Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 10/01/2025
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-592089)
Les souris utilisées portent un gène humain pathogène prélevé chez un patient, et la moitié seulement développe les dépôts amyloïdes recherchés après induction. 334 souris vont ainsi être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance légère, toutes tuées à l’issue. Chacune peut recevoir jusqu’à quatre injections intraveineuses de fibrilles amyloïdes, des injections hebdomadaires pendant deux mois, cinq prélèvements sanguins, et passer tous les un à deux mois une échographie cardiaque après épilation ainsi qu’une imagerie SPECT-CT, un suivi qui peut durer vingt-quatre mois. L’effectif s’explique par ce rendement de 50 % et par l’absence d’outil validé pour détecter la maladie du vivant de l’animal, ce qui conduit à tuer les souris par séries pour vérifier après coup lesquelles étaient atteintes.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Nous avons développé un modèle murin transgénique d’amylose AL qui reproduit en partie la maladie humaine. Ce modèle est basé sur l’expression dans la souris d’une protéine humaine pathogène issue d’un patient. Les dépôts amyloïdes apparaissent principalement dans le coeur suite à une induction par l’injection de fibrilles amyloïdes, et dans des délais variables, allant d’une semaine à quelques mois, dans environ 50% des animaux. Nous ne maitrisons donc pas complètement l’apparition des dépôts d’amylose et nous ne disposons pas encore d’outils fiables nous permettant de les détecter de façon certaine avant la mise à mort de l’animal. Nous voulons donc mettre au point des techniques d’imagerie non-invasives pour détecter l’apparition de l’amylose dans nos souris. La première technique est par échographie cardiaque, déjà testé et qui a révélé un intérêt potentiel. La deuxième est par imagerie nucléaire in vivo (scintigraphie) en utilisant des protéines radiomarquées qui est à priori la méthode la plus sensible et qui est une méthode déjà utilisée chez l’homme et validée chez la souris. Ainsi, l’objectif de ce projet est donc d’une part d’améliorer la reproductibilité de l’induction de l’amylose AL dans notre modèle afin d’en faire un meilleur outil pour des tests pré-cliniques, et d’autre part de mettre au point des techniques de détection de l’amylose in vivo par imagerie afin de s’assurer de la présence de la maladie avant toute procédure supplémentaire (thérapeutique, exploratoire). Une fois que l’on sera en mesure de discriminer les souris positives, des tests thérapeutiques seront réalisés afin de tester leur efficacité.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
L’amylose cardiaque est un problème clinique majeur à l’origine du décès des patients à très brève échéance. Aucun traitement éliminant les dépôts dans le myocarde n’est actuellement disponible. Bien qu’imparfait, notre modèle est le seul permettant de reproduire les phases précoces de la maladie. D’une part, il nous a déjà permis d’élucider une partie des mécanismes physiopathologiques d’apparition de l’amylose AL in vivo, et d’étudier la toxicité des fibrilles amyloïdes dans le cœur. D’autre part, nous avons aussi pu commencer à faire des tests thérapeutiques. Nos résultats ont obtenu un accueil très enthousiaste de la part de la communauté scientifique et nous avons été sollicités par de nombreuses équipes qui souhaitent travailler avec notre modèle. Ce projet vise à la fois à optimiser l’induction de l’amylose (procédure 1) et à développer des outils de détection précoce de la maladie (procédures 1 et 2) afin d’en faire un bon outil pour des tests thérapeutiques (procédure 3). Ces optimisations sont indispensables car une meilleure induction associée à un dépistage précoce de la maladie permettra de fait de diminuer la taille des cohortes nécessaires pour valider les tests thérapeutiques. Enfin, la démonstration de l’efficacité d’un traitement ciblant les dépôts amyloïdes cardiaques chez l’animal (procédure 3) pourrait permettre d’améliorer le pronostic vital des patients. Les résultats de cette étude seront publiés et accessibles à la communauté scientifique et médicale.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les souris de ce projet seront soumises aux procédures décrites précédemment : prises de sang par voie sous-mandibulaire, injections par voie intraveineuse, sous-cutanée ou intrapéritonéale, ainsi que des techniques non-invasives d’imagerie. Toutes ces procédures seront réalisées sous anesthésie gazeuse afin de limiter leur stress, à l’exception des injections par voie intraveineuse ou intrapéritonéale qui seront conduites sur animaux vigiles. Si plusieurs procédures sont réalisées sur un même animal, elles seront espacées dans le temps autant que possible. Chaque souris sera soumise à plusieurs interventions : le prélèvement de sang : 5 fois maximum espacé d’au moins 1 mois, les injections intra-veineuses pour induction : 4 fois maximum espacé de 2 semaines entre chaque injection ; les injections intra-péritonéale et sous-cutanées : une fois par semaine pendant 2 mois maximum ; imagerie par échocardiographie (épilation des souris avant imagerie sous anesthésie) : 1 fois tous les 1 à 2 mois ; imagerie par SPECT-CT : 1 fois tous les 1 à 2 mois.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Chez l’humain, les signes cliniques de la maladie sont la fatigue, l’essoufflement lors de l’effort physique et la perte de poids. Toutefois, à ce jour, nous n’avons pas constaté d’insuffisance cardiaque symptomatique et/ou de souffrance et/ou de mortalité chez nos animaux en dépit des dépôts amyloïdes, même sur des animaux suivis sur 18 mois après induction. Les dépôts amyloïdes, souvent légers, présents dans le cœur et la rate principalement, semblent asymptomatiques. Cependant, avec l’amérioration de l’induction de la maladie que nous espérons obtenir, un suivi régulier des animaux induits sera effectué (voir grille d’évaluations et points limites) et des mesures seront prises si des effets indésirables sont observés. Les injections intraveineuses et les prélèvements sanguins peuvent aussi entraîner des hématomes.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure pour réaliser des analyses anatomopathologiques.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Les modèles cellulaires ne permettent pas de reproduire la complexité de la physiopathologie des amyloses. D’autre part, les approches thérapeutiques que nous souhaitons tester ont pour objectif de cibler les dépôts amyloïdes et de stimuler la réponse immunitaire, elles nécessitent de cette façon la totalité de l’organisme dans sa complexité pour pouvoir en étudier l’efficacité.
2. Réduction
Le nombre d’animaux nécessaire a été déterminé en tenant compte qu’en l’état actuel de nos connaissances, seulement 50% des animaux développent une amylose après induction, et d’autre part qu’il est nécessaire, en l’absence d’outil de suivi validé sur notre modèle, d’euthanasier de façon séquencielle les animaux pour réaliser des analyses anatomopathologiques. La valeur statistique de nos résultats sera analysée avec un test statistique dédié à de faibles nombre d’animaux. Ce test a été utilisé dans nos études précédentes ce qui nous a permis de valider de façon robuste nos résultats. Le meilleur protocole d’induction sera déterminé statistiquement et permettra de diminuer le nombre d’animaux utilisés par la suite. Le suivi longitudinal de nos animaux, grâce au développement de l’imagerie non-invasive, permettra aussi de maîtiser l’évolution de la maladie et de n’utiliser que des animaux réellement positifs pour les tests thérapeutiques.
3. Raffinement
Les animaux sont élevés dans des conditions d’hébergement qui respectent leur bien-être et la règlementation (contrôle de la température et de l’hygrométrie de l’environnement, densité d’animaux, présence d’enrichissement, change régulier des litières, eau et nourriture à volonté, surveillance quotidienne des animaux). Toutes les procédures sont réalisées de façon à limiter le stress et la souffrance des animaux (anesthésie et antalgique en cas de douleur). Les souris seront surveillées quotidiennement par du personnel qualifié pour détecter le moindre signe de souffrance de l’animal. Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (grilles d’évaluations et points limites) sera strictement respecté, et effectué régulièrement en concertation avec l’équipe de zootechnie.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Certaines amyloses ont déjà été reproduite avec succès chez la souris. Les études in-vivo chez la souris permettent de mieux évaluer le potentiel thérapeutique des molécules, même si elles ne préfigurent pas des résultats qui seront obtenus chez l’humain. Les animaux seront utilisés à partir de 4 mois et jusqu’à 24 mois en fonction de la vitesse d’apparition des dépôts et des lésions associées qui sont des mécanismes relativement long.