Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 09/06/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-687451)
Les souris nouveau-nées reçoivent une injection virale dans le cerveau, puis une fenêtre optique implantée dans le crâne pour observer leurs neurones pendant des semaines. 1 750 souris sont utilisées, dont 1 400 dans des procédures classées au niveau de souffrance le plus élevé, toutes tuées à l’issue. Le résumé présente ces observations comme réalisées chez l’animal éveillé, dans des conditions « proches du comportement naturel », quand sa propre grille prévoit de coter des vocalisations persistantes et des comportements d’automutilation. Le cerveau est prélevé après la mise à mort.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Cette plateforme permet d’étudier les circuits neuronaux chez la souris, de la naissance à l’âge adulte, grâce à des techniques d’imagerie réalisées chez des animaux éveillés et dans des conditions proches du comportement naturel. Selon les expériences, différentes méthodes sont employées afin d’observer le cerveau en profondeur ou chez des animaux libres de leurs mouvements. Les animaux subissent d’abord une intervention permettant d’installer un petit dispositif donnant accès au cerveau. Après une période de récupération, ils sont progressivement habitués aux conditions expérimentales. Les observations sont ensuite réalisées chez des animaux éveillés. Trois types de protocoles sont utilisés :1) observation de l’activité du cerveau chez les très jeunes animaux, 2) suivi de cette activité au cours du développement jusqu’à l’âge adulte, et 3) analyse du cerveau après la fin de l’expérimentation.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet vise à développer et valider des méthodes fiables pour observer le fonctionnement du cerveau chez la souris éveillée, dans différentes conditions expérimentales, avec ou sans immobilisation de la tête. Sur le plan scientifique, ces méthodes permettront de mieux comprendre comment les neurones fonctionnent ensemble, dès les premières étapes du développement, et dans des situations plus proches du comportement naturel, notamment lorsque l’animal peut se déplacer librement. Sur le plan technique, ce projet permettra d’améliorer et de structurer les outils disponibles sur la plateforme, afin de les rendre plus accessibles et plus simples à utiliser pour les chercheurs, tout en respectant les exigences éthiques liées à l’expérimentation animale. Enfin, ce travail contribuera à garantir la qualité et la fiabilité des résultats scientifiques, ainsi qu’à former les utilisateurs aux bonnes pratiques expérimentales.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les animaux seront soumis à plusieurs étapes : identification et prélèvement pour génotypage, injection virale à la naissance, chirurgie pour l’implantation d’une fenêtre optique, sessions répétées d’imagerie chez l’animal éveillé, puis mise à mort suivie d’analyses du cerveau. À la naissance, les animaux sont brièvement manipulés pour identification, prélèvement et injection sous anesthésie adaptée, avant d’être replacés avec leur mère. Une chirurgie est ensuite réalisée sous anesthésie générale, avec prise en charge de la douleur, afin d’installer un dispositif permettant l’observation du cerveau. Après quelques jours de récupération, les animaux sont progressivement habitués au dispositif. Les séances d’imagerie sont réalisées chez l’animal éveillé, soit en position fixe, soit en déplacement libre, pour des durées limitées avec des périodes de repos. Une stimulation lumineuse peut être appliquée dans certains cas. En fin d’expérimentation, les animaux sont mis à mort sous anesthésie profonde, puis leur cerveau est prélevé pour analyses.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les nuisances ou effets indésirables attendus chez les animaux sont principalement liés aux procédures chirurgicales, notamment les injections intracérébrales et l’implantation d’une fenêtre optique crânienne pour l’imagerie in vivo. Ces interventions peuvent entraîner une douleur ou un inconfort transitoire associé à l’incision cutanée, à la manipulation des tissus périphériques (crâne, dure-mère) et à la réaction inflammatoire locale. Après une injection intracérébrale, une gêne ou une sensibilité au niveau du site opératoire peut survenir durant les premières heures à 1–2 jours. Cette procédure est réalisée une seule fois par animal. L’implantation chronique d’une fenêtre optique constitue une intervention plus invasive, susceptible de provoquer une douleur post-opératoire modérée et une inflammation locale pouvant persister plusieurs jours (en général 2 à 5 jours). Cette chirurgie est également réalisée une seule fois par animal, mais l’implant reste en place sur le long terme. Dans certains cas, des effets indésirables peuvent inclure une perte de poids transitoire, une diminution temporaire de l’activité ou des signes de stress liés à la récupération post-chirurgicale ou au port du dispositif d’imagerie. De manière plus rare, des complications peuvent survenir, telles qu’une infection locale, un déplacement de l’implant ou une détérioration de l’état général.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. La mise à mort est justifiée par le caractère invasif des procédures expérimentales et par la nécessité de réaliser des analyses post-mortem des tissus cérébraux afin de compléter les données obtenues in vivo. De plus, les dispositifs implantés et les interventions chirurgicales ne permettent pas une réutilisation des animaux dans d’autres procédures expérimentales sans risque de compromettre leur bien-être ou la validité scientifique des résultats.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Répondre à notre objectif nécessite de pouvoir étudier le cerveau vivant, éveillé et en comportement. En ce sens, seules des approches menées sur un modèle animal peuvent améliorer les connaissances fondamentales sur le cerveau, ciblées par notre projet et dont pourront bénéficier à terme les études menées chez l’homme. En effet, les méthodes alternatives comme les organoïdes cérébrales ne permettent pas d’étudier des réseaux neuronaux fonctionnellement connectés et matures, et nous ne possédons pas encore les connaissances suffisantes pour établir des modèles in silico de ces réseaux corticaux complexes. C’est d’ailleurs un des aspects clés de notre projet : nous visons à établir une description fonctionnelle précise de ces réseaux de neurones, en se concentrant sur les différents types cellulaires, avec l’espoir que dans le futur cela rende possible des modèles in silico de ce type.
2. Réduction
Nous nous engageons à limiter le nombre d’animaux utilisés en maximisant la quantité et la qualité des données obtenues par individu. L’utilisation de protocoles d’imagerie longitudinaux sur les mêmes animaux, la standardisation des procédures chirurgicales et le recours à des outils analytiques puissants (imagerie multiphotonique, systèmes miniaturisés) permettent de réduire le nombre d’animaux nécessaires tout en garantissant la robustesse statistique des résultats. Lorsque cela est compatible avec les objectifs scientifiques des projets, des animaux des deux sexes (mâles et femelles) seront inclus afin d’éviter toute discrimination de sexe et de permettre une meilleure représentativité des résultats. Enfin, la mutualisation des données entre projets, lorsque possible, et la formation des utilisateurs aux bonnes pratiques visent également à limiter les pertes expérimentales et les répétitions inutiles.
3. Raffinement
Le bien-être des animaux, qu’il s’agisse des souris gestantes ou de leur progéniture, sera rigoureusement suivi tout au long du protocole (croissance, état général, comportement). Une surveillance quotidienne sera assurée afin d’évaluer l’activité, l’aspect du pelage, l’alimentation ainsi que tout signe de douleur ou de stress. Des grilles de scores de souffrance seront utilisées pour permettre une prise en charge rapide et adaptée (cf annexe 1). Tout score de 3 attribué à l’un des paramètres (vocalisations persistantes, posture anormale, automutilation, perte de poids importante, absence de prise alimentaire, etc.) sera considéré comme un signe de souffrance sévère et entraînera systématiquement une action corrective immédiate. Ainsi, un animal présentant des vocalisations ou des comportements d’auto-mutilation ne sera en aucun cas considéré comme “normal”, mais fera l’objet d’une prise en charge renforcée et, si nécessaire, d’une consultation vétérinaire. Une attention particulière sera portée aux nouveau-nés et juvéniles lors des chirurgies afin de minimiser douleur et stress : anesthésie générale et locale adaptée, administration systématique d’analgésiques en péri- et post-opératoire, maintien thermique (tapis chauffant), conditions strictes d’asepsie, protection oculaire, réhydratation, et suivi post-opératoire renforcé, notamment lors de la réintégration des petits à la portée. En cas de dépassement des seuils définis, une analgésie supplémentaire sera administrée, par exemple buprénorphine (0,1 mg/kg, SC, toutes les 8–12 h si nécessaire), avec une réévaluation quotidienne. Si malgré ces mesures l’état de l’animal ne s’améliore pas rapidement, ou si plusieurs paramètres atteignent un score critique, des critères d’arrêt anticipé seront appliqués et l’animal sera euthanasié afin d’éviter toute souffrance prolongée. Les mères et leurs petits, opérés ou non, seront hébergés dans des armoires ventilées en environnement contrôlé, avec un enrichissement adapté (igloos, rouleaux de papier, matériaux de nidification) favorisant le comportement naturel. Les animaux plus âgés bénéficieront des mêmes conditions d’hébergement, avec un suivi quotidien.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
La souris (Mus musculus) est un modèle de référence en neurosciences, en raison de la complexité de son organisation cérébrale, de la disponibilité de nombreux outils génétiques, et de l’existence de nombreuses lignées transgéniques permettant un ciblage cellulaire précis via le système Cre-loxP. Ce modèle est particulièrement adapté aux approches d’imagerie fonctionnelle in vivo développées sur la plateforme. Les animaux seront utilisés à différents stades de développement, du stade néonatal (P0) à l’âge adulte, afin d’étudier à la fois la mise en place progressive des circuits neuronaux au cours du développement et le fonctionnement de réseaux matures. Cette diversité de stades est essentielle pour comprendre l’évolution des dynamiques neuronales au cours de la vie et répondre aux objectifs des projets menés sur la plateforme, notamment dans le contexte du développement normal ou de troubles neurodéveloppementaux.