Modèle expérimental de perméabilité vasculaire chez le lapin et le rongeur

Les atteintes vasculaires de la rétine sont communes à plusieurs maladies telles que le diabète, les uvéites, les occlusions veineuses ou l’hypertension, et sont responsables de la majorité des pertes de vision dans les pays industrialisés. Ces pathologies entrainent une détérioration des capillaires sanguins de la rétine qui perdent leur étanchéité. L’augmentation de la perméabilité vasculaire et la rupture de la barrière hémato-rétinienne est une étape clé dans l’installation de la maladie qui peut évoluer vers une rétinopathie proliférative avec une production anormale de nouveaux vaisseaux peu fonctionnels, des décollements de la rétine et des saignements dans le vitré. Un oedème au niveau de la macula, zone de la rétine responsable de la bonne acuité visuelle, peut survenir à tout moment et entrainer la perte de la vision. L’étude des pathologies a permis de mettre en évidence des composés clés impliqués dans le mécanisme conduisant à la perméabilité vasculaire, comme notamment le VEGF (Vascular Endothelial Growth Factor). Ces composés sont les cibles privilégiées des traitements pour bloquer l’évolution de la maladie, mais sont également utilisés pour mimer la pathologie dans des modèles expérimentaux. L’objectif de ce projet est d’obtenir un modèle de perméabilité vasculaire afin de tester des traitements potentiels chez le lapin et le rongeur. Le modèle est développé chez plusieurs espèces pour offrir un choix plus étendu de possibilités de traitements, la taille réduite des yeux des rongeurs permet l’utilisation de quantités moindres de traitement, au contraire la taille plus importante de l’œil de lapin permet de tester des traitements plus proches de ceux appliqués à l’homme comme la pose d’implant.

Le bénéfice attendu est de proposer un modèle expérimental pour évaluer l’efficacité de nouveaux traitements luttant contre la perméabilité vasculaire au niveau de la rétine. La recherche de traitement est en constante évolution, pour intervenir à différents stades de la maladie et préserver au mieux la vision des patients.

Le déclenchement du modèle expérimental est dû à une injection intravitréenne. Les examens ophtalmologiques se feront à l’aide de techniques non invasives (imagerie, observations au biomicroscope). Ces examens sont réalisés chez l’homme en cabinet médical par un ophtalmologiste sans anesthésie et sans hospitalisation. Ils le sont également chez l’animal en clinique vétérinaire. Ces examens pourront se faire pour une partie sur animaux vigiles mais certains qui nécessitent l’immobilisation complète de l’animal seront pratiqués sous anesthésie légère, ce type d’examen ne dure que quelques minutes. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par injection au niveau de l’œil (injection intravitréenne, sous conjonctivale), soit par administration orale, par injection sous cutanée, intraveineuse, ou intramusculaire (pour les anesthésiants). Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois avec généralement une moyenne de 3 administrations et un maximum de 8 administrations par jour. Les administrations de produit par injection au niveau de l’œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont plus limitées, une à deux fois par semaine. Ces procédures sont aussi un peu plus longues et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical, et durent en général 5 minutes par animal. Si le traitement est administré par voie orale il peut être au maximum quotidien, par voie intraveineuse il sera au maximum 3 fois par semaine, si la voie d’administration est l’injections sous-cutanée, la fréquence sera au maximum de 2 fois par jours, sur la durée de l’étude soit maximum 2 mois. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d’intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal. Les prélèvements de sang se feront par ponction et seront basés sur les recommandations du Gircor.

Ces modèles expérimentaux induisent une augmentation de perméabilité vasculaire transitoire, le retour à la normale se fait en quelques jours. Les nuisances pour l’animal sont celles dues aux manipulations de l’animal pour les observations, le stress dû aux contentions manuelles de l’animal pour les administrations de produits, les instillations ou la douleur éventuelle de la piqûre lors des injections de produits ou d’anesthésiant. L’administration des produits devrait engendrer tout au plus une douleur légère et de courte durée notamment lors de l’anesthésie. Au cours de l’anesthésie jusqu’au réveil, une baisse de la température corporelle pouvant induire un stress est attendue. En dehors de ces périodes d’examen ou d’administration de traitement, l’animal est libre de ces mouvements, avec un accès à l’eau et à la nourriture.

Les animaux qui auront suivi la totalité de chaque procédure expérimentale seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit…). Pour les études d’efficacité de traitement, les animaux n’ayant pas suivi la totalité de la procédure (estimé à environ 10%, hormis ceux exclus pour cause de points limites) pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire. Ces animaux sont des animaux qui sont exclus de l’étude en raison d’un défaut anatomique ou physiologique détecté aux examens de baseline au niveau de l’œil avant le début de l’étude. Ces animaux n’auront pas reçu d’induction de la pathologie, ni d’administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie.

Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la bibliographie scientifique. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée. De plus, les modèles expérimentaux concernant cette pathologie sont largement utilisés et décrits sur ces espèces dans les publications de référence sur laquelle le projet est basé. Pour ce projet, des souris, des rats et des lapins ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie. Les lapins inclus dans ce projet auront minimum 8 semaines et les rongeurs minimum 6 au début de l’étude, âge minimum pour la maturation de la rétine, conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles.