans le modèle d’anaphylaxie cutanée, une inflammation locale (gonflement de l’oreille) est attendue, pouvant être associée à une sensibilité ou une douleur locale, difficilement quantifiable en l’absence de signes comportementaux marqués. Afin de limiter la douleur et le stress, plusieurs mesures seront mises en place. Les procédures potentiellement les plus invasives ou stressantes (notamment certains prélèvements sanguins et expositions par inhalation) seront réalisées sous anesthésie lorsque cela est compatible avec les objectifs scientifiques. Les animaux feront l’objet d’une surveillance régulière permettant de détecter précocement tout signe de souffrance, et des critères d’arrêt seront appliqués si nécessaire.
Devenir
A la fin des procédures, tous les animaux seront mis à mort, afin de réaliser des prélèvements de sang et d’organes pour analyser les cellules et les tissus, notamment grâce à des techniques permettant d’identifier les différents types de cellules et d’observer leur organisation au sein des tissus (comme la cytométrie en flux ou l’histologie).
Remplacement
Bien que des expériences in vitro avec des cellules humaines ou d’animaux sont réalisées au laboratoire, celles-ci expériences in vitro ou méthodes alternitives ne permettent pas de reproduire la réponse systémique d’un organisme complet. Les maladies allergiques sont des maladies multifactorielles complexes dans lesquelles plusieurs organes du corps jouent un rôle important (épithélium, organes lymphoïdes secondaires, système vasculaire…). C’est pourquoi, l’utilisation d’animaux est primordiale afin d’étudier les mécanismes mis en jeu dans les différents modèles allergiques.
Réduction
L'expérience du porteur du projet dans l'analyse de ces divers modèles de pathologies et la présence des données préliminaires nous permet d'anticiper et d'optimiser le nombre d’animaux à analyser dans chaque modèle. Nous utiliserons une moyenne de 4 animaux contrôle versus 4 animaux allergiques de même âge et sexe pour chaque expérience. Pour certaines procédures, chaque souris sera son propre contrôle (une oreille traité vs. une oreille contrôle). Les expériences seront répétées 3 fois de manière indépendante afin d’assurer la validité de nos résultats. En fonction du type d’expérience, du nombre d’échantillons analysés et de la distribution des valeurs, un des tests statistiques suivants sera utilisé :1-way ou 2-way ANOVA, Mann-Whitney ou unpaired 2-tailed Student’s t test.
Raffinement
Les animaux seront observés quotidiennement et les conditions d'hébergement (enrichissement des cages avec des carrés de ouates, igloos...) seront également surveillées. Lors de leur arrivée dans la zootechnie d’expérimentation, quelle que soit leur origine, le souris auront une phase d’acclimatation dans une pièce séparée sur portoirs ventilés d’au moins cinq jours. Les souris seront hébergées à maximum 5 par cage de 500cm² en portoir ventilé dans un environnement contrôlé. L’enrichissement sera constitué d’une maison en plastique et de frisure de papier kraft pour faire un nid. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux et/ou d'amélioration des procédures pour diminuer la souffrance animale. Bien que des signes de douleur ne semblent pas apparaître dans nos modèles d’allergie, tout animal, présentant une douleur évidente (isolement, baisse importante de l’activité, perte de poids > 10%, pilo-érection et/ou grimace) sera immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
La souris représente le modèle animal le plus utilisé pour étudier la physiopathologie des maladies humaines. En effet, l’élevage de souris est très productif (avec une variation possible en fonction des fonds génétiques étudiés) et nécessite peu de place. Les connaissances et avancées technologiques actuelles permettent de disposer de nombreux modèles sophistiqués. D’ailleurs, la majorité des animaux transgéniques nécessaires à la réalisation de ce projet sont uniquement disponible chez la souris et sous un fond génétique bien contrôlé. Enfin, la physiologie des différents organes chez la souris présente de nombreuses similarités avec celle des organes humains, ce qui permet l’induction de modèles pathologiques mimant les maladies humaines observées chez les patients. Pour la majorité des expériences, les animaux seront utilisés entre 7 et 12 semaines, ce qui correspond à de jeunes adultes qui possèdent un système immunitaire bien développé et mature.
Enseignement pratique au prélèvement et à la préservation d’organes à but de transplantation
- Formation professionnelle
Objectifs
Il s’agit dans ce projet de former au prélèvement multi-organes (PMO) des docteurs juniors et des assistants amenés à réaliser des transplantations sur le territoire national. Toutes les spécialités sont incluses : urologues, chirurgiens hépatiques, chirurgiens thoraciques et cardio-vasculaires. Les infirmières de bloc opératoire sont formées également. Cette formation aux prélèvements à but de greffe comprend une partie pratique sur modèle porcin dont les objectifs sont aussi bien techniques qu’humains : • Apprentissage et optimisation des techniques chirurgicales • Comportement des intervenants en situations difficiles et stressantes sur prélèvements nocturnes et en bloc opératoire non connu/extérieur au centre chirurgical d’origine. • Travail multi-équipes multi spécialités avec enjeux de 5 organes concomitant. • Connaissances en conservation d’organes et partage vasculaire pour optimiser les résultats chez les receveurs de greffes d’organes. • Diminution du risque hémorragique et de dysfonction du greffon.
Bénéfices attendus
A l’issue de la formation, les médecins sont capables de prélever en autonomie des organes sur donneur en mort encéphalique (Maastricht 3). La classification de Maastricht identifie différents types de décès. Le type 3 correspond à un arrêt cardiaque qui survient après une décision d'arrêt des thérapeutiques chez un patient. L’apprentissage et le travail collaboratif entre spécialités permet d’optimiser la qualité des partages vasculaires et de ne pas faire courrir de risque hémorragique aux receveurs d’organes. Le travail collaboratif améliore aussi le déroulé du travail nocturne à distance des institutions d’origine. Les séances d’entrainement à la mise sur machine permettent de s’approprier les techniques de perfusion ex situ des organes.
Procédures
Les animaux sont soumis à une chirurgie sous anesthésie générale profonde, sans réveil. La durée de l’intervention est évaluée à 2 heures.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pour les animaux sont liés à l’induction de l’anesthésie : stress à la contention, injection intramusculaire (douleur transitoire au niveau du site d’injection).
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort suite au prélèvement des organes vitaux. Ces organes sont ensuite utilisés pendant la formation pour les techniques de conservation des greffons en phase d’ischémie.
Remplacement
Les chirurgiens s’entrainent sur sujets cadavériques, mais avant une procédure de collecte d’organes chez un patient, il leur est nécessaire de pratiquer sur organes vascularisés. L’approche préclinique in vivo est alors le seul recours pour disposer d’un modèle représentatif de la situation clinique.
Réduction
Réduction maximale en utilisant un animal pour réaliser les prélèvements de tous les organes visés en transplantation. La constitution d’équipes pluridisciplinaires permet aussi de diminuer le nombre d’animaux requis pour la formation concomitante de 5 spécialistes.
Raffinement
Les animaux sont maintenus en groupe social dans un environnement contrôlé en température et hygrométrie. Ils reçoivent une alimentation adaptée à leurs besoins, de l’eau à volonté, des jouets et dispositifs favorisant leurs comportements naturels, comme le fouissage et mâchouillement. Un temps d’acclimatation avec douche tiède, promenade et distribution de récompenses permet l’habituation des animaux à l’homme et aux manipulations. La Structure en charge du bien-être animal accompagne la mise en œuvre des procédures. Avec le vétérinaire désigné, elle conseille les responsables du projet dans l’amélioration de leurs pratiques en faveur du bien-être des animaux et de l’application des 3R. La chirurgie est effectuée sous anesthésie générale avec couverture antalgique, sans réveil. Les prélèvements seront réalisés par des internes en chirurgie qui opèrent déja des patients.
Choix des espèces
L’espèce retenue comme modèle chirurgical pertinent pour le prélèvement d’organes est le porc car sa taille et son anatomie sont proches de l’humain. De jeunes porcs de 45 à 70 Kg permettent de simuler une procédure opératoire équivalente à ce que les chirurgiens rencontrent en clinique.
Etude de l’efficacité des nouvelles cellules porteuses d’un récepteur antigénique chimérique (CAR) dans le traitement des tumeurs hématologiques et solides dans un modèle murin immunodéficient. Établissement utilisateur 2/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
Objectifs
L’immunothérapie anticancéreuse est une approche dont le succès en clinique a récemment été validé avec l’approbation de stratégies d’immunothérapie visant à traiter des cancers avancés. Ces immunothérapies sont basées sur le transfert adoptif des cellules immunitaires du patient qui ont été modifiées pour reconnaitre la tumeur. Malgré son efficacité dans le traitement de cancers sanguins comme la leucémie, le succès de cette thérapie dans le traitement des tumeurs solides reste encore très limité. Ce projet vise donc à étudier l’efficacité anticancéreuse des cellules immunitaires humaines activées in vitro et injectées dans des souris porteuses de tumeurs humaines. Les résultats obtenus devraient contribuer à améliorer les immunothérapies dans le traitement du cancer. Le projet se déroule dans 2 EU différents.
Bénéfices attendus
La recherche qui est proposée dans ce projet a pour objet d’améliorer les thérapies anticancéreuses de type immunothérapie en ciblant des cancers agressifs. Nos résultats préliminaires in vitro ont d’ores et déjà démontré que les cellules CAR-T diminuent la prolifération de plusieurs cellules cancéreuses (lymphome, cancer du sein et cancer du poumon). Les résultats qui découleront de ce projet permettront d’accroitre nos connaissances sur les immunothérapies en cancer et d’améliorer leur efficacité.
Procédures
Les souris seront soumises à une anesthésie gazeuse pendant 10 minutes maximum et recevront une injection sous-cutanée (s.c) ou intraveineuse (i.v) de cellules cancéreuses à l’aide d’une seringue (EU1). Cette injection se réalise en 10 secondes par souris. A ce moment, chaque souris entre dans une phase d’expérimentation de 5 semaines maximum avant la mise à mort. Le traitement par injection i.v de lymphocytes humains sera administré dans les mêmes conditions (EU1). Un suivi de la croissance tumorale et du poids des animaux seront réalisés tous les 2 jours, des mesures qui se font respectivement en 10 et 5 secondes pour chaque animal. Des imageries par bioluminescence nécessiteront des injections de luciférine qui se feront en IP sur animal vigile (EU2). Chacune de ces administrations se fera en 15 secondes maximum par animal, prise de l’animal par l’expérimentateur comprise. Lors du suivi de croissance tumorale par imagerie, les souris seront sous anesthésie gazeuse. À la fin de l’expérimentation, les animaux seront mis à mort après anesthésie générale à l’isoflurane (EU2).
Impact sur les animaux
L’injection des cellules cancéreuses par voie sous-cutanée et intraveineuse peut occasionner des dommages dans la queue si les animaux venaient à bouger avec la conséquente angoisse. Les injections se feront donc sous anesthésie à l’isoflurane. D’autres nuisances comme une nécrose pourrait apparaitre si la taille de la tumeur est très grande (plus de 1500 mm3 pour les tumeurs sous cutanées). L’apparition de gêne respiratoire (pour les tumeurs pulmonaires) ou une parésie des membres arrière peuvent être observées (pour la tumeur Raji).
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure. Lorsque l’effet thérapeutique (disparition ou diminution de la tumeur) est observé, ce qui devrait arriver au plus tard à la quatrième semaine, les animaux qui n’auront pas atteint le point limite seront aussi mis à mort sous anesthésie préalable. En effet, compte tenu du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, et même si des régressions tumorales pourront être observées, une reprise de la croissance tumorale après la période d’arrêt des traitements est toujours possible et nécessite la mise à mort de l’ensemble des souris pour se prémunir de la souffrance qui peut en résulter.
Remplacement
Nous avons réalisé des expériences in vitro (remplacement) au préalable qui nous ont permis de déterminer l’efficacité de la thérapie CAR-T dans notre modèle ainsi que son potentiel dans l’immunothérapie en cancer. Pour valider nos résultats, nous devons utiliser un modèle murin afin d’étudier notre hypothèse dans l’environnement tumoral. En effet, les études précliniques avec des animaux sont incontournables pour la finalité de ce projet puisqu’il est nécessaire d’identifier l’efficacité in vivo mais aussi les effets indésirables potentiels des traitements.
Réduction
Les groupes expérimentaux sont constitués de n=10 individus/condition et l’expérience sera réalisée 2 fois ce qui donnera une puissance statistique fiable. Le fait que ces animaux soient génétiquement les mêmes, permet de réduire la taille des groupes tout en ayant des résultats fiables. L’utilisation des souris de manière indépendante nous permet d’avoir une réelle puissance statistique. Nous avons choisi de mesurer les tumeurs par bioluminescence, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux tout en conservant une puissance statistique suffisante. Les expériences ne seront réalisées que deux fois, les rates et les tumeurs seront analysées sur les mêmes animaux ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux de l’étude.
Raffinement
Les souris disposeront d’une phase d’habituation à être manipulées par les expérimentateurs pour réduire leur appréhension. Les souris chez lesquelles les tumeurs solides et sanguines sont implantées seront examinées trois fois par semaine pour surveiller leur inconfort (taille de la tumeur gênant la mobilité, isolement du groupe, absence de toilettage). Par ailleurs, les injections se feront sous anesthésie gazeuse pour limiter le stress. Des analgésiques seront utilisés en cas de douleur. De plus, les animaux seront hébergés à raison de 6-10 souris par cage en présence des éléments nécessaires à la fabrication d’un nid. De la nourriture et de l’eau seront ajoutés à la cage. Également, des points limites spécifiques seront appliqués. Pour le transport des animaux entre les deux établissements utilisateurs (500 mètres environ), nous transporterons à pied les souris dans des cages filtrées et dans l’obscurité pour limiter le stress causé par le transport. A leur arrivée dans l’établissement utilisateur 2/2, les cages des souris seront changées et placées sur portoir ventilé pour protéger les souris immunodéprimées (phénotype dommageable). Les souris ne seront déplacées qu’une seule fois pour limiter le stress du transport. Ces mesures assureront ainsi le raffinement de l’étude.
Choix des espèces
Il est impossible à nos jours de reproduire avec fidélité l’environnement tumoral et sa réponse à l’immunothérapie. Pour prouver les mécanismes immunitaires impliqués dans la maladie et tester l’efficacité de l’approche thérapeutique, nous devons recourir à l’utilisation d’un modèle animal et l’utilisation de la souris nous permet d’avoir accès à des modèles transgéniques et des modèles humanisés. Etant donné que l’objectif à long terme sera d’évaluer l’efficacité des cellules CAR-T en thérapie anticancéreuse, nous devons utiliser une espèce présentant une physiologie proche de l’Homme, telle que la souris, qui est un modèle de référence en cancérologie. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles.