Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées : 257 projets autorisés en mars 2026 (01/04/2026)
Bases neuronales des interactions entre posture et mouvement chez le primate non-humain
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Macaques rhésus : 2
Objectifs
Chez les primates, comme les singes ou les humains, attraper des objets avec les mains est une action essentielle pour interagir avec l’environnement. Pour y parvenir, le cerveau doit coordonner de nombreux muscles et tenir compte de la position du corps dans l’espace. Notre travail part de l’idée que la posture joue un rôle important dans la façon dont le cerveau représente les interactions possibles avec l’environnement, et la façon dont il prépare et contrôle les mouvements de la main. Nous pensons que cette organisation repose sur la coopération de plusieurs zones du cerveau impliquées dans le toucher et le mouvement. Ces régions échangent des informations pour combiner la position du corps et les actions à réaliser. Pour vérifier cette hypothèse, nous étudierons des singes macaques à l’aide de plusieurs méthodes. Nous observerons d’abord leurs mouvements lorsqu’ils attrapent des objets dans différentes postures (assis ou quadrupède), et lorsque les objets sont placés à différents endroits. Cela permettra de voir comment les contraintes du corps et de la gravité influencent leurs gestes. Nous mesurerons également l’activité de certaines zones du cerveau pendant ces actions, afin de comprendre comment la posture modifie la préparation et l’exécution des mouvements. Enfin, nous utiliserons des techniques de stimulation cérébrale et des anesthésiques pour mieux identifier le rôle précis de chacune de ces régions. L’objectif final de ces recherches est de montrer que la posture joue un rôle clé dans la manière dont les primates, y compris les humains, interagissent avec leur environnement.
Bénéfices attendus
À court et moyen terme, cette recherche vise avant tout à mieux comprendre comment le cerveau combine la posture du corps et les mouvements du bras et de la main pour interagir avec les objets. Plus précisément, nous voulons comprendre comment plusieurs régions du cerveau travaillent ensemble pour adapter les gestes en fonction de la position du corps et de l’objet à attraper. Pour cela, nos objectifs sont les suivants : • Etudier comment les mouvements de la main s’ajustent en fonction de la posture du sujet et de la position de l’objet ; • Observer l’activité des neurones, à la fois individuellement et en groupe, dans plusieurs zones du cerveau impliquées dans le toucher et le mouvement ; • Comprendre comment ces différentes régions du cerveau s’influencent mutuellement, en modifiant localement leur activité ; • Partager l’ensemble de nos données avec la communauté scientifique pour faire progresser la recherche. À plus long terme, ces travaux pourraient avoir des applications importantes. Ils pourraient notamment aider à mieux évaluer et traiter certains troubles liés à la posture et au mouvement chez les patients. Ils pourraient aussi contribuer au développement de robots plus performants et d’interfaces cerveau-machine, capables de mieux prendre en compte la posture du corps pour contrôler des gestes de préhension de manière plus naturelle et efficace.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : – Déplacement au centre IRM pour acquisition d'images, sous anesthésie, 1 fois pour une durée d'environ 4h. – Chirurgies d'implantation et de désimplantation des matrices multi-électrodes et de la chambre d’enregistrement, sous anesthésie, 2 chirurgies pour une durée d'environ 12h chacune (à répéter pour chaque hémisphère, le cas échéant). – Entraînement aux changements posturaux en cage d’hébergement, ≤30 min, 5 jours par semaine, durant 1 à 4 semaines. – La prise quotidienne de l'animal en chaise pour entraînement et enregistrements électrophysiologiques incluant des sessions avec présentation de vidéos, environ 1h30 (jusqu'à 3h), 5 jours par semaine, durant 14 à 36 mois. – La prise de l'animal en chaise pour microstimulations, 20 sessions d'environ 1h30 (jusqu'à 3h). – La prise de l'animal en chaise pour enregistrements électrophysiologiques sous anesthésie gazeuse ou pharmacologique, 20 sessions (habituation + enregistrement) d'environ 2h (jusqu'à 3h).
Impact sur les animaux
Dans ce projet, les macaques suivront une procédure de sévérité modérée. Les nuisances ou effets indésirables attendus sont le stress pendant les sessions d’entrainement et d’enregistrement et la douleur et les infections en lien avec les procédures chirurgicales. Plus spécifiquement, les sources de stress sont i) Les premières sorties (jusqu’à plusieurs semaines) de la cage vers la chaise d’entrainement ii) La positionnement dans le box expérimental et l’entraînement dans la tâche expérimentale iii) La restriction des mouvements de tête. Pour la connexion des matrices ou le protocole d’anesthésie iv) La restriction hydrique partielle liée au besoin expérimental pouvant engendrer une perte de poids. En lien avec les chirurgies et le protocole IRM, la contention pour l’induction par injection IM est source de stress. L’intubation endotrachéale, la mise sous respiration mécanique et l’anesthésie générale (gaz halogéné) peuvent causer des irritations de la trachée. Les zones cicatricielles et les implants crâniens peuvent constituer une source de douleur et de risques infectieux en post-opératoire.
Devenir
À la fin du projet, les animaux seront gardés en vie et après avis vétérinaire, remis à disposition d’un centre de primatologie pour leur réutilisation. Ils pourront soit 1) être réutilisé dans un autre projet basé sur un dispositif expérimental similaire, permettant d’éviter l’utilisation d’autres animaux naïfs (réduction). Les animaux réutilisés seront déjà habitués au contexte expérimental (interactions quotidiennes avec l’homme, mise en chaise, travail dans le dispositif comportemental) ou 2) en particulier les femelles peuvent retourner dans un établissement d’élevage pour être inclues dans un programme de reproduction.
Remplacement
Le projet implique l’utilisation d’animaux car il n'existe pas de méthode alternative permettant de répondre à nos objectifs scientifiques, ici l’analyse de l’activité cérébrale en lien avec la réalisation de comportements complexes. Le macaque représente ici un modèle animal idéal car son répertoire comportemental comprend des postures corporelles fonctionnellement distinctes pour différentes finalités fonctionnelles, et particulièrement la posture assise favorisée pour la manipulation complexe et la posture quadrupède pour les déplacement ou la manipulation plus grossière. Ce projet nécessite également l'enregistrement de l'activité cérébrale avec une grande résolution temporelle et spatiale, ce qu’il est impossible d’obtenir avec des méthodes non invasives.
Réduction
Nous prévoyons d’inclure jusqu’à 3 animaux dans le projet. Toutefois, si les objectifs scientifiques du projet sont atteints avec 2 animaux, nous n’inclurons pas de 3e animal. Cette approche permet d’anticiper certains aléas. En effet, les interventions chirurgicales comportent toujours un risque, la qualité des enregistrements peut varier selon la manière dont l’implant s’intègre au cerveau, et les réactions au stress ou l’apprentissage des tâches peuvent différer d’un animal à l’autre. Si les données recueillies chez deux animaux sont suffisantes pour obtenir des résultats fiables, le troisième animal ne sera pas inclus dans l’étude. Pour chaque animal, des dispositifs d’enregistrement permettent de mesurer l’activité de nombreuses cellules nerveuses dans différentes zones du cerveau en même temps. Le nombre de cellules effectivement enregistrées peut varier selon la réussite de l’implantation. Le fait d’utiliser ces dispositifs permet de recueillir une grande quantité d’informations, à différentes échelles, au fil du temps. Les séances d’enregistrement pourront être répétées sur une période allant d’un à trois ans. Cela permet d’augmenter progressivement la quantité de données recueillies et de vérifier la stabilité des résultats dans le temps. La durée exacte dépendra de la qualité des premiers enregistrements et de leur stabilité. Dans des conditions optimales, le suivi peut se poursuivre sur plusieurs années. Enfin, les données obtenues dans ce projet alimenteront une base de données partagée avec d’autres équipes de recherche. Cette mise en commun permettra, à moyen et long terme, de limiter le recours à de nouveaux animaux pour des études similaires.
Raffinement
Conformément à la législation, les animaux du projet sont hébergés avec un congénère pour favoriser les interactions sociales. Les cages et volières sont enrichies de perchoirs, de cordes et de jeux suspendus, pour encourager les comportements exploratoires, ainsi que le retour à une activité normale en période post-chirurgicale. Après chirurgie, un délai minimal d'une semaine sera observé et selon l'état de récupération, l'animal sera sorti en chaise afin de reprendre une routine qui lui est familière. Les méthodes de renforcement positif (entraînement et habituation) seront utilisées afin de réduire le stress des sujets. L’IRM anatomique pré-chirurgicale permet de mieux planifier l’implantation des matrices chroniques, pour bien atteindre les aires corticales ciblées. Les matrices multi-électrodes de nouvelle génération permettent des enregistrements simultanés de neurones dans différentes aires et couches corticales en limitant les contraintes sur les animaux (pas de fixation de la tête, temps de préparation de l’animal pour les enregistrement très court, limitation des risques d’infection).
Choix des espèces
Les macaques sont des primates non humains fréquemment utilisés en recherche en raison de la similitude de leur système visuomoteur et de l’anatomie fonctionnelle de leur cerveau avec ceux de l’humain. Plus spécifiquement, notre projet requiert un modèle animal dont le répertoire comportemental inclut des postures corporelles fonctionnellement associées à des niveaux de dextérité différents du membre supérieur. Le macaque possède la capacité d’effectuer aussi bien des saisies de puissance pendant la locomotion, que des mouvements de manipulation fine en position assise, ce qui en fait un modèle idéal pour ce projet. L’utilisation répandue des macaques en neuroscience a permis l’optimisation des procédures d’entraînement, de la gestion de leur alimentation, de leur hébergement et des soins vétérinaires. Dans ce projet, nous utiliserons indifféremment des macaques rhésus ou fascicularis en fonction de la disponibilité des animaux, leurs comportements de préhension et l’organisation fonctionnelle de leurs cerveaux étant très similaires. Les animaux seront utilisés au stade de jeune adulte/adulte. A ce stade de développement, ils ne sont plus en croissance et leurs besoins physiologiques sont stabilisés. Cela permet un contrôle plus précis des protocoles expérimentaux, que ce soit en termes de volume des récompenses pour l'apprentissage par renforcement, de contrôle du régime alimentaire dans la cage ou de localisation des structures cérébrales cibles pour les implants chirurgicaux. Par ailleurs, les animaux étant encore jeunes, ils présentent une meilleure tolérance aux procédures expérimentales et une meilleure récupération suite aux procédures nécessitant une anesthésie.
Optimisation d’un modèle d’épuration extra-rénale (Dialyse) dans trois modèles expérimentaux d’insuffisance rénale aiguë chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
Objectifs
L’insuffisance rénale aiguë est une maladie très fréquente associée à une importante mortalité, particulièrement dans les services de soins intensifs. L’hypothèse d’atteintes rénales induites par la dialyse menée de manière trop systématique a été proposée depuis longtemps. Des arguments récents en faveur de cette hypothèse ont émergé d’analyses statistiques d’essais de recherche clinique comparant différentes stratégies de dialyses au cours de l’insuffisance rénale aiguë en réanimation. Cependant, aucune étude animale ni humaine n’a jamais été réalisée pour étudier précisément cette hypothèse et les mécanismes physiopathologiques en découlant. L’objectif de ce projet est de mettre en place un modèle expérimental de dialyse chez le rat qui va permettre une meilleure compréhension du sujet. Nous envisageons d’explorer plusieurs modèles expérimentaux de maladies rénales ciblant différentes cellules rénales, dans le but de renforcer la pertinence physiopathologique du dispositif expérimental. Enfin, nous prévoyons d’optimiser la procédure de dialyse elle-même, notamment en intégrant de nouvelles membranes de dialyse plus performantes et en augmentant la durée, dans le but d’accroître l’efficacité. L’objectif du projet est de poursuivre l’étude des complications de la dialyse et d’améliorer l’efficacité du modèle.
Bénéfices attendus
Environ un tiers des patients admis en unité de soins intensifs développe une insuffisance rénale aiguë, caractérisée par une diminution soudaine et significative de la fonction rénale. Il est désormais bien établi que même un épisode modéré d’insuffisance rénale augmente le risque de mortalité. Par ailleurs, de nombreuses études ont démontré que l’insuffisance rénale aiguë constitue un facteur de risque majeur dans la progression vers une insuffisance rénale chronique, y compris chez les enfants, et ce, dans un délai de quelques semaines à quelques mois. Dans ce contexte, il apparaît essentiel d’améliorer la prise en charge des patients en optimisant les modalités de dialyse, afin de limiter la transition vers la maladie chronique.
Procédures
(1) Induction des modèles d’insuffisance rénale. Une partie des animaux sera nourrie avec des croquettes toxiques pour les reins et une autre recevra un antibiotique toxique pour les reins sous forme de deux injections réalisées à l’état vigile (durée 15 secondes). Une autre partie recevra une molécule toxique pour les reins avec une injection sous anesthésie générale (5 min). (2) Chirurgie réalisée 3, 7 ou 15 jours (selon le modèle d’insuffisance) sous analgésie et anesthésie. Des prélèvements sanguins sont effectués. Les animaux sont placés sur un plateau chauffant. A la fin de cette étape de deux à quatre heures, les animaux sont euthanasiés par une méthode règlementaire. Ce protocole a une durée de 2,5 à 4,5 heures.
Impact sur les animaux
Les nuisances peuvent être générées par (1) Stress lié aux manipulations régulières pour les injections et les pesées (stress lors de la contention). (2) Les douleurs induites sont de courte durée mais les animaux peuvent développer une inflammation locale. Certaines injections peuvent entrainer un saignement, un œdème ou une nécrose. (3) Les complications associées aux injections de molécules toxiques pour les reins et au régime riche en adénine. L'induction d'une insuffisance rénale entraine une altération de l'état général, une prostration et une perte de poids. L’injection d'une molécule peut s’accompagner d’une perte de l’appétit et donc d’une dénutrition. (4) Les complications liées à la chirurgie vasculaire (pose des cathéters) pouvant provoquer des saignements, hémorragies et des douleurs malgré une prise en charge de la douleur. (5) Les complications liées à l'anesthésie au moment de la chirurgie et l'euthanasie (détresse respiratoire, arrêt cardio respiratoire, stress thermique). Ces nuisances seront réduites au maximum grâce à l'utilisation de mesures de raffinement appropriées. Elles ne peuvent pas être complètement évitées car l'induction d'une insuffisance rénale est absolument indispensable pour le projet.
Devenir
Tous les animaux (320) seront euthanasiés en fin de chaque procédure, par une méthode réglementaire sous anesthésie générale par une personne expérimentée. Les différents prélèvements nécessaires pour les analyses sont réalisés après constatation de l’absence de battements cardio respiratoires.
Remplacement
Il n'est pas possible d’envisager des méthodes de remplacement pour notre projet, l’étude des effets de la dialyse ne pouvant être réalisée in vitro sur des lignées de cellules rénales ou au cours d’une étude clinique chez l’homme du fait des gestes invasifs engendrés Cependant, une étape de mise au point et amélioration du circuit de dialyse sera réalisée sans animal avec une solution physiologique contenant de l’albumine et de l’urée. Ces tests permettront d’évaluer la capacité de filtration et de sélectivité de nos membranes.
Réduction
Des expériences préliminaires ont permis d’évaluer l’hétérogénéité inter-individuelle du phénotype étudié (fonction rénale) dans nos modèles d'insuffisance rénale. Des lots de vingt animaux sont nécessaires pour obtenir la puissance suffisante pour mettre en évidence les différences phénotypiques entre les groupes et s’assurer de la reproductibilité de ces résultats d’une série à l’autre. Les effectifs ont été calculés à partir d'un module statistique. Nous utiliserons des test statistiques appropriés pour l'analyse des résultats. Le nombre total d'animaux est de 320 rats.
Raffinement
(1) Raffinement hébergement et surveillance. Les animaux sont acclimatés dans l'animalerie une à deux semaines avant le début de la procédure. Les rats sont placés au nombre de deux par cage. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce concernée. Le bien-être des animaux est assuré par une surveillance quotidienne de l’aspect et de la motricité ainsi que par une pesée régulière pendant toute la durée des protocoles. Le bien- être des animaux est également assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose composée de plusieurs éléments, de tailles différentes (matière compacte initialement, décompactée par les animaux), de morceaux de bois à ronger et d'un dôme refuge en cellulose dans toutes les cages. (2) Les injections sont réalisées avec une aiguille très fine , ce qui limite les risques hémorragiques. Lors de certaines injections, les rats sont sous anesthésie générale et placées sur un plateau chauffant. Une compression à l’aide d’une compresse sera appliquée afin d’arrêter le saignement. Les injections sont réalisées par du personnel expérimenté. (3) Raffinement Chirurgie. Pour assurer le bien-être des animaux, les actes chirurgicaux s'accompagneront d'une prise en charge péri-opératoire de la douleur et d'une anesthésie appropriée. Les instruments chirurgicaux sont stérilisés. Les animaux sont placés sur un plateau chauffant.
Choix des espèces
Nous utiliserons des rats mâles âgés de plus de 6 mois pour plusieurs raisons : - ils présentent une physiologie rénale comparable à celle de l’homme. - ils présentent une taille et un poids plus importants que les souris et que les rats Lewis par exemple, permettant une mise en place plus adéquate du modèle d’hémodialyse. - ils présentent un volume sanguin total théoriquement suffisant pour éviter toute transfusion sanguine.
Rôle des cellules immunitaires méningées dans l’obésité
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système nerveux
Objectifs
Pour développer de nouvelles thérapies contre l'obésité et ses complications, il est important de mieux comprendre les mécanismes biologiques qui contrôlent l'appétit et le poids corporel. Une petite zone du cerveau appelée hypothalamus médio-basal (MBH) joue un rôle clé dans la gestion de l'énergie du corps. Un régime riche en graisses provoque une inflammation dans cette zone, appelée neuro-inflammation. Les cellules immunitaires du cerveau et des méninges participent à cette inflammation dans le MBH en réponse à ce régime riche. Mais nous ne connaissons pas le rôle exact joué par les cellules immunitaires méningées. En comprenant mieux ces mécanismes, nous pourrions trouver des moyens de limiter l'inflammation et prévenir la prise de poids. Pour cette étude nous utiliserons un modèle animal d’obésité, des souris nourries avec un régime hypercalorique favorisant la prise de poids pendant trois jours . Le projet comprend une seule procédure expérimentale.
Bénéfices attendus
Les informations tirées de la réalisation de ce projet permettront de mieux comprendre les changements inflammatoires des cellules immunitaires des méninges et du cerveau dans le développement de l’obésité en lien avec l’inflammation du MBH. Dans une perspective thérapeutique à long terme, ces données seront utiles pour tenter de moduler la réponse inflammatoire liée à un régime hypercalorique.
Procédures
La nourriture hypercalorique peut induire un stress digestif pendant les 24 premières heures. Le stress dû à l'hébergement individuel est la nuisance principale rencontrée. Nous essaierons de limiter ce stress en ajoutant cotons et tunnels supplémentaires, et litière provenant de ses congénères (avant hébergement individuel). Cependant si le stress est trop intense, nous la replacerons avec ses congénères au bout de 48h. L’animal sera sorti de l’expérience.
Impact sur les animaux
Le stress induit par l'hébergement individuel et le changement de nourriture (régime alimentaire hypercalorique sera de courte durée (3 jours phase précoce de la réponse inflammatoire). Les animaux contrôles seront eux nourris avec la nourriture standard et hébergés individuellement également.
Devenir
A la fin de chaque procédure les animaux sont mis à mort selon les méthodes réglementaires pour prélever les tissus pour analyse.
Remplacement
L’utilisation du modèle animal murin est essentielle dans ce projet, car dans l’état actuel des connaissances, il est impossible de recréer in vitro les multiples interactions cellulaires d’un système complexe en développement (méninges, cerveau et système immunitaire).
Réduction
Nous tenterons de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en effectuant des expériences pertinentes et complètes. Une approche statistique solide requiert 21 animaux par groupe. Des exemples de données publiées ainsi que nos précédents travaux non publiés prévoient un effet sexe en particulier lors des interactions cellules immunitaires et système nerveux. Nous aurons donc des groupes de 21 males et 21 femelles par expérience.
Raffinement
Les souris seront suivies régulièrement et des points limites adaptés et précoces permettront en cas de souffrance avérée de prendre des mesures adéquates en concertation avec notre vétérinaire référent ou notre structure SBEA (surveillance renforcée, analgésie, enrichissement, etc.). Afin de compenser le manque d’interactions sociales et le possible stress de l'hébergement individuel, nous procèderons à un enrichissement double de la cage,et mettrons dans la cage de la litière de ses congénères. La souris sera habituée à l’expérimentateur une semaine avant afin de limiter son stress lors des pesées quotidiennes.
Choix des espèces
La souris est un mammifère où les processus qui régissent le développement du système nerveux central sont similaires à l'Homme. La régulation du poids corporel, le comportement alimentaire et le métabolisme glucidique sont depuis longtemps étudiés chez la souris, qui représente donc une espèce adaptée à ce type d’études. La maturation du cerveau et des méninges est terminée à 8 semaines c’est pourquoi nous utiliserons ce stade de développement. la consommation d’un régime gras induit une réponse neuro-inflammatoire dimorphique (plus importante chez les mâles). Nous obtiendrons une observation la plus réaliste possible des influences hormonales en lien avec l’inflammation en utilisant les deux sexes. Nous utiliserons des souris C57BL6J de type sauvage âgées de 8 semaines pour lesquelles la croissance est terminée.
Protection antibactérienne et de réparation du foie lors d’une inflammation intestinale
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Le foie sert comme une barrière qui protège l’organisme de la diffusion des bactéries qui colonisent et habitent dans l’intestin. Lors d’une maladie inflammatoire de l’intestin cette protection peut malheureusement être perdue. Des cellules du système immunitaire sont responsables de cette fonction barrière du foie, où Il y a, entre autres cellules immunitaires, des lymphocytes T résidentes qui ont des fonctions antibactériennes et de réparation tissulaire. Néanmoins, leur rôle barrière contre les bactéries de l’intestin n’est pas bien compris. L’objectif de ce projet est donc de découvrir quels lymphocytes sont important pour assurer la fonction barrière antibactérienne du foie et comment elles participent dans l’élimination des bactéries et la réparation tissulaire pendant inflammation intestinale.
Bénéfices attendus
Le foie confère une protection importante contre des bactéries intestinales qui réussissent à entrer dans la circulation. Cette translocation bactérienne est plus importante pendant des maladies intestinales inflammatoires lorsque la perméabilité intestinale est augmentée. Les cellules et mécanismes impliqués dans cette fonction du foie ne sont pas bien compris. Ce projet permettra de mieux comprendre les cellules du système immunitaire présentes dans le foie qui nous protègent des infections par des bactéries intestinales. Cela pourra inclure l’identification de nouvelles molécules avec des rôles antibactériens et de réparation des tissus qui, dans le long terme, pourraient être utilisées pour les thérapies dans des maladies infectieuses, notamment bactériennes, ou inflammatoires comme la colite.
Procédures
Dans un premier lot d’animaux, des souris vigiles (souris non anesthésiées) recevront un traitement à raison de maximum de 6 administrations au cours de 2 semaines. Chaque administration dure au max 1 minute avec contention de l’animal. Dans un second lot d’animaux les animaux vigiles recevront un traitement à raison d’ 1 fois par jour pendant une semaine. Chaque administration dure au max 1 minute avec contention de l’animal. Dans un troisième lot d’animaux, des souris vigiles recevront un premier traitement à raison de maximum de 6 administrations au cours de 2 semaines. Chaque administration dure au max 1 minute avec contention de l’animal. Puis les animaux recevront un second traitement administré dans l’eau de boisson pendant 1 semaine (traitement 1 semaine sur deux), 3 cycles de traitements. Pendant la dernière semaine de traitement les animaux vigiles recevront un troisième traitement à raison d’1fois par jour pendant 1 semaine. Chaque traitement dure au max 1 minute avec contention de l’animal. Dans un quatrième lot d’animaux, les souris recevront un traitement administré dans l’eau de boisson pendant 1 semaine (traitement 1 semaine sur deux), 3 cycles de traitements. Pendant la dernière semaine de traitement, les animaux subiront une chirurgie . Chaque chirurgie dure au maximum 15 minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues lors de l’administration des traitements sont liés aux gavages et aux injections (gène de courte durée). Aucun effet indésirable lié aux traitements n’est attendu. Lors de l’induction de l’inflammation intestinale les souris peuvent perdre du poids, avoir de la diarrhée ou sang dans les selles et présenter des signes de déshydratation. Ces signes cliniques se développent pendant la semaine d’induction d’inflammation et s’améliore pendant la semaine de récupération. Les chirurgies étant de courte durée, les animaux récupèrent vite et normalement ne montrent plus signes de douleur le lendemain de la chirurgie.
Devenir
Tous les animaux seront mises à mort pour des analyses post-mortem.
Remplacement
Ce projet étudie un phénomène qui implique la communication et migration de cellules et des bacteries entre plusieurs organes (intestin, foie et système immune) et les bactéries de l’intestin. Ce système complexe ne peut pas etre bien reproduit en culture. D’ailleur les cellules du système immune que nous etudions existent que chez les mamimeferes (souris, homme…) et ne sont pas presentes chez le zebrafish. Il n’y a donc pas d’autres modèles qui permettront de remplacer des souris.
Réduction
Afin de réduire le nombre de souris utilisées : - Un partage du groupe contrôle avec plusieurs groupes expérimentaux sera privilégié ; - Des expériences de validation de plusieurs modelés (e.g. efficacité des substances à tester, validation du succès des chirurgies…) avec des souris saines. Des critères de « go/no go » sont en place avant de passer sur les souris avec inflammation intestinale. Nous utiliserons de façon générale 18 souris par groupe expérimental (6 souris par répétitions pour un total de 3 répétitions). Le nombre minimum d’animaux qu’il faut utiliser pour répondre aux questions posées a été calculé pour permettre des analyses statistiques et une interprétation biologique des résultats valides.
Raffinement
Afin de limiter au maximum les nuisances sur l’animal : - Surveillance 3 fois par semaine pour surveiller l’état général des souris sous traitement inflammation. la fréquence de surveillance augmentera avec la chute de poids pour adapter au mieux la prise en charge - Si signes de déshydratation, les souris seront réhydratées. - Avant les chirurgies, l’expérimentateur viendra manipuler sans douleur les animaux pour qu’ils puissent s’habituer à la préhension. Cela permet de limiter le stress lié à l’expérimentation. - De l’alimentation gélifiée et de la nourriture imbibée d’eau sera disposée sur la litière facilement accessible pour les animaux après chirurgie ou si signes de déshydratation lors des inductions d’inflammation intestinale en plus d’une réhydratation parentérale. - L’analgésie sera garantie pendant la chirurgie et durant 2 jours après les chirurgies. - Crème vaseline oculaire déposée à l’aide d’un coton tige pour éviter l’assèchement de l’œil durant et après l’anesthésie. - Surveillance de l’animal dès le lendemain de la chirurgie puis 2 fois par semaine pour surveiller l’état général des souris. - Tous les souris seront évaluées régulièrement en relation avec une grille de score permettant d’évaluer la souffrance des animaux et indiquant les actions à suivre.
Choix des espèces
La souris est ici un modèle de choix du fait de la forte similitude des systèmes immunitaires humains et murins et la fonction barrière antibactérienne du foie. De plus, nous avons une bonne connaissance de son génome, ce qui nous permet de créer des souris génétiquement modifiées pour des gènes d’intérêts pour notre projet de recherche. Enfin, nous avons une expérience au laboratoire de plusieurs dizaines d’années sur l’étude du système immunitaire chez les souris.
Impact d’une manipulation des contrôles inhibiteurs des neurones dopaminergiques en modèles de maladie de Parkinson EU1/2 (MODIFICATION)
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
La perte des neurones dopaminergiques dans la maladie de Parkinson s’accompagne d’un dysfonctionnement de certains circuits cérébraux et de symptômes moteurs et non-moteurs qui restent difficiles à prendre en charge. La lésion d’une région cérébrale incluant une structure qui est un contrôle de ces neurones dopaminergiques peut améliorer certains symptômes. L’identification récente d’un marqueur moléculaire sélectif de cette structure permet désormais d’étudier les conséquences d’une modulation de l’activité de cette structure dans un modèle de la maladie de Parkinson. L’objectif du projet est ainsi de tester si l’inhibition sélective de cette structure transitoire et chronique peut soulager les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs. Les patients Parkinsoniens présentent par ailleurs des altérations structurelles et fonctionnelles de leur réseaux cérébraux, visibles par imagerie par résonance magnétique (IRM). Ces altérations de la connectivité cérébrale pourraient être modifiées par l’inactivation de notre structure d’intérêt. L’identification des changements de connectivité cérébrale et la mise en évidence de l’implication de zones spécifiques au niveau du cerveau pourraient aider la recherche préclinique et clinique, et accélérer les stratégies thérapeutiques. Ce projet se déroule dans 2 Etablissements Utilisateur: EU1 et EU2.
Bénéfices attendus
La structure cérébrale ciblée par ce projet exerce un contrôle inhibiteur sur les systèmes dopaminergiques, qui dégénèrent dans la maladie de Parkinson. Ce projet doit permettre de tester si une inhibition aigüe et chronique de cette structure peut améliorer les symptômes nociceptifs, moteurs, cognitifs et anxiodépressifs, apportant ainsi une preuve de concept sur le potentiel thérapeutique de cette cible anatomique. La maladie de Parkinson est la seconde maladie neurodégénérative la plus fréquente. Connue pour ses symptômes moteurs, cette maladie a aussi des conséquences délétères non-motrices, incluant douleur, troubles de l’humeur et déficits cognitifs. Les patients présentent en moyenne 14 symptômes dans les phases précoces de la maladie et plus de 20 dans des phases plus tardives, mettant en évidence le besoin de prendre cette complexité en considération dans la recherche préclinique.
Procédures
Les animaux sont soumis à une biopsie de tissu pour réaliser leur génotypage, cette biopsie est effectuée sur animal vigile autour de 6 jours postnatal, ou à défaut sur animal sous anesthésie à partir de 12 jours postnatal. Des animaux sont soumis à 1 chirurgie d’au maximum 1h30 ou 4h, et un maximum de 36 tests comportementaux de 10 à 45 minutes chaque, répartis sur 20 semaines avec au moins un jour de repos entre chaque test. Les animaux sont soumis à un prélèvement par semaine sur la veine caudale localisée sur la queue, d’une durée de 2 minutes par animal (20 prélèvements maximum). Les animaux sont soumis à deux examens IRM sous anesthésie, incluant chacun au plus une séquence d'IRM fonctionnelle de 16min, une d'IRM anatomique de 10 min et une d'IRM de diffusion de 60 min (TOTAL=2 heures maximum par examen) (EU2).
Impact sur les animaux
Une douleur légère et de courte durée peut être provoquée par la biopsie de tissus. La chirurgie peut entraîner une perte de poids transitoire, une douleur postopératoire modérée, une inflammation locale transitoire autour du dispositif des points de suture (peau du crâne). Les tests comportementaux peuvent s’accompagner d’un stress léger. Les lésions dopaminergiques modélisant la maladie de Parkinson peuvent entrainer une perte de poids sur les 10 premiers jours après la lésion. Des déficits moteurs liés à la modélisation de la maladie de Parkinson sont également attendus, ainsi que des altérations sensorielles des seuils de douleur qui ne peuvent être soulagées car c’est l’objet de l’étude. Le transport et l’environnement inconnu de la nouvelle animalerie peuvent également entrainer un stress chez les animaux au moment du changement d’EU.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour prélèvements de tissus.
Remplacement
Compte tenu du sujet du projet, il est impossible de remplacer le modèle in vivo par un modèle in vitro ou in silico. En effet, les comportements étudiés et la connectivité cérébrale nécessitent un système nerveux complet et un animal entier, vivant et vigile. L’existence et la localisation de la structure cérébrale étudiée n’ont pour l’instant été établies que chez les mammifères, ne permettant donc pas en l’état actuel des connaissances d’utiliser un autre modèle animal. Toutefois, des tests in-vitro par spectrométrie de masse seront réalisés en amont de l’inhibition chronique de notre structure.
Réduction
Les expériences sont menées en cherchant à limiter le nombre d'animaux, tout en obtenant l’information scientifique recherchée. Pour les diverses expériences, ce nombre d'animaux nécessaire pour tirer des conclusions scientifiques statistiquement fiables est défini sur la base de notre expertise, de l'analyse de la littérature et de calculs de power analyse.
Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupe sociaux dans des cages enrichies (bâton, tunnel, coton et frisure) favorisant leur comportement naturel (ronger et faire des nids). Ils sont acclimatés aux conditions d’hébergement et habitués aux expérimentateurs. Ils sont habitués à la manipulation avant la chirurgie, ainsi qu’aux environnements des tests comportementaux avant leur réalisation. Les animaux seront suivis pour déceler tout signe de mal-être. Durant les chirurgies, des méthodes d’anesthésie et d’analgésie sont utilisées, la température maintenue (tapis chauffant) et les yeux protégés par du gel oculaire. La lésion des neurones dopaminergiques est partielle, se rapprochant du stade précoce de la maladie de Parkinson. Après la chirurgie, une grille d’évaluation est utilisée pour le suivi des animaux. Des soins, une administration d’antalgique ou d’anti-inflammatoire et/ou une séparation des animaux seront réalisés si besoin après concertation avec le vétérinaire ou la cellule chargés du bien-être animal. Des points limites sont mis en place pour l’ensemble des procédures pour limiter ou soustraire l’animal à la souffrance. Le transport entre les 2 EU se fera dans des cages sécurisées avec nourriture et eau gélifiée et une période de 1 semaine sera respectée avant le début des examens IRM. Durant celui-ci, une anesthésie sera utilisée pour réduire au maximum le stress de l'animal. Leurs yeux seront protégés du dessèchement par l’application d’un gel de protection. La température et la respiration des animaux seront en permanence surveillées par un système de monitorage et maintenue par un système de chauffage du berceau de l’IRM et un tapis chauffant. En cas de chute de la température et/ou d’une respiration altérée, l'acquisition en cours sera immédiatement interrompue et l'animal sorti de l'IRM et pris en charge. Il sera placé dans une enceinte chauffante jusqu'à son réveil, sous surveillance. Des points limites ont été établis afin de soustraire les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Nous utiliserons des souris modifiées génétiquement pour cibler sélectivement les neurones de la structure cérébrale étudiée. Ceci implique l'utilisation de souris spécifiques et ne permet pas l'utilisation d'autres espèces. Étant donné que les études nécessitent des systèmes neurobiologiques matures, des animaux adultes seront utilisés. Le génotypage est prioritairement effectué entre 6 et 8 jours, et la chirurgie à partir de 8 semaines d’âge.
Evaluation de la biotransformation du PFOB chez le porc
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Objectifs
Le bromure de perfluorooctane (PFOB) est un liquide utilisé pour de nombreuses applications médicales comme agent de contraste, comme substitut sanguin ou comme agent principal lors de ventilation liquidienne totale. En raison de son processus de synthèse industrielle, le PFOB dans sa forme commerciale peut contenir des résidus d’iodure de perfluorooctane (PFOI) ou de perfluorooctane hydroxylé (PFOH). Ces deux composés pouvant potentiellement se transformer lentement dans l’atmosphère, en présence d’un rayonnement infrarouge, en acide perfluorooctanoïque (PFOA) qui est un composé dérivé des substances perfluoroalkylées et polyfluoroalkylées (PFAS), il est nécessaire de savoir si le PFOB commercial peut aboutir à la biosynthèse de PFOA in vivo. Cela permettra d’évaluer le potentiel toxique de ce composé commercial sur les patients traités et d’envisager éventuellement une stratégie de purification du PFOB commercial. Ces substances sont en effet aujourd’hui au centre des préoccupations en termes de toxicologie pour leur persistance dans l’organisme. Leur demi-vie d’élimination est en effet très longue (plusieurs années pour le PFOA) et ils peuvent présenter une toxicité hépatique. L’objectif est donc d’évaluer si le PFOB commercial peut aboutir à la présence de PFOA dans le sang et de déterminer l’origine (PFOB, PFOI et/ou PFOH) de ce PFOA éventuel. Un objectif secondaire de cette étude est de déterminer les paramètres pharmacocinétique de ces molécules dans le sang des animaux. Pour cela, les animaux recevront une injection de PFOB commercial ou une injection de PFOB pur ou une des deux impuretés principales (PFOI et PFOH) purs. Chez ces animaux, le PFOB, PFOI et PFOH et la présence de PFOA seront ensuite dosé toutes les semaines dans le sang pour déterminer si le PFOB commercial peut mener à la production de PFOA et l’origine de cette production de PFOA.
Bénéfices attendus
Nous évaluerons la présence de PFOA dans les 4 groupes afin d’évaluer la cinétique de biotransformation éventuelle en PFOA des différentes molécules injectées.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à une injection intraveineuse unique de dérivés perfluorés dilués dans 1ml et à des prises des sang régulières (7 prélèvements de sang sur 3 semaines). La durée de l’injection sera de l’ordre de quelques secondes.
Impact sur les animaux
Les composés dérivés des PFAS sont des molécules présentant une toxicité très chronique (plusieurs années). La durée d’étude du présent protocole rend très improbable l’observation du moindre effet clinique des composés utilisés. Néanmoins, lors de l’injection si un effet délétère est observé (crise convulsive) alors nous considérerons cette observation comme un point limite et l’animal sera mis à mort.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort en fin de protocole, en effet, les composés administrés appartiennent à la classe des PFAS et peuvent constituer un risque de pollution environnementale. Il n’est donc pas possible de garder les animaux en vie en raison du risque d’excrétion de ces molécules dans l’environnement
Remplacement
La pharmacocinétique est une science intégrant l’ensemble de l’effet des organes sur le devenir des molécules. Il est donc impossible de reproduire l’intégralité des phénomènes pharmacologiques ou toxicologiques in vitro (absence de Remplacement possible). L’étude de la biotransformation de molécules doit se faire in vivo, en utilisant des animaux à des fins scientifiques.
Réduction
Afin de mesurer la présence ou non de PFOA et d’établir des critères permettant de caractériser la pharmacocinétique, le projet sera constitué de 4 animaux dans chaque groupe. Le nombre d’animaux utilisé n’a pas été calculée mais repose sur le fait qu’il s’agit d’une étude descriptive semi-quantitative pour laquelle le critère primaire est la présence ou non de PFOA dans le sang. Avec ce nombre d’animaux, nous pourrons établir des ordres de grandeur de paramètres pharmacocinétique sans pour autant déterminer précisément leurs valeurs, ce qui n’est pas l’objet du projet. La variabilité attendue d’après les résultats de la littérature est relativement faible et nous estimons que 4 animaux par groupe (2 mâles et 2 femelles) permettront aussi de mettre en évidence des variabilités du métabolisme lié au sexe.
Raffinement
Dès leur arrivée à l’animalerie, les animaux seront hébergés dans des boxes collectifs, par groupes de 4 animaux, avec des copeaux de bois au sol et enrichissement avec des jouets en plastique. Tout au long de l’étude, les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter une éventuelle prostration ou une baisse de l’état général. Afin d’éviter que les prises de sang constituent une source de stress trop importante pour les animaux, une sédation sera mise en place. La procédure n’étant pas douloureuse, aucune analgésie n’est envisagée. Lors de l’injection des molécules, si un effet délétère est observé alors nous considérerons cette observation comme un point limite et l’animal sera mis à mort.
Choix des espèces
Notre choix s’est porté sur l’espèce porcine compte tenu de sa proximité avec l’homme (notamment au niveau du métabolisme des xénobiotiques) et de la répartition de sa masse graisseuse qui peut constituer un tissu préférentiel d’accumulation des composés perfluorés. D’autre part, la taille de ces animaux permet de rendre possible des prélèvements sanguins aussi importants qui ne pourraient pas être réalisés chez d’autres espèces plus petites. Nous utiliserons des porcs juvéniles de 30 kg car ce poids facilite la manutention de l’animal et ce jusqu’à la fin du projet en considérant la prise de poids durant 21 jours.
Caractérisation de biomarqueurs sanguins des accidents vasculaires cérébraux chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système nerveux
Objectifs
L’accident vasculaire cérébral (AVC) est une urgence médicale majeure et constitue l’une des principales causes de décès et de handicap dans le monde. Parmi les AVC, ceux causés par un caillot qui bloque une grosse artère dans le cerveau (appelés AVC ischémiques) peuvent bénéficier de traitements efficaces. Cependant, même avec une prise en charge rapide, plus d’un patient sur deux reste dépendant trois mois après l’AVC. Le facteur le plus important pour améliorer les chances de récupération est le temps : chaque demi-heure de retard augmente considérablement le risque de décès ou de séquelles. Or, avant d’initier un traitement, les médecins doivent réaliser une imagerie (scanner ou IRM) pour vérifier s’il s’agit d’un AVC ischémique (avec occlusion d’une artère) ou hémorragique (avec saignement d’une artère), car les traitements sont opposés selon le type. Ce délai d’attente est donc un obstacle majeur. Des travaux récents ont identifié des molécules présentes dans le sang (biomarqueurs) qui pourraient permettre de reconnaître rapidement le type d’AVC. Mais ces biomarqueurs n’ont pas encore été testés dans des conditions permettant leur utilisation fiable en pratique. En particulier, on ne connaît pas leur évolution dans le temps ni leur réponse spécifique selon le type d’AVC. Ce projet a pour objectif d’étudier, chez la souris, l’évolution de ces biomarqueurs dans des modèles expérimentaux d’AVC ischémique et hémorragique. Grâce à un environnement contrôlé, il sera possible de mieux comprendre leur comportement dans le temps et d’identifier ceux qui permettent de différencier rapidement les types d’AVC. À terme, ces résultats pourraient contribuer au développement d’un test sanguin rapide chez l’humain, utilisable dès les premiers instants, pour orienter plus vite les patients vers le bon traitement, et ainsi diminuer la mortalité et le risque de séquelles neurologiques sévères après un AVC.
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet cherche à repérer des marqueurs biologiques dans le sang qui réagissent très tôt après un accident vasculaire cérébral (AVC). L’objectif est de mieux comprendre ce qui se passe dans le corps dès les premières heures, et de voir si certains marqueurs sanguins permettent de faire rapidement la différence entre les deux grands types d’AVC : l’AVC ischémique (lié à un caillot) et l’AVC hémorragique (lié à une rupture de vaisseau). Cette phase permettra de faire progresser les connaissances sur les mécanismes de l’AVC et d’identifier des éléments utiles pour améliorer le diagnostic dans les services d’urgence. À long terme, ces découvertes permettront de créer un outil de diagnostic simple et rapide, basé sur un test biologique réalisable dès la première prise en charge du patient. Cet outil pourra : •Accélérer la mise en route du bon traitement, ce qui est essentiel car chaque minute compte. Un gain d’une heure pourrait réduire d’environ 20 % les risques de décès ou de handicap. •Orienter le patient directement vers le service le plus adapté à sa situation (urgences classiques, service spécialisé, salle d’imagerie interventionnelle), en évitant les pertes de temps liées à des transferts inutiles. À plus long terme, ce système pourrait aussi être intégré dans les études cliniques testant de nouveaux traitements, pour pouvoir les administrer plus tôt et de façon plus ciblée. En résumé, ce projet a pour but d’améliorer la rapidité et la précision du diagnostic des AVC, ce qui bénéficiera directement aux patients en augmentant leurs chances de survie et de récupération. Il contribuera aussi à une meilleure organisation des soins d’urgence et à une avancée importante dans le domaine des maladies neurologiques.
Procédures
Le projet sera mené sur 300 souris, réparties en quatre groupes correspondant à différents modèles d’accident vasculaire cérébral (AVC). Chaque souris sera observée et suivie selon une organisation identique comprenant une période d’acclimatation à l’animalerie de 7 jours, un examen de base avant l’intervention durant 5 minutes et une prise de sang de très faible volume. Chaque souris sera utilisée pour une unique intervention chirurgicale sous anesthésie et analgésie durant moins de 20 minutes. Ensuite elle sera observée pour une durée de 6h ou de 24h où elle subira deux prélèvements veineux durant moins de 10 secondes et deux évaluations cliniques durant moins de 5 minutes sans aucune contention prolongée.
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, certaines interventions peuvent entraîner un inconfort ou des effets secondaires chez les souris, mais toutes les procédures sont encadrées et réalisées dans le respect du bien-être animal. Les tests neurologiques réalisés après l’intervention peuvent provoquer un léger stress, mais celui-ci est de très courte durée. Les prélèvements de sang effectués sur des animaux éveillés peuvent entraîner un bref inconfort, comparable à une piqûre, mais ils sont très courts et les volumes prélevés sont minimes. De même, les injections (sous la peau ou dans l’abdomen) peuvent provoquer un léger inconfort au moment de l’acte, mais la douleur est passagère. Concernant les chirurgies pratiquées dans ce projet, une douleur modérée et transitoire est possible au niveau de la zone opérée. Après la chirurgie, certains animaux peuvent présenter une gêne neurologique : fatigue, perte de mobilité ou difficultés à se nourrir. Ces effets sont surveillés et pris en charge, mais peuvent durer jusqu’à la fin de la période d’observation. Dans tous les cas, des traitements antidouleur adaptés sont administrés, et des critères précis sont mis en place pour limiter toute souffrance inutile. Les animaux sont étroitement surveillés tout au long de l’étude, et toute détresse conduit à une intervention immédiate.
Devenir
A l’issue de chaque procédure expérimentale, les animaux seront mis à mort à un temps défini dans le cadre d’un recueil d’organes et de tissus (sang, cerveau) nécessaires aux objectifs scientifiques du projet. La mise à mort est indispensable pour l’analyse biologique (dosage de biomarqueurs), histologique (analyse du volume lésionnel) et immuno-histochimique (étude de l’expression et de la localisation tissulaire des protéines d’intérêt).
Remplacement
À ce jour, il n’existe aucune méthode alternative permettant de répondre à la question scientifique posée sans recourir à l’expérimentation animale. Malgré plus de 20 ans de recherches et de nombreuses études humaines, aucune donnée disponible ne permet d’expliquer de manière précise et fiable comment évoluent certains marqueurs biologiques après un accident vasculaire cérébral (AVC). Les modèles développés en laboratoire (sur cellules, dits "in vitro") ne permettent pas non plus de reproduire l’ensemble des mécanismes complexes qui se déclenchent lors d’un AVC, comme les réactions inflammatoires, la coagulation, les atteintes des vaisseaux sanguins ou encore la souffrance neuronale. Les modèles animaux, en particulier chez la souris, sont aujourd’hui les seuls à permettre une reproduction fidèle de ce qui se passe dans le corps humain lors d’un AVC, que ce soit par obstruction d’un vaisseau ou hémorragique (saignement cérébral). Ces modèles sont déjà largement utilisés pour comprendre la maladie et tester de nouvelles approches thérapeutiques. En l’absence d’alternative fiable chez l’humain ou en laboratoire, l’utilisation de modèles animaux est donc indispensable pour répondre à la question posée dans ce projet de recherche, dans le but de mieux comprendre la maladie et d’améliorer la prise en charge des patients à l’avenir.
Réduction
Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés dans ce projet, plusieurs stratégies ont été mises en place. Les marqueurs étudiés ont été directement sélectionnés à partir de données humaines déjà disponibles, issues de grandes bases cliniques, d’analyses de la littérature scientifique et de tests réalisés sur du sang de patients. Ensuite, chaque souris incluse dans le protocole permettra d’obtenir plusieurs prélèvements de sang à différents moments, ce qui évite d’utiliser un animal par point de mesure. Grâce aux progrès des techniques de laboratoire, de très faibles volumes de sang (quelques microlitres) suffisent désormais pour analyser les marqueurs recherchés. Ces prélèvements sont réalisés selon les recommandations internationales, sans dépasser les seuils autorisés. Enfin, un calcul précis du nombre de souris nécessaires a été réalisé avant le début du projet grâce à une évaluation statistique, pour s’assurer que chaque animal utilisé est indispensable. Grâce à l’organisation choisie, ce protocole permet de réduire d’environ deux à trois fois le nombre de souris qui aurait été nécessaire avec une approche classique. L’ensemble de ces mesures permet de respecter les principes éthiques de la recherche animale et de limiter son impact tout en garantissant des résultats fiables.
Raffinement
Avant toute procédure susceptible d’induire une douleur modérée, une analgésie préventive sera administrée. Une crème ou un spray anesthésique local sera également appliqué afin d’engourdir la zone traitée et de limiter l’inconfort au réveil. Les souris seront ensuite installées dans une chambre chauffée pour favoriser un réveil confortable. Les animaux auront un accès permanent à l’eau et à une alimentation adaptée, notamment sous forme gélifiée après l’intervention pour favoriser leur récupération. L’état de santé sera surveillé de manière rigoureuse grâce à des grilles d’évaluation précises, permettant de détecter toute douleur ou signe de détresse. Ces évaluations porteront à la fois sur le comportement de l’animal et sur ses capacités motrices. En cas de douleur mal soulagée ou de signes de souffrance importants, l’application de points limites stricts et spécifiques au projet sera réalisée.
Choix des espèces
L’espèce utilisée sera la souris sur laquelle toutes les techniques décrites ont déjà été validées dans la littérature. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (à partir de 8 semaines). C'est à cet âge que les modèles utilisés sont validés.
Prélèvements biologiques sur animaux de rente (vaches, chèvres, poules) et sur rongeurs (souris, rats) pour répondre à des activités de recherche et de référence nationale et internationale de diagnostic
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Rats : 50
Chèvres : 12
Bovins : 6
Poules : 10
Objectifs
Ce projet a pour objectif de réaliser régulièrement des prélèvements de matériel biologique (sang et écouvillonnages) non disponibles auprès des fournisseurs agréés, afin de permettre au laboratoire de disposer des échantillons biologiques nécessaires à ses activités de recherche et de référence, de diagnostic sur les maladies animales. L’utilisation de sang et/ou de sécrétions corporelles est routinière dans les laboratoires non seulement développeurs de vaccins vétérinaires et de techniques de diagnostic de maladies animales mais aussi pour les activités de recherche sur les maladies animales (vaches, chèvres, poules). Ces produits organiques constituent des réactifs biologiques nécessaires pour, par exemple, l’évaluation de l’efficacité de vaccins, l’étude des cellules du système immunitaire, le développement de modèle ex-vivo, de tests de diagnostic de maladies, l’élaboration des réactifs de référence pour les tests de diagnostic ou bien encore le nourrissage artificiel des vecteurs hématophages de ces maladies. Les espèces animales choisies (vaches, chèvres, poules, rongeurs) pour ce projet sont les espèces cibles ou les modèles animaux des maladies étudiées. Le nombre d’animaux utilisés sera adapté à l’activité, aux projets et à la capacité d’hébergement de notre établissement. Le volume et fréquence des prélèvements sanguins seront minimisés et contrôlés dans les limites recommandées pour chaque espèce. Toutes les procédures seront adaptées à l’espèce animale choisie et réalisées par du personnel expérimenté et qualifié. Le respect des 5 libertés du bien-être animal sera pris en compte tout au long de leur hébergement : absence de faim et de soif, absence d’inconfort, absence de douleurs ou blessures, liberté d’exprimer le comportement propre à l’espèce, absence de peur et /ou d’anxiété.
Bénéfices attendus
Le sang de bovin permet le raffinement du protocole de nourrissage des insectes hématophages sur membrane. Ce projet apporte plusieurs avantages et bénéfices à notre établissement. En effet, dans le cadre des activités de recherche sur ces maladies, le sang des animaux de rente (vaches, chèvres) est aussi la source première pour la préparation les cellules de l’immunité pour les études in vitro de la réponse immunitaire. Le laboratoire se doit de fournir des réactifs biologiques de référence de qualité (issus des prélèvements de sang ou d’écouvillons) 1/ pour le diagnostic des maladies sur lesquelles il travaille, 2/ pour la réalisation des panels d’échantillons pour les essais inter-laboratoires 3/ pour la qualification des kits de diagnostic et la formation du personnel habilité à réaliser les analyses sous accréditation. Le sang des rongeurs (rats et souris) sert à développer de nouvelles techniques de purification en remplacement de celles utilisées jusqu’à maintenant et devenues indisponibles. Enfin, le sang de souris est également utilisé pour enrichir le milieu de culture in vitro de nouvelles souches de parasites sur lesquels travaille le laboratoire, ce qui réduira le nombre de rongeurs nécessaires à la production en grand nombre de ces parasites.
Procédures
Les animaux sont soumis à des prélèvements réguliers et sont réalisés le plus souvent sur animaux vigiles. Les vaches sont prélevées à la veine jugulaire ou caudale en fonction des besoins pour les études réalisées à partir du sang. Les prélèvements ont lieu jusqu’à quatre fois par semaine. Les chèvres sont prélevées à la veine jugulaire en moyenne deux fois par semaine. La durée du prélèvement dépend du volume nécessaire mais n’excède en aucun cas 5 minutes. Des écouvillons (nasaux, buccaux, oculaires et auriculaires) sont également réalisés sur les vaches et chèvres afin d’obtenir le matériel biologique utile pour les études. Ces prélèvements sont rapides (< 5 min). Les poules sont prélevées à l’aile (veine alaire) jusqu’à deux fois par semaine en fonction des besoins. La durée du prélèvement pour les animaux de rente dépend du volume nécessaire mais n’excède en aucun cas 5 minutes. Pour les rats, le prélèvement se fait à la veine caudale sous anesthésie générale et la durée maximale est de 5 minutes. Le volume maximal du prélèvement est de 500 µL à raison de deux fois maximum par semaine. Pour les souris, le prélèvement (75 µL maximum), d’une durée maximale de 3 min, se fait à l’extrémité de la queue sur souris vigile, est effectué une fois par semaine pendant 4 semaines. Les prélèvements de sang terminaux sur souris sont réalisés par ponction cardiaque sous anesthésie générale et dure moins de 5 minutes.
Impact sur les animaux
La seule nuisance qui peut survenir est un léger stress de l’animal lors du prélèvement sanguin, dû à la contention et à l’introduction de l’aiguille. Aucun effet indésirable post prélèvement n’est attendu sur les animaux de ce projet. Les procédures 1 à 4 sont décrites comme des procédures de « classe légère ». La procédure 5 est en classe sans réveil car le volume total du sang est prélevé par ponction cardiaque sous anesthésie générale.
Devenir
Animaux de rente (vaches, chèvres, poules) : Ces animaux restant plus longtemps dans notre établissement que la durée de ce projet, ils seront réutilisés sur un futur projet de prélèvements sanguins. À l'issue du temps d’hébergement au sein de notre établissement, préalablement défini par rapport à la durée de vie de chaque espèce, ces animaux n’ayant uniquement fait l'objet que de prélèvements (sang, mucus) seront proposés à l'adoption. Les adoptants, qu'ils soient professionnels ou particuliers, seront sélectionnés selon des critères stricts garantissant le respect des 5 libertés fondamentales du bien-être animal. Cette démarche permet aux animaux de terminer leur vie dans des conditions optimales et conformes à leur nature. Rongeurs de laboratoire : Rats : L'ensemble des rats sera réutilisé dans un autre projet de recherche dont la procédure est classée modérée, conformément au principe de réduction des animaux utilisés. Souris : 50% des souris seront réutilisées dans un autre projet de recherche (classée modérée) et 50% des souris seront euthanasiées à l'issue de la procédure expérimentale (classée sans réveil) dans laquelle elles sont intégrées.
Remplacement
Le matériel biologique prélevé (sang et/ou écouvillons) n’est pas disponible et ne peut pas être remplacé par une méthode alternative, ce qui rend indispensable le recours à l’utilisation d’animaux. Les espèces animales choisies dans ce projet correspondent aux espèces cibles ou aux modèles animaux expérimentaux des maladies étudiées au laboratoire.
Réduction
Pour les études en immunologie, le nombre d’animaux utilisés est réduit à son maximum, sans pour autant nuire à la significativité des résultats qui en découleront : un nombre minimum de 3 vaches et 4 chèvres est nécessaire pour montrer la répétabilité, la fiabilité et la robustesse des résultats des études. Le nombre de poules, souris et de rats indiqué est un nombre maximum qui a été estimé au plus juste pour permettre de réaliser les différentes procédures de ce projet.
Raffinement
Pour les animaux de rente, le raffinement consiste à une habituation à la contention pendant quelques semaines avant la réalisation des prélèvements. L’animal est amené régulièrement dans l’espace dédié au prélèvement et mis en contention sans réalisation de prélèvement, afin de l’habituer et de le conditionner. Lorsque l'animal s'est familiarisé avec le processus, la phase de contention ne provoque plus de réaction de stress, permettant ainsi de réaliser les prélèvements sanguins ou par écouvillon dans un contexte serein et favorable. Pour les rongeurs, une manipulation quotidienne (une fois par jour) sur plusieurs jours (2 jours à une semaine) avant le prélèvement est réalisée pour diminuer le stress de l’animal en l’habituant à être manipuler.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies dans ce projet sont les espèces cibles ou les modèles animaux expérimentaux des maladies étudiées au laboratoire. Les animaux de rente (vaches, chèvres) seront âgés de 1 à 2 ans à l’entrée dans notre établissement et entre 6 mois et 1 an pour les poules. Ils restent un maximum de 8 ans puis ils sont replacés dans le cas où que des prélèvements sanguins sont réalisés. Les souris seront âgées d’au moins 3 semaines au moment de leur entrée en stabulation, et les rats de 4 semaines. Lors des prélèvements, les souris auront au moins 6 semaines et les rats 5 semaines. Pour chaque espèce animale, une quarantaine est appliquée 1 mois pour les animaux de rente, deux semaines pour les poules et une semaine pour les rongeurs. Le prélèvement sanguin est réalisé au stade adulte car, à ce stade, l’animal présente un système physiologique pleinement développé, permettant d’obtenir des paramètres hématologiques et immunologiques fiables et représentatifs. Les volumes de sang requis pour les analyses ne peuvent pas être prélevés de manière sûre sur des individus immatures, chez lesquels les capacités de régénération et le volume sanguin total sont insuffisants. Le prélèvement chez l’adulte garantit ainsi la validité scientifique des données tout en limitant les risques pour l’animal conformément aux principes du bien-être animal.
Évaluation de nouvelles molécules capables de réguler le système immunitaire dans un modèle d’allergie cutanée chez la souris
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Objectifs
Ce projet vise à évaluer l'efficacité de nouvelles molécules (appelées peptides) capables de réguler le système immunitaire, c'est-à-dire notre système de défense contre les infections et les maladies. Notre système immunitaire possède des mécanismes de contrôle comparables aux freins et accélérateurs d'une voiture. Parfois, ces mécanismes sont déréglés : le système immunitaire peut être trop actif (causant des maladies auto-immunes comme la polyarthrite ou des allergies) ou pas assez actif (permettant aux cancers de se développer). Nous testerons six molécules différentes : - Quatre molécules « freins » qui pourraient calmer un système immunitaire trop actif - Deux molécules « accélérateurs » qui pourraient stimuler un système immunitaire insuffisant Pour évaluer ces molécules, nous utiliserons un modèle de réaction allergique cutanée chez la souris. Ce modèle reproduit ce qui se passe lors d'un eczéma de contact chez l'homme : la peau devient rouge et gonflée au contact d'une substance à laquelle l'organisme a été préalablement sensibilisé. En mesurant l'intensité de cette réaction inflammatoire, nous pourrons déterminer si nos molécules sont capables de la diminuer (pour les « freins ») ou de l'augmenter (pour les « accélérateurs »), et ainsi identifier les candidats les plus prometteurs pour le développement de futurs traitements.
Bénéfices attendus
Bénéfices scientifiques : Cette étude permettra de mieux comprendre comment réguler le système immunitaire avec de nouvelles molécules, ouvrant des pistes pour traiter des maladies actuellement difficiles à soigner. Bénéfices médicaux potentiels : Pour les molécules « freins » : elles pourraient aider à traiter des maladies où le système immunitaire attaque l'organisme par erreur (maladies auto-immunes comme la polyarthrite rhumatoïde, le lupus, la sclérose en plaques) ou pour prévenir le rejet après une greffe d'organe. Pour les molécules « accélérateurs » : elles pourraient renforcer les traitements contre le cancer (immunothérapie) ou améliorer la réponse aux vaccins chez les personnes dont le système immunitaire est affaibli. Avantages de ces nouvelles molécules par rapport aux traitements existants : - Coût de fabrication plus faible - Administration plus simple (injection sous la peau plutôt que perfusion à l'hôpital) - Meilleure diffusion dans les tissus.
Procédures
Le protocole s'étend sur 8 jours. Par convention, le jour du challenge (application sur l'oreille) est désigné Jour 0. Les étapes préalables de sensibilisation sont numérotées en jours négatifs (J-7, J-6, J-2, J-1), indiquant le nombre de jours avant le challenge. Les souris subiront les interventions suivantes sur une durée totale de 8 jours : 1. Rasage de l'abdomen (Jour -7, durée : 5 min) : réalisé sous anesthésie gazeuse brève (2-3 min) pour éviter le stress de contention. Récupération complète en moins de 5 minutes. 2. Sensibilisation cutanée (Jour -6, durée : 30 sec) : application d'une goutte de produit allergisant sur l'abdomen rasé. Ce geste est réalisé sur animal éveillé avec contention manuelle douce. Cette étape prépare le système immunitaire à réagir au produit. 3. Injections sous la peau (Jours -2 et -1, durée : 20 sec par injection) : deux injections des molécules à tester dans le haut du dos. Ces gestes sont réalisés sur animal éveillé avec contention manuelle douce. 4. Application sur l'oreille (Jour 0, durée : 30 sec) : application du même produit allergisant sur l'oreille droite pour déclencher la réaction allergique localisée. Ce geste est réalisé sur animal éveillé. 5. Mesures (Jours 0 et +1, durée : 2 min par souris) : mesure de l'épaisseur de l'oreille avec un instrument de précision pour quantifier l'inflammation. Ces mesures sont réalisées sur animal éveillé. À l'issue des mesures (Jour +1), les animaux sont euthanasiés et les oreilles sont prélevées pour des analyses au microscope.
Impact sur les animaux
Effets attendus : Rasage (Jour -7) : stress bref lié à l'anesthésie (quelques minutes), récupération rapide. Sensibilisation cutanée (Jour -6) : possibilité d'une légère rougeur temporaire sur l'abdomen, sans gêne notable pour l'animal. Injections (Jours -2 et -1) : stress bref lié à la contention (moins de 20 secondes). Possibilité d'une petite bosse sous la peau au point d'injection, disparaissant en 1-2 jours. Réaction allergique sur l'oreille (Jour 0 à Jour +1) : c'est la phase où les effets sont les plus visibles : - Gonflement de l'oreille traitée (augmentation d'épaisseur de 0,1 à 0,3 mm) - Rougeur et légère chaleur de l'oreille - Ces effets restent strictement localisés à l'oreille traitée État général : les souris conservent un comportement normal (alimentation, déplacements, interactions avec leurs congénères). Pas de perte de poids significative attendue. Signes pouvant nécessiter une euthanasie anticipée (observés chez moins de 2% des animaux selon notre expérience) : - Perte de poids importante - Extension des lésions cutanées au-delà de la zone traitée - Grattage excessif ou automutilation - Prostration ou isolement du groupe - Signes de douleur non contrôlée. Sur plus de 200 souris utilisées dans ce modèle dans notre laboratoire, aucun animal n'a nécessité d'euthanasie anticipée.
Devenir
Aucun animal ne sera maintenu en vie à l'issue de la procédure. Tous les animaux (160 souris) seront euthanasiés à la fin de l'étude, le protocole nécessitant le prélèvement des oreilles pour analyses microscopiques.
Remplacement
Avant de recourir à l'expérimentation animale, des tests sur cellules en culture ont été réalisés pour sélectionner les candidats les plus prometteurs parmi plus de 50 peptides. Cependant, ces méthodes ne permettent pas de reproduire le fonctionnement complet du système immunitaire : elles ne peuvent pas évaluer le devenir des peptides dans l'organisme, les interactions entre les différents types de cellules immunitaires, ni le recrutement de ces cellules vers le site d'inflammation. L'étude chez l'animal est donc indispensable pour valider l'efficacité de ces molécules avant tout développement thérapeutique.
Réduction
Le nombre d'animaux a été calculé mathématiquement au minimum nécessaire pour obtenir des résultats fiables. Sur plus de 50 molécules conçues initialement, seules les 6 plus prometteuses — présélectionnées par des tests en laboratoire — sont testées chez l'animal. Chaque souris fournit plusieurs mesures (épaisseur de l'oreille, poids de la biopsie, analyses microscopiques), ce qui maximise les informations obtenues par animal. Les résultats seront publiés et rendus accessibles à la communauté scientifique afin d'éviter toute duplication inutile de ces expériences.
Raffinement
De nombreuses mesures sont prises pour assurer le bien-être des animaux et minimiser leur inconfort : Hébergement adapté : - Souris hébergées en groupe (4-5 par cage) pour préserver les contacts sociaux - Cages enrichies avec matériel de nidification (papier, coton), abris et litière abondante - Conditions de température, humidité et lumière contrôlées - Période d'acclimatation de 7 jours avant le début des manipulations Réduction du stress lors des manipulations : - Rasage réalisé sous anesthésie gazeuse brève - Manipulations douces et rapides - Surveillance et prise en charge de la douleur : - Observation quotidienne de tous les animaux, renforcée (2 fois par jour) pendant la phase de réaction allergique - Utilisation d'une grille d'évaluation standardisée avec des critères objectifs (poids, aspect du pelage, comportement, aspect des lésions) - Points limites définis : si un animal montre des signes de souffrance importante, il est immédiatement euthanasié - La surveillance est renforcée lors de la phase de réaction, et que l'euthanasie est immédiate en cas de signes de souffrance (score 3) Durée limitée : - Protocole de 8 jours seulement - Euthanasie réalisée à la fin de l'étude, avant que l'inflammation ne devienne inconfortable, sous anesthésie profonde (méthode rapide et sans douleur)
Choix des espèces
Choix de l'espèce : La souris a été choisie pour les raisons suivantes : 1. Modèle validé : le modèle d'allergie cutanée utilisé est un standard international pour évaluer des molécules modulant le système immunitaire. Il existe de nombreuses données publiées permettant de comparer nos résultats. 2. Sensibilité adaptée : la souche de souris choisie présente une bonne sensibilité aux réactions allergiques cutanées, ce qui permet de détecter efficacement l'effet de nos molécules. 3. Pertinence pour l'homme : les mécanismes immunitaires ciblés par nos molécules sont très similaires chez la souris et chez l'homme (plus de 70% de ressemblance), ce qui permet d'envisager une application future chez l'homme. 4. Disponibilité : ces souris sont facilement disponibles auprès de fournisseurs agréés, avec des caractéristiques génétiques standardisées garantissant la reproductibilité des expériences. Stade de développement : Les souris utilisées seront des adultes jeunes (7-9 semaines), car : 1. À cet âge, le système immunitaire est pleinement mature, garantissant des réponses représentatives. 2. C'est l'âge standard utilisé dans la littérature scientifique, facilitant la comparaison des résultats. 3. Les souris sont suffisamment développées pour bien tolérer les manipulations.
Production de lait de lapines entrant dans la fabrication d’un médicament humain
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Tests réglementaires
Objectifs
L'objectif de ce projet est la production de lait de lapine entrant dans la fabrication d'un médicament à usage humain, destiné aux hémophiles.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu du projet est la production d'un médicament à usage humain.
Procédures
Identification des animaux : à la naissance apposition d'une boucle puis vers 8-9 jours, d'une puce électronique et enfin entre 28 et 35 jours les animaux sont tatoués. Prélèvement de lait, traite des lapines et injection d'ocytocine (3 à 5 jours par semaine pendant 3 semaines, les lapines sont réutilisées plusieurs fois pour la traite après un temps minimum de repos de 46 jours). Lors du renouvellement des mâles homozygotes, réalisation de biopsies de queue sur environ 120 animaux tous les 3-4 ans.
Impact sur les animaux
La traite (10 minutes environ, 3 à 5 jours par semaine sur 3 semaines) et l'injection d'ocytocine de la procédure "Lait" peuvent induire un léger stress. Les étapes de la procédure "élevage" peuvent également entrainer : - un léger stress sur les animaux lors des différentes manipulations : une douleur légère lors de l'identification des animaux (apposition d'une boucle puis d'une puce électronique et enfin réalisation d'un tatouage) - une douleur modérée lors de la réalisation de biopsie. une douleur légère lors des prélèvements sanguins effectués sur chaque mâle homozygote.
Devenir
Les animaux peuvent être utilisés pour le renouvellement des animaux ou dans le cadre de la traite des lapines et dans plusieurs lots. Dans la procédure "élevage", les animaux ayant atteint un point limite tel que défini dans la grille, les animaux reproducteurs ayant de mauvais résultats zootechniques ou ayant atteint la limite zootechnique d'âge ou de nombre de mise-bas pour être maintenus dans la procédure "traite" seront mis à mort. Dans la procédure "traite", à la fin des 3 semaines de traite, les lapereaux des femelles en traite seront mis à mort. De même, au cours de la procédure, les animaux ayant atteint un point limite tel que défini dans la grille et les animaux reproducteurs ayant de mauvais résultats zootechniques ou ayant atteint la limite de nombre de lactations (maximum 18) pour être maintenus dans la procédure de production de lait seront également mis à mort.
Remplacement
A l'heure actuelle des connaissances scientifiques, il n'existe pas de modèle alternatif au lapin pour la production de cette protéine thérapeutique.
Réduction
Depuis le début de cette activité, les méthodes de production ont constamment été améliorées et continuent de l'être afin d'obtenir la plus grande quantité de matière active par animal et donc de limiter le nombre de sujets utilisés. De plus, l'utilisation de mâles homozygotes (en remplacement des hétérozygotes) pour le renouvellement des femelles productrices de lait permet de produire 100 % d'animaux transgéniques.
Raffinement
Les lapins sont hébergés dans des cages adaptées, conformes aux exigences de la règlementation et de respect du bien être animal. Ils disposent d'un enrichissement adapté (diffusion de radio, mise à disposition de bûchettes de bois à ronger). Le suivi quotidien des animaux est assuré par des personnes expérimentées et formées régulièrement. Des fiches de suivi permettent d’enregistrer les soins adaptés prodigués aux animaux et de suivre l’évolution de l’état de santé des animaux. Une évaluation de la souffrance animale en référence à une grille établie est réalisée chaque jour. La grille permet également de fixer les points limites et de cesser immédiatement l'expérimentation sur tout lapin présentant des signes de souffrance dépassée.
Choix des espèces
La lapine est dotée d'une glande mammaire qui possède toute la machinerie cellulaire permettant d'apporter les modifications post-traductionnelles, nécessaires à l'activité biologique des protéines recombinantes humaines. De plus, le médicament est sous autorisation de mise sur le marché avec utilisation exclusive du lapin. Les mâles et femelles WT et Tg sont utilisés à l'âge adulte de la façon suivante : - mâles WT pour le renouvellement de nos cheptels WT et / ou pour la reproduction des femelles transgéniques productrices de lait, - femelles WT pour le renouvellement des cheptels WT et Tg, - mâles Tg homozygotes pour le renouvellement des cheptels Tg, - femelles Tg hétérozygotes pour la traite ainsi que pour le renouvellement du cheptel de mâles Tg homozygotes (1 fois tous les 3-4 ans). Les lapereaux des femelles en traite sont utilisés pour le déclenchement, l'induction de la production laitière des femelles puis 8 lapereaux sont conservés au nid pour le maintien de la lactation (qui dure 3 semaines). A la fin des 3 semaines, les lapereaux sont euthanasiés. Voir l'annexe "Scheme genetic for milk production" indiquant les différents cheptels nécessaires et les différents croisements réalisés.
Préservation de la fertilité et de la diversité génétique chez l’âne Grand Noir du Berry par optimisation des techniques de reproduction assistée en comparaison au modèle équin
- Conservation des espèces
- Recherche appliquée
- Maladies animales
Objectifs
L'âne domestique, en déclin démographique constant, voit certaines races locales, comme le Grand Noir du Berry, menacées. L’insémination artificielle représente une solution clé pour lutter contre la consanguinité, décloisonner les élevages et diffuser une génétique de qualité. Toutefois, en raison de dommages cellulaires irréversibles, l’utilisation de la semence congelée est inefficace pour maintenir un taux de fertilité suffisant et assurer le renouvellement de l’espèce. Les cryoprotecteurs non pénétrants, comme le glycérol, sont essentiels pour la protection des spermatozoïdes au cours de la congélation mais peuvent s’avérer irritants pour le tractus génital femelle. L’endométrite est une pathologie qui se manifeste par une inflammation de la muqueuse utérine. Elle est fréquemment observée chez les équidés, en particulier chez les ânesses, et peut avoir un impact majeur sur la fertilité, le développement embryonnaire et à terme, la gestation. Notre projet vise à comparer l’intensité de la réponse inflammatoire utérine après insémination avec de la semence congelée contenant soit du glycérol, soit du diméthylformamide (DMF) afin de limiter au maximum ce phénomène et d’adapter les protocoles de cryoconservation à l’espèce asine. La jument, dont la physiologie reproductive est mieux caractérisée, servira de modèle pour interpréter les réponses observées chez l’ânesse, espèce encore peu étudiée dans ce domaine. En parallèle, des dosages plasmatiques (oestradiol, progestérone, glucose...) seront effectués chez les ânesses présentant une faible réponse aux inséminations afin de mieux comprendre leur statut endocrinien et métabolique au cours du cycle ovarien et du développement embryonnaire précoce.
Bénéfices attendus
L’objectif est d'aboutir à un protocole d’insémination (milieu de congélation + gestes techniques) optimal pour améliorer le taux de fertilité et contribuer à la sauvegarde des races asines. Outre l’aspect bénéfique pour notre étude, les résultats permettront d’enrichir les données bibliographiques. Les différences physiologiques entre la jument et l’ânesse justifient des études approfondies, notamment pour mieux comprendre les écarts de fertilité entre les deux espèces. Les résultats aboutiront à la rédaction d’un article scientifique et seront présentés aux différents partenaires du projet. Pour finir, la méthode sera transférée à l’ensemble de la filière, notamment aux vétérinaires. Les prélèvements sanguins réalisés sur les ânesses visent à déterminer si l’échec des inséminations chez certaines femelles est dû à un dysfonctionnement endocrinien ou métabolique, plutôt qu’à la qualité de la semence ou à la technique utilisée. La caractérisation des profils hormonaux et métaboliques liés à l’infertilité permettra d’adapter les protocoles de reproduction assistée, en optimisant la sélection des femelles, les traitements et le moment des inséminations.
Procédures
Les lavages utérins seront réalisés sur animaux vigiles à raison de quatre cycles par an (durée estimée : 20 minutes). Les prélèvements de sang à la veine jugulaire seront également réalisés sur animaux vigiles à raison d'un cycle par an aux jours -1 et -2 (période pré-ovulatoire), au jour 0 (ovulation), ainsi qu'aux jours 5, 10, 14 et 18 post-ovulation (durée estimée : inférieure à une minute).
Impact sur les animaux
La contention des animaux peut engendrer du stress tout comme une injection peut entrainer une douleur. Lors des prises de sang et des inséminations artificielles, les animaux peuvent ressentir une douleur modérée et de courte durée, ne provoquant pas de troubles de l’état général.
Devenir
Après avis du vétérinaire sanitaire, en concertation avec le responsable de l'équipe équine, tous les animaux retourneront en élevage.
Remplacement
L’évaluation de l’inflammation utérine chez l’ânesse et la jument nécessite de réaliser des prélèvements dans le tractus génital femelle. La méthode d’imagerie par voie transrectale n’est pas suffisamment résolutive pour mesurer l’intensité de cette réaction physiologique. Les concentrations hormonales dans le sang ne peuvent être étudiées in vitro et nécessitent aussi des prélèvements sur les animaux.
Réduction
Les effectifs ont été calculés afin d'obtenir des résultats statistiquement significatifs avec un nombre minimum d'animaux. Chaque femelle sera utilisée comme son propre témoin. Variables principales après lavage utérin = nombre de cellules immunitaires et taux de fertilité. Variables secondaires = insertion du cathéter seul, cathéter + cryoprotecteur (glycérol ou DMF), cathéter + cryoprotecteur (moins irritant) + semence congelée, type de cellules immunitaires (neutrophiles, lymphocytes T). Variable principale pour les prises de sang = concentration de l'hormone ou du métabolite. Variable secondaire = stade du cycle ou de la gestation. Puissance du test : 95%. Valeurs : moyenne ± écart-type.
Raffinement
Les femelles sont logées en bâtiment conventionnel sur aire paillée avec un accès à l’herbe afin de favoriser l’expression des comportements naturels, l’exercice physique et de limiter l’ennui ainsi que le stress. Le poids des animaux sera régulièrement mesuré afin d’adapter l’alimentation en cas d’amaigrissement ou de prise de poids trop importante, pouvant être délétère à la reproduction. Les animaux sont régulièrement en interaction avec les animaliers et les expérimentateurs, qui observent attentivement leur comportement. Les animaliers ont été spécifiquement formés à la manipulation éthologique des animaux, via la méthode du clicker training. En amont des expérimentations, les juments et les ânesses seront entraînées à venir dans les barres d’échographie qui permettent le maintien de l’animal dans une position stable et l’optimisation des examens en termes de qualité et de rapidité. Chaque acte technique (échographie, insémination, lavage intra-utérin, prise de sang) sera suivi d'une récompense alimentaire. Les interventions seront réalisées par du personnel expérimenté, selon des protocoles précis et rigoureusement définis. En amont des prises de sang, la zone sera désensibilisée par l’utilisation d’une bombe d’air froid. Aucune sédation n’est envisagée pour cette procédure. Néanmoins, tout individu présentant des signes de stress ou d’inconfort sera retiré du protocole. Si des signes de phlébite apparaissent dans les 12 à 24 heures après la prise de sang (chaleur, douleur à la palpation, œdème, raideur de l’encolure), l’animal sera immédiatement pris en charge. L'application d’une crème à base d'antibiotiques et d'anti-inflammatoires non stéroïdiens sera appliquée. Des pommades à base d'héparine seront également utilisées selon les recommandations et l’ordonnance faite par le vétérinaire sanitaire.
Choix des espèces
Le projet porte sur la sauvegarde de l’âne Grand Noir du Berry et le cheval est utilisé comme espèce de référence pour les expérimentations. 20 femelles adultes et cycliques (10 ânesses et 10 juments > 3 ans). Les inséminations artificielles seront effectuées 24 heures après injection d'un inducteur de l’ovulation (5 inséminations/an et 4 lavages/an). Seul du sperme d'âne sera utilisé sur les ânesses et les juments. Les prélèvements sanguins seront réalisés aux jours -1 et -2 (période pré-ovulatoire), au jour 0 (ovulation), ainsi qu'aux jours 5, 10, 14 et 18 post-ovulation (1 cycle/an).
:Impact de l’exposition à la pollution sur le dévelopment pulmonaire précoce et le risque de bronchopneumopathie chronique obstructive (BPCO)
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Objectifs
La présente demande d'autorisation de projet repose sur l'étude des conséquences respiratoires de l’exposition aux polluants aériens sur la maturation du système immunitaire pulmonaire précoce et les risques d’incidence de bronchopneumopathie chronique obstructive (BPCO) à plus long terme. L'une des premières prises de conscience des effets majeurs de la pollution atmosphérique sur la santé a eu lieu lors d'un épisode survenu à Londres pendant l'hiver 1952 : durant 4 jours, un épais brouillard s'est abattu sur la ville, et 4000 décès supplémentaires (par rapport à la même période les années précédentes) ont été enregistrés, plus de la moitié étant pour causes respiratoires. La pollution atmosphérique est maintenant reconnue comme étant la principale cause environnementale de maladies et de décès prématurés dans le monde selon l’organisation mondiale de la santé. L'hypothèse est ici que l’exposition aux polluants au cours de différentes phases de la vie (périnatale / adolescence / adulte) impacte durablement le système immunitaire pulmonaire générant une sensibilité accrue aux risques de développer une pathologie respiratoire à long terme comme la BPCO dont la cause principale est le tabagisme. Ainsi l'étude a pour objectif d'évaluer les effets de la pollution dans l’induction des maladies respiratoires chez l’animal au-delà de la BPCO. Le projet vise à répondre aux questions suivantes : 1/ Quel est l’impact de l’exposition aux polluants atmosphériques sur le compartiment immunitaire dans les poumons à court et long terme ; 2/ Quelles sont les populations immunitaires qui ont un rôle dans le développement des troubles respiratoires à plus long terme.
Bénéfices attendus
Nous nous intéressons à étudier le lien entre l’impact de l’exposition aux polluants sur la maturation et l’activation du système immunitaire pulmonaire et le risque d’incidence de pathologies chroniques respiratoires en particulier la broncho-pneumopathie chronique obstructive (BPCO). Cette pathologie correspond à une atteinte progressive et irréversible de la fonction respiratoire, présentent une variabilité très importante chez les patients atteints, et dont les déterminants notamment précoces restent largement méconnus à l'heure actuelle, alors même que cette variabilité impacte grandement la qualité de la prise en charge thérapeutique des patients atteints. Bien que l'exposition tabagique soit le principal facteur de risque, il apparait que l’historique de l’exposition aux polluants représente aussi un facteur déterminant du risque de développer des maladies à plus long terme. Ce projet a pour objectif principal d'identifier les effets des polluants atmosphériques sur le système immunitaire, garant de l'intégrité tissulaire et du bon fonctionnement du système respiratoire. Ce domaine fait partie d'une problématique de santé publique très actuelle au-delà des effets du tabagisme et pour laquelle encore trop peu d'études sont mises en place. Ces études ont pour vocation de permettre une meilleure prise en charge thérapeutique des patients en ciblant la régulation du système immunitaire, et ainsi une amélioration certaine de leur qualité de vie.
Procédures
Prélèvement tissulaire (extremité de la queue) dans les 10 jours suivant leur naissance ou de sang en sous mandibulaire au sevrage après 1 mois d'âge, pour le génotypage procédure de 1 minute.- Exposition aux polluants atmosphériques pendant 7 jours directement dans leur cage d'origine.-Exposition quotidienne aux fumées de cigarette à raison de (2h/jour) pendant 3 mois à la fumée de cigarettes à l'aide d'une machine permettant là encore d'exposer les animaux sans les sortir de leur cage.-Injection retroorbitale sous anésthésie 1 minute par animal sans réveil-Procédure chirurgicale pour imagerie intravitale: 4h par animal : chirurgie 30 min et imagerie entre 2h et 3h30 (anesthésie générale max 4h).
Impact sur les animaux
Les prélèvements tissulaires pour génotypage engendrent des douleurs de courte durée et un stress chez l’animal. Les expositions aux polluants peuvent engendrer un stress chez l’animal de par le changement d'environnement, cependant aucun signe particulier n’a été observé lors des différentes campagnes d'exposition déjà réalisées au laboratoire. Pour l’exposition à la fumée de cigarettes, certaines souris peuvent apparaitre prostrées pendant la durée de l'exposition quotidienne, mais récupèrent leurs activités normales dès la sortie de l'enceinte d'exposition. Au-delà de la possible prostration transitoire, aucun signe de souffrance n’est attendu par ces approches. L’imagerie pulmonaire se fait sous anesthésie complète sans réveil de l’animal. D’expérience, le moindre signe de souffrance de l’animal sous anesthésie sera immédiatement détecté lors de la chirurgie (trouble respiratoire, sursaut musculaire, mobilité moustache) et pendant l'imagerie grâce au suivi continu de l'acquisition des images extrêmement sensible au moindre mouvement de l’animal (témoin de la moindre sensation de douleur). Au moindre cas, une adaptation du dosage en anesthésie sera réalisée en première intention, et sans amélioration dans les 5 minutes, une mise à mort anticipée sera pratiquée. Ainsi pour toutes ces procédures tous les gestes invasifs sont pratiqués sous anesthésie.
Devenir
La totalité des animaux seront mis à mort à la fin des procédures. L'ensemble de l'étude repose sur le prélèvement d'organe ne permettant pas le maintien en vie des animaux ou des approches d'imagerie trop invasives pour permettre un rétablissement sans souffrance de l'animal.
Remplacement
La question de l'impact des expositions aux polluants atmosphériques sur les risques de développer des pathologies pulmonaires a plus long terme rend les modèles animaux incontournables. La réponse in vivo du système immunitaire est au coeur de nos questions. Néanmoins nous utilisons des approches in vitro d'exposition aux polluants sur lignées de cellule qui permettent de cibler les facteurs polluants les plus importants et ainsi réduire les combinaisons à tester in vivo. La modélisation des atmosphères polluants repose aussi sur des analyses épidémiologiques. Nous développons aussi des approches par organoïdes pour ces questions.
Réduction
Le modèle animal généré nous permet d’utiliser les mêmes animaux pour plusieurs approches analytiques. Le regroupement dans le même animal de plusieurs transgènes est un outil majeur pour identifier les différentes populations de cellules en même temps et ainsi réduire le nombre d’animaux. Nous limiterons ainsi le projet aux seules expériences indispensables, tout en tenant compte des contraintes liées à l'utilisation de l'enceinte d'exposition. En effet, un seul type d'atmosphère ne peut être généré en même temps, ce qui implique la répétition des groupes "Air non pollué-référence" pour chaque lot expérimental. Au-delà de l’analyse des poumons nous étendrons notre analyse sur plusieurs autres organes pour anticiper les questions futures. Nous basons notre échantillonnage par groupe sur la variabilité possible des réponses et les besoins rigoureux de reproductibilité afin d’atteindre les différences statistiques minimales. En études longitudinales les tests statitistiques seront réalisés pour comparer dans le temps et entre les groupes et pour des comparaisons deux à deux. Enfin mâles et femelles sont utilisés indépendamment. Bien que l'uniformisation du sexe puisse améliorer l'homogénéité des lots, l'utilisation des deux sexes permet de réduire la génération d'animaux qui ne seraient jamais utilisés et en particulier dans le cas des expositions in utero. Le projet prévoit le recours à un nombre d'animaux aussi limité que possible : 1464 souris au total seront réalisées sur 5 ans
Raffinement
Les animaux sont hébergés avec température et hygrométrie contrôlée, cycle jour/nuit 12/12, avec au maximum 5 animaux par cages. Chaque cage contient plusieurs types d'enrichissements : du papier kraft, des carrés de coton et une maison en cellulose pour le confort des animaux leur permettant d’exprimer leurs besoins naturels de nidification. La surveillance quotidienne du bien-être animal est prise en charge par un personnel dédié au soin et à l’expérimentation. L’exposition aux polluants est une procédure légère sans aucun geste technique réalisé, au-delà du stress possible causé par les changements transitoires des conditions d’hébergement Néanmoins la surveillance des animaux dans ces différents contextes est maintenue et tout animal blessé ou montrant des situations d'inconfort sera mis à mort si aucun traitement n’est envisageable. Pour l’imagerie intravitale, les animaux bénéficient d'une anesthésie gazeuse et sont mis à mort avant le réveil ne nécessitant pas de soin post opératoire. Dans tous les cas la mise à mort se fera faite sous anésthésie.
Choix des espèces
La physiologie pulmonaire de la souris est suffissement proche de celle de l'homme et nous disposons de modèles transgéniques uniques pour cette étude. Les modèles d'exposition aux polluants sont validés pour ce modèle avec des données utiles déjà générées. L'exposition adulte aux polluants sera en partie réalisée sur des souris de 3 à 6 mois d’âge L'exposition in utero sera faite sur souris gestante L'exposition juvénile sera faite sur souris allaitantes et souriceaux entre 0 et 7 jours- Dans certains cas, les souriceaux seront utilisés à J14, J21 et J60 pour étudier les différents stades du développement pulmonaire. Dans d'autres cas, les souriceaux seront exposés à partir de 3 mois d’âge aux fumées de cigarette pendant 3 mois et mis à mort à 6 mois pour étudier les prémisses de la BPCO.