Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2026-08-26 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-901298)
17 880 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une infection pulmonaire bactérienne, virale ou fongique leur est inoculée sous anesthésie par voie oropharyngée, intratrachéale ou intranasale, puis viennent les administrations répétées : jusqu’à quatre gavages par jour pendant quatorze jours, six injections sous-cutanées ou intraveineuses quotidiennes, une injection rétro-orbitaire que le porteur réserve au « dernier recours », et jusqu’à sept prises de sang par tranche de vingt-quatre heures, dont une coupe de l’extrémité de la queue. Une partie des souris est rendue neutropénique, privée d’une part de ses défenses immunitaires, pour mesurer l’action des molécules indépendamment de la réponse de l’organisme. Le porteur répartit ce total entre 1 170 souris pour la mise au point des protocoles et 16 710 pour l’évaluation de candidats médicaments, chiffre qu’il présente comme « une estimation haute ».
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Le projet a pour objectif principal d’évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques anti-infectieuses dans des modèles murins d’infections pulmonaires d’origine bactérienne, fongique ou virale. Ces infections représentent un enjeu majeur de santé publique en raison de leur fréquence, de leur sévérité et de l’émergence de résistances aux traitements existants. Dans ce contexte, le projet vise à développer et utiliser des modèles animaux pertinents permettant de reproduire les principales caractéristiques physiopathologiques des infections pulmonaires humaines. Ces modèles permettront d’évaluer l’efficacité de candidats médicaments, de caractériser leur profil pharmacocinétique et pharmacodynamique (PK/PD), et d’optimiser les schémas thérapeutiques. Plus précisément, les objectifs sont : – d’établir et de caractériser des modèles d’infection pulmonaire robustes et reproductibles, incluant la détermination de l’inoculum, de la cinétique d’infection et des paramètres cliniques associés ; – d’évaluer l’activité anti-infectieuse de candidats thérapeutiques dans ces modèles, en conditions contrôlées, en comparant différentes doses, voies et modalités d’administration ; – de caractériser les relations PK/PD afin d’identifier les paramètres d’exposition associés à l’efficacité ; – d’étudier, lorsque nécessaire, l’influence du statut immunitaire de l’hôte (modèles immunocompétents ou immunodéprimés) sur la réponse au traitement ; – de compléter ces approches par des études d’exposition contrôlée en perfusion, permettant d’atteindre des profils pharmacocinétiques stables et d’affiner la compréhension des relations exposition–effet. Les données générées contribueront à la sélection et à l’optimisation de candidats médicaments, ainsi qu’à la définition de schémas posologiques pertinents en vue des études précliniques réglementaires et du développement clinique. Ainsi, ce projet s’inscrit dans une démarche translationnelle visant à améliorer la prise en charge thérapeutique des infections pulmonaires tout en appliquant les principes de remplacement, réduction et raffinement.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
A court terme, ce projet vise à évaluer de futurs traitements contre les infections pulmonaire d’origine bactérienne, virale ou fongique afin de vérifier leur efficacité. Pour cela, nous utiliseront différents modèles de souris spécialement conçus pour reproduire les principales caractéristiques de l’infection humaine. A long terme, ce travail permettra d’accélérer l’arrivée de nouveaux traitements contre les pneumonies. Les données obtenues aideront à comprendre comment éliminer le plus efficacement l’infection. L’objectif est de développer des thérapies et d’identifier les schémas thérapeutiques plus efficaces, au bénéfice de la santé publique. L’objectif est de développer des thérapies plus performantes que celles actuellement disponibles, répondant notamment aux enjeux liés à l’émergence de résistances antimicrobiennes, et d’améliorer la prise en charge des patients. Ce projet s’inscrit ainsi dans une démarche visant à apporter un bénéfice significatif pour la santé publique.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
1) Gestes réalisés sur tous les animaux : Pesée (≤2 fois/jour, 30 sec) sur animal vigile. Injection sous-cutanée ou orale (1 fois, 30 sec) sur animal vigile. Inoculation de l’agent infectieux (1 fois, 30 sec) par voie oropharyngée, intratrachéale ou intranasale sur animal anesthésié. Mise à mort par surdose d’anesthésique injectable. 2) Gestes réalisés selon les études : Écouvillonnage buccal (1 fois, 30 sec), vigile ou anesthésié. Prélèvements sanguins (30 sec) : fréquence variable selon l’étude. Sites : veine submandibulaire (anesthésié), veine caudale ou coupe terminale de l’extrémité de la queue (≤7 fois/24h, ≤20 µL/prélèvement). Administration de composés thérapeutiques (fréquence adaptée aux propriétés du composé, conforme à la réglementation) : Sur animal vigile : gavage (≤4/j jusqu’à 14 jours puis ≤2/j), intrapéritonéal (≤2/j jusqu’à 7 jours), sous-cutané (≤6/j), intraveineux caudal (≤6/j sur 24h puis ≤4/j). Sur animal anesthésié : intradermique (≤2/j), rétro-orbitaire (1/j, en dernier recours), intranasal (≤6/j), intratrachéal (≤2/j), oropharyngé (≤3/j), intramusculaire (≤2/j). Aérosolisation par nébulisation (≤1h, ≤2/j, max 3 jours consécutifs) sur animal vigile afin de limiter le stress lié à la contention répétée.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Dans ce projet, des souris seront utilisées pour étudier l’infection pulmonaire bactérienne, virale ou fongique et tester de futurs traitements anti-infectieux. Les infections induites peuvent entraîner une altération de l’état de santé des animaux, qui se manifeste le plus souvent par des signes cliniques légers à modérés. Ces signes évoluent généralement progressivement avec le développement de l’infection. Les effets les plus fréquemment observés incluent : – une perte de poids modérée ; – une diminution de l’activité ou de la mobilité ; – un aspect du pelage altéré (poil ébouriffé) ; – une posture légèrement voûtée ; – une diminution de la prise alimentaire ou hydrique, pouvant s’accompagner d’une déshydratation modérée ; – une augmentation de la fréquence respiratoire ou des signes respiratoires légers tels que des sifflements. Les gestes expérimentaux nécessaires (administration de substances, prélèvements ou contention) peuvent également entraîner un stress transitoire, une gêne légère au niveau des sites d’injection ou des irritations locales, notamment lors des administrations par voie respiratoire (intranasale, oropharyngée, intratrachéale ou aérosol). Aucun effet grave n’est attendu avec les candidats médicaments testés sur la base des données préalables disponibles. Toutefois, comme il s’agit de phases précoces de recherche, des effets imprévisibles peuvent survenir occasionnellement, tels qu’une perte de poids plus marquée, des variations de température ou des modifications du comportement. L’ensemble de ces effets reste en majorité de sévérité légère à modérée, et leur durée est limitée dans le temps grâce à une surveillance clinique rapprochée et à la mise en place de mesures adaptées permettant de prévenir toute aggravation de l’état des animaux (cf Annexe 2).
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Les animaux seront mis à mort à l’issue des études afin notamment de prélever des organes d’intérêts qui feront l’objet d’analyses (ex : dosage de biomarqueurs, dosage des concentrations des composés à potentiel thérapeutiques, quantification de la charge bactérienne/virale/fongique). Les modèles décrits ne permettent pas la réutilisation des animaux infectés.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Avant d’avoir recours aux animaux, toutes les solutions permettant de les remplacer seront examinées. Des tests in vitro permettront d’évaluer d’abord si les traitements envisagés sont efficaces contre le pathogène ciblé. Ces approches permettent d’identifier les candidats les plus prometteurs et d’éliminer rapidement les molécules inefficaces, évitant ainsi l’utilisation inutile d’animaux. Une analyse des données déjà disponibles dans la littérature scientifique ainsi que des bases de données spécialisées est également réalisée afin d’éviter la duplication d’expériences déjà menées. Des approches complémentaires, telles que la modélisation ou l’utilisation de données pharmacologiques existantes, sont prises en compte lorsque cela est possible. Cependant, certaines questions ne peuvent pas être résolues sans recourir à un modèle animal, notamment celles impliquant les interactions complexes entre un agent infectieux et l’organisme dans son ensemble, ou l’évaluation de l’efficacité d’un traitement dans un contexte physiologique complet. Dans ces situations, l’expérimentation animale reste nécessaire pour obtenir des résultats pertinents et transposables à l’Homme. Lorsque des tests sur animaux sont indispensables, des modèles de souris spécialement développés pour reproduire l’infection seront utilisés, car ils offrent des résultats plus fiables tout en limitant le recours à d’autres espèces. L’ensemble de ces démarches assure que les animaux ne soient utilisés que lorsque cela est réellement nécessaire pour faire progresser les connaissances et le développement de nouveaux traitements.
2. Réduction
Dans ce projet, le nombre d’animaux utilisés sera réduit au strict minimum grâce à une démarche rigoureuse dès la conception des études. Chaque protocole expérimental est soigneusement défini afin répondre à la question scientifique posée, en utilisant le modèle le plus adapté. Cela permet d’éviter la répétition d’expériences inutiles et de limiter le nombre d’animaux nécessaires tout en garantissant la qualité des résultats. Lorsque cela est possible, plusieurs types d’informations sont recueillis chez un même animal, par exemple le suivi de l’évolution de l’infection, l’analyse de biomarqueurs ou la mesure de concentrations de traitement dans le sang ou les tissus. Cette approche permet d’obtenir un maximum de données à partir d’un nombre limité d’animaux. En amont, les traitements potentiels sont systématiquement évalués par des méthodes in vitro (sans animaux), afin de sélectionner uniquement les candidats les plus prometteurs. Cette étape permet de réduire considérablement le nombre d’animaux utilisés en éliminant les molécules inefficaces avant toute étude in vivo. Les résultats obtenus lors des premières étapes du projet (développement et caractérisation des modèles) sont également utilisés pour optimiser les études suivantes. Cela permet d’ajuster précisément les doses, les durées et les effectifs nécessaires, et ainsi d’éviter l’utilisation d’animaux en nombre excessif. Sur l’ensemble des cinq années du projet, le nombre total maximal d’animaux est estimé à 17 880 souris, réparties entre environ 1 170 souris pour le développement des modèles et 16 710 souris pour l’évaluation des traitements. Ce nombre correspond à une estimation haute intégrant les besoins du projet, et sera ajusté si les données obtenues permettent de réduire les effectifs. L’ensemble de ces mesures garantit une utilisation raisonnée et limitée des animaux, en conformité avec le principe de réduction.
3. Raffinement
Dans ce projet, des mesures de raffinement sont mises en place à chaque étape afin de réduire au maximum la douleur, la détresse et les contraintes subies par les animaux. Les animaux sont hébergés dans des conditions conformes à la réglementation, en groupes sociaux (3 à 5 souris par cage) avec un environnement enrichi comprenant des abris, des matériaux de nidification et des objets à manipuler. Une période d’acclimatation adaptée est respectée avant toute expérimentation afin de limiter le stress. Le nombre de manipulations est réduit au strict nécessaire et les procédures sont réalisées par du personnel formé et expérimenté. Les interventions potentiellement inconfortables (infection, certaines administrations, prélèvements) sont réalisées sous anesthésie appropriée afin de limiter la douleur. Une surveillance clinique rapprochée est mise en place tout au long des études, avec plusieurs observations par jour. L’état de chaque animal est évalué à l’aide d’une grille de score standardisée (poids, mobilité, posture, respiration, alimentation), permettant de détecter précocement toute dégradation de l’état de santé. Des mesures de soutien sont mises en place dès l’apparition de signes cliniques (alimentation facilitée, hydratation, environnement chauffé). Des critères d’arrêt précoces sont définis afin d’éviter toute évolution vers un état sévère, avec mise à mort si nécessaire. Dans la procédure 3, des mesures spécifiques sont appliquées en lien avec l’utilisation de cathéters implantés et l’administration en perfusion. Les animaux sont fournis déjà cathétérisés. Une surveillance spécifique du site du cathéter est réalisée afin de détecter toute complication locale. En cas de dysfonctionnement ou d’inflammation importante, l’animal est retiré de l’étude. Lorsque la présence du dispositif le nécessite, un hébergement individuel temporaire est mis en place afin de protéger le cathéter, compensé par un enrichissement adapté et une surveillance renforcée. Les études de perfusion étant de courte durée (environ 26 heures), l’exposition aux contraintes est limitée. L’ensemble de ces mesures permet de garantir une amélioration continue des conditions expérimentales et de limiter au maximum l’impact des procédures sur le bien-être animal.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
La souris est l’espèce la plus adaptée pour ce type de recherche. De nombreux modèles bien établis permettent de reproduire les différentes étapes des infections pulmonaires humaines et d’évaluer à la fois l’action du traitement sur le pathogène et la réponse de l’organisme. Certains modèles utilisent des souris immunocompétentes, permettant d’étudier l’efficacité des traitements dans un contexte proche de la situation clinique. D’autres modèles dits « neutropéniques », dans lesquels le système immunitaire est temporairement affaibli, sont également utilisés. Ces modèles sont considérés comme une référence dans la recherche sur les anti-infectieux, car ils permettent d’évaluer directement l’activité propre des traitements indépendamment de la réponse immunitaire de l’animal. Ils sont particulièrement utiles pour comparer l’efficacité des molécules et mieux comprendre leur mécanisme d’action. Sur le plan pratique et éthique, la souris est un petit animal facile à héberger et à suivre, ce qui réduit le stress et les souffrances. Son utilisation respecte les principes des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner) : elle évite de recourir à des espèces plus sensibles, limite le nombre d’animaux nécessaires et permet d’adapter les protocoles pour améliorer leur bien-être. Enfin, la souris est déjà largement utilisée dans la recherche sur les maladies infectieuses, et de nombreux outils et marqueurs sont en place pour étudier la réponse de l’organisme ce qui garantit des résultats fiables et comparables pour la suite du développement de nouveaux traitements. Les souris sont âgées au moins de 6-8 semaines afin de permettre des infections et des traitements homogènes des lots d’animaux. Il s’agit donc de rongeurs matures au niveau du système immunitaires.