Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 12/07/2022
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-741504)
900 souris vont être utilisées, toutes tuées à l’issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une injection intradermique puis, cinq jours plus tard, une injection dans la voûte plantaire des deux pattes arrière pour déclencher une réaction inflammatoire, sans analgésique afin de ne pas interférer avec l’inflammation. Le porteur teste des cellules stromales mésenchymateuses censées réduire cette inflammation, en vue de traitements de l’arthrose et de la polyarthrite. Il affirme que les modèles in vitro ne suffisent pas à évaluer l’efficacité dans un contexte inflammatoire complexe.
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Dans le cadre du traitement des pathologies ostéo-articulaires telles que l’arthrose ou la polyarthrite rhumatoïde, ldifféretnes approches de thérapies cellulaires sont en cours d’évaluation. Notre projet de recherche consiste à étudier les capacités thérapeutiques des cellules stromales mésenchymateuses (CSM) pour diminuer l’inflammation associée à ces maladies. L’évaluation des propriétés anti-inflammatoires des CSM (ou de molécules thérapeutiques libérées par ces cellules) peut être effectuée dans un modèle inflammatoire simple, avant d’avoir recours à des modèles plus complexes et plus lourds à mettre en œuvre. Le modèle que nous utiliserons est le modèle d’hypersensibilité retardée (DTH) chez la souris. Le projet repose sur l’utilisation des cellules stromales mésenchymateuses murines ou humaines. La voie d’injection des cellules est locale. En parallèle, nous évaluerons les mécanismes moléculaires mis en place par ces cellules en utilisant des cellules souches mésenchymateuses déficientes pour l’expression de certains gènes et nous déterminerons l’impact de ces molécules sur l’effet thérapeutique des cellules.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Le modèle d’hypersensibilité retardée est un modèle rapide, simple et reproductible d’inflammation permettant d’évaluer l’efficacité d’un traitement immunomodulateur médié par les cellules stromales mésenchymateuses et des molécules ou des vésicules extracellulaires qu’elles libèrent. Grâce à ce modèle, nous pourrons valider in vivo une molécule identifiée in vitro ou un nouveau médicament cellulaire plus efficace sur l’inflammation que les approches thérapeutiques déjà en cours d’évualuation clinique chez les patients souffrant de pathologies ostéo-articulaires avec notamment des atteintes inflammatoires importantes. En terme de santé publique, l’impact attendu est majeur puisqu’il n’existe pas de traitement efficace des pathologies ostéo-articulaires. Améliorer les stratégies actuelles de thérapie cellulaire en identifiant des traitements plus efficaces aura des retombées énormes à moyen terme sur la prise en charge de l’inflammation des patients touchés par ces pathologies
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les animaux seront soumis à une injection intra-dermique puis 5 jours plus tard, à une injection au niveau de la voûte plantaire des deux pattes arrière. Toutes les injections se feront sous anesthésie générale gazeuse (maximum 5 min/animal) au moment de l’intervention.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Nuisance et effets indésirables : la douleur induite par les injections de BSA méthylée en intradermique puis dans la voûte plantaire des souris sera de degré modéré et ne nécessitera pas l’administration d’analgésique qui pourrait interférer avec les mécanismes d’inflammation. Un stress lié à l’anesthésie peut être présent mais sans impact sur le comportement des animaux. Concernant les molécules qui seront testées : elles auront été sélectionnées et validées in vitro auparavant pour leur effet anti-inflammatoire. Il n’est donc pas attendu qu’elles puissent générer un effet indésirable
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
L’ensemble des animaux sera euthanasié à l’issue de la procédure.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Avant de proposer une thérapie cellulaire ou acellulaire chez l’homme, il est important de démontrer l’efficacité thérapeutique des traitements proposés dans un modèle pré-clinique pertinent. Des modèles in vitro sont utilisés en amont mais ne suffisent pas seuls à évaluer l’efficacité de ces traitements dans un contexte complexe d’inflammation rencontré in vivo.
2. Réduction
Nous nous sommes basés sur les expériences réalisées précédemment au laboratoire et une analyse statistique afin de réduire le nombre d’animaux à utiliser pour chaque expérience. Nous utiliserons donc 10 souris par groupe expérimental afin d’utiliser le nombre minimal d’animaux.
3. Raffinement
Enrichissement du milieu : Les animaux sont hébergés en portoirs statiques avec couvercles filtrants. L’enrichissement du milieu consiste en l’apport de copeaux dans les litières et carrés de cellulose. Des igloos sont également installés dans les cages. Les animaux font l’objet d’un contrôle quotidien. L’injection des traitements est réalisée sous anesthésie gazeuse générale. Surveillance liée aux procédures : Les souris seront observées quotidiennement et les signes de souffrance (perte excessive de poids, hyperactivité ou au contraire isolement, hérissement des poils, dos voûté) seront recherchés et consignés dans une grille de score. Les points d’injection seront désinfectés à la vétédine avant et après injection et surveillés quotidiennement. Jusqu’à présent, nous n’avons jamais mis en évidence de signes d’irritation aux sites d’injection. La durée très courte de l’expérience garantit également une limitation de la douleur dans le temps.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Le modèle murin d’hypersensibilité retardée a été choisi parce qu’il présente l’avantage d’être simple, rapide et qu’il permet d’évaluer rapidement l’effet anti-inflammatoire d’un traitement avant d’avoir recours à des modèles in vivo plus complexes. Les animaux sont utilisés à semaine 7, âge recommandé pour ce modèle murin.