Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 17/03/2023
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-446886)
336 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une injection du produit dans le cerveau ou la moelle épinière, par voie intracrânienne, intrathécale ou intraveineuse, puis sont mises à mort au plus tard soixante jours après pour prélever leurs tissus. Le porteur indique des douleurs post-opératoires possibles, un saignement lors de la descente de l’aiguille, une perte de poids ou un décès sous anesthésie, et décrit un protocole d’analgésie. Il conclut à l’irremplaçabilité de la souris, aucune culture cellulaire ne reproduisant selon lui la complexité du cerveau, pour optimiser une thérapie génique visant les maladies neurodégénératives.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Les maladies neurodégénératives comme la maladie de Huntington (MH) sont une préoccupation croissante en santé publique. Malgré d’importants efforts de recherche, il n’existe encore aujourd’hui aucun traitement capable de combattre de façon efficace la progression de ce type de maladies. De nouvelles stratégies sont essentielles pour progresser dans la prise en charge des patients. Parmi ces nouvelles approches se trouve la thérapie génique. Elle utilise la génétique pour soigner ou prévenir la maladie. L’objectif est de délivrer aux cellules malades un gène à action thérapeutique (transgène) qui permet de remplacer la protéine défectueuse à l’origine de la maladie. Ce gène médicament est transporté dans les cellules grâce à un virus modifié (vecteur viral) dont les caractéristiques peuvent permettre de cibler plus ou moins spécifiquement les cellules malades. Le projet « Optimisation de l’expression d’un transgène sur modèle murin par modulation du sérotype du vecteur thérapeutique et du site d’injection en vue d’une application en thérapie génique pour les maladies neurodégénérative » a pour but de déterminer les conditions optimales d’administration (site d’injection et spécificité du vecteur médicament) pour permettre d’augmenter l’efficacité du traitement de thérapie génique en vue d’une application à l’homme. Nous testerons différents vecteurs médicaments ainsi que différents sites d’injection et testerons leur efficacité. Cette optimisation permettra d’ajuster au mieux la thérapie aux patients en ciblant de manière plus spécifique les cellules malades et en déterminant la meilleure voie. Les deux approches combinées (ciblage des cellules malades et choix de la voie d’administration) permettront d’améliorer considérablement l’efficacité de la thérapie tout en réduisant de manière significative les risques liés à l’utilisation de virus en diminuant la dose utilisée.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet pourrait permettre de : – déterminer la meilleure voie d’administration pour le traitement de maladie neurodégénérative, – déterminer la dose de virus utile pour un traitement avec pour objectif de réduire cette dose au maximum, – déterminer une stratégie thérapeutique qui réduirait le délai pour envisager une application à l’homme.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Pour l’ensemble de ce projet aucun prélèvement ne sera effectué sur animal vigile. Deux interventions seront effectuées sur chaque animal, l’une au moment de l’injection (IC – Intra cranienne, injection dans le cerveau), ICM – Intra Cisterna Magna, injection dans la grande citerne, cavité à l’arrière de la tête entre le crâne et la première vertèbre, IT – Intrathécale, injection au niveau de la moelle épinière par injection entre les vertèbres, ICV – IntraCérébroVentriculaire, injection dans les ventricules du cerveau, IV – Intraveineuse, injection dans le système veineux), l’autre au moment de l’euthanasie au maximum 60j post-injection. Pour les injections IC, ICM, IT, ICV une intervention inférieure à 30 minutes animal endormi, avec prise en charge analgésique 30 minutes avant la chirurgie sera effectuée. Afin d’éviter la douleur, post-chirurgie, les animaux reçoivent l’administration d’analgésique dans les 48 heures suivant la chirurgie. Pour l’injection IV une intervention de moins de 5 minutes par animal sera réalisée (5 minutes pour anesthésie et injection avec un temps d’injection de 20 secondes maximum). Les animaux sont euthanasiés afin de pouvoir prélever les tissus pour analyses.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Cette étude ne devrait pas engendrer de nuisance ou d’effet indésirable pour les animaux (surexpression modérée des différentes protéines et un temps d’expression suffisamment court pour ne pas engendrer de toxicité à long terme). L’utilisation d’antalgique (buprénorphine) permettra de minorer les éventuelles douleurs post opératoire liées : (1) à la manipulation des animaux (placement sur appareil de stéréotaxie), (2) à l’injection (réalisation de trepan pour l’Intra Cranienne et l’Intra Cérébroventriculaire, chirurgie pour injection dans la Cisterna Magna et en Intra Thécale), (3) à un saignement suite à une lésion d’une artère ou d’une veine lors de la descente de l’aiguille au site d’injection, (4) à une perte de poids liée à l’intervention et/ou chirurgie ou un décès dû à l’anesthésie.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Les animaux seront euthanasiés en fin procédure expérimentale pour les prélèvements et leurs analyses afin de pouvoir répondre a la question scientifique de ce projet.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Le recours aux modèles animaux est essentiel, car aucun type de culture cellulaire ou système synthétique ne permet à ce jour de reproduire la complexité architecturale des cellules du cerveau en particulier leurs interactions structurelles et fonctionnelles.
2. Réduction
Des résultats précédents nous ont permis d’estimer la puissance statistique de nos analyses et l’échantillonnage nécessaire pour caractériser les effets biologiques souhaités. Le nombre d’animaux utilisés est donc optimisé pour obtenir des résultats statistiques. La composition des groupes d’étude a été faite pour utiliser un nombre minimal d’animaux (6 animaux, un seul sexe étudié car aucune variabilité liée au sexe n’est attendue permettant ainsi de ne pas injecter d’animaux supplémentaires pour homogénéiser le ratio sexe F/M). Leur nombre (338) a été restreint au minimum indispensable de façon à obtenir des données nécessaires pour valider l’efficacité d’une stratégie thérapeutique innovante qui peut être considérée comme cible dans plusieurs maladies neurodégénératives. Un groupe contrôle de 12 animaux servira pour l’ensemble de l’expérience. En cas de problème pour l’un des groupes injectés (tel qu’un décès lors de l’anesthésie par exemple), un animal du groupe contrôle sera utilisé en remplacement, ainsi aucun animal supplémentaire ne devrait être ajouté à celui indiqué précedemment pour finaliser le projet. Le design expérimental a pour but d’obtenir un maximum d’informations en utilisant un minimum d’animaux. Un plan statistique complet a été rédigé et validé. L’analyse statistique sera réalisé à l’aide du logiciel statistique informatique.
3. Raffinement
Les animaux seront regroupés par groupes de 6. Les protocoles d’anesthésie et d’analgésie ont été définis et validés par une équipe vétérinaire. Un suivi quotidien des animaux sera effectué certifiant un contrôle régulier du bien-être des animaux. En cas d’observation de la moindre douleur, les souris recevront un traitement analgésique, et si cette douleur devait persister, les animaux seraient euthanasiés pour éviter toute souffrance inutile. La douleur/souffrance des rongeurs utilisés dans cette étude sera diminuée par l’injection de lidocaïne (anesthésique local) et par protocole analgésique ratifié par le vétérinaire du service pour les procédures chirurgicales. L’expérimentateur surveille la respiration de la souris et adapte si besoin l’analgésie et le dosage de l’anesthésique. Les animaux reçoivent un traitement analgésique approprié selon le geste chirurgical. Toute manipulation de vecteurs thérapeutiques se fait dans les conditions optimales. Les animaux seront hébergés en zone confinée du moment de l’injection des vecteurs thérapeutiques jusqu’à leur euthanasie. Un environnement enrichi sera garanti aux animaux, : carré de coton ou des lamelles de kraft pour la nidification. Un igloo sera ajouté dans chaque cage. Tout au long de la vie des animaux un suivi rigoureux sera réalisé pour s’assurer de leur bien-être en collaboration avec la structure chargée du bien-être animal.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le modèle animal choisi pour ce projet est la souris. Notre étude a pour but d’étudier la biodistribution, un modèle « complet » animal est donc indispensable. Le modèle murin est le modèle de référence pour des études préliminaires. Les animaux utilisés seront injectés à P50 et mis à mort 2 mois après injection. Ce projet a pour objectif de déterminer la voie d’administration optimale en fonction du sérotype et du transgène choisi. Il servira de référence en vue d’une application de cette stratégie sur l’humain adulte. Des animaux adultes sont donc utilisés. L’expression de nos vecteurs est optimale 4 à 6 semaines post injection, nous avons choisi de conserver les animaux 8 semaines post injection pour que chacun des animaux injectés exprime la protéine d’intérêt de manière optimale.