Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 21/11/2025
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-250255)
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Environ 10 % de la population mondiale est atteinte de maladie rénale chronique, pathologie progressive marquée par des lésions du tissu rénal entraînant une perte de sa fonction. Divers facteurs, notamment les maladies cardiovasculaires et métaboliques (comme l’hypertension et le diabète), ainsi que certains traitements médicamenteux, aggravent l’évolution vers l’insuffisance rénale chronique après des lésions aiguës. Toutefois, les mécanismes biologiques précis responsables de cette progression restent mal compris. A ce jour, il n’existe encore aucune thérapie permettant de soigner ou de limiter l’avancement des maladies rénales. Les recherches pour développer de nouveaux médicaments se heurtent à un taux d’échec élevé en essais cliniques, en grande partie à cause de modèles expérimentaux peu représentatifs des pathologies humaines. En effet, les modèles utilisés couramment ne permettent pas de reproduire les conditions observées chez l’Homme et manque de pertinence physiologique notament par l’absence de pathologies associées comme l’obésité, le diabètes ou le vieillissement. Ainsi, ce projet vise à mettre en place de nouveaux modèles animaux (chez le rat et la souris) d’insuffisance rénale aiguë à chronique afin de mieux évaluer l’efficacité de candidats médicaments dans des contextes pathologiques spécifiques. Les modèles développés mimeront des maladies rénales humaines comme la néphropathie diabétique, la fibrose rénale, lésion rénale induite par l’hypertension artérielle ou médicamenteuse.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
La mise en œuvre et la réussite de ce projet permettront de développer de nouveaux modèles expérimentaux chez l’animal, reproduisant plusieurs troubles physiologiques similaires à ceux observés chez l’être humain. Ce modèle servira à évaluer l’efficacité de nouveaux médicaments contre les maladies rénales, dans des conditions plus proches de la réalité humaine. L’objectif est d’améliorer la pertinence des tests précliniques et de réduire le taux d’échec des candidats médicaments lors des essais cliniques.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Le projet se déroulera en deux phases expérimentales : – Phase 1 : Validations des conditions expérimentales. Cette étape vise à optimiser les paramètres du modèle sur un nombre limité d’animaux (n=18 par procédure, 4 procédures, soit 72 animaux au total), en s’appuyant sur des protocoles établis dans la littérature. La durée dépendra de la procédure (3 jours à 6 mois). – Phase 2 : Evaluation pharmacologique. Elle consistera à tester environ 38 candidats médicaments par an, répartis en 3 groupes de 15 animaux par molécule, soit un total d’environ 1 710 animaux/an. Tous les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’au moins 7 jours avant le début des expérimentations. Les interventions prévues incluent : 1) Administrations de traitements (0.5 – 1 min par administration) réalisées sur animaux vigiles, jusqu’à trois fois par jour selon le protocole, pendant une période variant de 3 jours à 6 mois ; 2) Prélèvements sanguins (3 – 5 min par prélèvement, effectués au moins deux fois (avant et après l’induction du modèle d’insuffisance rénale). Pour les études prolongées (>7 jours), des prélèvements hebdomadaires pouurront être réalisés ; 3) Collectes d’urine, réalisée au moins une fois (jusqu’à 3 fois sur un protocole supérieure à 1 mois) par cage métabolique sur 24 heures (2 – 5 min pour la mise en cage) ou directement depuis la vessie au moment du sacrifice (1 – 2 min par animal) ; 4) Procédures chirurgicales (30 – 60 min, réalisées une fois) : effectuées sous anesthésie générale et analgésie, suivies d’un monitoring biquotidien jusqu’à la fin du protocole (5 – 10 minutes par visite/animal) ; 5) Mesures fonctionnelles rénales : incluant la diurèse sur 24h et/ou la filtration glomérulaire sur 1h30 par capteur transdermique ; 6) Euthanasies (5 – 20 min par animal) : réalisées sous anesthésie profonde, suivies du prélèvement de tissus et fluides biologiques pour analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces procédures permettront une évaluation complète et rigoureuse des effets des traitements sur la fonction rénale dans un modèle expérimental validé.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les animaux impliqués dans ce projet pourront présenter différents effets indésirables liés aux procédures expérimentales : 1) Stress lié à la contention lors des manipulations répétées ; 2) Altération de la fonction rénale, se traduisant par une modification du volume urinaire (augmentation ou diminution), une perte de poids, voire une altération de l’état général (diminution de la vigilance visuelle) ; 3) Douleurs transitoires associées aux interventions chirurgicales ou aux injections médicamenteuses répectées. Au cours des premiers jours suivant l’induction du modèle d’insuffisance rénale, les signes cliniques suivants pourront être observés : perte de poids et d’appétit, déshydratation, démangeaisons, réduction de l’activité locomotrice, prostration ou tremblements. Enfin, certains effets indésirables additionnels (modification du comportement, aspect anormal des fèces, prostration) pourront apparaître lors de l’administration et de l’évaluation toxicologique des candidats médicaments.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de permettre la collecte des fluides biologiques et des tissus nécessaires aux analyses complémentaires.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
En parallèle des modèles expérimentaux utilisant des animaux (rats, souris), des modèles in vitro basés sur la culture de cellules rénales humaines sont en cours de développement. Cependant, ces approches in vitro ne permettent pas de reproduire la complexité physiologique et les réponses systémiques observées chez l’animal. Elles constituent donc un outil complémentaire, mais ne peuvent remplacer totalement les expérimentations in vivo, indispensables pour évaluer les effets globaux et la tolérance des candidats médicaments.
2. Réduction
Les procédures expérimentales seront établies sur la base de protocoles déjà décrits dans la littérature. Le nombre d’animaux par groupe sera limité au strict nécessaire, tout en permettant de prendre en compte la variabilité interindividuelle et de réaliser des analyses descriptives et quantitatives robustes. La première phase de ce projet, dédiée à la validation des modèles et la mise en place des conditions expérimentales, sera menée sur un nombre restreint d’animaux (n=18). Chaque modèle inclura trois groupes de 3 animaux (groupe contrôle, groupe groupe « induit » et groupe traité avec une molécule de référence), soit 18 animaux par espèce, pour un total de 72 animaux (2 espèces, rat et souris). Cette première phase permet également de s’assurer de la robustesse et la reproductibilité de la procédure, d’habituer les expérimentateurs aux gestes techniques (notamment chirurgicaux) et ainsi de réduire le nombre d’animaux nécessaires aux phases ultérieures. Lors de la seconde phase, dédiée aux tests des candidats médicaments, 15 animaux par groupe seront utilisés pour chaque composé testé. Ce nombre a été déterminé en tenant compte d’un taux de perte ou de non-réponse estimé à 30 %. Ainsi, il est prévu qu’en fin d’expérimentation, environ 9 animaux par groupe puissent être exploités pour les analyses, ce qui reste suffisant pour obtenir des résultats scientifiquement et statistiquement pertinents. Les effets des candidats médicaments seront évalués par comparaison avec les groupes témoins traités par le solvant seul. Les animaux seront randomisés afin d’éviter les biais expérimentaux et les données obtenues feront l’objet de tests statistiques appropriés.
3. Raffinement
Dans le cadre de ce projet, des mesures strictes seront mises en œuvre pour garantir le bien-être des animaux. Le personnel en charge assurera un contact régulier durant la période d’acclimatation afin de familiariser les animaux avec la présence humaine et les manipulations, réduisant ainsi leur stress. Les animaux seront hébergés en groupes sociaux stables de 2 à 5 individus, selon l’espèce, dans le respect de la réglementation en vigueur. Certaines procédures pourront être réalisées sous anesthésie et analgésie appropriées afin de limiter toute douleur ou inconfort. Pendant les interventions chirurgicales, les paramètres physiologiques (température, fréquence cardiaque et respiratoire, coloration des muqueuses) seront surveillés en continu. Les animaux seront installés sur un tapis chauffant pendant et après la chirurgie afin de prévenir l’hypothermie. Un suivi clinique rapproché (2 à 3 fois par jour) sera effectué après l’induction du modèle. Un traitement analgésique pourra être administré par voie sous-cutanée ou via l’eau de boisson durant les jours suivant l’intervention pour atténuer la douleur. Afin de favoriser l’alimentation post-opératoire, des aliments facilement accessibles (croquettes humidifiées, gels nutritifs) seront disposés au fond des cages pour limiter les déplacements. Une réhydratation sous-cutanée sera également réalisée si nécessaire. Un système de scoring clinique et des points limites spécifiques à chaque procédure seront appliqués afin d’évaluer l’état des animaux et de déterminer les seuils de retrait. Les conditions d’hébergement respecteront les standards de bien-être animal : propreté des cages, accès permanent à l’eau, à la nourriture et à des éléments d’enrichissement (tubes, matériaux de nidification, papier absorbant, friandises). Pendant le traitement avec les candidats médicaments, une surveillance quotidienne de la masse corporelle et de l’état général (sutures, pelage, respiration, locomotion) sera assurée. Toutes les observations seront consignées et analysées. En cas de dégradation persistante de l’état général pendant trois jours consécutifs (isolement, apathie, altération du pelage, troubles respiratoires), l’animal sera retiré de l’étude et euthanasié conformément aux règles éthiques et aux procédures validées.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Les souris et les rats sont couramment utilisés pour l’étude de la fonction rénale et le développement de modèles d’insuffisance rénale, en raison de leur excellente transposabilité aux pathologies humaines. Les lignées de souris sélectionnées répondent de manière fiable aux procédures d’induction, notamment la ligature de l’uretère, permettant de reproduire la fibrose rénale observée chez l’Homme. Leur statut immunitaire spécifique limite le risque d’infection post-opératoire. Certaines lignées génétiquement modifiées développent spontanément un phénotype d’insuffisance rénale, permettant d’évaluer l’efficacité des traitements sans recourir à des procédures invasives supplémentaires. Les animaux proviendront d’élevages agréés et seront utilisés à l’âge adulte (≥ 7 semaines pour les souris, ≥ 6 semaines pour les rats). Les souris diabétiques seront un peu plus âgées (environ 12 semaines) afin de présenter des atteintes rénales établies, nécessaires à l’évaluation des effets thérapeutiques.