Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 28/05/2025
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-740186)
Jusqu’à seize examens d’imagerie et quatre mesures de la fonction rétinienne sous anesthésie, entre l’âge de 14 jours et six mois : 280 souris porteuses de mutations qui détruisent leur rétine vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l’issue. L’enjeu déclaré est de repérer à quel moment la rétine commence à se dégrader, afin de fixer la fenêtre où tester plus tard des thérapies géniques. Le porteur indique que la répétition des anesthésies expose les souris à l’hypothermie, première cause de mortalité anesthésique chez les rongeurs, et prévoit sept jours de repos entre deux anesthésies fixes. Il conclut qu’il n’existe aucune méthode substitutive in vitro ou par simulation, le système visuel devant rester intact.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
La perte de la vue représente un handicap majeur pour les personnes qui en sont atteintes. Afin que ces personnes puissent rester complètement autonomes, il apparaît essentiel de trouver des thérapies efficaces pour ralentir l’évolution d’une perte visuelle ou de la restaurer chez les personnes l’ayant perdue. Grâce au progrès de la recherche en génétique, un grand nombre de gènes responsables de pathologies oculaires comme la rétinite pigmentaire ont été identifiés, ouvrant de nombreuses opportunités pour le développement de thérapies géniques. Pour évaluer l’efficacité de ces thérapies géniques, des modèles murins ont été créés afin de répliquer la pathologie observée chez les patients. Bien qu’une dégénérescence de la rétine ait été observée dans ces modèles, peu voir aucune information n’est disponible sur le moment où la pathologie débute dans ces modèles. Cette information est pourtant cruciale pour déterminer la fenêtre thérapeutique optimale pour tester une thérapie génique. L’objectif de ce projet est donc de précisément caractériser la vitesse de dégénérescence rétinienne de plusieurs modèles murins de rétinite pigmentaire, afin de déterminer la fenêtre thérapeutique optimale pour ensuite tester les différentes thérapies en cours de développement. Ce projet permettrait également de mieux comprendre les différences de symptômes observés chez les patients (apparition de la maladie plus ou moins précoce, dégénérescence de la rétine plus ou moins rapide…) en fonction des différentes mutations causales.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet conduira : à une meilleure connaissance des modèles murins utilisés pour étudier les maladies dégénératives de la rétine ; à comparer l’effet de différentes modifications génétiques (mutations) causant une même maladie permettant ainsi de mieux comprendre les effets moléculaires et cellulaires de chaque classe de mutation dans le développement de la maladie chez les patients ; et à définir le meilleur moment dans le développement de la pathologie pour tester de nouvelles thérapies.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
La structure anatomique de la rétine (différentes couches de cellules) sera visualisée par une méthode d’imagerie in vivo sur souris anesthésiées. L’acquisition d’images dure environ 5 minutes par animal. Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé au maximum 16 fois par animal entre l’âge de 14 jours et de 6 mois. La fonction rétinienne (capacité des cellules de la rétine à répondre à un stimulus lumineux) sera évaluée sur souris anesthésiées et analgésiées. L’analyse dure environ 30 minutes par animal. Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé au maximum 4 fois par animal à l’âge de 1, 2, 3 et 6 mois.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les injections peuvent induire une douleur légère de courte durée. Les gestes expérimentaux auxquels seront soumises les souris seront réalisés sous anesthésie induisant une répétition des anesthésies. L’anesthésie peut provoquer une hypothermie chez la souris qui est la première complication et cause de mortalité lors d’anesthésie de rongeurs. Un léger stress peut être engendré lors du changement d’environnement des animaux (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme).
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Tous les animaux de l’étude (280) seront euthanasiés à la fin de la procédure afin de collecter des échantillons pour des analyses histologiques et de biologie moléculaire post-mortem
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Nous étudions dans ce projet le fonctionnement du système visuel en fonction de différentes mutations. Ceci ne peut être étudié qu’in vivo puisque le fonctionnement du système visuel doit être intact. Il n’existe pas de méthodes substitutives in vitro ou par simulation.
2. Réduction
Le nombre d’animaux utilisés (280 souris) est limité au minimum nécessaire pour fournir des données biologiquement et statistiquement significatives. Les tests statistiques réalisés seront adaptés aux échantillons de petite taille afin de limiter le nombre d’animaux par groupe (5 souris par groupe). Ce nombre de 5 souris par groupe est basé sur des études antérieures du laboratoire utilisant des techniques similaires. Plusieurs tissus seront prélevés sur toutes les souris utilisées dans ce projet afin de collecter un maximum d’échantillons et d’éviter de relancer des expérimentations additionnelles.
3. Raffinement
Les animaux seront examinés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie et ou les expérimentateurs et seront hébergés dans les conditions conformes à la réglementation. Les animaux seront hébergés dans des cages de stabulation avec enrichissement), alimentation et abreuvement à volonté. Une anesthésie gazeuse courte, permettant un réveil rapide de l’animal, sera privilégiée quand les actes expérimentaux le permettent Pour les actes expérimentaux plus longs, les souris auront une anesthésie fixe et recevront une anesthésie locale de la cornée. Un gel hydratant sera utilisé pour protéger la surface cornéenne pendant les électrorétinogrammes. Les souris seront placées sur un tapis chauffant durant toute la durée de l’anesthésie et en chambre thermostatée jusqu’à leur complet réveil. Une pommade anti-inflammatoire et antibactérienne est appliquée à la fin des électrorétinogrammes. Une nouvelle aiguille sera utilisée pour chaque animal pour limiter la douleur induite lors des injections. Un temps de repos minimal de 24h sera réalisé entre une anesthésie gazeuse et une anesthésie fixe et de 7 jours entre deux anesthésies fixes. Pour limiter le stress des animaux lors du changement d’environnement (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme), les souris resteront dans leur cage habituelle d’hébergement, avec leurs congénères et l’enrichissement habituel (ainsi que nourriture et eau à volonté). Une signalétique particulière des animaux en expérimentation est utilisée. Elle permettra une surveillance adaptée des animaux en fonction des points limites définis à chaque procédure afin de s’assurer de leur bien-être. Des critères d’arrêt ou points limites ont été déterminés pour chaque étape de la procédure expérimentale.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Cette étude sera réalisée sur des modèles de souris car il existe différents modèles génétiques de rétinopathie proches du phénotype humain. Nous utiliserons plusieurs lignées de souris génétiquement modifiées ayant des mutations différentes et une vitesse de dégénérescence rétinienne différente, pour modéliser la variabilité observée chez les patients. Les animaux entreront en procédure à l’âge de 14 jours. La réalisation d’imagerie ne peut pas débuter avant car il est nécessaire que les souris aient les paupières ouvertes (chez la souris, l’ouverture des paupières a lieu au cours de la deuxième semaine de vie post-natale).