Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 13/05/2024
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-749126)
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
En France, le nombre de personnes atteintes de maladies rares est estimé actuellement à 3.5 millions. Une maladie est dite rare lorsqu’elle affecte moins d’une personne sur 2000. Plus de 7000 maladies rares, dont environ 800 neurologiques, sont décrites, et de nouvelles sont identifiées chaque semaine. Les maladies rares, et en particulier les maladies rares neurologiques, sont généralement sévères, chroniques et handicapantes. L’atteinte peut être visible dès la naissance ou l’enfance, comme par exemple dans l’amyotrophie spinale infantile ou l’épilepsie infantile. Cependant, plus de 50% des maladies rares apparaissent à l’âge adulte, comme la maladie de Huntington, la sclérose latérale amyotrophique ou les ataxies spinocérébelleuses. La moitié des personnes atteintes présentent des déficits moteurs, sensitifs ou intellectuels et dans 9 % des cas, une perte totale d’autonomie. II est possible de reproduire en partie les symptômes de la pathologie chez la souris à la suite d’une altération de son génome, d’une modification de son environnement (mise à jeun hydrique) ou encore en lui administrant des agents ou préparations biologiques destinées à modifier le fonctionnement du système nerveux central. La souris présente une forte homologie génétique, physiologique et comportementale avec l’homme et apporte ainsi une forte valeur translationnelle. En effet, 90% des gènes humains ont un équivalent chez la souris saine, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. Lorsque l’homologie homme/souris n’est pas possible, l’ajout du gène humain dans le génome de la souris permet la création de lignées génétiquement modifiées. Ces souris génétiquement modifiées permettent de mettre en évidence un phénotype pathologique (tremblements, altération du poids…) ainsi que l’identification de nouveaux bio-marqueurs et de nouvelles cibles qui contribuent au développement de meilleurs traitements des maladies neurologiques rares. C’est dans ce contexte que notre équipe tente aujourd’hui de générer des nouveaux modèles de pathologies humaines chez le rongeur et de les caractériser afin de déterminer s’ils peuvent ou non devenir des modèles pertinents pour évaluer des composés issus de notre recherche sur leur capacité à ralentir ou arrêter la progression de ces maladies, dans le but de proposer aux patients des traitements adaptés et personnalisés.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet s’inscrit dans le cadre de la stratégie de recherche en neurosciences. Les bénéfices attendus de ce projet sont d’identifier et de sélectionner le meilleur modèle transgénique ou la meilleure méthode d’induction conduisant aux modèles de neuro-physiopathologies les plus pertinents sur une cible donnée dans le cadre de la recherche contre les maladies rares neurologiques.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
•Administration des médicaments vétérinaires analgésiques et anesthésiques par voie sous cutanée ou intra-péritonéale (contention d’une durée maximale de 30s) •Administration de composés de référence ou véhicule par voie intra-péritonéale, sous-cutanée, per os ou intra-veineuse (chez la souris vigile en simple contention d’une durée maximale de 30s – 1 fois par semaine pendant 15 mois maximum) OU sous anesthésie générale gazeuse et couverture analgésique par voie intra-cérébrale (durée maximale de 25 minutes – 2 fois maximum espacé de 14 jours) •Administration de substrat de bioluminescence selon la procédure expérimentale mise en oeuvre par voir intra-péritonéale (chez la souris vigile par contention d’une durée maximale de 30s – 1 fois par mois pendant 15 mois maximum) •Prélèvement de sang répété sur animal vigile (1 fois toutes les 3 semaines pendant 30 semaines maximum) : oContention d’une durée maximale de 2min oPiqûre de la veine marginale de la patte d’une durée maximale de quelques secondes oPrélèvement de sang d’une durée maximale de 15 secondes
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Une potentielle source de stress ou douleur peut provenir lors : Des injections d’analgésiques et/ou d’anesthésiques réalisées en Sous cutanée, Intra péritonéal. La contention de 30s et l’injection d’environ 10s peuvent également générer du stress. De l’administration d’agents inducteurs ou de composés de référence réalisées chez la souris vigile en Sous cutanée, Intra péritonéale, Intraveineux et Per Os. La contention de 30s et l’injection d’environ 10s peuvent également générer du stress. OU selon la procédure mise en oeuvre, de la phase chirurgicale (2 chirurgies maximum séparées de 14 jours minimum d’une durée d’environ 20 minutes chacune) et du suivi post-opératoire. Des prélèvements de sang au niveau de la veine marginale ou saphène de la patte. La contention d’une durée maximale de 2 min ainsi que le prélèvement (moins de 30s) peuvent générer du stress. D’une perte de poids potentielle limitée à 20% du poids de l’animal. Des signes cliniques observables associés à l’injection des agents inducteurs (troubles du comportement, altération de l’état général). La mise à jeun hydrique complète d’une durée maximale de 24h. Au-delà de 12h de jeun hydrique, les animaux peuvent présenter une perte de poids (
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Toutes les souris sont soit euthanasiées en cours d’étude si des points limites éthiques sont atteints, soit euthanasiées en fin d’études afin de réaliser des prélèvements de fluides et/ou de tissus qui permettront d’effectuer des analyses biochimiques.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
La recherche de nouveaux médicaments dans le domaine des maladies neurologiques rares repose sur une première étape d’identification de molécules efficaces sur leur cible au moyen de tests in vitro (cultures de neurones primaires, IPS…) et in silico. Toutefois l’efficacité thérapeutique d’une molécule ne peut être démontrée qu’après administration chez l’animal mimant la physiologie de la pathologie humaine. Il est donc nécessaire de valider les modèles physiopathologiques avant que les molécules les plus abouties dans leur développement soient administrées in vivo. Plus spécifiquement pour ce projet, seul l’animal (sain ou génétiquement modifié) possède de façon intégrée un répertoire comportemental et des caractéristiques neurophysiologiques permettant de tester l’efficacité des agents inducteurs aboutissant à la mise en place des modèles physiopathologiques plus relevant que les modèles in vitro existants, pour le traitement de maladies neurologiques rares. L’identification de modèles physiopathologiques qui récapitulent précisément les symptômes retrouvés chez les patients est critique afin de tester l’efficacité des nouvelles thérapies sur ces mêmes altérations. Le recours à l’animal est indispensable étant donné qu’une majorité des aspects physiopathologiques d’une maladie ne peuvent être récapitulés in silico ou in vitro.
2. Réduction
Les phases de caractérisation et de validation des modèles permettent d’appréhender le nombre d’animaux qui sera nécessaire pour les études d’efficacité de traitements pharmacologiques. Aucun animal ne sera utilisé pour des études d’efficacité si le modèle d’induction n’est pas validé préalablement. Au cas par cas, en fonction du projet de recherche concerné et des questions posées, un accompagnement par le service des Biostatistiques sera assuré dans le but d’affiner le design expérimental. Pour les procédures dans lesquelles plusieurs paramètres seront testés (temps de traitement, durée de la modification environnementale…), les conditions les moins invasives seront testées en priorité pour conclure sur la validité du modèle établi dans ces conditions et éviter l’utilisation de cohortes supplémentaires. Les conditions expérimentales sont basées sur l’expérience et les données disponibles dans la littérature. Le prélèvement de sang répété, peu invasif et rapide, permet de prélever des échantillons de sang plusieurs fois sur un même individu, contribuant ainsi à la réduction du nombre d’animaux utilisés dans le projet, tout en respectant les limites de volémies physiologiques. Lors des prélèvements effectués à la fin des études, un maximum de tissus et de fluides seront collectés sur un même animal. Chaque tissu, cérébral ou périphérique, sera séparé en plusieurs échantillons permettant différentes analyses biochimiques et/histologiques. Ce process nous permet de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés pour chaque modèle étudié.
3. Raffinement
Dans les modèles dont l’induction le nécessite ou lors de l’administration de certains composés de référence, les injections intracérébrales seront réalisées sous anesthésie générale gazeuse et avec analgésie pré, péri et post-opératoire. Les souris seront hébergées en groupe dès l’arrivage et pendant toute la durée de l’étude, sauf si les caractéristiques liées à la souche ne le permettent pas (agressivité entre congénère…) et en accord avec les recommandations de la Structure de Bien-Être Animal. Toute la phase chirurgicale, d’une durée d’environ 20 minutes, se fera sur couverture chauffante et/ou dans des enceintes chauffées réduisant ainsi significativement le risque d’hypothermie. Lors des injections de vecteurs viraux, il sera possible de suivre l’expression des protéines d’intérêt grâce à l’appareil IVIS Lumina. Il permet de réaliser une lecture de bioluminescence et de vérifier la qualité de l’injection intracérébrale. Les éventuelles recommandations en termes de limite d’âge ou de conditions de maintien émises par la Structure de Bien-Être Animal seront appliquées aux souris âgées ou génétiquement modifiées qui peuvent développer des signes pathologiques avec le temps. Des prélèvements de sang à la veine marginale ou saphène de la patte peuvent être mis en œuvre afin d’obtenir des informations sur de possibles biomarqueurs. Si des prélèvements sanguins répétés sont prévus, le volume maximal prélevé n’excèdera pas 15% de volume de sang total sur 28 jours. Tous les animaux font l’objet d’un suivi quotidien qui est accru lors des périodes post-chirurgicales (7 jours consécutifs) et pour les souris génétiquement altérées, réalisé par les expérimentateurs et le personnel assurant leur soin. Les recueils d’urine pour les examens biologiques seront réalisés sur litière hydrophobe en remplacement des cages à métabolisme, maintenant ainsi les animaux dans de meilleures conditions de stabulation. Le volume de recueils sera régulièrement contrôlé pour arrêter la diurèse si le volume nécessaire est obtenu et sans dépasser une durée maximale de 4h pour limiter le stress des animaux. Ce projet bénéficie d’une expérience interne et de données déjà existantes sur de nombreux modèles, tels que les « seeds » et les vecteurs viraux, mis en œuvre dans le cadre de plusieurs projets. Ainsi, cela constitue un socle de connaissance solide sur lequel nous nous appuyons afin de définir des mesures de raffinement cohérentes.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
– La souris présente comme le rat une forte homologie génétique, physiologique et comportementale avec l’homme et ainsi une forte valeur translationnelle. En particulier, sur le plan comportemental, de nombreux modèles d’induction et de tests ont été développés chez la souris, en miroir des fonctions cognitives, sensori-motrices, et des états émotionnels de l’Homme. – Les procédures d’induction et d’évaluations décrites dans ce projet s’appuient sur une littérature scientifique et une expertise interne robustes. Les modèles d’induction par agents biologiques chez la souris sont plus largement décrits dans la littérature que les modèles rat et notre expertise actuelle pour la souris est plus avancée que pour le rat. – La souris est génétiquement modifiable et ce avec des techniques de plus en plus performantes (ex : édition du génome), offrant une large palette de modèles pertinents pour l’identification de nouveaux biomarqueurs et cibles des maladies neurodégénératives. Les souris seront utilisées du stade « jeune adulte sevré » au stade « animal âgé ». L’âge des souris au moment des études effectuées dépendra du modèle utilisé : Si l’étude concerne des injections de composés par voie cérébrale/orale ou périphérique, les souris utilisées sont de jeunes adultes sevrés ou adultes au moment de l’administration. L’âge d’utilisation dépendra des éventuelles recommandations en termes de limite d’âge qui pourront être émises par la Structure de Bien-Etre Animal.