Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 01/07/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-931658)
80 souris issues du croisement de deux modèles de maladies neuromusculaires vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. À 8 ou 9 semaines, chacune passe 22 heures seule en cage d’actimétrie, court sur un tapis roulant et reste suspendue à une grille retournée pendant une minute au maximum, un effort que le porteur reconnaît susceptible de surcharger des muscles déjà myopathiques. La série se termine par une mesure de force sur le muscle tibial antérieur, jusqu’à une heure, sous anesthésie profonde et sans réveil. Le RNT justifie ce sort en notant que les prélèvements ont lieu après la mise à mort, « ce qui évite toute douleur supplémentaire ».
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
La myopathie centronucléaire (Myopathie Centro Nucléaire) BIN1-CNM est une maladie héréditaire du muscle squelettique, caractérisée par une faiblesse musculaire progressive et un handicap moteur. Les mutations perturbent l’organisation membranaire et le couplage excitation-contraction, entraînant des noyaux centraux dans les fibres musculaires. Aucune thérapie curative n’existe à ce jour. Des études récentes montrent qu’une surexpression d’une protéine associée aggrave plusieurs formes de CNM. Notre équipe a démontré qu’une réduction fonctionnelle de cette protéine corrige partiellement les phénotypes d’un modèle murin MTM1-CNM. Nous testons donc si sa diminution atténue les altérations du modèle BIN1-CNM (Myopathie Centro Nucléaire) par croisement avec un modèle CMT (Charcot Marie Tooth) à perte partielle de fonction. Ce projet évalue le potentiel thérapeutique de cette modulation pour corriger les anomalies musculaires et élucide les mécanismes communs aux CNM.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet explore les mécanismes physiopathologiques communs aux myopathies centronucléaires (Myopathie Centro Nucléaire) et aux neuropathies périphériques, notamment la maladie de Charcot-Marie-Tooth (Charcot Marie Tooth). En combinant un modèle murin de myopathie centronucléaire avec un modèle de perte partielle de fonction protéique, il vise à identifier des cibles moléculaires modulant la gravité de la maladie. Les bénéfices attendus consistent à déterminer si une réduction de cette protéine prévient ou atténue les manifestations de la myopathie centronucléaire, tout en éclairant les mécanismes communs entre myopathie centronucléaire et Charcot-Marie-Tooth, ouvrant des perspectives thérapeutiques ciblées.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les animaux seront soumis à plusieurs types d’interventions, à 8-9 semaines d’âge, avec une durée globale limitée et des procédures répétées uniquement lorsque cela est scientifiquement justifié. Phénotypage comportemental et locomoteur non invasif : tests d’activité locomotrice spontanée (actimétrie), de locomotion fine (tapis roulant) de force musculaire (grille retournée), réalisés chez l’animal vigile, sans anesthésie. L’activité locomotrice spontanée de l’animal sera acquise pendant 22 h au maximum, période au cours de laquelle les animaux seront hébergés individuellement, sans toutefois subir un isolement sensoriel (pas d’isolement olfactif ni auditif). Le test de locomotion fine (tapis roulant) et de grille retournée ont chacun une durée maximale de 1 minute avec un maximum 1 test par jour pour limiter le stress. Mesures de force musculaire in situ : intervention chirurgicale mineure sous anesthésie générale profonde et anti douleur dont l’administration ne durera pas plus de 5 secondes. Chaque séance dure maximum une heure et est réalisée une seule fois par animal, sans réveil, en fin de procédure (8 semaines). Ces interventions sont conçues pour être aussi brèves et peu répétées que possible, tout en permettant la collecte des données nécessaires à la caractérisation complète du phénotype musculaire et à l’analyse moléculaire et histologique.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les nuisances et effets indésirables attendus sur les animaux dans ce projet découlent des manipulations expérimentales (génétique, tests comportementaux, chirurgie, anesthésie, euthanasie) : 1. Tests fonctionnels et comportementaux: Test de la grille retournée (hanging test): Stress aigu dû à la sensation de chute imminente et à la contrainte physique (maintien en suspension). Risque minime de chute sur une surface constitué de 5 cm de litière, pouvant une anxiété transitoire. Effort musculaire intense mais bref (≤ 60 s), sans lésion musculaire attendue chez des animaux sains, mais surcharge possible chez les souris déjà myopathiques. Analyse de la démarche (tapis roulant/Digigait): Stress léger à modéré lié à la nouveauté de l’environnement et à la contrainte de marche forcée. Fatigue musculaire transitoire sans lésion durable attendue. Actimétrie (cages avec capteurs): Stress modéré lié au changement de cage, à l’isolement partiel et à l’enregistrement prolongé (22 h), mais sans manipulation directe. Perturbation possible des rythmes circadiens ou du comportement d’exploration en raison de l’environnement artificiel. 2. Mesure de force musculaire in situ sur le tibial antérieur: Les souris peuvent présenter, de manière transitoire, une gêne ou une douleur légère à modérée liée aux procédures chirurgicales, mais cette douleur est prévenue et traitée par une anesthésie générale et une analgésie adaptée. Les injections intrapéritonéales nécessaires à l’induction de l’anesthésie générale peuvent provoquer un stress et une gêne transitoires (manipulation, douleur ponctuelle à l’injection). La contention de l’animal pour l’injection est brève, d’une durée maximale de 15 secondes, réalisée par du personnel formé, avec une prise en charge rapide par l’anesthésie, ce qui limite la durée de ces effets.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Le sort prévu pour tous les animaux, consiste en leur mise à mort pour la collecte de tissus. La collecte terminale de muscles et d’organes est nécessaire pour corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires/histologiques/ ultrastructurales. Les prélèvements sont réalisés après la mise à mort, ce qui évite toute douleur supplémentaire.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Dans ce projet, le Remplacement n’est pas possible car l’objectif est d’évaluer l’effet d’une réduction fonctionnelle protéique sur les phénotypes musculaires dans un modèle de myopathie centronucléaire, ce qui nécessite de reproduire la pathologie musculaire in vivo, avec toute sa complexité tissulaire, mécanique et systémique. Les modèles cellulaires (myotubes, lignées musculaires) ou organoides ne permettent pas de recréer la fonction intégrée du muscle squelettique, ni les interactions nerf-muscle, ni les réponses comportementales et locomotrices mesurées ici. De même, les approches in silico ou in vitro ne suffisent pas à tester les paramètres fonctionnels tels que les tests comportementaux, la force musculaire in situ ou les analyses histologiques et ultrastructurales, qui exigent un organisme vivant.
2. Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été déterminé de manière à respecter le principe de Réduction tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour répondre aux objectifs scientifiques. Pour chaque groupe expérimental, un effectif de 10 animaux par sexe (soit 20 souris/groupe) a été retenu après calcul de puissance préalable, basé sur les données de variabilité observées dans les modèles murins de myopathies et de neuropathies, afin d’éviter tout suréchantillonnage. Ce nombre repose également sur notre expertise préalable dans la caractérisation de modèles murins de myopathies et de tests de force musculaire. La distribution des données sera évaluée (Shapiro–Wilk ou Kolmogorov–Smirnov), puis des analyses adaptées appliquées : ANOVA (ou Kruskal–Wallis si non normale), tests post hoc (Tukey/Dunn), et t/Mann–Whitney pour comparaisons ponctuelles. Le plan maximise l’information par animal (phénotypage fonctionnel complet, analyses histologiques/moléculaires), limitant le total à 80 animaux. Les procédures sans réveil et la standardisation rigoureuse réduisent les répétitions expérimentales. La cohérence des groupes (contrôle, mutation protéique, modèle pathologique, modèle combiné avec une amélioration du phénotype attendue) optimise les conclusions sans multiplier les conditions.
3. Raffinement
Les moyens de raffinement mis en œuvre dans ce projet visent à minimiser la douleur, le stress et l’inconfort des souris tout au long de l’expérimentation. Les animaux sont logés en groupe, dans des conditions de température, d’hygrométrie et d’éclairage contrôlées, avec litière et abris adaptés, et bénéficient d’un enrichissement environnemental (tunnels et matériel de nidification) pour favoriser le bien être et limiter les comportements stéréotypés. Une manipulation douce et progressive, ainsi qu’une phase d’habituation aux dispositifs de tests (grille retournée, tapis roulant, cage d’actimétrie), sont mises en place pour réduire l’anxiété liée aux manipulations et à la nouveauté. Les protocoles comportementaux sont courts et espacés, avec des temps de repos suffisants, afin d’éviter la fatigue et la surcharge musculaire. Pour la chirurgie in situ (mesure de force musculaire), des anesthésiques et analgésiques adaptés sont utilisés, et l’intervention est conduite sous anesthésie profonde dans le cadre d’une procédure sans réveil, ce qui évite toute douleur post opératoire. Une surveillance clinique régulière (poids, état général, locomotion, alimentation, hydratation) est assurée, avec des critères de mise à mort précoce clairement définis pour interrompre l’expérimentation en cas de souffrance manifeste. Les critères de points limites de Morton & Griffiths sont appliqués systématiquement, avec une mise à mort immédiate en cas de perte de poids >15% sur une semaine, de prostration prolongée ou de paralysie sévère, et en cas de mortalité postnatale importante. Enfin, les protocoles sont standardisés (heure de test, conditions environnementales, manipulateurs formés) et les méthodes non ou moins invasives (tests comportementaux, actimétrie) sont privilégiées, ce qui réduit la variabilité et limite le besoin de répéter les expériences sur de nouveaux animaux, tout en préservant la qualité scientifique des données.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
L’espèce Mus musculus (souris) est retenue comme modèle de référence pour l’étude des myopathies et neuropathies périphériques, grâce à sa physiologie musculaire et neuromusculaire hautement conservée avec l’humain. Elle permet de reproduire fidèlement les phénotypes fonctionnels (faiblesse progressive, altérations locomotrices, atrophie), absents chez les invertébrés ou poissons zèbres. Les animaux sont utilisés du stade juvénile (8-9 semaines) à adulte jeune, correspondant à l’installation complète du phénotype pathologique sans progression excessive. À 8 semaines (équivalent ~20 ans humain), la faiblesse musculaire est pleinement exprimée, idéale pour les tests comportementaux (grille retournée, tapis roulant, actimétrie) et la force in situ sur tibial antérieur. Ce stade évite les biais néonataux (variabilité élevée) ou âgés (comorbidités), maximisant la pertinence scientifique et le respect des 3R.