Depuis 2021, les États membres de l’Union européenne doivent publier sous un format standardisé les résumés non techniques (RNT) des projets d’expérimentation animale autorisés sur leur territoire.
Le système européen ALURES, qui recense ces RNT, est exclusivement en anglais et manque cruellement d’ergonomie (un nouvel outil proposé depuis 2026 résoud partiellement ce problème). L’OXA regroupe donc régulièrement ici les RNT français pour en faciliter l’exploration et la compréhension d’ensemble.
Le contenu des résumés non techniques est rédigé à des fins de communication par les établissements d’expérimentation animale. Ces résumés sont donc soumis, au minimum, au biais de désirabilité sociale, qui peut avoir pour conséquence de mettre en avant de manière détaillée les bénéfices attendus et de limiter les détails et la description des contraintes imposées aux animaux. Par ailleurs, n’étant pas sourcées ni soumises à une relecture par les pairs, les affirmations contenues dans les RNT sur des sujets scientifiques n’ont aucune valeur de preuve, mais fournissent des indications sur le cadre théorique dans lequel les établissements travaillent.
NB. La sélection d’une période temporelle, plutôt que d’une simple date, sera disponible dès que l’extension de filtrage utilisée le permettra.
La durée des projets, disponible dans la base ALURES, n’est pas indiquée ici dans la mesure où elle désigne uniquement une durée prévue d’autorisation et n’apporte aucune information sur la durée réelle des projets.
Documents
Niveau de souffrances
Dernières données ajoutées :
- 235 projets autorisés en avril 2026 (01/05/2026)
- 296 projets autorisés en mai 2026 (01/06/2026)
- 340 projets autorisés en juin 2026 (01/07/2026)
Efficacité in vivo de nouveaux composés dérivés du GDC-0152 dans le glioblastome
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
Le glioblastome est une tumeur cérébrale très agressive, avec une survie de seulement 15 mois pour les patients, malgré des traitements combinant chirurgie, chimiothérapie et radiothérapie. Aucun nouveau médicament testé ces 15 dernières années n’a donné de résultats cliniques intéressants, en partie en raison de modèles animaux utilisés en recherche qui reflètent mal la complexité du glioblastome humain. L’objectif ici est de tester in vivo l'efficacité de nouveaux composés anticancéreux sur la progression de la tumeur, sur des souris portant des tumeurs particulièrement similaires aux tumeurs humaines. La validation in vivo de l'efficacité de ces composés pourrait permettre la mise en place de nouvelles stratégies thérapeutiques contre le glioblastome.
Bénéfices attendus
L’objectif de ce projet est de mettre en place un modèle animal de glioblastome pertinent et de tester l’efficacité thérapeutique de nouveaux composés anticancéreux. Les retombées de ce projet pourraient permettre de répondre à un besoin médical non pourvu dans le traitement de cette tumeur cérébrale qui n’a pas bénéficié d’innovation thérapeutique depuis 2005.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à une électroporation intracérébrale (410 animaux, une seule intervention de 1 minute maximum). L’électroporation du cerveau est une procédure chirurgicale. Elle consiste à modifier des cellules normales du cerveau afin de générer une tumeur. Tous les animaux recevront des injections intraveineuses rétro-orbitaires de composés ou du solvant (410 animaux, intervention de 1 minute maximum, 4 interventions / animal). Tous les animaux seront anesthésiés par hypothermie sur la glace pour la procédure d’électroporation du cerveau (410 animaux, une seule intervention de 15 minutes environ). Tous les animaux seront anesthésiés (anesthésie gazeuse) pour les traitements rétro-orbitaires (410 animaux, intervention de 4 minutes environ, 4 interventions /animal).
Impact sur les animaux
La manipulation, la contention et les injections sont générateurs de stress pour les animaux. Les injections entrainent également une douleur légère de courte durée. La progression tumorale induite par la maladie (glioblastome) provoque à terme une perte d'appétit, donc une malnutrition et finalement une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés dans le cadre des études d'efficacité, ou pour les analyses de marqueurs biologiques.
Remplacement
L'efficacité thérapeutique des composés sur la croissance de tumeurs cérébrales nécessitent une approche expérimentale in vivo. En effet, il n’existe pas à ce jour de système suffisamment robuste pour mimer toute la complexité biologique et physiologique de ces tumeurs. Ce travail sur l'animal vivant s'inscrit dans la continuité d'expériences et de résultats que nous avons obtenus in vitro.
Réduction
Le nombre d’animaux a été estimé en nous appuyant sur notre expérience de plus de 15 ans et sur des tests statistiques appropriés adaptés aux petits échantillons. Cela nous permet de calculer au plus juste le nombre d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles et statistiquement relevants.
Raffinement
Le bien-être des animaux est assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose, de dômes autoclavables et de morceaux de bois à ronger, dans toutes les cages, au sein d’une animalerie exempte de pathogènes et dont les paramètres physiques et sanitaires sont strictement contrôlés. Les souriceaux d'une portée seront élevés tous ensemble avec leur mère. Au-delà de 3 semaines, les mâles et les femelles seront séparés et placés dans de nouvelles cages (par groupes de 5) avec enrichissement (coton, cylindre en carton…). Ils ne seront jamais isolés. Les animaux seront sous observation quotidienne. L'évaluation clinique sera effectuée au moyen de grilles de scores. En fonction des scores obtenus, des mesures appropriées seront mises en place pour éviter et atténuer leur souffrance.
Choix des espèces
Les données bibliographiques démontrent que le modèle murin est le plus adapté pour aborder les questions relatives aux tumeurs cérébrales. Il a été démontré que le modèle animal de tumeur utilisé ici (obtenu par éléctroporation de nouveaux-nés), était des plus pertinents pour tester l’efficacité thérapeutique de nouveaux médicaments, car il mime les différentes caractéristiques biologiques des tumeurs humaines.
Rôle de la surexpression d’une protéine membranaire dans le déclenchement des neuropathies périphériques héréditaires
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Objectifs
Ce projet vise à étudier un modèle murin génétiquement modifié susceptible de reproduire les symptômes d'une neuropathie périphérique héréditaire de type Charcot-Marie-Tooth (CMT). Ces souris feront l'objet d'un suivi longitudinal par des évaluations comportementales et électrophysiologiques régulières, afin d'identifier des marqueurs cliniques et biologiques pouvant contribuer à l'amélioration du diagnostic génétique des patients atteints de CMT non résolus.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet concernent principalement la compréhension et la prise en charge des neuropathies périphériques de type CMT. En testant l’hypothèse qu’une surexpression ciblée d’une protéine de remodelage membranaire peut déclencher ou aggraver un phénotype de neuropathie périphérique dans un modèle prédisposé, le projet permettra de mieux définir le rôle potentiel de cette protéine comme gène de risque ou gène causal dans les formes non résolues de CMT. Sur le plan diagnostique, ces résultats pourraient justifier l’intégration de ce gène au panel d’analyses génétiques proposé aux patients CMT non diagnostiqués, en particulier pour rechercher des mutations à gain de fonction ou des duplications. Sur le plan thérapeutique, l’identification d’un déséquilibre fonctionnel entre deux protéines clés du trafic membranaire pourrait ouvrir la voie au développement de stratégies ciblant cet équilibre (par exemple, ajustement de l’expression ou de l’activité de l’une des protéines) afin de prévenir ou atténuer la neuropathie périphérique.
Procédures
Les animaux seront soumis à des tests comportementaux et fonctionnels non invasifs (animaux vigiles), à une procédure instrumentale sous anesthésie générale à l’isoflurane. Les tests non invasifs sont réalisés hebdomadairement de 8 à 16 semaines, cependant, un enregistrement anticipé pourra être effectué si l'état clinique de l'animal l'exige, conformément aux points limites définis dans le protocole (1-15 min par animal, par test et par semaine). Un enregistrement de l’activité musculaire est réalisé à deux reprises chez chaque animal (à 8 et 16 semaines), pour une durée maximale de 15 minutes par session, avec une surveillance respiratoire continue.
Impact sur les animaux
Les effets prévus sur les animaux résultent à la fois des manipulations expérimentales et des nuisances liées aux mutations. Les tests sur animaux vigiles peuvent induire un stress transitoire, une fatigue musculaire ou une anxiété modérée, mais ces effets sont limités en durée et en intensité, avec des périodes de repos suffisantes entre essais. L’enregistrement de l’activité musculaire , réalisé sous anesthésie générale à l’isoflurane, comporte un risque anesthésique minimal (dépression respiratoire, hypothermie) et une douleur ou irritation locale potentielle au site d’insertion des électrodes, compensée par la surveillance continue. Les mutations génétiques induisent un phénotype dommageable caractérisé par des déficits moteurs progressifs et une hypotrophie musculaire au cours du temps. Globalement, les effets indésirables prévus sont légers à modérés et transitoires pour les manipulations, mais chroniques et progressives pour les animaux porteurs de la double mutation ; ils sont maîtrisés par des protocoles de raffinement, de surveillance clinique quotidienne et de points limites prédéfinis permettant l’intervention ou la mise à mort en cas de détresse importante.
Devenir
Le sort prévu pour tous les animaux consiste en leur mise à mort en fin d’expérience, après la réalisation des tests comportementaux, fonctionnels à 16 semaines maximum. La mise à mort est suivie d’une collecte terminale de tissus (muscles, nerfs périphériques et, le cas échéant, cerveau ou moelle épinière), nécessaire pour corréler le phénotype fonctionnel avec les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales.
Remplacement
Aucune méthode alternative (in vitro, in silico ou autre modèle non animal) ne permet actuellement de reproduire de manière fiable l’ensemble des interactions entre la protéine de remodelage membranaire et la protéine de trafic intracellulaire dans un organisme intégré, ni d’évaluer simultanément les déficits musculaires et neurologiques, la sensibilité périphérique et la conduction nerveuse. Les modèles cellulaires ou bioinformatiques existants ne suffisent pas à remplacer le modèle murin pour caractériser un phénotype de neuropathie périphérique de type CMT (Charcot Marie Touth) et ses corrélats fonctionnels. L’expérimentation animale est donc justifiée à ce stade, en accord avec le principe de remplacement qui impose de n’utiliser des animaux que lorsqu’aucune autre approche ne peut fournir le même niveau d’information.
Réduction
Le principe de réduction est appliqué en minimisant le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour répondre aux objectifs scientifiques. Le projet prévoit 80 souris réparties en 4 lots (20 animaux par lot, 10 mâles et 10 femelles), ce qui permet d’atteindre une puissance statistique adaptée aux paramètres fonctionnels et histologiques attendus, sans sur‑échantillonnage. Cette estimation s’appuie également sur nos connaissances sur le modèle murin utilisé et les variabilités attendues dans les paramètres fonctionnels et histologiques. Les prélèvements terminaux de muscles et d’organes sont réalisés sur chaque animal en fin de procédure, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Les protocoles sont standardisés et optimisés (durée des tests, conditions d’hébergement, conditions d’anesthésie, périodes de repos) pour réduire la variabilité et éviter de devoir répéter des expériences. Un suivi clinique quotidien et des points limites prédéfinis permettent de détecter précocement toute détresse, ce qui contribue également à la réduction en évitant de poursuivre des expériences sur des animaux dont l’état de santé se dégrade.
Raffinement
Le principe de raffinement est appliqué tout au long du projet afin de réduire au minimum la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux. Les souris sont élevées dans des cages enrichies (tunnels, copeaux épais, nids), avec température et hygrométrie contrôlées, cycle lumière/obscurité standardisé, groupées par 5 maximum, alimentation et eau ad libitum, et sont manipulées régulièrement pour limiter le stress lors des tests. En cas de difficulté à se nourrir ou à boire, une nourriture en gel est proposée afin de faciliter l’hydratation et l’alimentation, et de prévenir la déshydratation ou la malnutrition. Les tests comportementaux non invasifs sont limités en durée, réalisés dans un environnement calme, avec des périodes de repos d’au moins 15 minutes entre essais. L'enregistrement de l’activité musculaire est réalisée sous anesthésie générale, avec surveillance continue de la respiration et de l’état général. Les souris sont utilisées pour plusieurs types d’analyses (tests comportementaux, tests de coordination et de force, tests de sensibilité mécanique et thermique, enregistrement de l’activité musculaire , analyses histologiques et moléculaires), ce qui maximise l’information obtenue par animal et évite de multiplier les expériences redondantes Un suivi clinique quotidien est mis en place pour détecter précocement tout signe de souffrance (perte de poids ≥ 15% sur une semaine à partir du poids maximum, difficulté à se nourrir ou à boire, déficits moteurs sévères, comportement de douleur, altération de l’état général), et tout animal atteignant un point limite prédéfini est mis à mort sans délai. Ces mesures garantissent que les conditions de l’expérience sont optimisées pour le bien être animal, tout en préservant la validité scientifique des données.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce souris (Mus musculus) repose sur sa pertinence comme modèle biologique pour l’étude des myopathies et neuropathies périphériques de type CMT, ainsi que sur l’existence de modèles génétiquement modifiés permettant de reproduire de manière fiable les déficits musculaires et neurologiques étudiés. La souris offre une bonne reproductibilité, un temps de génération court et des outils génétiques et analytiques bien établis, tout en restant suffisamment proche de l’humain pour permettre une translation raisonnable des résultats. Les animaux sont utilisés à partir de 8 semaines (âge adulte jeune) jusqu’à 16 semaines, stade auquel le phénotype musculaire et neurologique lié aux mutations est déjà installé mais encore progressif, ce qui permet d’évaluer l’impact de la surexpression de la protéine de remodelage membranaire sur l’évolution de la maladie. Ce choix de stades de développement évite les périodes néonatales ou très avancées de la vie, où la gestion des animaux et l’interprétation des données seraient plus complexes, tout en couvrant une fenêtre temporelle pertinente pour détecter des effets précoces et durables sur la fonction neuromusculaire.
Thérapie génique par AAV pour le traitement du syndrome de l’X fragile
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Objectifs
Le syndrome de l’X fragile est l’une des principales causes de handicap intellectuel héréditaire et de troubles liés à l’autisme. Il concerne environ 1 garçon sur 4 000 et 1 fille sur 8 000 dans le monde. Cette maladie, qui affecte le développement du cerveau, est grave, incurable et nécessite un accompagnement médical et social tout au long de la vie. L’objectif de ce projet est de développer un traitement innovant basé sur la thérapie génique pour le syndrome de l’X fragile. Les chercheurs ont découvert qu’un dysfonctionnement dans la régulation de certains signaux chimiques du cerveau joue un rôle clé dans cette maladie. En ciblant ce mécanisme, il pourrait être possible de corriger certains symptômes. Des études préliminaires sur des souris atteintes d’une forme similaire de la maladie ont montré que ce traitement expérimental, administré directement au cerveau, permettait d’améliorer durablement les symptômes comportementaux et biologiques. Le projet vise maintenant à franchir une étape supplémentaire : adapter ce traitement pour qu’il puisse être testé chez l’humain, en vérifiant son efficacité et sa sécurité. L’objectif final est de proposer une nouvelle approche thérapeutique pour les personnes atteintes du syndrome de l’X fragile.
Bénéfices attendus
Le syndrome de l'X fragile (FXS) est une maladie très invalidante qui touche environ 150 000 personnes en Europe, dont environ 12 000 en France (https://www.xfra.org/). À ce jour, aucune option thérapeutique n'a été validée pour le FXS. En l'absence de traitements efficaces, il existe un besoin important non satisfait de solutions pour cette maladie très invalidante. Le projet vise à trouver un traitement pour le FXS, plus précisément à tester un traitement par thérapie génique dans un modèle préclinique souris de la maladie. Ce projet vise à tester une nouvelle option thérapeutique pour le FXS en ciblant un mécanisme clé dérégulé dans la maladie et en fournissant une alternative avantageuse à la correction du gène FMR1, un gène difficilement exploitable en raison de sa toxicité et de la difficulté à le doser. Nous espérons que ce projet permettra de combler le fossé qui subsiste entre notre preuve de concept initiale d'une approche de thérapie génique dans le modèle murin de la maladie et l'autorisation pour un essai clinique. Nous espérons notamment démontrer la validité préclinique du traitement par vecteur viral (virus adeno-associé) pour corriger les principaux déficits comportementaux du modèle murin FXS en l'administrant de manière efficace et sûre au cerveau de la souris à l'aide d'une voie d'injection applicable à l'homme. À la fin de ce programme, nous espérons proposer une solution prête à être testée sur des modèles animaux plus grands. Les innovations dans le système d'administration développé pour le FXS pourraient être adaptées et utilisées pour d’autres maladies génétiques.
Procédures
225 souris recevront une injection intracérébrale d’un vecteur viral ou d’une solution contrôle saline sous anesthésie générale. La durée des injections sera de 25 minutes pour les injections intra-thalamiques ou intra-striatales et 50 minutes pour les injections intra-striatales et intra-hippocampales combinées. La durée des anesthésies sera de 30 minutes pour les injections intrathalamiques et intra-striatales ou 55 minutes pour les injections intra-striatales et intra-hippocampales combinées.
Impact sur les animaux
Contention de l’animal suivie d’une injection sous la peau avec une seringue, ce qui entraine un stress léger et une douleur légère de courte durée. Lors du réveil en fin de session de chirurgie, les souris peuvent être désorientées et stressées. L’injection intracérébrale d’un vecteur viral (AAV) peut induire une inflammation.
Devenir
Afin de caractériser l'effet de nos traitements; notamment l'effet biologique, nous devons récupérer en fin d'expérience les cerveaux des animaux traités et non traités. Nous devons pour cela procéder a euthanasie de l’ensemble des animaux du projet. L'étude moléculaire des tissus, est indispensable pour évaluer les effets de correction neurologique mais également la toxicité des traitements testés.
Remplacement
Un modèle d'organoïde humain de cerveau antérieur existe pour le syndrome de l'X fragile et le présent projet comporte d’ailleurs une partie où ce modèle sera utilisé en collaboration. Cependant l’utilisation de ce modèle est limité et ne permet pas actuellement d’investiguer les aspects neurologiques complexes (déficience intellectuelle, troubles du comportement) sur lesquelles une action du traitement est recherchée. Le modèle organoïde humain est cependant utilisé en complément du modèle souris pour valider les aspects de correction moléculaire et electrophysiologique dans un modèle humain, permettant ainsi de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés (altérations comportementales du modèle et leur correction par un traitement de thérapie génique aux AAV). Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d'animaux nécessaire en utilisant nos données préliminaires.
Raffinement
Pour chaque procédure chirurgicale, les souris sont maintenues sur des tapis chauffants et les conditions d’anesthésie générale avec analgésique sont réalisées pour une meilleure prise en compte de la douleur. Afin de diminuer l'effort en convalescence, de la nourriture gelifiée est placée dans les cages pendant 48h. Tout au long du déroulement des expériences, une observation quotidienne de l’état clinique des souris utilisées sera assurée pour décider l'arrêt des expériences avec l’utilisation de points limites adaptés, d’un arbre décisionnel et de critères d’arrêt de souffrance.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce s’est oriente vers la souris car c’est le modèle actuellement le mieux validé et le plus robuste pour tester un nouveau traitement visant une correction comportementale. Les animaux, âgés de 5 semaines, seront utilisés pour réaliser la procédure d’injection car ils correspondent au stade enfant/jeune adolescent humain visé par la preuve de concept de ce projet de thérapie génique. Après 4 semaines, correspondant au temps nécessaire à l’action du virus AAV les animaux seront soumis à des batteries de tests comportementaux pendant 2 semaines. Une proportion des animaux (n=10 par cohorte) sera conservée pour surveiller le comportement normal des animaux 2 mois après le début du traitement, pour démontrer l’innocuité du traitement à long terme, puis seront euthanasiés pour réaliser les prélèvements de tissus nécessaires à des analyses moléculaires et cellulaires.
Caractérisation de deux modèles murins porteurs d’une mutation du gène Stac3
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Objectifs
Le projet vise à caractériser in vivo les conséquences fonctionnelles et moléculaires d’une mutation associée à une myopathie tubulaire chez l’Homme, à l’aide de modèles murins génétiquement modifiés. À ce jour, aucun modèle animal spécifique de cette maladie n’existe, ce qui limite la compréhension des mécanismes physiopathologiques et le développement de thérapies ciblées. Cette myopathie est caractérisée, chez l’Homme, par une faiblesse musculaire progressive, une fatigue importante, une difficulté à marcher, une instabilité posturale et, dans les formes plus sévères, une atteinte respiratoire et une limitation majeure des activités de la vie quotidienne, rendant la maladie fortement invalidante. Trois modèles murins sont utilisés dans cette étude. Le premier reproduit fidèlement la mutation génétique la plus fréquemment observée chez les patients, ce qui lui confère une forte pertinence translationnelle. Le deuxième est un modèle dans lequel le gène est modifié soit dans l'ensemble de l'organisme, soit exclusivement dans le muscle, permettant de comparer les effets selon l'étendue de la modification. Le troisième est un modèle inductible dans le muscle squelettique, dans lequel la modification génétique est activée de manière ciblée à 4 semaines d'âge, afin d'évaluer les conséquences d'une perte complète de la fonction du gène sur la fonction musculaire. Les données obtenues devraient contribuer à mieux comprendre les mécanismes moléculaires de cette myopathie et à identifier des biomarqueurs fonctionnels et histologiques utiles pour le développement de stratégies thérapeutiques. Ce modèle animal unique, qui reproduit la forme génétique humaine la plus fréquemment observée, constituerait ainsi un outil essentiel pour la recherche translationnelle et l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies.
Bénéfices attendus
Ce projet devrait permettre de mieux comprendre la physiopathologie de la myopathie tubulaire associée à cette mutation, en identifiant les mécanismes moléculaires et fonctionnels qui sous‑tendent la faiblesse musculaire et l’invalidité. Il conduira à la mise au point d’un premier modèle animal pertinent de cette maladie, reproduisant la forme génétique humaine la plus fréquemment observée et comblant un vide majeur dans la recherche préclinique sur cette pathologie rare. Ce modèle servira également à identifier des biomarqueurs fonctionnels et histologiques utiles pour suivre l’évolution de la maladie et évaluer l’efficacité de traitements potentiels. Il permettra de valider ou d’invalider des cibles thérapeutiques et de tester des approches pharmacologiques ou géniques dans un contexte proche de la situation humaine, avant tout essai clinique. À terme, ce travail ouvrira la voie à de futures stratégies thérapeutiques capables de ralentir la progression de la maladie, d’améliorer la force musculaire et la qualité de vie des patients, et de réduire l’invalidité liée à cette myopathie. Enfin, les connaissances acquises pourront également enrichir la compréhension des myopathies tubulaires et des troubles de la signalisation calcique musculaire, avec un impact potentiel sur d’autres pathologies musculaires rares partageant des mécanismes communs.
Procédures
Le phénotypage comportemental est réalisé chez l'animal vigile, sans anesthésie. L'enregistrement de l'activité locomotrice spontanée est effectué pendant un maximum de 22 h, période au cours de laquelle les animaux sont hébergés individuellement sans isolement sensoriel (ni olfactif ni auditif), toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines. Les tests de coordination motrice (durée maximale de 4 minutes par essai) et d'endurance (durée maximale de 2 minutes par essai) sont réalisés toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines. Les tests de force musculaire sont réalisés toutes les semaines à partir de 4 semaines, avec une durée maximale de 1 minute par essai. Ces tests sont répétés jusqu'à 16 semaines maximum. Les mesures de force musculaire in vivo consistent en l'enregistrement de la production de force des muscles antérieurs sous anesthésie profonde par inhalation d'un mélange gazeux continu. Chaque séance dure au maximum 15 minutes et est réalisée toutes les 2 semaines à partir de 5 semaines, jusqu'à 16 semaines maximum. Les mesures de force musculaire in situ impliquent une intervention chirurgicale mineure sous anesthésie générale profonde associée à une analgésie, dont l'administration ne dépasse pas 5 secondes. Chaque séance dure au maximum une heure et est réalisée une seule fois par animal, sans réveil, en fin de procédure (8 ou 16 semaines). L'induction génétique consiste en l'administration d'un agent inducteur, une fois par jour pendant 5 jours consécutifs, chez des souris âgées de 4 semaines, avec une durée de manipulation d'environ une minute par jour. Ces interventions sont conçues pour être aussi brèves et peu répétées que possible, tout en permettant la collecte des données nécessaires à la caractérisation complète du phénotype musculaire et à l'analyse moléculaire et histologique.
Impact sur les animaux
Les effets prévus sur les animaux dans le cadre de ce projet sont principalement liés aux manipulations expérimentales, à l'induction génétique et au phénotypage musculaire, et restent compatibles avec un niveau de souffrance modéré contrôlé. D'une part, les souris porteuses de la mutation ciblée développeront une faiblesse musculaire progressive, une fatigue accrue et une diminution de la force de préhension et de la performance locomotrice, en lien avec la myopathie tubulaire modélisée. D'autre part, dans les cas les plus sévères, des défauts de couplage excitation-contraction avec paralysie et difficultés respiratoires pourraient apparaître. Les risques de mortalité sont potentiellement élevés, justifiant les stratégies alternatives et un suivi clinique strict. Ces signes se traduiront par une mobilité réduite, une difficulté à marcher ou à maintenir l'équilibre lors des tests de coordination motrice et d'endurance, ainsi que par une perte de masse musculaire progressive chez les animaux les plus sévèrement atteints. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur non invasif induiront un stress temporaire lié à la manipulation et au changement d'environnement, mais sans douleur ni lésion tissulaire. L'activité locomotrice spontanée de l'animal sera mesurée, ce qui impliquera un hébergement individuel pendant une durée maximale de 22 heures, sans isolement sensoriel (maintien du contact olfactif et auditif avec les congénères), afin de limiter au maximum le stress lié à la solitude. L'induction génétique à 4 semaines, ainsi que les procédures d'anesthésie générale à 8 ou 16 semaines, s'accompagneront d'un stress lié à la contention de l'animal (d'une durée de 15 secondes maximum) et au point de ponction, mais ces procédures seront réalisées de manière rapide et standardisée, avec une manipulation douce et une formation du personnel visant à minimiser l'anxiété. Des effets indésirables transitoires tels qu'une baisse d'appétit, une léthargie ou des troubles digestifs mineurs peuvent survenir après l'induction génétique
Devenir
Le sort prévu pour tous les animaux, consiste en leur mise à mort pour la collecte de tissus. La collecte terminale de muscles et d’organes est nécessaire pour corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires/histologiques. Les prélèvements sont réalisés après la mise à mort, ce qui évite toute douleur supplémentaire.
Remplacement
Aucun modèle non animal ne permet actuellement de reproduire de manière satisfaisante la physiopathologie d’une myopathie tubulaire liée à cette mutation, ni de rendre compte de la complexité de la fonction musculaire in vivo, de la locomotion, de la fatigue et des interactions tissulaires. Les modèles cellulaires (cultures de myoblastes, lignées musculaires) ou les approches in silico ne permettent pas d’étudier l’ensemble du phénotype fonctionnel, ni la dynamique de la maladie au cours du temps dans un organisme entier. L’utilisation de souris génétiquement modifiées reste donc indispensable pour comprendre les mécanismes moléculaires de la pathologie, valider la pertinence de cibles thérapeutiques et tester des approches précliniques. Le modèle animal développé reproduit génétiquement la forme humaine de la maladie la plus fréquemment observée, ce qui renforce sa pertinence translationnelle et limite, à l’avenir, le recours à d’autres modèles animaux moins ciblés ou moins représentatifs. En ce sens, le choix de ce modèle murin répond à une nécessité scientifique forte et constitue une application rigoureuse de la règle de remplacement, dans la mesure où aucun système non animal ne peut aujourd’hui remplacer l’animal dans ce contexte spécifique.
Réduction
Le plan expérimental repose sur une répartition optimisée des lots (un lot par stratégie de recombinaison) avec un effectif par génotype (contrôles, hétérozygotes, homozygotes) calculé pour détecter des différences biologiquement significatives dans la force musculaire, la locomotion et la morphologie, sans surdimensionnement inutile. Les procédures de phénotypage non invasif et les mesures de force musculaire in vivo et in situ sont regroupées autant que possible sur les mêmes animaux, afin d'obtenir un maximum d'informations fonctionnelles par individu. Les prélèvements terminaux de muscles et d'organes sont réalisés sur chaque animal à la fin de la période de traitement ou de survie, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Enfin, le recours à un modèle animal unique, reproduisant génétiquement la forme humaine la plus fréquemment observée, évite le développement de plusieurs modèles redondants. Cette approche limite, à l'avenir, le besoin d'animaux supplémentaires pour des études précliniques ultérieures.
Raffinement
Le bien être des nouveaux nés est surveillé quotidiennement par observation clinique (état général, activité, présence d'une poche de lait, interaction avec la mère et les congénères) et par pesée régulière afin de détecter précocement tout signe de détresse, de retard de croissance ou de souffrance. Au sevrage vers 4 semaines, les animaux sont pesés 2 à 3 fois par semaine afin de surveiller leur état général ; en cas de perte de poids, la pesée est effectuée quotidiennement pour suivre l'évolution et adapter rapidement la prise en charge. En cas de difficultés de locomotion ou de prise alimentaire, de la nourriture en gel est ajoutée dans les cages pour faciliter l'accès à la nourriture et prévenir la dénutrition. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur sont non invasives et réalisées chez l'animal vigile, avec une durée de test strictement limitée et une fréquence régulée pour éviter la fatigue et le stress cumulatif. Les mesures de force musculaire in vivo et in situ sont réalisées sous anesthésie générale profonde et anti douleur, avec une durée d'anesthésie minimale, une surveillance respiratoire continue et un maintien de la température corporelle afin de préserver le bien être de l'animal. Les injections sont réalisées avec une contention douce et une manipulation rapide. L'isolement des animaux pour la mesure de l'activité locomotrice spontanée est limité à 22 heures maximum et réalisé sans isolement sensoriel (contact olfactif et auditif maintenu avec les congénères). Enfin, la mise à mort en fin de procédure, suivie de prélèvements terminaux, évite la poursuite de l'expérience au delà d'un stade où la progression de la myopathie pourrait entraîner une détérioration importante de l'état des animaux.
Choix des espèces
Ce projet vise à mieux comprendre une maladie musculaire héréditaire en utilisant des souris comme modèle. Les souris sont choisies car elles permettent de reproduire de façon fiable les anomalies musculaires observées chez l’homme, notamment la forme génétique la plus fréquente de cette maladie, tout en offrant un contrôle génétique précis grâce à des outils modernes de modification du génome. Ce modèle pourrait également servir de base pour évaluer de futures approches thérapeutiques visant à corriger ou atténuer les effets de cette maladie. Les souris seront utilisées uniquement après le sevrage, à partir de 4 semaines d’âge, puis suivies jusqu’à 16 semaines. Ces stades correspondent à des animaux jeunes puis adultes, ce qui permet d’étudier à la fois l’apparition et l’évolution de la maladie dans le temps. Des tests fonctionnels, des analyses musculaires et des examens histologiques seront réalisés pour caractériser précisément les effets de la mutation étudiée sur la force et la structure des muscles.
Evaluation des interventions thérapeutiques sur la dynamique de développement oculaire.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 240
Lapins : 200
Objectifs
Le développement de l’œil durant l’enfance et l’adolescence constitue un processus dynamique et particulièrement sensible aux influences environnementales, génétiques et biologiques. Au cours des premières années de vie, la croissance oculaire est marquée par une série d’étapes critiques conduisant à la maturation des structures anatomiques essentielles – cornée, cristallin, rétine, sclère – ainsi qu’à l’établissement des fonctions visuelles fondamentales telles que l’acuité, la coordination binoculaire et l’amétropie. Cette période de plasticité accrue rend l’œil des jeunes particulièrement réactif aux facteurs externes, notamment aux traitements pharmacologiques, interventions optiques ou approches thérapeutiques émergentes. Dans un contexte où la prévalence des troubles de la vision, en particulier la myopie, connaît une augmentation importante à l’échelle mondiale, l’intérêt pour des stratégies de prévention ou de modulation de la croissance oculaire s’est intensifié. Plusieurs traitements existent déjà pour influencer cette croissance — comme les collyres à faible dose d’atropine, les lentilles défocalisantes ou certaines approches comportementales. Parallèlement, le développement de nouveaux agents thérapeutiques, fondés sur des mécanismes cellulaires, moléculaires ou biomécaniques, ouvre des perspectives prometteuses mais encore insuffisamment comprises. Étudier les effets de traitements actuels ou innovants sur l’œil en développement constitue donc un enjeu scientifique majeur. Une telle recherche permettrait de mieux comprendre comment ces traitements modulent la physiologie oculaire (croissance axiale, remodelage scléral, réponses rétiniennes) tout en garantissant leur innocuité à long terme. Elle contribuerait également à éclairer les mécanismes fondamentaux qui sous‑tendent la croissance oculaire, améliorant ainsi la prise en charge des jeunes patients et orientant le développement de futures interventions thérapeutiques plus ciblées et plus sûres.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est d’évaluer avec précision l’impact de nouvelles approches thérapeutiques sur la croissance de l’œil en développement. Durant l’enfance et l’adolescence, les structures oculaires – notamment la sclère, la choroïde et la rétine – subissent des processus de maturation complexes qui peuvent être influencés par l’administration de traitements. Il est donc essentiel de caractériser de manière rigoureuse les effets potentiels, bénéfiques ou indésirables, d’un produit administré par voie oculaire ou systémique au cours de cette période sensible. Le projet permettra d’examiner finement les modifications structurelles et fonctionnelles susceptibles d’apparaître après exposition au traitement. Les paramètres d’intérêt pourront inclure : des variations de la croissance axiale du globe oculaire, des modifications du remodelage scléral ou de l’épaisseur cornéenne, des altérations des couches rétiniennes ou choroïdiennes, des perturbations éventuelles des voies de signalisation impliquées dans la régulation de la croissance oculaire. L’évaluation s’appuiera sur des examens ophtalmologiques in vivo reconnus pour leur fiabilité et leur caractère non invasif, tels que : l’examen à la lampe à fente, la rétinographie, la pachymétrie, l’électrorétinographie (ERG), et, si nécessaire, des examens complémentaires comme la biométrie axiale ou l’OCT. Ces techniques permettront de suivre avec précision l’évolution des structures oculaires ainsi que la fonction visuelle, et de détecter à la fois les effets recherchés et d’éventuels effets indésirables induits par le traitement. Ces travaux contribueront à identifier les stratégies thérapeutiques les plus sûres et les plus efficaces pour intervenir sur un œil en croissance, tout en approfondissant la compréhension des mécanismes biologiques impliqués. Ils permettront également d’optimiser les modalités d’administration du produit et d’assurer que son utilisation future s’inscrive dans une démarche rigoureuse, conforme aux exigences scientifiques et éthiques.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis à différentes interventions réparties sur une période allant de 1 à 12 mois, selon les objectifs et la réponse au traitement évalué. Ces interventions comprennent : 1. L’administrations du produit : Elles pourront être réalisées par instillation (1 à 6 fois/jour), nécessitant seulement une contention et durant quelques secondes ; par injection intra ou péri oculaire, généralement hebdomadaire mais pouvant aller jusqu’à une fréquence tous les deux jours si nécessaire ; par injection systémique, quotidienne ou espacée, durant 1 à 2 minutes. Les injections seront effectuées sous anesthésie locale et/ou générale légère afin d’immobiliser l’animal et d’éviter toute douleur. 2. Les examens ophtalmologiques : Les animaux feront l’objet d’un suivi in vivo comprenant : Lampe à fente (en baseline puis régulièrement, durée < 5 min), la biométrie axiale pour la mesure de la longueur du globe, l’OCT pour l’analyse de l’épaisseur et de l’organisation rétino choroïdienne, la rétinographie, l’ERG pour l’évaluation de la fonction rétinienne, la pachymétrie pour mesure de l’épaisseur cornéenne, la tonométrie si nécessaire pour mesurer la pression intraoculaire. Ces examens qui durent en moyenne 10-15min seront effectués une fois par semaine le premier mois, et regroupés autant que possible sous une seule anesthésie. Ils seront mensuel par la suite. Si plusieurs séances sont nécessaires, un intervalle de 1 à 2 jours sera respecté pour le bien être de l’animal. 3. Suivi et conditions d’examen : Les procédures nécessitant une immobilité stricte (biométrie, OCT, ERG…) seront réalisées sous anesthésie générale légère. Pendant la manipulation les yeux seront régulièrement humidifiés pour éviter le dessèchement cornéen et les animaux seront maintenus sur un support chauffant pour prévenir l’hypothermie. Après chaque intervention, les animaux seront replacés rapidement dans leur cage pour limiter le stress. Les conditions d’hébergement seront adaptées à chaque espèce, avec des enrichissements favorisant le bien être (abris, matériaux à ronger, plateformes…). 4. Les prélèvements sanguins: Ils pourront être effectués en général une fois par semaine, sous contention ou anesthésie selon l’espèce et la technique, et dureront 1 à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Dans le cadre des procédures prévues dans ce projet – incluant l’administration du produit par voies oculaires ou systémiques, les anesthésies répétées nécessaires aux gestes techniques et les évaluations in vivo de la structure et du fonctionnement oculaires – plusieurs nuisances ou effets indésirables potentiels peuvent être attendus. Bien que ces procédures soient globalement peu invasives et généralement bien tolérées, certains points doivent être anticipés. 1. Effets indésirables liés aux anesthésies légères. Les anesthésies utilisées pour l’administration du produit ou les examens ophtalmologiques (ERG, rétinographie, OCT, etc.) peuvent provoquer des effets transitoires tels qu’une hypothermie per- et post‑anesthésique, compensée par un tapis chauffant, une sécheresse cornéenne due à la diminution du clignement, ou une brève désorientation au réveil. Ces effets sont réversibles et bien contrôlés par les mesures habituelles. 2. Effets indésirables liés aux administrations oculaires. Les instillations ou injections péri‑ ou intra‑oculaires peuvent entraîner une irritation conjonctivale légère, une augmentation temporaire des sécrétions oculaires, une sensation de gêne ou un comportement de frottement, surtout en début d’intervention, ainsi qu’un faible risque d’inflammation locale, en général transitoire. Ces manifestations sont attendues, modérées et diminuent rapidement. 3. Effets indésirables liés aux examens répétés. La répétition des examens ophtalmologiques in vivo peut induire un stress léger et transitoire lié aux manipulations, ainsi qu’un risque mineur d’irritation locale, notamment en cas d’utilisation répétée de collyres. 4. Effets potentiels liés au traitement étudié. Selon la nature du produit administré, des effets spécifiques peuvent apparaître, tels que des modifications temporaires de la surface oculaire, des variations des paramètres anatomiques (comme l’épaisseur cornéenne ou le volume choroïdien) ou encore des altérations fonctionnelles détectées par ERG. Ces éléments feront l’objet d’un suivi régulier afin d’évaluer leur intensité, leur évolution et leur réversibilité. Globalement, les nuisances attendues sont modérées, transitoires et réversibles, et feront l’objet d’une surveillance continue. Des mesures adaptées seront systématiquement mises en place afin de minimiser l’inconfort et garantir le respect des exigences éthiques et réglementaires en vigueur.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, l’ensemble des animaux ayant suivi la totalité du protocole seront euthanasiés de manière éthique et conforme à la réglementation, afin de permettre les analyses ex vivo nécessaires. Ces analyses comprendront notamment : des études histologiques des structures oculaires (rétine, choroïde, sclère), des dosages biochimiques ou moléculaires, ainsi que des évaluations morphologiques complémentaires indispensables à la validation scientifique des résultats. En revanche, les mères et les animaux non inclus dans l’intégralité de la procédure, estimés à environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d’un point limite), pourront être réutilisés dans d’autres protocoles compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement retirés avant l’induction car les examens de baseline peuvent révéler : une anomalie anatomique ou physiologique, un défaut oculaire préexistant, ou un critère rendant l’induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n’auront subi ni induction, ni administration de traitement expérimental. Ils n’auront été exposés qu’à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère (lampe à fente, OCT, biométrie), sans conséquences durables. Dans ces conditions, leur réutilisation éventuelle s’inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une réduction du nombre total d’animaux utilisés tout en garantissant la protection du bien‑être animal et le respect des exigences scientifiques du projet.
Remplacement
L’œil est un organe sensoriel d’une grande complexité, composé de structures anatomiques et physiologiques étroitement interconnectées (cornée, cristallin, rétine, choroïde, sclère, nerf optique). Ces tissus interagissent en permanence avec leur environnement local et systémique, et leur fonctionnement dépend d’équilibres mécaniques, physicochimiques et biologiques essentiels à la régulation de la croissance oculaire. Bien que des approches alternatives telles que les cultures cellulaires, les organoïdes ou les modélisations in silico aient progressé ces dernières années, elles restent insuffisantes pour reproduire l’ensemble des interactions structurelles, fonctionnelles et pharmacocinétiques d’un œil vivant. Ces systèmes ne permettent notamment pas de simuler de manière fiable les modifications tridimensionnelles des tissus oculaires, l’évolution de la croissance axiale, les réponses sclérales, choroïdiennes ou rétiniennes, ni les mécanismes intégrés impliqués dans la régulation du développement du globe oculaire. Dans ce contexte, l’étude in vivo demeure indispensable pour atteindre les objectifs du projet, permettant : D’observer de manière complète et dynamique les processus physiologiques impliqués dans la croissance oculaire, incluant l’allongement axial, le remodelage scléral et les adaptations rétiniennes et choroïdiennes. D’évaluer l’efficacité et la tolérance de traitements administrés par voies oculaires ou systémiques au sein d’un organisme intégrant vascularisation, innervation, contraintes mécaniques et régulations neuro sensorielles. D’étudier les effets potentiels à long terme sur les tissus oculaires – sclère, rétine, choroïde – dans un environnement physiologique complet, ce qui n’est pas réalisable in vitro ou par simulation numérique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été volontairement limité afin de respecter les principes éthiques en expérimentation animale, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour assurer la fiabilité et la robustesse des résultats. Une analyse de puissance sera réalisée avant chaque série expérimentale afin de déterminer l’effectif nécessaire pour détecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de réduire le nombre d’animaux requis sans compromettre la validité scientifique du projet. Dans une démarche active de réduction, plusieurs stratégies complémentaires seront mises en œuvre. L’utilisation de méthodes non invasives de suivi oculaire in vivo (imagerie, biométrie, examens fonctionnels) permettra de réaliser des suivis longitudinaux chez les mêmes individus, évitant ainsi des sacrifices à différents temps d’analyse. Lorsque scientifiquement pertinent, les deux yeux d’un même animal pourront être examinés, l’un recevant le traitement et l’autre servant de contrôle interne, ce qui limite l’augmentation des effectifs. Par ailleurs, l’optimisation et la standardisation des protocoles expérimentaux, incluant les paramètres d’administration du produit, les conditions environnementales et les variables biologiques, contribueront à réduire la variabilité interindividuelle et à renforcer la cohérence des résultats. Enfin, une attention particulière sera portée à la qualité des soins et à la compétence des expérimentateurs afin d’assurer le bien être des animaux tout au long de l’étude.
Raffinement
Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera mis en place afin de détecter précocement tout signe de stress, d’inconfort ou d’effet indésirable lié aux procédures expérimentales. Cette surveillance s’inscrit dans une approche proactive reposant sur des points limites adaptés aux modèles utilisés et aux interventions réalisées, permettant d’identifier rapidement toute altération du bien‑être et de déclencher sans délai des mesures appropriées afin de prévenir toute souffrance. Les animaux seront hébergés dans des conditions conformes à leurs besoins physiologiques et comportementaux, avec un logement en groupe pour les rongeurs dans des cages enrichies. Les rongeurs auront un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture. Chez les lapins juvéniles, une alimentation ad libitum sera maintenue durant la phase de transition (environ dix jours), puis un rationnement adapté sera appliqué selon les recommandations en vigueur. L’environnement sera enrichi (abris ou mezzanine selon l’espèce, matériaux à ronger, supports favorisant l’exploration) afin de préserver un bon équilibre comportemental et psychologique. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie générale, notamment pour l’administration de traitements ou des examens exigeant une immobilité stricte ; une anesthésie locale pourra y être associée si pertinent. Une analgésie pré‑opératoire sera mise en œuvre dans une logique préventive, et une antibioprophylaxie locale pourra être ajoutée en fonction du risque infectieux. Le suivi reposera principalement sur des techniques non invasives permettant une évaluation répétée de la structure et de la fonction oculaires. Lorsque nécessaire, une anesthésie légère et brève sera utilisée. Après chaque anesthésie, les animaux seront maintenus sur un support chauffant avec hydratation oculaire jusqu’au réveil, puis replacés dans leur environnement habituel afin de limiter le stress. Le projet s’inscrit dans une démarche de raffinement continu, intégrant l’ajustement des pratiques sur la base des observations cliniques et comportementales et l’application de seuils d’intervention adaptés. Il a été validé par un comité d’éthique et sera suivi par la structure dédiée au bien‑être animal, garantissant la conformité réglementaire et la pertinence des mesures mises en œuvre.
Choix des espèces
Ces espèces offrent une grande flexibilité pour les suivis longitudinaux, la biométrie, l’imagerie oculaire et l’analyse fonctionnelle ou moléculaire. Leur physiologie oculaire connue contribue à la reproductibilité des observations et à la comparabilité des données avec d’autres études précliniques. Le choix du rat, de la souris et du lapin s’inscrit dans une démarche scientifique et éthique visant à maximiser la pertinence biologique tout en respectant les principes de réduction du nombre d’animaux. Leur complémentarité permet d’aborder la croissance oculaire à différentes échelles anatomiques. Les animaux seront inclus à un stade juvénile (période s'étendant à quelques jours pour les rongeurs à quelques semaines pour les lapins) correspondant à une période de croissance oculaire active, durant laquelle les tissus comme la rétine, la choroïde et la sclère présentent une plasticité élevée tout en étant suffisamment matures pour répondre aux manipulations expérimentales. Cette phase est essentielle pour étudier l’évolution de la croissance axiale et les effets d’un traitement administré par voie oculaire ou systémique chez des rats, des souris et des lapins. À ce stade, la présence de la mère reste indispensable pour les rongeurs. Les animaux pourront ainsi être reçus avec leur mère, ou issus de femelles gestantes dont la mise bas aura lieu directement dans l’établissement. Lorsque les petits seront suffisamment autonomes, les mères seront progressivement séparées et pourront être réutilisées dans un autre projet si leur état le permet. Pour les lapins, la période d'intérêt étant plus importante, la présence de la mère ne sera pas nécessaire.
Mise en place d’une méthode alternative pour le suivi longitudinal du passage d’anticorps dans le cerveau, visant à réduire l’utilisation de souris
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Oncologie
- Système nerveux
Objectifs
Dans cette étude pilote, nous voulons savoir si les anticorps que nous développons peuvent atteindre leur cible dans le cerveau chez la souris. L’objectif est de mettre en place une méthode alternative qui permet de suivre en temps réel le passage de ces anticorps grâce à une puce mesurant la température sur plusieurs heures, sans devoir sacrifier des animaux à chaque mesure. Cette étude permettra de tester si la technique fonctionne, quel anticorps est le plus efficace, quelle dose utiliser et quelle voie d’administration est la meilleure.
Bénéfices attendus
Le bénéfice de cette étude pilote est de mettre en place une nouvelle méthode qui réduit le nombre d’animaux utilisés tout en permettant de mesurer plus efficacement si les anticorps atteignent le cerveau. Cette étude servira de base pour un projet plus large visant à montrer les effets bénéfiques de ces anticorps sur les troubles du spectre autistique et la maladie d’Alzheimer.
Procédures
Les souris seront soumises à une procédure chirurgicale (une fois, 15 minutes par animal) et effectueront des tests de comportement (100 minutes par animal) pour mesurer leur activité locomotrice. Une administration (1 min) sera réalisée. Les animaux recevront une dose d’antalgiques et d’anesthésiques (1 min) avant leur mise à mort.
Impact sur les animaux
La contention, l’injection des anticorps et le test de comportement peuvent entraîner un léger stress pour l’animal. Les souris seront soumises à des procédures chirurgicales pouvant entraîner une diminution transitoire de leur bien-être et, très rarement, des infections.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés et les organes prélevés pour l’étude directement (ovaires) mais aussi pour des études ultérieures (cerveau).
Remplacement
Les anticorps sont d’abord développés et testés sur des cellules en laboratoire. Seuls les 5 plus prometteurs seront évalués dans cette étude pilote chez la souris. Il n’existe pas de méthode alternative pour mettre en place cette technique, car elle nécessite un organisme vivant entier, depuis l’injection des anticorps jusqu’à l’observation de leurs effets sur la température, afin de démontrer leur passage dans le cerveau.
Réduction
Cette étude pilote consiste justement à mettre en place une méthode alternative pour réduire le nombre d’animaux utilisés (jusqu’à 80 %) par rapport aux méthodes classiques. Nous avons optimisé le nombre d’animaux pour obtenir des résultats pertinents, reproductibles et statistiquement valides.
Raffinement
L’environnement des souris est enrichi et renouvelé régulièrement pour optimiser le maintien de leur chaleur corporelle et de leur bien-être. Les injections et les tests de comportement seront réalisés dans une pièce calme et faiblement éclairée, et seront les plus brefs possibles afin de minimiser l’inconfort et l’anxiété des animaux. De plus, les animaux seront habitués à cette pièce et au contact des expérimentateurs, notamment afin de vérifier leur état de santé. Les souris soumises aux procédures chirurgicales seront traitées avec des antidouleurs jusqu’à leur rétablissement pour limiter leur douleur et, comme pour tout changement chez un animal, feront l’objet d’une surveillance renforcée. Des points limites adaptés à chaque procédure ont été mis en place et seront appliqués.
Choix des espèces
Les souris sont de petits animaux sociaux, et dont les comportements sont proches de ceux de l’homme. Notre but est d’étudier les effets bénéfiques des anticorps dans les modèles de souris des troubles autistiques et la maladie d’Alzheimer, qui impactent fortement la qualité de vie chez l’homme. À l’heure actuelle, les quantités d’anticorps produites dans notre laboratoire sont compatibles avec une utilisation chez la souris adulte âgée de 2 mois, ayant un cerveau mature.
Organisation spatiale d’une protéine impliquée dans le glioblastome et effet de son inhibition sur l’immunité cérébrale
- Recherche appliquée
- Cancers
Objectifs
Les chercheurs ont identifié une protéine qui joue un rôle important dans le développement et la résistance du glioblastome, un cancer du cerveau particulièrement agressif. Cette étude vise à comprendre où et comment cette protéine agit dans la tumeur, afin de mieux expliquer l’apparition de la maladie. Elle permettra également d’évaluer l’efficacité d’un traitement innovant, basé sur un anticorps ciblant cette protéine, utilisé seul ou en association avec une immunothérapie, et d’en mesurer l’impact sur les défenses immunitaires du cerveau.
Bénéfices attendus
Le cancer du cerveau étudié dans cette étude est l’une des plus fréquentes tumeur originaire du cerveau, et en dépit des efforts de la recherche, cette pathologie reste incurable. Les traitements actuels sont très délétères et la survie des patients après diagnostic est de 12-18 mois. Cette étude évaluerait l’efficacité d’un nouveau traitement.
Procédures
Les souris subiront différentes manipulations chaque semaine pour des pesées (3x/semaine
Impact sur les animaux
Toutes les manipulations (pesées, traitements) peuvent entrainer du stress durant le temps des contentions ainsi que pour l'anesthésie (endormissement et réveil) lors de la chirurgie et des imageries. Les nuisances liées à une procédure chirurgicale (douleurs au niveau de la plaie, céphalées).
Devenir
Tous les animaux porteurs de tumeurs seront mis à mort en fin de procédure expérimentale selon les critères décrits dans le projet afin de pouvoir récolter différents organes et/ou les tumeurs pour des analyses biologiques. Les animaux non porteurs ne pourront pas être réutilisés et devront également être mis à mort afin d'éviter un développement de tumeurs de manière tardive.
Remplacement
La protéine d’intérêt étudiée est impliquée dans plusieurs mécanismes associés aux tumeurs qui nécessitent donc la présence de multiples populations cellulaires en interactions complexes. Les cancers du cerveau se caractérisent par la diversité des cellules qui les composent ainsi que toutes les interactions entre elles = microenvironnement tumoral. Ces éléments sont nécessaires à la compréhension de l’impact de notre protéine d’intérêt. D’après les publications scientifiques, cette diversité n’est pas retrouvée dans les cultures cellulaires (qui contiennent en général un nombre très limité de types cellulaire différents) mais uniquement dans les tumeurs chez la souris où l’on retrouve un microenvironnement tumoral complet avec tous les types cellulaires comme les cellules cancéreuses, les cellules immunitaires, les cellules des tissus touchés par ce type de cancer. Les tests précliniques sont aussi indispensables pour valider la capacité d’un nouvel outil thérapeutique à atteindre la tumeur au niveau du cerveau (organe protégé par une multitude de barrières physiologiques), et vérifier son efficacité seul ou en combinaison avec des traitements anti-cancéreux existant comme l’immunothérapie pour élaborer de nouvelles stratégies de traitement.
Réduction
Le nombre de groupe et l’effectif de chaque groupe d’animaux a été réduit au maximum en se basant sur la littérature et l’utilisation de tests statistiques, notamment pour caractériser l’expression spatiale de la protéine d’intérêt au niveau du cerveau des souris.
Raffinement
Les souris ont une période d’habituation aux expérimentateurs qui vont suivre le protocole. Les souris seront élevées et hébergées par groupes, avec un milieu enrichi pour améliorer leur bien-être (maison en carton, coton). Tout au long de notre expérience, le suivi rigoureux des animaux (pesées, suivi de la croissance tumorale etc.) plusieurs fois par semaine permettra la recherche de tout signe de souffrance. Des points limites adaptés sont mis en place au-delà desquels, si aucun moyen de correction de la douleur n’a été efficace, les souris sont mises à mort. L’implantation intracrânienne, les injections et le suivi de croissance tumorale sont réalisés par du personnel qualifié afin de réduire au maximum le temps de manipulation et le stress des animaux avec au besoin anesthésie et antidouleurs adaptés.
Choix des espèces
La souris sera le modèle dans ce protocole, nous utiliserons des mâles et femelles à 8 semaines pour induire la formation de tumeurs d’une manière proche à ce type de tumeurs chez l’Homme, puis nous suivrons cet avancement chez les mêmes individus. La souris est utilisée car elle permet de maintenir la diversité cellulaire dans les tumeurs qui est nécessaire à l’étude de notre protéine d’intérêt. De plus cette protéine n'est pas exprimée dans toutes les espèces mais on retrouve une forte ressemblance entre la forme humaine et murine, justifiant encore l'usage des souris. En dernier lieu, le modèle murin est compatible avec une étude en laboratoire en raison de sa petite taille, de sa manipulation aisée et des nombreux outils destinés à l'analyse des tumeurs qui n'existent pas tous pour d'autres espèces que l'homme et la souris.
Etude des principales protéinopathies chez le primate non-humain par comportement et imagerie
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Objectifs
Les maladies neurodégénératives comme la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer ou la paralysie supranucléaire progressive se caractérisent par l’accumulation progressive d’agrégats protéiques spécifiques dans le cerveau. Avec l’évolution de la maladie et le vieillissement cellulaire, ces agrégats deviennent toxiques, entraînant la mort des neurones et l’apparition de symptômes moteurs et cognitifs. Il est donc essentiel de comprendre le rôle de ces agrégats dans le développement des déficits, d’évaluer leur impact fonctionnel et d’explorer des stratégies thérapeutiques visant à favoriser leur élimination, telles que les immunothérapies. Les modèles animaux classiques, notamment les rongeurs, permettent de reproduire certaines lésions mais ne reflètent pas pleinement les symptômes, en particulier cognitifs. Cette limite pourrait s’expliquer par les différences anatomiques entre le cerveau humain et celui des rongeurs. Ainsi, l’utilisation d’un modèle animal phylogénétiquement proche de l’Homme apparaît indispensable pour étudier les conséquences fonctionnelles de l’accumulation de protéines pathologiques. Des travaux récents montrant le caractère « infectieux » de certaines protéines ont ouvert la voie au développement de modèles chez le primate non humain. Ces modèles animaux permettent de reproduire les mécanismes d’agrégation protéique et d’induire des troubles moteurs et cognitifs similaires à ceux observés chez les patients même à des stades précoces de la maladie. Ils offrent également la possibilité d’un suivi longitudinal (au cours du temps) des lésions et du comportement grâce à des techniques d’imagerie non invasives directement applicables à l’Homme telles que l’IRM, les examens ophtalmologiques et la tomographie par émission de positons (TEP). L’objectif du projet est double: développer des modèles de maladies neurodégénératives chez le primate non humain par différentes approches (surexpression de protéines pathologiques humaines ou de protéines de synthèse), et suivre in vivo l’évolution des agrégats protéiques en lien avec l’apparition et la progression des déficits moteurs et cognitifs.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre de développer de nouveaux modèles animaux plus robustes et pertinents d’un point de vue biologique des principales maladies neurodégénératives, telles que la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer ou la Paralysie Supranucléaire Progressive. L’utilisation de méthodes non-invasives similaires à celles utilisées dans les hôpitaux va permettre une meilleure application à l’Homme. Sur le long terme, ces nouveaux modèles animaux permettront de valider des thérapies innovantes ou des biomarqueurs diagnostiques ciblant ces maladies neurodégénératives.
Procédures
Les animaux seront anesthésiés pour inoculer des protéines mutées synthétisées in silico ou isolées et amplifiées à partir de cerveaux de patient. . Un maximum de deux chirurgies de 4h maximum espacées de 6 mois sont prévues. Les animaux seront ensuite réévalués à 6 mois et 12 mois post injection. Les animaux seront évalues de la façon suivante à 3 temps espacés de 6 mois : - Comportement moteur spontané sans restriction alimentaire ou hydrique (1h/j/4j à 4 temps différents maximum). - Comportement cognitif sur écran tactile avec renforcement positif et sans restriction alimentaire ou hydrique (1h/j/4j à 4 temps différents maximum). - Imagerie IRM sous anesthésie générale pendant 1 à 3 heures maximum par session avec un minimum de 1 session et un maximum de 3 sessions espacées d’au moins une semaine par temps et un maximum de 4 temps. - Imagerie TEP sous anesthésie générale durant 2 à 4 heures maximum par session avec un maximum de 3 sessions espacées d’une ou deux semaines (voir renouvelée une fois à 6 mois) en fonction de la nécessité de réaliser des prélèvements sanguins (tous les traceurs TEP ne demande pas des prélèvements de sang pour l’interprétation des résultats). Un maximum de 3 temps 12 mois. - Imagerie ophtalmique sous anesthésie générale durant 1 à 3 heures maximum par session avec un maximum de 3 sessions espacées d’au moins une semaine et un maximum de 3 temps sur 12 mois. - Un prélèvement sanguin et de LCR sous anesthésie (15min).. Ces prélèvements sont couplés à l’un des examens d’imagerie pour réduire le nombre total d’anesthésies.
Impact sur les animaux
L’administration de vecteurs viraux ou des protéines entraine une douleur locale, de courte durée et légère. La délivrance de ces composés dans le cerveau entraine une douleur locale due à l’ouverture de la peau et la rétraction du muscle. Les anesthésies, qu’elles soient de courte durée ou plus longues, génèrent un risque d’hypothermie (stress thermique) si la température n’est pas contrôlée. De plus, la mise à jeun la nuit qui précède l’anesthésie et la manipulation des primates avant anesthésie pourraient induire un stress jusqu’à leur réveil, nourrissage et remise en groupe social. Les anesthésies de longue durée nécessitent la pose d’un cathéter veineux pour maintenir une anesthésie en continue et une intubation ce qui entraine une douleur locale, légère, et de courte durée. Pour les chirurgies et les examens d’imagerie, la nécessité d’immobilisation peut entrainer une nuisance locale transitoire au niveau du canal auditif jusqu’au retrait du cadre. Le maintien de l’œil ouvert lors des examens ophtalmologiques peut entrainer une douleur locale transitoire. Les anesthésies répétées peuvent induire une perte de poids, raison pour laquelle un suivi du poids sera réalisé tous les mois pendant toute la durée de l’expérience.
Devenir
Tous les animaux du projet seront euthanasiés à la fin du projet afin de pouvoir prélever leurs cerveaux. Des analyses histopathologiques et biochimiques seront réalisées afin de caractériser l'expression des protéines aberrantes dans les différentes régions du cerveau, ainsi que l’inflammation, afin de valider les résultats obtenus in vivo.
Remplacement
Pour ce projet, le recours à l’animal est nécessaire, car aucun milieu de culture, organoïdes ou système synthétique, ne permet aujourd’hui de reproduire la complexité architecturale et fonctionnelle du système nerveux au point de prédire la cinétique d'accumulation des protéines anormales et leur impact fonctionnel. Par ailleurs, la réaction du système immunitaire suite à la surexpression d’une protéine doit aussi être évaluée dans un modèle animal proche de l’Homme pour augmenter sa valeur prédictive en termes de sureté et absence d’effets adverses.
Réduction
Une veille de la littérature est faite pour éviter de refaire des expériences déjà publiées. Le nombre d’animaux prévu dans ce projet a été réduit au minimum afin de pouvoir exploiter correctement les résultats. Un calcul statistique de puissance a été réalisé afin de dimensionner les groupes expérimentaux. De plus, le suivi longitudinal chez le même individu par des méthodes d’évaluation fonctionnelle non-invasives (imagerie et comportement) permet de réduire le nombre d’animaux en évitant l’euthanasie pour une confirmation histologique à différents temps, et sans compromettre la possibilité d’observer un effet pathologique significatif.
Raffinement
Afin de minimiser le stress et l’angoisse des animaux d’élevage importés pour des utilisations scientifiques, les primates seront acclimatés pendant au moins un mois en dehors de la quarantaine et avant la date de début du protocole. Le protocole d’anesthésie pour la réalisation des études comporte des analgésiques pour minimiser l’inconfort. La surveillance rapprochée suite aux anesthésies et plus particulièrement après les chirurgies à l’aide d’une grille d’évaluation péri-opératoire, l’évaluation du comportement moteur tous les 6 mois à l’aide d’une grille adaptée au modèle , le suivi régulier du poids, l’interaction avec la Structure chargée du Bien Être des Animaux (SBEA) et la mise en place de points limites clairs permettent de limiter les nuisances liées aux interventions. De plus, le nombre d’interventions ainsi que leur durée sont réduits au maximum. L’interaction positive au quotidien avec les personnels impliqués dans l’étude constitue aussi une forme d’enrichissement.
Choix des espèces
Le macaque adulte est retenu comme modèle d'étude sur les critères suivants : - il n'est pas possible de reproduire tous les signes pathologiques des maladies neurodégénératives dans les modèles cellulaires/organoïdes ou les modèles rongeurs, et par conséquent, il est difficile de prédire l'effet d'une thérapie chez l'Homme. - il permet d'intégrer des méthodes d'évaluation fonctionnelle, telles que l'imagerie, le comportement et les signes cliniques, qui peuvent être directement extrapolés à l'Homme dans une démarche translationnelle et utilisant des équipements d’imagerie et de tests comportementaux identiques ou similaires à ceux utilisés en clinique. - sa ressemblance anatomique et fonctionnelle du cerveau par rapport à l’Homme. La taille et la structure du cerveau permettent des analyses anatomiques et fonctionnelles strictement comparables à celles réalisées dans les mêmes conditions que chez les patients. Les animaux seront adultes (6 ans ou plus) pour mieux mimer le stade auquel les maladies neurodégénératives donnent lieu à des signes cliniques et pour éviter toute plasticité cérébrale présente chez les jeunes individus.
Role postnatal de Usp28 dans les muscles squelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Objectifs
Les muscles squelettiques nous permettent de bouger, respirer et maintenir notre posture. Ils contiennent des unités contractiles appelées sarcomères, qui génèrent la force nécessaire au mouvement. Lors d’activités normales ou d’exercice, ces sarcomères peuvent être endommagés. En général, le muscle répare rapidement ces micro-lésions pour maintenir sa force. Si ce processus de réparation échoue, cela peut entraîner une faiblesse musculaire, une mobilité réduite et un risque accru de blessures. Nous avons précédemment identifié un gène d’intérêt comme un régulateur potentiel de ce mécanisme de réparation. Les souris dépourvues de ce gène dès la naissance présentent des muscles plus faibles et davantage de dommages après l’exercice, mais nous ne savons pas si cela est dû à des effets développementaux ou à un rôle direct dans la réparation du muscle adulte. Pour répondre à cette question, nous allons supprimer ce gène spécifiquement dans les myofibres adultes en utilisant un vecteur viral inoffensif. Nous évaluerons ensuite la capacité de ces muscles à se réparer après un exercice contrôlé. Cela nous permettra de déterminer si notre gène d’intérêt joue un rôle direct dans la réparation des dommages aux sarcomères.
Bénéfices attendus
Cette étude fournira des informations importantes sur la manière dont les muscles squelettiques adultes maintiennent leur structure et leur fonction sous stress mécanique. En clarifiant le rôle de notre gène d’intérêt dans la réparation des sarcomères, nous visons à identifier les mécanismes moléculaires qui soutiennent l’entretien normal du muscle. À long terme, ces connaissances pourraient informer des stratégies pour améliorer la réparation musculaire chez les personnes souffrant de blessures sportives, de maladies musculaires ou de faiblesse musculaire liée à l’âge. Améliorer la capacité de réparation des muscles pourrait contribuer à une meilleure mobilité, une récupération plus rapide et une qualité de vie améliorée.
Procédures
Injection d’analgésique, d’anesthésique et d'antidote à l'anesthésique: ces injections sont très rapides, elles ne durent que quelques secondes chacune. Injection d’un vecteur viral chez des souris âgées d’au moins 10 semaines : Les injections seront réalisées sous anesthésie générale et analgésie afin de minimiser l’inconfort. L’injection est rapide, elle ne dure pas plus de 30 secondes. Protocole d’exercice excentrique: Le programme d’exercice réalisé par les animaux est un modèle d’activité physique intense. Il s’agit d’une procédure qui induit des lésions musculaires pouvant provoquer un niveau d’inconfort musculaire important passager. Cet exercice est réalisé une seule fois, il comprend 3 jours de 15 à 20 min de course d’habituation sur tapis roulant légèrement incliné suivi d’un jour de course de 60 min maximum comparable à un exercice physique intense. L’animal reçoit des stimulations légères et brèves pour le motiver à courir s’il s’arrête. Si l’animal ne court pas pendant plus de 5 secondes le test est arrêté.
Impact sur les animaux
Les souris déficientes pour le gène d'interêt dans les muscles (mutant injecté avec le vecteur viral) devraient être en bonne santé et ne devraient pas présenter de phénotype visuellement apparent. Toutefois, d’après nos études précédentes, elles peuvent présenter une légère faiblesse musculaire et une susceptibilité accrue aux dommages induits par l’exercice. Néanmoins, ces effets n’entraînent pas de détresse significative ni d’altération des fonctions de base. Les injections intramusculaires de vecteurs viraux seront réalisées sous anesthésie générale et analgésie afin de minimiser l’inconfort et un antidote à l'anesthésique sera administré pour accélerer et améliorer le reveil. Cette procédure peut provoquer une douleur locale légère et transitoire au site d’injection. Le protocole d’exercice excentrique induit des dommages modérés aux sarcomères physiologiques, pouvant entraîner une gêne musculaire temporaire, sans provoquer de détresse durable.
Devenir
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux utilisés, nous collecterons les biopsies musculaires de tous les animaux à la fin de chaque procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Remplacement
Les mécanismes de dommage et de réparation des sarcomères impliquent des forces mécaniques complexes ainsi que des réponses coordonnées des myofibres pleinement développées. Ces processus ne peuvent pas être reproduits in vitro à l’aide de cellules musculaires en culture, qui ne possèdent pas une organisation sarcomérique mature, ni modélisés de manière fiable in silico. Par conséquent, des études in vivo chez la souris adulte sont indispensables pour atteindre les objectifs de recherche de ce projet.
Réduction
L’injection intramusculaire de vecteur viral permet d’induire la délétion génique chez les souris adultes, évitant ainsi la nécessité de croiser des lignées mutantes supplémentaires et réduisant considérablement le nombre total d’animaux utilisés. Les deux membres d’une même souris seront utilisés pour différentes analyses (un muscle pour l’histologie et le controlatéral pour un test biochimique) afin de maximiser les données obtenues à partir de chaque animal. Nous utiliserons des groupes composés de 8 femelles et 8 mâles, ce nombre d’animaux (n = 8) est fondé sur des expériences antérieures ayant démontré une puissance statistique suffisante pour détecter des différences physiologiques dans les processus de lésion et de réparation musculaires. Nous utiliserons 6 groupes de 16 individus (8 mâles et 8 femelles) par groupe soit un total de 96 souris comprenant les animaux contrôles et les expérimentaux (traités avec un vecteur viral vide ou traités avec le vecteur expérimental), 2 points temporelles après exercice ainsi que des animaux sans exercice. Les resultats seront analysés en utilisant les statistiques appropriées.
Raffinement
Les souris sont hébergées dans des conditions réglementaires, conformes à la réglementation en vigueur relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. Les injections intramusculaires seront effectuées sous anesthésie générale et analgésie. La profondeur de l’anesthésie sera contrôlée par l’absence du réflexe en pinçant des orteils. Les souris seront placées sur un tapis chauffant pendant la phase de réveil, et leurs yeux seront protégés à l’aide d’un gel ophtalmique. Un antidote à l'anesthésie sera administré pour accéler et améliorer le reveil. Une surveillance post-injection sera effectuée quotidiennement pendant les 3 premiers jours, puis 2 à 3 fois par semaine par la suite. La surveillance comprend l’observation de l’état de santé général (motricité, apathie, aspect du pelage, aspect physique, vigilance, interaction sociale, toilettage). Le niveau de douleur sera évalué grâce à la fiche d'évaluation de la douleur fournie en annexe. Les manipulations seront réalisées à l’aide de tunnels afin de réduire le stress, et du matériel de nidification sera fourni pour l’enrichissement environnemental. L’exercice excentrique devrait provoquer uniquement un inconfort léger et transitoire. Les souris seront étroitement surveillées après la séance d’exercice pour détecter toute démarche anormale, boiterie ou réduction de l’activité. En cas de douleur de niveau 1 (légère boiterie), d'un anti-inflammatoire sera administré une fois par jour. Pour une douleur de niveau 2 (altération marquée de la mobilité), la dose d'anti-infammatoire sera augmentée. En cas de douleur de niveau 3 ou de détresse sévère, les animaux recevront une injection combinée d'anti-inflammatoire et d'analgésique et si leur état dne s'améliore pas sous 48h, alors ils seront immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
Les souris constituent le modèle le plus approprié pour ce projet. Nos études précédentes sur notre gène d'interêt ont été réalisées chez la souris, fournissant une base de référence bien définie pour l’interprétation des phénotypes. Les outils génétiques utilisés dans cette étude, notamment la lignée mutante d'interêt et les vecteurs viraux utilisés, sont déjà établis et optimisés chez cette espèce. De plus, la physiologie du muscle squelettique de la souris est bien caractérisée et présente de fortes similitudes structurelles et fonctionnelles avec celle du muscle humain, ce qui en fait un modèle largement reconnu pour l’étude de la réparation des sarcomères et de la biologie musculaire. L’utilisation de la souris permet de combiner une manipulation génétique précise avec des analyses physiologiques et éthiquement maîtrisable. Toutes les injections seront effectuées sur des souris mutantes âgées de 10 à 12 semaines, correspondant à l’âge adulte. À ce stade, les muscles squelettiques sont pleinement développés et physiologiquement stables, ce qui permet d’étudier la réparation des sarcomères dans un contexte mature, plutôt que pendant la croissance développementale. L’utilisation d’animaux adultes garantit également une anesthésie sûre et efficace et réduit la variabilité de l’efficacité de la transduction virale, puisque des titres de vecteurs viraux plus faibles sont suffisants à cet âge. De plus, cette tranche d’âge est cohérente avec les études précédentes, permettant une comparaison directe des résultats avec les données de référence existantes.
Test d’efficacité de gélule à base d’oxyde de cuivre pour lutter contre Haemonchus contortus chez l’ovin
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
Objectifs
Actuellement, de nombreux élevages ovins ou caprins laitiers font face à une impasse thérapeutique pendant la lactation liée à la résistance ou la multirésistance de parasites aux médicaments utilisables pendant la lactation. Trouver des alternatives est donc une priorité pour ces élevages, démunis face à ces infestations. Certains travaux ont identifiés l'oxyde de cuivre comme pouvant être une alternative efficace contre un parasite très préocupant en élevage de petits ruminants. Cependant, le manque de données disponibles ne nous permet pas de vulgariser cette pratique. L'objectif est donc d'évaluer le niveau d'efficacité d'administration d'oxyde de cuivre sur une infestation expérimentale d'ovins. Si l'oxyde de cuivre est effectivement efficace, il permettrait une alternative aux traitements usuels permettant ainsi de limiter leur utilisation et donc de retarder d'une part l'apparition de résistance et d'autre part de limiter l'impact environnemental lié à l'utilisation de certains de ces médicaments. Nous vérifierons aussi l'absence d'impact de la supplémentation sur la santé des animaux.
Bénéfices attendus
Si l'administration d'oxyde de cuivre se revèle efficace, cela permettra aux éleveurs de disposer d'une alternative pour le traitement des infestations durant la lactation. Dans le cas contraire, cela permettra d'informer les éleveurs sur les limites de ce complément. En cas d'efficacité, l'utilisation d'oxyde de cuivre pourra limiter l'utilisation de médicaments et donc le rejet de certaines matières actives, néfaste pour la microfaune du sol. De plus, nous profiterons de la présence des animaux et du suivi de l'anémie pour tester un hémoglobinomètre qui pourrait faciliter le suivi de l'état d'anémie des animaux dans les élevages.
Procédures
Les animaux seront infestés expérimentalement. Des prélèvements de matières fécales seront réalisés une fois par semaine pendant les 3 premières semaines puis 2 fois par semaine de la 3ème semaines jusqu'à la 11ème semaine et une fois toutes les deux semaines de la 11ème à la 19ème semaine. Les prélèvements de sang une fois par semaine jusqu'à la 11ème semaine puis une fois toutes les 2 semaines jusqu'à la 19ème semaine. Au total, 16 prélèvements de sang et 22 prélèvements de matières fécales seront réalisés. La durée des prélèvements est d'environ 5/6 minutes par animal.
Impact sur les animaux
Un stress léger peut être ressenti par les brebis lors de la contention pour les prélèvements de fécaux. Ces interventions n’entrainent pas d’altération de l’état général. Les prises de sang seront réalisées par une personne habilitée en limitant le temps de contention. Le volume prélevé, inférieur à 5mL par animal et la fréquence des prélèvements ne présentent pas de risque pour la santé des animaux. Les animaux seront maintenus dans leur groupe tout le temps des prélèvements. Ces interventions n'entrainent pas d'altération de l'état général des animaux.
Devenir
A l'issu de la procédure, les animaux seront euthanasiés et une autopsie sera réalisée afin de pouvoir dénombrer et caractériser les vers présents dans la caillette. Le foie sera également inspecté à la fois macroscopiquement, lors d'une analyse histologique et un dosage du cuivre hépatique sera effectué.
Remplacement
Les ovins sont la cible de l'étude, l'animal ne peut donc pas être remplacé. Une publication scientifique montre l'intérêt de l'oxyde de cuivre pour la gestion d'H. contortus chez les ovins mais elle a été réalisée il y a plus de 20 ans, sur des ovins de race tropicale et sur des isolats d'H. contortus dont le statut vis à vis des anthelminthiques n'est pas spécifié. Nous souhaitons donc reproduire cette expérimentation sur des animaux de race locale (romane x rouge de l'ouest), et en utilisant un parasite résistant à l'éprinomectine, principal médicament utilisé en élevage pour la production laitière et vis à vis duquel les résistances augmentent.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisé pour les tests de réduction est réduit au maximum et est calculé en fonction des résultats attendus (d'après les résultats de l'étude précédente et nos résultats d'infestation sur les animaux de race romane avec un logiciel de statistique. En partant d'une moyenne d'excrétion de 4500 opg pour les animaux non traités et de 500 opg pour les animaux traités, nous avons besoin de 10 animaux par lot.
Raffinement
Les brebis seront dans leurs conditions de vie habituelles (en groupes) dans un bâtiment d’élevage conventionnel sur litière paillée. Pour les prélèvements de fèces, la contention sera faite par des animaliers expérimentés, dont la présence journalière répétée en interaction positive (alimentation, soins) est associée à une diminution du comportement de fuite des brebis et donc de leur stress face à la contention. Elles auront accès à des brosses, à des pierres à lecher. Du granulé sera distribué après les prélèvements pour le renforcement positif. Les brebis en demande de contact seront gratouillées à la demande.
Choix des espèces
L'ovin, en tant qu'animal d'élevage, est l'animal cible de cette étude. Il n'existe pas d'alternative in vitro pour valider l'efficacité de l'oxyde de cuivre sur les vers H. contortus adultes. Afin de limiter l'effet hôte sur l'excrétion des parasites, nous utiliserons de jeunes agnelles (entre 3 et 6 mois), provenant du même élevage et n'ayant jamais eu de contact avec les strongles gastro-intestinaux. Cela nous permet de limiter le nombre d'animaux inclus dans le projet.
Etude de l’impact fonctionnel de la modulation d’activité neuronale via la modulation du phénotype microglial après démyélinisation chez la souris.
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Objectifs
La sclérose en plaques est une maladie inflammatoire, dégénérative du système nerveux central (cerveau et moelle épinière) et la première cause d’handicap neurologique non traumatique chez les jeunes adultes. Dans cette maladie, on observe des phases de démyélinisation (il s’agit d’une perte de la myéline, substance permettant de favoriser les influx nerveux et la protection des neurones) dans lesquelles l’organisation des neurones est altérée, conduisant à des déficits fonctionnels chez les patients. Un mécanisme de réparation existe, mais il est incomplet et très variable selon les patients. Les cellules immunitaires du cerveau et de la moelle épinière (microglie) sont activées précocement lors de la démyélinisation et participent à la réparation de la gaine de myéline. La microglie contacte par ailleurs les neurones et cette interaction peut influencer positivement la réparation post-démyélinisation. Nous avons mis en place une technique permettant de moduler l’activité neuronale lors de la phase de rémission dans un modèle murin de sclérose en plaques pour étudier l’impact de cette modulation sur les interactions entre les cellules immunitaires du cerveau et les neurones, afin de favoriser la réparation tissulaire et la récupération fonctionnelle. Le présent projet vise à mesurer par des tests comportementaux et des mesures de conduction nerveuse chez la souris si la modulation de l’activité neuronale facilite la récupération fonctionnelle dans nos modèles et si cela dépend de l’interaction neurone-microglie.
Bénéfices attendus
La sclérose en plaques touche plus de 100 000 personnes en France et se déclenche majoritairement chez le jeune adulte. La réparation de la myéline (remyélinisation) est essentielle dans cette pathologie, mais reste partielle, d’où une perte neuronale à long terme et des déficits irréversibles chez les patients. L’activité neuronale a été montrée comme favorisant la remyélinisation. Ce projet permettra de mieux comprendre l’impact biologique obtenu de l’activité neuronale sur les interactions neurones-cellules immunitaires et leur rôle dans un modèle murin de sclérose en plaques. A plus long terme, la mise en évidence d’effets bénéfiques de l'activité neuronale sur la réparation via une modulation directe du dialogue neurones-cellules immunitaires pourrait permettre d'envisager des stratégies thérapeutiques visant à limiter la progression du handicap chez les patients.
Procédures
Tous les animaux seront soumis à deux procédures chirurgicales sous anesthésie générale avec une prise en charge analgésique adaptée, afin de réaliser une injection au niveau de la moelle épinière (chirurgies séparées d’un mois, durée 15 minutes chacune). Tous les animaux recevront à l’état vigile deux injections (moins d’une minute) séparées de 3h pour moduler ou non l’activité neuronale. Tous les animaux participeront à des tests comportementaux visant à mesurer leurs compétences motrices (sessions de 2h30 incluant des pauses entre les tests). Des mesures de la vitesse de conduction nerveuse seront effectuées sous anesthésie générale avec traitement analgésique en fin d’étude (maximum 45 minutes), avant euthanasie par une méthode réglementaire pour réaliser différents prélèvements tissulaires.
Impact sur les animaux
Les chirurgies engendreront un inconfort temporaire lors du réveil après anesthésie (environ 30 min d’inconfort au réveil) et un risque de douleurs post-opératoires. Il existe un risque rare de complications liées à la chirurgie : infections, hémorragie. L’anesthésie générale sera associée à des risques d’hypothermie, de sécheresse oculaire et de défaillance cardiorespiratoire. Les injections seront associées à un risque de légère et brève douleurs et d’inconfort de courte durée. Le traitement modulateur d’activité neuronale peut occasionner un trouble locomoteur et une gêne dans les 3 heures maximum suivant l’injection. Les tests comportementaux peuvent induire un stress léger.
Devenir
Des prélèvements tissulaires (cerveau et moelle épinière) sont réalisés post mortem, ce qui implique l’euthanasie de l’ensemble des animaux pour répondre à nos objectifs scientifiques. L’euthanasie est réalisée par une méthode réglementaire.
Remplacement
Dans un objectif de remplacement, nous travaillons en première approche avec des modèles in vitro et ex vivo, qui nous ont permis d’établir le rôle positif de l’activité neuronale dans le dialogue neurone-microglie pour limiter l’aspect pro-inflammatoire de ces cellules après démyélinisation. Les modèles murins in vivo sont ultimement nécessaires pour l’étude fondamentale de la Sclérose en plaques, car ils permettent d'étudier la démyélinisation et la remyélinisation dans un contexte intégré, impliquant des interactions entre tissus nerveux, effecteurs de l’immunité circulante et apports métaboliques par le réseau sanguin, qui sont des composantes importantes de la sclérose en plaques. Le présent projet nous permettra d’avoir une lecture fine de l’impact de l’activité neuronale sur la réparation et la part de cet effet dûe au dialogue neurone-microglie dans nos modèles démyélinisants in vivo.
Réduction
Des approches statistiques permettront d’optimiser le nombre d’animaux utilisés après l’utilisation des premiers lots d’animaux afin de réduire au strict minimum le nombre d’animaux nécessaires : ce nombre sera calculé pour chaque groupe d’expériences à l’aide d’un calcul statistique après utilisation initiale de 5 à 6 animaux par condition. Au maximum nous utiliserons 100 animaux pour ce projet. Des tests statistiques seront utilisés pour l’analyse des résultats obtenus, adaptées à chaque expérience et réalisées en partenariat avec des biostatisticiens.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans des conditions conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce. Les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une semaine à leur arrivée avant leur entrée en procédure. L’eau et la nourriture sont fournies à volonté. Un environnement enrichi est fourni aux animaux, comprenant nidification (carré de coton, kraft) et bâton à ronger. Les animaux sont manipulés uniquement par un personnel qualifié et sensibilisé au bien-être animal. Ils seront observés quotidiennement, toute anomalie sera gérée en collaboration entre notre équipe, la structure chargée du bien-être animal et nos vétérinaires afin d’assurer une prise en charge adaptée pour chaque animal. Des points-limites sont définis, ainsi qu’un suivi par l’équipe de recherche pour éviter la souffrance de l’animal. Les animaux soumis aux procédures chirurgicales sont placés sous anesthésie générale (durée maximale de 30 minutes), avec une prise en charge analgésique adaptée. Nous nous assurerons du maintien de la température des animaux durant toute la durée de l’anesthésie. Un gel de protection oculaire sera appliqué sur leurs yeux. En post-chirurgie, les animaux auront un accès facilité à la nourriture et à l’eau pour faciliter leur récupération. Nous mettrons également en place une surveillance renforcée post-chirurgie. Avant les tests comportementaux, les animaux auront un temps d’acclimatation. La mesure de la conduction nerveuse sera réalisée sur un animal anesthésié. L’animal ne sera pas réveillé ensuite et euthanasié au cours de son anesthésie générale.
Choix des espèces
La souris est l'espèce de choix pour générer des modèles de maladies humaines. Son anatomie, sa physiologie et sa génétique sont bien connues et sont relativement proches de l'Homme. L’âge adulte est requis pour pouvoir faire les actes chirurgicaux et les mesures d’activité neuronale envisagées dans ce projet.
Greffes de hépatocytes primaires murins ou humains dans le foie afin de corriger un phénotype et de raffiner le processus d’humanisation
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Objectifs
L’objectif de ce projet est de développer une souris dont une partie des cellules du foie est remplacée par des cellules humaines. Ce type de modèle est essentiel pour mieux comprendre certaines maladies du foie qui ne peuvent pas être correctement étudiées sur des souris normales, comme les infections par certains virus, des maladies métaboliques ou encore des troubles touchant spécifiquement les cellules du foie. Cette souris permettra aussi de mieux évaluer comment des traitements ou des médicaments sont transformés par un foie fonctionnant de façon proche de celui de l’être humain. Pour rendre cette humanisation possible, une lignée de souris a été développée afin de créer, à un moment précis, un espace dans le foie permettant l’implantation de cellules humaines. Cependant, chez les animaux homozygotes (portant cette modification génétique sur les deux chromosomes), ce mécanisme se déclenche trop tôt, entraînant une dégradation du foie qui cause leur mortalité avant l’âge de 4 semaines. Actuellement, seules les souris hétérozygotes (qui portent cette modification génétique seulement sur un chromosome), qui sont en bonne santé, peuvent être utilisées. Pour produire ces animaux, un schéma d’élevage hétérozygote × souris « sans modification » est utilisé, ce qui génère des portées contenant environ 50 % de souris sans modification qui ne peuvent pas être utilisées pour l’humanisation du foie et sont ensuite mises à mort. Le projet vise à corriger le problème observé chez les animaux homozygotes en greffant des cellules de foie saines chez les nouveau nés, afin de rétablir un foie fonctionnel et de permettre à ces animaux fragiles de rester en bonne santé. S’ils survivent et se reproduisent normalement, ils pourraient remplacer les schémas d’élevage actuels et éviter la production de souris sans modification et non utilisables. Si la greffe réalisée chez les nouveau nés fonctionne, le projet examinera également si la greffe des cellules humaines peut être faites à cet âge. Cette approche serait une avancée importante, car elle remplacerait des méthodes plus lourdes appliquées chez l’adulte par une procédure simple et peu invasive pratiquée chez le nouveau né. À terme, ce travail permettra de créer un modèle plus fiable pour la recherche, tout en améliorant le bien être animal et en réduisant le nombre total de souris nécessaires.
Bénéfices attendus
Le développement d’une souris possédant un foie partiellement humain permettra d’étudier un large ensemble de maladies du foie qui ne peuvent pas être correctement reproduites chez les souris normales. Ce modèle pourra notamment servir à mieux comprendre les infections provoquées par certains virus qui n’infectent que les cellules humaines du foie, mais aussi des maladies métaboliques comme celles impliquées dans l’accumulation de graisses dans le foie, ou encore des atteintes chroniques touchant le fonctionnement global de cet organe. Un tel modèle est également utilisé pour étudier comment les médicaments sont transformés dans le corps humain, car le foie joue un rôle central dans l’élimination et la détoxification de nombreuses substances. Si ce projet donne les résultats espérés, il permettra d’améliorer la manière dont les souris sont élevées pour produire le modèle au foie humanisé. Aujourd’hui, suite schéma d’élevage hétérozygote × sans modification, une partie importante des souris nées sont des animaux non-modifiés, qui ne peuvent pas être utilisée et sont ensuite mises à mort. En rendant possible l’utilisation d’animaux homozygotes qui jusque là ne survivaient pas, le projet réduirait fortement ce nombre et rendrait l’élevage beaucoup plus efficace et respectueux des animaux. Le projet pourrait aussi remplacer certaines étapes plus lourdes du processus d’humanisation actuellement réalisées chez l’adulte par des procédures plus simples et moins invasives chez le nouveau né. Cela améliorerait considérablement les conditions de travail avec ces animaux et diminuerait l’inconfort lié aux traitements ou aux interventions nécessaires. Ainsi, ce projet présente à la fois un intérêt scientifique — en permettant de mieux étudier des maladies humaines du foie — et un intérêt éthique, puisqu’il contribue à réduire le nombre d’animaux utilisés et à rendre les procédures plus respectueuses de leur bien être.
Procédures
IDENTIFICATION ET GENOTYPAGE : Les souriceaux reçoivent un tatouage d’orteil pour leur identification individuelle. Une biopsie d’oreille est prélevée au même moment afin de permettre le génotypage. L’ensemble de la manipulation dure généralement entre 30 et 90 secondes. Dans de rares cas, un second prélèvement auriculaire peut être nécessaire si l’échantillon initial n’est pas exploitable. GREFFES DE CELLULES HEPATIQUES : Les greffes consistent en une unique injection intrahépatique transcutanée réalisée chez les nouveau nés. Cette intervention ne prend que quelques secondes et n’entraîne qu’une douleur minimale. Chez certaines souris hétérozygotes, des injections additionnelles d’un composé destiné à faciliter la reconstitution du foie peuvent être réalisées une fois les animaux sevrés. Chaque injection dure quelques secondes et provoque une gêne très limitée. Au maximum, une injection hebdomadaire est prévue, correspondant à un maximum de 14 injections si l’animal est suivi jusqu’à l’âge de 4 mois. PRELEVEMENTS SANGUINS : Chez les animaux greffés avec des cellules de foie humain, des prélèvements de sang peuvent être réalisés afin de suivre la progression de la reconstitution hépatique. Dans ce cas, 1 à 2 prélèvements par mois sont effectués, pour un maximum de 9 prélèvements par animal. Afin de réduire le stress et la douleur, tous les prélèvements sont réalisés sous anesthésie gazeuse. Les prélèvements durent quelques secondes, mais l’animal reste anesthésié pendant environ 5 à 10 minutes.
Impact sur les animaux
TRANSPORT : Les animaux sont transportés depuis un éleveur professionnel jusqu’à notre site. Bien que le trajet soit court, il peut provoquer un stress transitoire lié aux manipulations et au changement d’environnement. IMMUNODÉFICIENCE : Afin d’éviter le rejet des greffes de cellules de foie, les souris utilisées sont immunodéficientes, ce qui les rend particulièrement sensibles aux infections. Maintenues en conditions sanitaires strictes, elles restent cependant en bon état de santé. PHÉNOTYPE CHEZ DES HOMOZYGOTES : Avant que les cellules hépatiques saines ne recolonisent complètement le foie, les souriceaux homozygotes peuvent présenter des signes rappelant une insuffisance hépatique, tels qu’un retard de croissance, une baisse d’activité, une coloration cutanée altérée, une hypothermie ou un mauvais état général. Ces manifestations sont temporaires et diminuent à mesure que les cellules greffées prennent le relais. IDENTIFICATION ET GÉNOTYPAGE : À cet âge précoce, le tatouage des orteils et la biopsie auriculaire entraînent une douleur légère et brève. La principale nuisance est liée à la manipulation des animaux et à leur séparation momentanée de leur mère. INJECTION DE CELLULES HÉPATIQUES : Les cellules injectées ne provoquent aucune irritation ou toxicité. La seule nuisance associée à l’intervention est la douleur brève causée par l’insertion de l’aiguille lors de l’injection intra hépatique. INJECTION D’UN COMPOSÉ CHEZ LES HÉTÉROZYGOTES : Le composé administré à certaines souris hétérozygotes pour favoriser la recolonisation du foie peut entraîner une atteinte hépatique très légère et temporaire. Cela peut se traduire par une diminution transitoire de l’activité, un appétit réduit ou une hypothermie modérée. L’injection elle même provoque une douleur minime et de courte durée. PRÉLÈVEMENTS SANGUINS : Les prélèvements sanguins peuvent causer une douleur légère au site de ponction. Cette nuisance est fortement réduite puisqu’ils sont réalisés sous anesthésie, ce qui limite le stress et la gêne. STRESS : Toutes les interventions nécessitant une manipulation des animaux peuvent entraîner un stress temporaire, lié au contact, au changement d’environnement immédiat ou à la séparation brève d’avec leur groupe ou leur mère.
Devenir
Les animaux sont mis à mort lorsqu’ils atteignent un point limite, ou à la fin de la procédure, afin de permettre un prélévement de sang ou des organes pour effectuer des analyses plus approfondies. Selon la procédure concernée, cette étape se situe entre 4 et 6 mois d’âge. Les animaux destinés à l’élevage sont maintenus plus longtemps et mis à mort uniquement à la fin de leur période reproductive, soit vers 6 mois.
Remplacement
Le projet présenté s’inscrit dans un programme visant à développer une souris à foie humanisé, utilisée pour l’étude de nombreuses pathologies du foie humain, notamment les infections par des virus hépatotropes, les maladies métaboliques, la toxicité hépatique et le métabolisme des médicaments. Des modèles in vitro existent, comme les lignées cellulaires humaines, les hépatocytes primaires, les sphéroïdes 3D ou les systèmes « organ‑on‑a‑chip ». Bien que précieux pour les études mécanistiques, ces outils ne permettent pas de reproduire l’organisation d’un foie dans un organisme entier, ni ses interactions avec la circulation sanguine, le système immunitaire ou les autres organes. Pour les recherches nécessitant une physiologie systémique, un modèle murin partiellement humanisé reste donc indispensable. Le projet vise à corriger le phénotype létal observé chez les souris homozygotes afin qu’elles puissent être utilisées dans l’humanisation du foie et pour affiner le processus d’humanisation. Dans ce contexte, aucune alternative non animale ne peut être utilisée. Toutefois, ce projet contribue directement à la réduction du nombre d’animaux nécessaires au modèle final et à un raffinement du processus d’humanisation, comme décrit ci‑après.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet a été limité au strict minimum compatible avec une analyse fiable, tout en incluant des animaux des deux sexes afin de garantir la pertinence biologique des résultats. La stratégie expérimentale repose d’abord sur une étude pilote. Les études suivantes ne sont réalisées qu’en cas de succès de cette phase pilote, ce qui évite d’utiliser des animaux dans des approches qui ne seraient pas scientifiquement justifiées. De plus, la restauration de la fertilité des homozygotes constituerait un levier majeur de réduction. Le fait de pouvoir remplacer le schéma d’élevage actuel, basé sur l’accouplement de souris hétérozygotes et non-modifiées — lequel génère environ 50 % d’animaux sans modification et non utilisables et ensuite mis à mort — par un accouplement homozygote × homozygote, dont 100 % de la descendance serait utilisable, réduirait fortement le nombre d’animaux produits. Cette diminution concernerait non seulement ce projet, mais également l’ensemble du programme visant à développer le modèle murin à foie humanisé.
Raffinement
IMMUNODÉFICIENCE ET HÉBERGEMENT : En raison de leur sensibilité accrue aux infections, les souris sont hébergées et manipulées en permanence sous des conditions sanitaires strictes. Elles sont maintenues en groupes sociaux stables dans des cages transparentes et enrichies et disposent d’un accès ad libitum à l’eau et à une alimentation adaptée. Ces conditions visent à réduire le stress, minimiser les risques sanitaires et maintenir un bon état général. PHÉNOTYPE HÉPATIQUE : Un suivi clinique quotidien permet de détecter rapidement les animaux atteignant un point limite. En cas d’hypothermie, des tapis chauffants sont utilisés. Après sevrage, une alimentation enrichie, complétée par de l’hydrogel si nécessaire, favorise la récupération des animaux présentant une atteinte hépatique. MANIPULATION DES NOUVEAU NÉS : Les manipulations sont effectuées rapidement pour réduire la séparation de leur mère. Les gants des techniciens sont frottés avec de la litière de la cage afin de préserver l’odeur familière et limiter le stress. Les souriceaux sont toujours manipulés sur une couche de litière pour éviter l’hypothermie. Les injections sont réalisées avec des aiguilles la plus fines possible et des volumes minimaux. Le tatouage et la biopsie auriculaire sont pratiqués à un âge où les procédures sont peu douloureuse et le saignement est faible voire absent. PRÉLÈVEMENTS SANGUINS : Les prélèvements sanguins sont réalisés exclusivement sous anesthésie gazeuse afin de limiter la douleur et le stress. Ils sont limités au strict nécessaire et respectent les seuils éthiques internes, avec des périodes de récupération appropriées. Les sites de ponction sont alternés pour éviter les irritations ou lésions cutanées liées à des prélèvements répétés.
Choix des espèces
La souris est l’espèce de référence pour le développement de modèles humanisés, car sa petite taille, sa facilité de manipulation et la disponibilité de nombreuses lignées génétiquement modifiées permettent d’obtenir des modèles fiables et reproductibles. Les souris immunodéficientes sont aujourd’hui indispensables pour l’humanisation du foie, car elles permettent la greffe durable de cellules humaines et offrent un système pertinent pour l’étude de maladies du foie, des infections ciblant les cellules hépatiques, ainsi que du métabolisme et de la toxicité de nombreux médicaments. Dans ce projet, les interventions sont réalisées au stade nouveau né (3 à 8 jours). Ce choix est essentiel pour prévenir l’apparition du phénotype létal observé vers l’âge de quatre semaines chez les animaux homozygotes, et pour permettre une reconstitution précoce du foie avant que la dégradation hépatique ne soit trop avancée. Ce même stade d’âge est déjà utilisé avec succès pour d’autres modèles humanisés, car les nouveau nés tolèrent très bien les greffes de cellules et récupèrent rapidement. Une fois la greffe effectuée, les animaux sont suivis jusqu’à l’âge adulte afin de vérifier la stabilité de la reconstitution hépatique et d’évaluer leur capacité reproductive. Les animaux greffés et en bon état général peuvent être maintenus jusqu’à environ 180 jours, ce qui permet d’observer le fonctionnement du foie reconstruit sur le long terme et de déterminer s’ils peuvent être utilisés pour l’élevage et la production du modèle final.