Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 06/03/2025
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-823018)
Pour tester chez le primate une thérapie génique contre la maladie de Parkinson déjà évaluée chez la souris, 8 macaques à longue queue vont être utilisés, tous tués à l’issue pour analyses histologiques. Quatre subissent des procédures d’un niveau de souffrance modéré, quatre d’un niveau sévère. La moitié subit d’abord une chirurgie de six heures sous IRM pour induire la maladie, puis tous reçoivent une ouverture de la barrière hémato-encéphalique par ultrasons de trois heures trente, quatre ponctions lombaires, trois IRM, six PET-scans et cinq transports routiers d’une heure entre deux établissements. Le porteur reconnaît un risque d’arrêt cardiaque lors de l’ouverture de la barrière et des fuites de liquide céphalorachidien après les ponctions, et indique que cette étape sur une seconde espèce est exigée par l’Agence nationale de sécurité du médicament avant tout essai chez l’humain.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
La maladie de Parkinson est une maladie neurodégénérative conduisant à une atteinte majeure de la qualité de vie chez les patients, consécutive à une perte des neurones spécifiques d’une partie du cerveau. De nos jours, les patients parkinsoniens sont majoritairement sous traitements médicamenteux de L-Dopa, efficaces pour une durée dépendante de chaque patient, mais qui ne permet qu’un effet transitoire et évoluant ensuite vers une paralysie progressive et une perte importante de qualité de vie. L’enjeu majeur est donc de trouver un traitement pour ces patients permettant de ralentir voire de corriger les symptômes de la pathologie. Nous évaluerons une thérapie génique pour tenter de corriger la perte neuronale responsable des symptômes parkinsoniens. Nous avons démontré l’efficacité de notre approche thérapeutique dans 3 modèles murins de la maladie de parkinson. Cette thérapie sera injectée par voie veineuse et pourra pénétrer jusqu’au cerveau grâce à l’ouverture de la barrière hémato-encéphalique, réalisée de manière non invasive (dispositif disposé sur la tête de l’animal et envoyant des ultrasons de manière focalisée). Les objectifs du projet sont d’évaluer la faisabilité, l’efficacité et la tolérance d’une administration par voie intraveineuse de cette thérapie génique chez le primate non humain (PNH) pour permettre ensuite de réaliser ce traitement chez l’Homme. Le suivi de la pathologie nécessitera de travailler dans 2 établissements pour l’utilisation d’un appareil d’imagerie spécifique.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Il n’existe à l’heure actuelle aucun traitement qui permette de guérir les patients atteints de maladie de Parkinson. Le bénéfice de ce projet pourrait être de prouver l’efficacité d’une nouvelle thérapie génique et à plus long terme cela pourrait amener à proposer un essai clinique pour un nouveau traitement de thérapie génique (nouveau médicament-vecteur d’intérêt) pour des patients atteints de maladie de Parkinson.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Tous les gestes techniques sont réalisés sous anesthésie générale, et une même anesthésie générale permet la réalisation de plusieurs gestes (prise de sang + prélèvements de Liquide céphalo rachidien et/ou imagerie par résonance magnétique (IRM) et PET-scan. Au sein de l’établissement 1 (EU1), la moitié des animaux aura une procédure d’ouverture de barrière Hématoencéphalique couplée à une administration intraveineuse de thérapie génique et une imagerie par résonance magnétique (IRM) (environ 3h30). Ils auront également 4 prélèvements sanguins et 4 prélèvements de Liquide céphalo rachidien (LCR) espacés de 4 semaines minimum entre chaque prélèvement (1 anesthésie générale pour un prélèvement de sang et LCR, maximum 30-45min, répété 4 fois au total). Et enfin 3 Imagerie par résonance magnétique (IRM) (environ 1h30). L’autre moitié des animaux aura une procédure chirurgicale sous anesthésie générale et analgésie adaptée, sous IRM, pour induire le modèle pathologique associée à une prise de sang (durée environ 6h, EU1) puis 1 mois après une procédure d’ouverture de barrière Hématoencéphalique couplée à une administration intraveineuse de thérapie génique sous anesthésie générale et analgésie adaptée sous IRM également (environ 3h30maximum, EU1). Dans l’EU1, les animaux auront 3 examens de suivi par Imagerie par résonance magnétique à 1 mois d’intervalle minimum et associées à chaque fois à une prise de sang et une ponction lombaire au cours de la même anesthésie (durée totale 2h maximum). Pour le suivi, dans l’EU2, les animaux auront également 6 imageries PET-scan (1 semaine minimum entre chaque) qui nécessiteront une injection de substance faiblement radioactive (durée totale 2h maximum). 3 de ces imageries PET-scan seront associées à une prise de sang pour mesurer la concentration de la substance radioactive dans le sang (prélèvements multiples au cours des 2h). Les animaux seront transportés d’un établissement à l’autre par un transporteur agréé 5 fois au total (1h de trajet environ).
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les animaux auront une chirurgie sous anesthésie générale. La chirurgie engendrera un inconfort et une douleur en post-opératoire. L’anesthésie générale nécessaire pour cette chirurgie et pour les examens d’imagerie sera associée à une hypothermie et un risque de dépression cardiorespiratoire. La procédure permettant d’ouvrir la barrière hématoencéphalique sera associée à un risque d’arrêt cardiaque. Les 5 transports de l’animal entre les établissements 1 et 2 pourront engendrer un stress. Plusieurs prélèvements de sang dont certains avec pose d’un cathéter fémoral pourront générer des hématomes et des indurations de la zone de prélèvement. Les ponctions lombaires présenteront un risque de fuite de liquide céphalorachidien (maux de tête, vomissements, signes neurologiques) et la formation possible d’hématomes. Les animaux ressentiront un stress lié à leur capture en cage lors de l’induction de l’anesthésie.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
A la fin du projet, l’ensemble des animaux sera euthanasié pour permettre les études histologiques et de biodistribution afin d’évaluer l’efficacité thérapeutique et la tolérance de l’approche.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Toutes les études in vitro (en dehors de l’animal) possibles pour valider la cible thérapeutique ont été effectuées avant ce projet afin de valider l’utilisation de ce médicament-vecteur comme nouvelle cible thérapeutique dans la maladie de Parkinson. Ensuite la stratégie thérapeutique et la fonctionnalité de notre thérapie ont été réalisées chez la souris en amont de ce projet. L’objectif de ce projet ne permet pas d’envisager de méthode évitant ou remplaçant l’utilisation des animaux. En effet, le développement de cette approche thérapeutique chez l’Homme nécessite une étude de son efficacité et de sa toxicité, sur un modèle animal de plus grosse taille, le plus pertinent pour reproduire le modèle de la maladie de Parkinson est le primate non humain. Ces étapes sont réglementaires et requises par l’Agence nationale de la sécurité des médicaments (ANSM) pour toute demande d’autorisation d’étude clinique (chez l’Homme).
2. Réduction
Il y a 8 animaux au total sur ce projet, ce qui correspondant au minimum requis pour la validation de l’efficacité de l’approche thérapeutique. L’étude statistique concernera principalement l’étude histologique et sera réalisée par un anatomopathologiste certifié.
3. Raffinement
Les animaux sont hébergés en groupe. Un programme d’enrichissement est mis en place pour complexifier l’environnement et permettre l’expression de comportement propres à l’espèces (ex : fourragement). Les animaux auront un suivi quotidien par les techniciens du projet, un suivi de poids à chaque anesthésie, l’utilisation d’un analgésique pour les ponctions lombaires et la chirurgie d’injection virale, pour éviter tout inconfort. Une observation journalière sera faite tout au long du projet de manière à suivre les points limites mis en place dans le projet. A la moindre anomalie détectée, un avis vétérinaire sera demandé et un traitement mis en place si nécessaire. L’ensemble des gestes techniques seront faits sous anesthésie et analgésie adaptées. Lors de ces anesthésies nous contrôlerons et maintiendrons les paramètres physiologiques de l’animal. Nous nous assurons ensuite du réveil et de la bonne récupération des animaux. Le nombre d’anesthésies est minimisé en regroupant les procédures, par exemple prise de sang, ponction lombaire et imagerie IRM sont faites au sein de la même anesthésie générale. Les animaux auront un temps de récupération de minimum 1 semaine entre chaque session de prélèvement ou d’imagerie, et nous respecterons les volumes de prélèvement maximaux recommandés pour l’espèce (volume adapté à la taille des animaux et conforme aux recommandations en termes de Bien-être animal). Ce projet se déroulera dans deux établissements, afin de minimiser le stress induit par les changements d’établissements les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation à leur arrivée pour chacun des sites. Le transport entre les 2 établissements sera assuré par un transporteur agréé et avec un animal vigile. L’euthanasie des animaux sera réalisée sous anesthésie générale et analgésie.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Dans les maladies que nous ciblons, il existe un modèle murin de la maladie, utilisé dans une première étape, déjà réalisée et ayant permis de confirmer la preuve de concept de la thérapie. Cependant pour une étude de toxicologie règlementaire, une deuxième espèce animale de grande taille est requise. Les organes du PNH en particulier le cerveau, se rapprochent le plus du cerveau Humain en terme de structure anatomique et connectivité fonctionnelle. L’administration du vecteur dans un cerveau proche du cerveau humain permet de définir au mieux les paramètres du protocole clinique (chez l’homme). L’injection de vecteurs adeno associés chez le primate est le seul moyen d’évaluer au mieux la faisabilité, l’efficacité et la tolérance d’une telle approche thérapeutique réalisée préalablement chez les rongeurs. Les animaux utilisés sont des macaques adultes (1-15 ans) (2 à 10 Kg) ayant un cerveau complètement développé́ compte tenu des patients ciblés par notre approche