Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2026-09-03 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-129746)
Une heure d’acclimatation dans la salle, l’anesthésie à l’isoflurane, une craniotomie, puis l’injection de collagénase ou de 100 microlitres de son propre sang dans le striatum pour provoquer une hémorragie cérébrale. Trois heures plus tard, un double cathéter est inséré aux mêmes coordonnées pour liquéfier puis aspirer l’hématome, ou une aiguille aspire quinze minutes durant, deux fois. 3 440 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués par perfusion intracardiaque pour prélever les tissus et isoler les vaisseaux du cerveau. L’effectif comprend 3 360 rats pour les expériences et 80 « dédiés à l’entraînement des expérimentateurs », nombre que le porteur dit pouvoir ajuster à la baisse selon l’aisance et l’habileté de chacun.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
L’objectif de ce projet est de comprendre comment les vaisseaux sanguins du cerveau réagissent après une hémorragie cérébrale (un saignement dans le cerveau). Il est connu qu’une hémorragie abîme la paroi des vaisseaux, la rendant poreuse. Nous voulons étudier un mécanisme naturel de « nettoyage » et de réparation de ces cellules, pour voir s’il aide à maintenir l’étanchéité des vaisseaux sanguins. Bien que ce mécanisme ait été étudié dans d’autres cellules du cerveau, son rôle exact dans les vaisseaux sanguins après une hémorragie reste inconnu. Notre projet vise donc à : Observer comment ce système de réparation naturel évolue au fil du temps après l’hémorragie. – Comprendre comment l’opération chirurgicale consistant à retirer le sang accumulé (le traitement utilisé chez les patients à l’hôpital) modifie ce mécanisme de réparation. – Ce projet apportera de nouvelles connaissances qui pourraient, à terme, améliorer la prise en charge et les traitements des patients victimes d’une hémorragie cérébrale.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet permettra d’apporter des connaissances inédites sur la façon dont les vaisseaux du cerveau réagissent et s’abîment après une hémorragie cérébrale. Ces résultats auront deux retombées principales : •Sur le plan fondamental : Mieux comprendre les systèmes d’autodéfense et de réparation des vaisseaux sanguins du cerveau. •Sur le plan médical (préclinique) : Évaluer très précisément l’impact et l’efficacité des chirurgies actuelles (qui visent à retirer le sang) sur la santé des cellules cérébrales. Cela permettra d’orienter les futures stratégies médicales.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
1- Acclimatation des animaux. Procédure : Mise en condition des rats dans la salle expérimentale avant manipulation. Durée : 1 heure. 1 fois par animal. 2- Anesthésie générale et préparation chirurgicale. Procédure : Induction et maintien de l’anesthésie à l’isoflurane (5 % induction, 2 % maintien), installation sur couverture chauffante, application de lidocaïne dans les conduits auditifs et sur la zone d’incision, pommade ophtalmique. Durée : 5–10 minutes. 3- Chirurgie stéréotaxique – Induction d’une hémorragie intracérébrale (HIC) – modèle collagénase. Procédure : Réalisation d’une craniotomie et injection intrastriatale de collagénase (2µl 1µl, 0,5µl/min, 0,2UI). Durée : 5–10 minutes. 4. Chirurgie stéréotaxique – Induction d’une hémorragie intracérébrale (HIC) -modèle sang autologue. Procédure : Réalisation d’une craniotomie et injection intrastriatale de 100 µL de sang autologue prélevé à partir de la veine caudale (20 µL/min pendant 5 min). Durée : 30–40 minutes. 5. Évacuation de l’hématome par fibrinolyse in situ. Procédure : 3 heures après induction de l’HIC, sous anesthésie, insertion d’un double cathéter (2 × 25G) aux coordonnées stéréotaxiques initiales. Injection de 2 µL de NaCl, rtPA ou urokinase, suivie 30 minutes plus tard de l’aspiration du sang liquéfié. Durée : 45–60 minutes. 6. Évacuation de l’hématome par aspiration mécanique. Procédure : insertion d’une aiguille 23G reliée à une seringue de 1 mL. Aspiration douce et contrôlée pendant 15 minutes, répétée une fois. Durée: 30-40 minutes. 7. Imagerie par résonance magnétique (IRM). Procédure : Séquences T2/T2* pour évaluation des lésions cérébrales sous anesthésie. Durée : 20–30 minutes. 8. IRM avec injection de gadolinium. Procédure : Injection intraveineuse de gadopentétate de dimeglumine suivie d’une acquisition T1 pondérée. Durée : 20 minutes. 9. IRM avec microparticules magnétiques. Procédure : Injection intraveineuse de particules magnétiques couplées à des anticorps anti-VCAM-1, puis séquence IRM T2*. Durée : 20 minutes. 10. Test de perméabilité vasculaire – Bleu Evans. Procédure: Injection en IV de Bleu Evans. Durée: 40 à 45 min. 11. Mise à mort par perfusion intracardiaque. Durée: 10-15 min.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Selon la procédure, des nuisances ou des effets indésirables sont à prévoir sur les animaux. Toutes les douleurs liées à des lésions de la peau des animaux (comme l’insertion d’une aiguille par exemple) seront empêchées par l’utilisation de la lidocaïne en spray ou en crème 5min avant le geste. Ces douleurs seront temporaires et se résorbent sous 48h. Pour les procédures pour lesquelles la douleur est plus importante, nous utiliserons la buprénorphine en injection sous-cutanée à la concentration de 0.3mg/mL à la posologie 0,1mg/kg, sous forme d’une injection unique. Enfin, pour les procédures où la chirurgie est estimée la plus sévère, comme la laparo-thoracotomie, sur conseil du vétérinaire affilié à notre laboratoire, un morphinique fort est préconisé. Le fentanyl pourrait être utilisé, 3-5 minutes avant le début de la procédure, à une dose de 0.3mg/kg injecté à un volume de 100µL en intra-péritonéal. Les procédures relatives aux évaluations comportementales ou d’imagerie sont indolores, mais peuvent engendrer un léger stress qui ne perdure pas dans le temps, dû soit à un nouvel environnement soit à l’isolement social. Les animaux retournent à un état basal dès qu’ils sont de retour dans leur cage et leur boxe de stabulation.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
L’ensemble des animaux utilisés seront mis à mort afin de prélever les tissus permettant des investigations histologiques, ainsi que l’isolement des vaisseaux cérébraux pour des analyses moléculaires complémentaires (Western blot, RT-qPCR ou dosage protéique).
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d’autres méthodes expérimentales n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants car des techniques de remplacement ne sont pas susceptibles d’apporter le même niveau d’information. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. Le rat est l’une des espèces les plus utilisés dans les études de pharmacocinétique et de pharmacodynamique. L’ensemble des acquis et des connaissances dont nous disposons rend cette espèce particulièrement intéressante dans le cadre de notre étude.
2. Réduction
Nous utiliserons le nombre minimal d’animaux afin de respecter le principe de réduction des 3R. Le nombre d’animaux a été déterminé en fonction : • De la spécificité et de la sensibilité des méthodes utilisées, • De nos travaux antérieurs publiés, • Et de la littérature scientifique disponible. L’effectif total nécessaire pour mener à bien ce projet est de 3360 rats, auxquels s’ajoutent 80 animaux dédiés à l’entraînement des expérimentateurs. Le nombre de 3440 animaux a été évalué et validé par un calcul de puissance statistique (power analysis, α = 0,05 ; puissance = 80 %) afin de garantir la robustesse des résultats tout en limitant le recours aux animaux. Par ailleurs, l’utilisation d’outils d’imagerie non invasive (IRM, MPIO, imagerie au gadolinium) permet de suivre les lésions cérébrales et d’étudier la distribution des produits dans le même animal, réduisant ainsi significativement le nombre total requis. Enfin, le nombre d’animaux destinés à l’entraînement (80) pourra être ajusté à la baisse en fonction de l’aisance, de l’habileté et de l’expérience de chaque expérimentateur dans la réalisation de ces gestes techniques.
3. Raffinement
Afin de souscrire au principe de raffinement, les animaux seront anesthésiés durant chaque procédure. Les expériences seront réalisées par du personnel qualifié en respectant les règles de bonnes pratiques de laboratoire pour le respect des animaux, tout en veillant à ne pas dépasser les points limites fixés au préalable. Le bien-être des animaux sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les weekends et jours fériés et cela pendant toute la durée du projet. Les animaux sont hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles (Directive 2010/63/UE). Pour éviter de stresser les animaux, les cages seront isolées de tout bruit extérieur et l’accès à l’eau et à la nourriture sera ad lithium. Enfin, une importance particulière sera apportée au bien-être des animaux. Tout sera mis en œuvre pour réduire l’angoisse, la souffrance et la douleur de chaque animal, pouvant être occasionnées pendant le projet. Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés jusqu’à la mise à mort de l’animal. Après le réveil des animaux à l’issu de la chirurgie, les animaux seront observés jusqu’à l’obtention d’un comportement animal normal. La moitié de la cage des animaux sera placé sur une couverture chauffante leur donnant le choix quant à la température de la cage. De la nourriture humidifiée sera déposée dans la cage pour accès plus simple à l’alimentation après la chirurgie. Le transport des animaux en salle d’expérimentation sera réalisé en limitant les secousses et le bruit. La température de la salle d’expérimentation est contrôlée et adaptée au bien-être des animaux.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le rat est l’espèce la plus appropriée pour ce projet, car il permet de reproduire une hémorragie intracérébrale (HIC) avec un volume suffisant pour envisager une évacuation chirurgicale, ce qui n’est pas réalisable dans des modèles de plus petite taille (ex. souris). Le rat est par ailleurs l’une des espèces les plus utilisées en neurosciences expérimentales. Son système nerveux central est bien documenté, et son anatomie ainsi que sa physiologie cérébrale présentent des similarités importantes avec celles de l’Homme, en particulier concernant la vascularisation cérébrale et l’organisation de la barrière hémato-encéphalique. De plus, les modèles d’HIC chez le rat (modèle à la collagénase et modèle d’injection de sang autologue) sont validés et largement utilisés dans la littérature, ce qui garantit la reproductibilité et la fiabilité des résultats. Enfin, notre équipe dispose d’une expertise reconnue dans l’utilisation de ces modèles, ce qui rend cette espèce particulièrement pertinente pour atteindre les objectifs de ce projet. Les rats utilisés dans cette étude seront âgés de 8 à 12 semaines, correspondant à un stade de jeune adulte. Ce stade est adapté car il représente un âge où le développement cérébral est complet et où la barrière hémato-encéphalique est pleinement fonctionnelle, ce qui permet de modéliser de manière pertinente les mécanismes observés chez l’adulte humain. De plus, les jeunes adultes présentent une meilleure tolérance aux procédures chirurgicales et aux anesthésies, tout en limitant la variabilité liée aux phénomènes de vieillissement ou aux pathologies liées à l’âge.