Réparation du nerf péronier lésé avec perte de substance à l’aide d’une greffe de vésicules extracellulaires issues des cellules souches olfactives humaines, chez le rat.

Le rat est un mammifère dont les mécanismes neurobiologiques mis en oeuvre après une section du nerf avec perte de subtance sont proches de celui de l’humain. Il n’existe pas d’alternative à l’utilisation de mammifères pour réaliser notre étude pré-clinique. Les études in vivo n’utilisant pas des mammifères ou celles in vitro réalisées à partir de cellules issues de mammifères livrent une quantité infime d’informations au regard de ce qu’il pourrait se passer chez l’Homme. Notre projet vise à proposer une stratégie innovante de réparation nerveuse périphérique directement transférable vers la clinique humaine. Pour cette raison, l’utilisation de mammifères est absolument indispensable et nécessaire. Il n’existe pas d’alternative au modèle animal in vivo. Pour cela, nous avons choisi d’utiliser des rats plutôt que des primates non humains, des bovidés, des porcidés, des canidés, des félidés… ou des murinés du genre Mus dont nous n’avons aucune expertise en termes de récupération post-traumatique nerveuse périphérique.

Afin de mener à bien notre projet, nous devons constituer 10 groupes expérimentaux. Ces groupes seront constitués de rats males Sprague Dawley d’environ 250 g lors de la chirurgie initiale. Des males seront choisis en raison de l’absence d’importants cycles hormonaux mensuels pouvant introduire une grande variabilité dans les résultats attendus. Dans un souci de réduction du nombre d’animaux, chaque animal opéré sera engagé dans les 3 étapes expérimentales successives décrites dans la chronologie du protocole. Dans la mesure où la comparaison des résultats entre les groupes sera réalisée avec des tests statistiques paramétriques, nous prévoyons, au regard de nos expériences passées, d’inclure initialement dans chaque groupe au maximum 25 animaux, soit un total de 250 animaux. Toutefois, afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, nous enrolerons, dans un premier temps, 5 animaux par groupe, soit un total de 50 animaux. A l’issue de cette première vague expérimentale, nous calculerons, au regard des résultats obtenus et de la variabilité intergroupe, d’une puissance de 80% et d’un seuil de significativité de 5%, avec un test statistique approprié, les effectifs nécessaires pour pouvoir montrer une différence entre les groupes traités et ceux non-traités. Si le calcul indique que les effectifs nécessaires sont supérieurs à ceux envisagés initialement, nous réviserons nos objectifs initiaux et réduirons les groupes expérimentaux afin de privilégier les modes d’administration les plus favorables. Si, malgré la réduction du nombre de groupes, aucune différence intergroupe ne peut être dégagée pour un nombre d’animaux par groupe inférieur ou égal à celui initialement prévu, nous abandonnerons l’étude et concluerons à l’inéfficacité du traitement thérapeutique.

Du gel ophtalmique sera utilisé au cours de la chirurgie afin d’éviter l’assèchement de la cornée. Une injection de sérum physiologique glucosée permettra de réhydrater les animaux en fin de chirurgie. Une couverture antibiotique, ainsi qu’un traitement antalgique seront administrés au cours de la semaine suivant la chirurgie afin de réduire les éventuelles infections et douleurs post-chirurgicales. L’observation détaillée quotidienne de l’état de santé des animaux et l’évaluation de l’expression faciale permettront de prendre l’ensemble des mesures detinées à réduire la douleur et le stress. Les animaux atteignant le point limite seront euthanasiés selon la procédure réservée aux animaux éveillés. Au cours des 7 jours suivant la chirurgie, les animaux seront placés seuls dans une cage le temps que les plaies cicatrisent afin d’éviter les blessures et réouverture des plaies que pourraient occasionner les congénaires. De l’eau et de la nourriture seront données ad libitum. A l’issue de cette période critique, ils seront replacés avec leurs congénaires dans des cages enrichies avec des objets (tubes en polycarbonate rouge…) et de l’eau et de la nourriture données ad libitum. L’hébergement des animaux sera réalisé dans l’animalerie du laboratoire dont la température des locaux est aux environs de 22°C avec un cycle jour/nuit 12h/12h. Nous nous efforçerons à chaque instant d’affiner nos procédures afin de garantir le bien-être des animaux grâce à une surveillance attentive, et des soins et des gestes adaptés, avec notamment, pour ces derniers, une diminution de l’angoisse et du stress des animaux par manipulation avant, pendant et après tout prélèvement, intervention et test comportemental.