Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 21/07/2025
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-587512)
Une injection dans le vitré ou sous la rétine, parfois répétée trente jours plus tard, puis une imagerie de l’œil sous anesthésie et jusqu’à deux électrorétinogrammes de moins d’une heure : 2 000 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur annonce une opacification possible de la cornée et des saignements dans l’œil quand un vaisseau est touché. Il s’agit de tester une thérapie génique neuroprotectrice contre les dégénérescences de la rétine, avec un taux de réussite d’injection annoncé entre 50 et 75 %, les souris mal injectées étant tuées sur place encore sous anesthésie. L’effectif de 2 000 souris sur cinq ans est présenté comme « ajustable » sans autre justification, et les tests comportementaux censés mesurer la vision ne sont pas nommés.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Certaines maladies des yeux provoquent la mort progressive des cellules sensibles à la lumière (appelées photorécepteurs) dans la rétine, ce qui entraîne une perte de la vision. Ces maladies, comme les rétinites pigmentaires, le glaucome ou la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA), touchent des millions de personnes dans le monde. Leur fréquence augmente avec l’âge, et il n’existe actuellement aucun traitement curatif pour la plupart d’entre elles. Notre projet vise à développer une nouvelle approche pour protéger les cellules de la rétine avant qu’elles ne meurent. Cette stratégie est dite « neuroprotectrice » : elle ne vise pas à remplacer les cellules perdues, mais à préserver celles qui sont encore vivantes. L’avantage est qu’elle pourrait s’appliquer à un grand nombre de patients, quel que soit le type exact de mutation génétique ou la cause précise de la maladie. Pour cela, nous utilisons une technique appelée thérapie génique. Elle consiste à introduire dans l’œil, grâce à un virus inoffensif (appelé AAV, pour adeno-associated virus), un gène protecteur qui aide les cellules à survivre. Ce gène a été identifié comme capable d’activer des mécanismes naturels de survie dans les cellules de la rétine. Le but de ce projet est de tester cette thérapie dans plusieurs modèles expérimentaux de maladies de la rétine, et de comprendre comment elle agit au niveau cellulaire.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Il existe peu de traitements pour les maladies de la rétine, et la plupart ne sont efficaces que pour certains patients selon leur mutation génétique. Notre projet vise à développer une thérapie génique applicable à un large nombre de cas, quel que soit le type de mutation. En testant cette approche dans plusieurs modèles, nous espérons poser les bases d’un futur traitement plus universel, avec à terme un développement clinique possible pour les patients.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Une partie des animaux du projet recevrons une injection intravitréenne durant max 5 minutes et un certain nombre de ces animaux recevront une deuxième injection intravitréenne 30 jours plus tard. Une autre partie des animaux du projet recevrons une injection sous rétinienne durant 5 minutes max et un certain nombre de ces animaux recevront une injection intrapéritonéale 1 mois plus tard. Tous les animaux injectés subissent une imagerie de leurs yeux tant qu’ils sont toujours sous anesthésie pour vérifier la qualité des injections (10 minutes). Certains animaux subiront un Electroretinogramme (ERG) 2 fois à des âges différents sous anesthésie générale et locale pour une durée inférieure à 1h. Des tests comportementaux pour tester la vision seront également réalisé sur une partie des animaux vigiles. Ces tests durent entre 10 et 30 minutes et seront réalisés deux fois à quelques mois d’intervalle.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Une opacification de la cornée peut être observée malgré l’ajout systématique de gel ophtalmique. Les animaux peuvent présenter des saignements anormaux dans l’œil lors de l’injection si un vaisseau est accidentellement touché ce qui est rare.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Tous les animaux utilisés seront euthanasiés à la fin des procédures auxquelles ils sont associés ; leurs rétines permettront des analyses aux échelles tissulaires, cellulaires et moléculaires. Grâce à cette méthode, nous pourrons caractériser l’ensemble des effets du traitement sans augmenter le nombre d’animaux utilisés
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Le projet visant la validation d’une stratégie thérapeutique pour le traitement de maladies rétiniennes, une validation de ces approches in vivo est un prérequis des agences réglementaires avant la mise en place d’essais cliniques. Il est également fondamental de travailler sur des modèles animaux présentant des pathologies comparables à celles développées chez l’Homme. La nécessité d’avoir recours à des animaux se justifie également par le fait que la rétine est un tissu complexe composé de nombreux types de neurones dont les interactions sont cruciales pour générer un signal visuel correct. Dans ce contexte il est essentiel de travailler in vivo car les processus de mort cellulaire, de neuroprotection, ou de réparation sont totalement dépendants de l’environnement cellulaire. Enfin, les modèles animaux permettent d’étudier les réactions comportementales et électrophysiologiques au traitement, qui seront des informations cruciales pour poursuivre ultérieurement vers un essai clinique. Pour ces différentes raisons, des méthodes expérimentales n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants ne sont pas susceptibles d’apporter un niveau d’information suffisant. L’existence de lignées de souris atteintes de dégénérescence rétinienne en fait un excellent organisme modèle pour notre projet. De nombreux mutants comme la souris rd10 présentent des mécanismes moléculaires de dégénérescence similaires à ceux observés chez les patients humains. Travailler in vivo permettra de valider nos vecteurs, les modèles in vitro ne permettant pas d’observer la réponse des cellules dans leur environnement réel. Les techniques qui seront effectuées sont peu invasives et couramment utilisées en recherche ophtalmologique.
2. Réduction
Notre étude se déroule sur 5 ans, et comprend l’analyse de plusieurs modèles et vecteurs thérapeutiques. Ceci est important pour vérifier que notre stratégie thérapeutique va cibler le plus grand nombre de patients ainsi que pour comprendre le mécanisme d’action. Nous indiquons ici environ 2000 souris sur 5 ans pour réaliser toutes les expérimentations que nous pensons nécessaire, mais cela sera ajustable. Si un nombre d’individus correctement injectés pour obtenir les résultats statistiques souhaités est atteint nous arrêterons les injections. Le criblage in vitro des différentes isoformes ex vivo par milieu conditionné devrait permettre d’identifier rapidement au moins une isoforme d’intérêt. Le but est d’obtenir 15 à 20 yeux traités, en fonction des expérimentations. et pour chaque vecteur. Le taux de réussite d’injection (large détachement rétinien sans fuite de liquide dans le vitrée) pouvant varier entre 50% et 75%, nous prévoyons donc plus d’animaux que nécessaire. Nous ne garderons que les animaux correctement injectés dans au moins un œil. Les autres seront sacrifiés à la fin de l’injection, encore sous anesthésie. Chaque œil pouvant être analysé séparément, le nombre d’animaux est réduit. Nous commencerons par établir la dose de vecteurs à injecter sur les temps courts. Nous comparerons ensuite l’efficacité de nos différents produits de thérapie génique, pour ne réaliser les procédures chez ce modèle qu’avec celui sélectionné à la dose efficace. Les animaux subiront divers tests détaillés dans les procédures ci-après, très peu invasifs et quasiment indolores. Grâce à nos équipements, nous pourrons réaliser nos expériences à différents temps sur les mêmes animaux. Des tests statistiques seront réalisés. Finalement, si nous nous apercevons que le traitement n’est plus efficace à partir d’un certain temps, les temps restants supérieurs ne seront pas réalisés.
3. Raffinement
Durant l’injection dans l’oeil, une anesthésie locale sera effectuée. Une goutte de gel oculaire hydratant sera déposée sur l’œil des animaux pour préserver la cornée. Les animaux seront ensuite surveillés jusqu’au réveil. Afin de prévenir une éventuelle douleur due à l’injection dans l’oeil, les animaux recevront de manière préventive un analgésique, par injection sous-cutanée à la suite de l’opération. Que ce soit durant l’élevage ou pendant les procédures, les animaux seront observés quotidiennement pour surveiller l’apparition éventuelle d’infection oculaire.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
L’existence de lignées de souris atteintes de dégénérescence rétinienne en fait un excellent organisme modèle pour notre projet. De nombreux modeles murins de dégénérescence rétinienne sont des mutants spontanés apparus dans les colonies d’élevage au cours du temps. Le modèle murin de retinite pigmentaire utilisé correspond aux pathologies humaines d’intérêts pour notre étude, avec une mutation sur un gène conduisant à une dégénérescence des photorécepteurs. Travailler in vivo permettra de valider l’efficacité de nos vecteurs. Les modèles in vitro comme les organoïdes rétiniens ne permettent pas d’observer la réponse des cellules dans leur environnement réel (interaction avec l’épithélium pigmentaire rétinien, absence de vascularisation et de cellules immunitaires). De plus, les modèles murins sont nécessaires afin de tester l’efficacité du traitement en mesurant des réponses comportementales et électrophysiologiques. Les résultats précliniques in vivo sont également nécessaire d’un point de vue règlementaire si nous voulons conduire ce produit jusqu’à un essai clinique. Les techniques qui seront effectuées sont peu invasives et couramment utilisées en ophtalmologie chez l’homme. En ce qui concerne l’âge des animaux utilisés il est déterminé par l’âge d’apparition de la maladie et sur le fait que chez la souris les paupières s’ouvrent 14 jours après la naissance quand la rétine a fini de se développer. A ce stade l’œil a une taille correcte permettant l’injection des doses nécessaires.