Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 2024-10-22 00:00:00
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-792818)
Une biopsie de l’extrémité de la queue pour le génotypage, puis une injection dans l’abdomen chaque jour pendant trois jours : 876 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Elles sont tuées quinze jours plus tard pour que leurs deux rétines soient mises en culture, le porteur présentant ce travail sur explants comme une façon d’éviter les injections dans l’œil sur animal vivant. L’objectif déclaré est de comprendre pourquoi la rétine des mammifères ne se régénère pas, avec l’espoir de stratégies thérapeutiques qui n’existent pas aujourd’hui. Les souris reproductrices, elles, sont gardées vivantes et utilisées pendant toute leur période de fertilité pour fournir les animaux du projet.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
La rétine des mammifères n’a pas de capacité d’auto-réparation en cas de maladie neurodégénérative, contrairement à certaines espèces de grenouilles ou de poissons qui ont des capacités de régénération remarquables grâce à des cellules rétiniennes appelées cellules de Müller. Cependant, ces cellules de Müller ont conservé un certain potentiel de régénération chez les mammifères. En effet, dans certaines conditions expérimentales, elles sont capables de proliférer et de régénérer des neurones rétiniens, mais de façon très limitée. Notre objectif est donc de mieux comprendre ce qui empêche ou favorise les capacités régénératives des cellules de Müller afin de pouvoir efficacement activer ces cellules et ainsi proposer des pistes thérapeutiques. Dans ce contexte, nous avons montré que les microglies (cellules immunitaires de la rétine) sont des régulateurs de l’activité régénérative des cellules de Müller. La voie de signalisation Notch joue un rôle crucial dans divers processus cellulaires. Cependant, sa fonction dans la microglie en lien avec la régénération rétinienne n’a pas encore été étudiée. Pour comprendre le rôle de la voie Notch dans ces cellules, nous utiliserons des explants de rétines de souris cultivés dans des boîtes de Pétri. Ce modèle nous permet d’étudier le comportement des cellules de Müller en conditions de dégénérescence rétinienne dans divers contextes (plus ou moins d’inflammation, voie Notch activée ou inhibée). À terme, ce projet vise à améliorer notre compréhension des mécanismes par lesquels la microglie régule le potentiel de régénération rétinienne des cellules de Müller.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
A court terme, ce projet devrait permettre de mieux comprendre le rôle d’une voie de signalisation majeure dans la régénération de la rétine et ses liens avec le contrôle de l’inflammation. La perte de vision chez l’homme est un problème de santé publique majeur. Ainsi, à long terme, nous espérons que ce projet contribuera au développement de stratégies thérapeutiques régénératives qui n’existent pas à l’heure actuelle.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Biopsie de l’extrémité de la queue (2mm) pour génotypage, procédure qui dure 5 secondes, 1 fois par souris. Injection intrapéritonéale qui dure moins de 30 secondes, 1 fois par jour pendant 3 jours.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
La biopsie de l’extrémité de la queue peut générer une faible douleur de courte durée. La molécule injectée peut provoquer une perte de poids. Le maintien de l’animal lors de la biopsie et de l’injection (contention) peut provoquer un peu de stress.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Les animaux seront euthanasiés 15 jours après la procédure pour permettre les analyses sur les deux rétines des souris. Les animaux reproducteurs qui permettront de générer les souris qui subiront la procédure seront gardés en vie et utilisés tout au long de leur période de fertilité pour produire des souris pour ce projet.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
La nécessité d’avoir recours à des animaux se justifie par le fait que la rétine est un tissu complexe composé de nombreux types de neurones et de cellules gliales dont les interactions sont cruciales et l’objet même de notre étude. Des organoïdes de rétine existent mais elles ne présentent pas de cellules microgliales. Dans ce contexte on ne peut pas se passer de l’utilisation d’animaux pour produire les explants rétiniens.
2. Réduction
Le nombre d’animaux prévu pour ce projet correspond au minimum nécessaire pour une démonstration convaincante des principes scientifiques étudiés sur la base d’arguments statistiques valides. Nous utiliserons des tests non paramétriques qui permettent d’aboutir à des conclusions statistiques avec un nombre faible d’échantillons. Nous utiliserons systématiquement les deux yeux de l’animal ce qui permet de réduire le nombre d’animaux. Nous avons planifié les croisements de manière à utiliser tous les animaux d’une portée (dont les animaux contrôles). Pour générer les animaux qui subiront la procédure d’injection, nous utiliserons des reproducteurs tout au long de leur période de fertilité ce qui diminuera le nombre d’animaux ayant à subir le prélèvement de la queue pour génotypage.
3. Raffinement
Dans le but de réduire le plus possible la douleur, souffrance ou angoisse, nous utilisons des méthodes d’évaluation avec une grille de suivi et avons établi des points limites précoces pour éviter la souffrance des animaux. Pour les injections de 4-hydroxytamoxifène, nous utiliserons des aiguilles qui sont les plus fines possible pour assurer une injection efficace tout en minimisant la douleur. Durant l’injection, les animaux seront maintenus par des chercheurs entraînés à ce geste pour minimiser le stress et les animaux seront habitués au préalable à ce type de contention. Dans le cas où nous constatons une perte de poids suite à l’injection du produit, nous disposerons dans la cage un aliment spécial nommé Booster qui permettra d’enrichir le lait maternel à destination des petits non sevrés. Grâce à l’utilisation des explants, nous évitons de créer de la dégénérescence rétinienne chez des animaux vivants et nous évitons de leur faire subir des injections intravitréennes qui nécessitent anesthésie profonde et analgésie.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
La connaissance approfondie du génome et de l’expression des gènes chez la souris ainsi que l’existence de nombreux animaux transgéniques en font un modèle de choix. Les rongeurs sont les animaux couramment utilisés comme modèles de pathologies humaines y compris dans le domaine de l’ophtalmologie. Il existe en effet de nombreux modèles murins présentant de manière spontanée une dégénérescence rétinienne mimant les pathologies humaines qui pourront être utilisées dans la suite du projet. De plus, notre objectif est de comprendre pourquoi la régénération rétinienne ne se fait que très peu chez les mammifères contrairement à d’autres modèles de vertébrés tels que le poisson-zèbre ou le xénope. Ainsi, bien que la voie de signalisation que nous étudions soit conservée dans le règne animal, c’est son fonctionnement particulier dans la rétine des mammifères qui est l’objet de notre étude. Nous réalisons les expériences ex vivo sur les explants rétiniens prélevés sur des souris à 1 mois qui est le stade où la neurogénèse est terminée dans la rétine mais où un potentiel de régénération est toujours présent. Ce potentiel diminue fortement à des stades plus tardifs. Pour cela, nous devons injecter le produit activateur de l’expression de nos gènes d’intérêt 15 jours avant pour permettre l’accumulation des protéines codées par les gènes induits.