Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2024-08-16 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-358402)
Tuées à l’issue des procédures, mais aussi en fin de période de reproduction ou simplement pour avoir hérité du mauvais génotype, 1 327 souris vont être utilisées, dont 398 dans des procédures d’un niveau de souffrance sévère. Une partie reçoit une injection intracérébrale sous anesthésie de quatre-vingt-dix à cent vingt minutes, avec mise en barres d’oreilles, craniotomie et risque de saignement, une autre une injection intraveineuse rétro-orbitaire. Suivent des tests d’alternance spontanée, d’apprentissage et de mémoire étalés sur quatre à huit jours d’entraînement, puis un prélèvement de liquide céphalo-rachidien de quarante-cinq minutes sous anesthésie, sans réveil. Le porteur affirme que seules les souris transgéniques permettent aujourd’hui de « mimer suffisamment fidèlement » la maladie d’Alzheimer.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Aucun traitement n’étant aujourd’hui en mesure de combattre de façon efficace la progression des maladies neurodégénératives, nous avons pour objectif de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques. Comment ? En nous tournant vers la thérapie génique, qui consiste à introduire du matériel génétique (ADN) dans des cellules du cerveau dans le but de limiter la progression de la maladie. Cette approche s’est révélée efficace dans la maladie d’Alzheimer (MA) dans un modèle murin de la maladie. Des preuves de concepts ont été établies par des injections intracérébrales (directement dans le cerveau) d’un virus modifié (AAV Adeno-Associated Virus ou virus adéno-associés) permettant de délivrer l’ADN au cœur même des cellules. Cependant, dans l’optique d’une application clinique chez l’Homme, l’administration intracérébrale peut induire des risques additionnels dans un cerveau déjà en dégénérescence et atrophié par la maladie. Dans ce projet nous avons développé des nouveaux AAV modifiés de façon à les rendre plus efficaces à passer la barrière protégeant le cerveau (la barrière hématoencéphalique) après une injection intraveineuse et ainsi permettre d’atteindre les cellules du cerveau. Le but est de prévenir une approche invasive d’injection intracérébrale en la remplaçant par une injection intraveineuse chez un modèle murin de la maladie MA. Les objectifs de l’étude sont : 1) Démontrer la fonctionnalité de l’AAV et donc de confirmer l’efficacité thérapeutique de l’administration intracérébrale. 2) Comparer l’efficacité thérapeutique de deux AAV par administration intracérébrale ou intraveineuse. L’objectif final est de poursuivre toutes les étapes précliniques permettant de proposer cette approche thérapeutique chez les patients atteints de la MA.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Le bénéfice recherché est de remplacer la voie intracérébrale (connue pour être efficace chez la souris) par l’administration intraveineuse de vecteurs AAV (Adeno-Associated Virus ou virus adéno-associés) codant pour la protéine X, afin de pouvoir l’appliquer à l’Homme, et plus précisément chez les patients atteints de maladies neurodégénératives.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les animaux modèles de la maladie d’Alzheimer avec phénotype dommageable seront utilisés. Ils seront issus de couples reproducteurs commerciaux. Les animaux seront injectées une seule fois : soit par voie intraveineuse (5 minutes d’anesthésie gazeuse), ou par voie intracérébrale (90-120 minutes sous anesthésie gazeuse avec injection d’analgésique en pré-opératoire, application d’analgésique sur le site incisé et injection d’analgésique en post-opératoire). Des études comportementales (consistant à évaluer l’alternance spontanée, l’apprentissage et la mémoire des souris) seront réalisées afin d’évaluer les effets des vecteurs injectés sur les déficits cognitifs. Le test mesurant l’alternance spontanée sera réalisé en une session d’une journée. Le test mesurant l’apprentissage et la mémoire comprend des sessions d’entrainement de 4 à 8 jours, puis un test effectué en une journée, juste après la session d’entrainement. Le jour d’euthanasie, un prélèvement du liquide céphalo-rachidien et sanguin sera réalisé (45 minutes) sous anesthésie après injection d’un anti-douleur. Ces prélèvements sont réalisés juste avant l’euthanasie des animaux (sans réveil après les actes).
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Parmis les effets indésirables attendus sur les animaux nous pouvons noter les éléments suivants : 1)Une douleur peut survenir lors la mise en barre d’oreille des animaux, 2) Un risque de saignement peut avoir lieu au moment de la craniotomie. 3) Un risque de traumatisme mécanique locale relativement faible peut être également être observe suite l’injection de l’aiguille dans le cerveau des souris. 4) Un risque anesthésique pouvant entrainer des séquelles chez l’animal. 5) Un risque d’infection oculaire peut-être observé après les injections intra-veineuses en retro-orbitale. 6) Une perte de poids dûe à l’injection d’AAV (Adeno-Associated Virus ou virus adeéno-associés) pourrait être observée (5 à 7pourcent du poids de référence total de l’animal, selon nos précédentes études), bien que les concentrations des AAVs utilisées soient déjà évaluées in vitro dans nos précédentes études afin d’éviter toute toxicité chez la souris.7) un stress lié à la manipulation de des animaux lors des tests comportements
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
l’ensemble des animaux seront euthanasiés à la fin des actes prévues que ce soit pour l’élevage (sans prélèvement) de la lignée en cas de mauvais génotype ou en fin de période de reproduction ou à l’issue des procédures (avec prélèvement pour répondre à la question scientifique).
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Remplacement: Le recours aux modèles animaux est essentiel, car aucun type de culture cellulaire ou système synthétique ne permet à ce jour de reproduire la complexité architecturale des cellules du cerveau en particulier leurs interactions structurelles et fonctionnelles. Les animaux utilisés dans le cadre de ce projet sont nés et élevés en captivité dans des élevages agrées.
2. Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est optimisé pour obtenir résultats statistiquement pertinents. Leur nombre (1327) a été restreint au minimum indispensable de façon à obtenir des données nécessaires pour valider l’efficacité d’une stratégie thérapeutique innovante qui peut être considérée comme cible dans plusieurs maladies neurodégénératives. La taille des effectifs a donc été établie grâce à un calcul de puissance. Afin de limiter le nombre total d’animaux essentiels au projet, les tests de comportement et les analyses histologiques, biochimiques et moléculaires post-mortem seront dans la mesure du possible réalisés sur les mêmes animaux. Le design expérimental a pour but d’obtenir un maximum d’informations en utilisant un minimum d’animaux. Les différents paramètres (comportementaux, biochimiques, histologiques, etc) seront analysés grâce à des essais appropriés en fonction des demandes/exigences expérimentales.
3. Raffinement
Les protocoles d’anesthésie et d’analgésie ont été définis et validés par une équipe vétérinaire. De plus, en cas d’observation de la moindre douleur, les souris recevront un traitement analgésique et si cette douleur devait persister, les animaux seraient euthanasiés pour éviter toute souffrance. La douleur/souffrance des rongeurs utilisés dans cette étude sera diminuée par l’injection locale d’analgésique et par protocole analgésique pour les procédures chirurgicales. L’expérimentateur surveille la respiration de la souris et adapte si besoin l’analgésie et le dosage de l’anesthésique. Les animaux reçoivent un traitement analgésique approprié selon le geste chirurgical. Un gel ophtalmique sera appliqué immédiatement après l’injection. Une surveillance particulière de l’œil sera faite en post opératoire pour vérifier l’absence d’infection oculaire. Le geste de l’injection intraveineuse est maitrisé par l’applicateur. L’anesthésie générale sera assurée par une anesthésie gazeuse. L’application de critères d’arrêts standards en élevage/utilisation, et le suivi quotidien des animaux hébergés en groupe certifient le bien-être des animaux. Le suivi est renforcé la semaine suivant la chirurgie puis celui-ci est ensuite allégé a 1 fois par semaine sauf à l’approche de points limites qui auront été définis préalablement. A partir de 9 mois d’âge les animaux seront pesés deux fois par semaine, observés attentivement lors de chaque pesée et de la nourriture sera également ajoutée sur le fond de la cage de façon systématique à chaque pesée. De plus, les tests comportementaux étant réalisés de façon hebdomadaire sur plusieurs jours, favorisent un suivi renforcé et une habituation des souris à la salle et à l’utilisateur. Un environnement enrichi constitué d’un nestlet pour la fabrication du nid et d’un igloo sera ajouté dans chaque cage. Les animaux seront hébergés en groupe.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Afin de tester différentes approches thérapeutiques pour traiter les différentes maladies neurodégénératives, il est nécessaire de disposer d’animaux modèle. A ce jour, seules les souris transgéniques pour la maladie d’Alzheimer permettent de mimer suffisamment fidèlement la pathologie. C’est pourquoi nous les utilisons dans des études d’efficacité de nouvelles cibles thérapeutiques, comme l’évaluation de la surexpression de la protéine X. Dans ce projet des animaux adultes seront utilisés (entre 4 semaines et 14 mois d’âge). Chez ce modèle murin, les défauts neuropathologiques apparaissent dès 6 semaines puis ces défauts progressent ensuite de manière exponentielle. Nous réaliserons les injections stéréotaxiques ou intraveineuses chez des souris à différents stades (entre 4 semaines à 7 mois d’âge) et évaluerons les effets du traitement (entre 8 semaines à 14 mois d’âge) à différents âges et stades de la neuropathologie et comportement en fonction des deux voies d’administration.