Evaluation de nouvelles cibles thérapeutiques dans des modèles d’inflammation cutanée

L’utilisation de modèle d’inflammation cutanée est cruciale pour le développement et l’évaluation de nouvelles thérapies pour les maladies d’hypersensibilité cutanée complexes. Ces modèles permettent d’étudier les réponses cellulaires de l’immunité dans un environnement contrôlé, offrant ainsi une approche unique pour comprendre les interactions cellulaires responsables des symptômes et des mécanismes physiopathologiques spécifiques de chaque maladie. Ils surmontent les limitations des systèmes in vitro et in silico, qui ne peuvent pas reproduire la complexité d’un organisme entier. Les tests in vitro, bien qu’utiles pour étudier les réponses cellulaires, ne peuvent pas reproduire les interactions dynamiques dans les organes lymphoïdes secondaires ou entre le système immunitaire et d’autres systèmes. Les modèles in silico, limités par la complexité biologique et la qualité des données, ne peuvent pas remplacer complètement les études in vivo. Par conséquent, les modèles animaux restent nécessaires pour obtenir des données pertinentes et transposables à l’humain. En intégrant des phases aigues et chroniques de chaque hypersensibilité cutanée, ces modèles offrent une vue d’ensemble des réponses immunitaires et des effets des traitements dans un contexte physiologique complet, essentiel pour développer des thérapies efficaces et sûres. Actuellement, l’utilisation d’animaux vivants reste le moyen incontournable de montrer les relations pharmacocinétique-pharmacodynamie, le devenir (bio distribution), la tolérance et l’efficacité du candidat médicament dans un organisme complexe car, aucune méthode substitutive fiable d’évaluation in vitro ou in silico d’une molécule ne permet de répondre à toutes les interactions in vivo.

Le nombre d’animaux utilisé est préalablement basé sur les publications scientifiques. Ensuite, sur la base des données expérimentales, un biostatisticien est consulté pour optimiser le nombre d’animaux à utiliser en fonction de l’objectif et du design de l’étude (nombre de groupes d’animaux, type de comparaisons et répétition des mesures dans le temps), du nombre et de la variabilité des paramètres mesurés en fonction de la méthode d’imagerie employée et de l’importance des effets mis en évidence. Les méthodologies statistiques sont appliquées pour proposer une analyse des données appropriée afin de mener les études pour répondre à l’objectif fixé en réduisant au maximum les biais expérimentaux avec un minimum d’animaux. De manière générale, seules les molécules thérapeutiques ayant préalablement démontré une activité inhibitrice/modulatrice de la réponse inflammatoire in vitro dans des essais fonctionnels pourront faire l’objet d’une évaluation in vivo dans nos modèles. Enfin, ces modèles permettent de maximiser les données obtenues à partir d’un nombre minimal d’animaux en utilisant des techniques de mesure précises et des protocoles optimisés. Par exemple, l’utilisation de techniques avancées permet de recueillir des données détaillées sur les réponses immunitaires humorales et cellulaires à partir de petits échantillons. Le recours aux méthodes de suivi des études par imagerie non invasive, longitudinales permettent de limiter le nombre d’animaux en autorisant un suivi dynamique et multi-paramètrique de la réponse d’un même animal à un traitement, l’imagerie permet de recueillir des données détaillées sur les réponses immunitaires humorales et cellulaires à partir de petits échantillons. Les paramètres de distribution du composé ou de l’évolution de la réponse inflammatoire au traitement sont mesurés pour chaque souris de façon non invasive en fonction du temps pour le même animal. Et plusieurs paramètres sont suivis en simultané à chaque session d’imagerie permettant ainsi de réduire le nombre d’animaux utilisés dans l’étude.

Les souris seront hébergées dans des conditions garantissant l’absence de contamination. Nous utiliserons également une litière adaptée (douce, non-poussiéreuse et un enrichissement qui favorise l’expression des comportements normaux de la souris (abri, enfouissement, nidification…). Un apport nutritif (gel hydrique, gel boost…) pourra être mis en place dans la cage, jusqu’à la fin de l’étude, pour y faciliter l’accès des animaux. Les techniques de manipulation douce comme la préhension dans le creux des mains, sont mises en œuvre pour réduire le stress et l’inconfort des animaux. Les animaux pourront être hébergés dans des cages spéciales permettent de détecter 24h/24 toute anomalie dans l’activité des animaux et permettant de mettre en place rapidement les actions pour la prise en charge vétérinaire. Une grille de score a été mise en place afin de permettre la définition et l’application de points limites pour chaque procédure, une fréquence accrue des observations et ainsi intervenir de manière anticipée pour éviter toute douleur ou dommages pour les animaux au-delà de la classe de gravité définie pour la procédure. Dans certains cas comme l’injection intradermique ou intramusculaires, les animaux seront anesthésiés afin de limiter le stress ou la douleur. Les prises d’images sont réalisées sous anesthésie gazeuse permettant une réduction des temps d’anesthésie et une meilleure récupération qu’avec une anesthésie par voie injectable. Les appareils d’imagerie sont thermostatés à environ 37°C. Après chaque anesthésie, les souris sont suivies jusqu’au réveil en armoire ventilée chauffante ou chauffées à 23°C. De plus les études d’imagerie permettent de documenter le devenir du composé testé dans le corps d’un animal vivant et de valider les propriétés thérapeutiques des composés à l’échelle du corps entier, pour préparer le protocole d’évaluation des composés sélectionnés dans les phases cliniques en vue de l’obtention de l’autorisation de mise sur le marché d’un nouveau traitement chez l’homme. Le recours aux techniques d’imagerie non invasive permet d’envisager dans certain cas de transposer la méthode au diagnostic de la pathologie ou au suivi de l’activité thérapeutique chez le patient.