Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 04/02/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-885210)
Les 165 souris de ce projet sont dépourvues de système immunitaire, choisies pour qu’elles ne rejettent pas les cellules humaines qu’on leur greffe. Elles subissent une chirurgie d’implantation d’hydrogel sous la peau, de vingt à trente minutes, puis des injections d’analgésique toutes les douze heures pendant vingt-quatre heures, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Quarante-cinq d’entre elles passent cinq séances d’imagerie sous anesthésie sur quatre semaines avant d’être tuées par surdose d’anesthésique injectée dans le cœur, et 120 reçoivent une injection intracardiaque de produit de contraste. Le porteur explique qu’aucune ne peut sortir de l’animalerie du fait de son immunodéficience et du greffon humain génétiquement modifié qu’elle porte, l’enjeu étant de limiter la mort des cellules souches transplantées.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
L’objectif du projet est de limiter la mort de différents types de cellules souches, les cellules stromales mésenchymateuses issues de la moelle osseuse (Mo-CSM), ou de tissu adipeux (ADSC) et les myoblastes cellules progénitrice musculaire — après implantation dans un contexte mimant les conditions cliniques de greffe suite à une perte tissulaire importante (musculaire, osseuse ou de tissus mou/adipeux). Actuellement, le comblement de pertes tissulaires majeures repose principalement sur l’autogreffe, qui consiste à prélever le greffon directement chez le patient. Toutefois, cette méthode présente plusieurs inconvénients : nécessité d’une seconde intervention chirurgicale, et quantité ainsi que qualité de tissu prélevé limitées. Une alternative prometteuse consiste à implanter des cellules souches dans le tissu lésé, afin de favoriser la réparation soit par différenciation directe en cellules du tissu cible, soit en stimulant la régénération par les cellules résidentes. Malgré des résultats encourageants, la régénération tissulaire à partir de cellules souches reste limitée, principalement en raison d’une importante mortalité cellulaire post-implantation. En effet, l’environnement dans lequel ces cellules sont greffées est généralement peu vascularisé (environnement ischémique), pauvre en oxygène et en glucose, et caractérisé par une accumulation de déchets métaboliques. Au laboratoire, nous avons démontré que le manque de glucose est un facteur clé de la mortalité des Mo-CSM implantées, ce qui corrobore les résultats de la littérature obtenus avec d’autres types cellulaires. La stratégie développée par le laboratoire consiste à charger les Mo-CSM dans un hydrogel leur fournissant un apport local en glucose, afin de favoriser leur survie grâce à une nutrition in situ. Cet hydrogel est composé de fibrine (matrice de soutien) et de glucose (source nutritive). La preuve de concept de cette approche a déjà été établie, aussi bien in vitro qu’in vivo, avec les Mo-CSM. Nous cherchons désormais à élargir cette stratégie à d’autres cellules souches issues du mésenchyme. L’objectif global du projet est donc de déterminer s’il est possible d’améliorer la survie et la fonctionnalité d’autres types de cellules souches mésenchymateuses (Mo-CSM, ADSC, myoblastes) grâce à cet hydrogel enrichi en glucose.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ces expérimentations permettront dans un premier temps de tester la capacité de notre hydrogel d’assurer la survie de nos différents types cellulaire (Mo-CSM/ ADCS / Myoblaste) transplantés dans un environnement physiologiquement pertinent et plus complexe que ce que permettent les études in vitro. Des résultats positifs permettraient de poursuivre les études en implantant cette fois-ci l’hydrogel au sein d’un défaut de taille critique (chez la brebis, par exemple). L’objectif à long terme est ainsi de proposer une alternative aux greffes autologues qui présentent des limites comme le volume prélevable du greffon, sa qualité lorsqu’il s’agit de patients âgés ainsi que la nécessité d’avoir recours à un 2e site chirurgical. De plus, nos résultats sur 3 types cellulaires permettraient d’entrevoir une réponse plus générale dans un cadre plus général d’ingénierie tissulaire ou de thérapie cellulaire, ce projet apportera une réponse au problème majeure que pose la mort massive de cellules transplantées qui sont confrontées à des conditions ischémiques. (transplantation de neurones dopaminergique pour Parkinson, AVC, les infarctus du myocarde, transplantation de CSM pour les défauts osseux de taille critique)
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Pour tous les animaux (165 souris) : Les animaux subiront une chirurgie pour l’implantation d’hydrogel sous anesthésie et antalgie (1x, durée 20-30 min) et une injection sous cutanée d’analgésique toutes les 12h pendant 24h. Pour les animaux de l’étude de survie cellulaire (45 souris) : La survie sera suivie au moyen d’une imagerie sous anesthésie. La procédure sera répétée à 5 fois pendant la période d’implantation (5x, durée, variable en moyenne 45 min, sur 4 semaines). Au temps terminal de l’étude les animaux seront anesthésiés puis seront mis a mort par surdose d’anesthésiant injecté dans le coeur (1x, durée 10 min). Pour les animaux de l’étude de la formation de vaisseaux sanguin (120 souris) : Les animaux seront mis sous antalgie et anesthésie, et subiront une injection intracadiaque d’un agent de contraste (1X, durée 30 min).
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
La chirurgie d’implantation en sous-cutané peut entraîner de la douleur et du stress chez l’animal. La douleur sera néanmoins prise en charge par un traitement analgésique approprié. La perte d’un ou plusieurs points de suture en post-opératoire peut être également observée occasionnellement, mais sans impact sur le bien-être animal. Une autre complication éventuelle est l’infection cutanée (bien que jamais observée dans notre laboratoire). Enfin, la taille des implants en étude 3 peut entraîner une gêne de l’animal mais qui disparait après court temps d’adaptation. Les anesthésies (gaz anesthésiant) nécessaires à l’imagerie non invasive en fluorescence et en bioluminescence vont entrainer du stress au moment de la contention et de la perte de conscience, mais n’entrainent aucune séquelle après le réveil. L’anesthésie gazeuse prolongée peut aussi entrainer une dessèchement oculaire pouvant être prévenue par une bonne préparation des animaux. Les animaux subiront également plusieurs injections sous-cutanées pour la gestion de la douleur, l’anesthésie et l’imagerie en bioluminescence.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
A la suite de nos expérimentations tous les animaux seront mis à mort; en effet leur état immunodéficient ainsi que la présence du greffon cellulaire d’origine humaine génétiquement modifiée par la firefly luciferase et de la Green Fluorescent Protein rend impossible toute adoption hors animalerie de plus des analyses complémentaires engendrent ou nécéssitent la mise à mort des animaux.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
L’environnement ischémique post-implantatoire est un environnement complexe dont de nombreux facteurs (pH, oxygène, osmolarité, etc.) peuvent affecter la survie et la fonctionnalité des cellules implantées. Bien que certains de ces facteurs soient bien caractérisés (oxygène) d’autres n’ont pas ou peu étaient explorés (glucose, pH, etc.). Il n’est donc pas possible, à ce jour, de reproduire cet environnement post-implantatoire dans des modèles in silico ou in vitro. De plus, de nombreuses interactions cellulaires (avec les cellules vasculaires par exemple) et moléculaires (par l’effet paracrine d’hormones ou de facteurs de croissance) peuvent également affecter le devenir des cellules implantées. Bien que des modèles in vitro (organoïde, co-culture) permettent de reproduire certaines des interactions cellules-cellules, ils n’incluent pas toutes les interactions étant pour le moment limité en termes de type cellulaire et ne capturent pas toute la complexité moléculaire et cellulaire de l’environnement post-implantatoire. Pour toutes ces raisons, les alternatives non-animales actuellement disponibles ne sont pas appropriées pour étudier la survie des CSMs en vue d’une étude de leur survie post implantation et il est nécessaire d’avoir recours à un modèle in vivo.
2. Réduction
Afin de réduire le nombre d’animaux par procédure, l’étude de la survie cellulaire sera réalisée en imagerie sur les mêmes animaux au fil du temps (et non un animal par unité de temps). Sur la base des résultats obtenus, nous pourrons sélectionner les groupes présentant une survie améliorée afin de vérifier le potentiel angiogène de nos hydrogels chargés en glucose. Pour maintenir un pouvoir statistique suffisant de nos résultats et en se basant sur les variations de résultats observées dans nos études in vivo précédentes en site sous-cutané, nous affecterons 10 implants par groupe.
3. Raffinement
Avant le début de l’étude, les animaux bénéficieront d’une semaine pour s’habituer à leur environnement. Ils disposeront dans leur cage de tunnels en plastique translucides permettant une manipulation en douceur. L’intervention chirugicale de greffe réalisée sous la peau pourra provoquer un inconfort temporaire, mais celui-ci sera limité grâce à l’administration d’antalgiques avant et après l’opération. Durant les trois jours suivant l’opération, une alimentation plus facile à consommer leur sera proposée pour favoriser leur rétablissement. Compte tenu de la sensibilité du modèle utilisé, les conditions d’hébergement seront adaptées : les litières seront changées dans un environnement stérile et tous les objets entrant en contact avec les animaux seront stérilisés. Après l’intervention, leur comportement, leur apparence générale et d’éventuels signes de douleur seront observés deux fois par jour pendant les trois premiers jours, puis deux fois par semaine par la suite. Si un animal présente des signes persistants de douleur ou d’inconfort malgré les soins (injection d’antalgique et suivie rapproché de l’animal), il sera retiré de l’étude/et ou mis a mort en fonction de la gravité afin d’éviter toute souffrance inutile. Une anesthésie complète et une prise en charge de la douleur seront assurées avant l’intervention. Les animaux, initialement installés ensemble, continueront à vivre dans les mêmes groupes tout au long du protocole.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le modèle animal choisi est la souris SCID (déficit immunitaire combiné sévère (Severe Combined ImmunoDeficiency)). Le modèle souris est connu en termes de caractérisation génétique et immunologique. De plus, la fine épaisseur de la peau murine atténuant peu le signal, ce modèle permet d’utiliser des appareils d’imagerie non invasive, tel que la fluorescence ou la bioluminescence, pour un suivi longitudinal des implants. L’utilisation de souris immunodéficientes (souris SCID) permet d’éviter une réaction immunitaire averse (rejet) lors de greffes d’origine humaine et ainsi d’évaluer le potentiel de cellules d’origine humaine. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes de 10 semaines pour avoir des animaux entre 25 et 30 g et qui permettent d’avoir un potentiel de néovascularisation et de néoformation osseuse optimal.