Régénération axonale sous un champ électrique après une transsection du nerf sciatique chez la souris adulte

Il est important de noter que nous avons étudié in-vitro l’effet de cette approche thérapeutique sur la repousse axonale sous forme d’étude préliminaire qui a abouti à la création d’un neuro-implant électroactif. Ce travail démontre la potentialité d’utiliser un champ électrique sans contact pour accélérer et orienter la pousse des axones. Cette étude nous permet aussi de comprendre l’impact du champ électrique sur les cellules et le substrat d’adhésion. Notre objectif est d’optimiser l’effet d’un champ électrique exogène et local sur les processus de neuritogenèse et de régénération, via la conception d’un dispositif expérimental original utilisant des électrodes en or. Des tests in-vivo utilisant des modèles de dénervation chez des souris adultes fourniront une preuve de concept de la capacité de réparation nerveuse de ces nouveaux implants électroactifs. Nous avons choisi de nous concentrer, pour cette étude, sur la réparation axonale après un trauma / axotomie. Nous avons donc besoin d’une approche intégrée allant du comportement au cellulaire pour à terme pouvoir juger de l’efficacité de cette approche chez l’Homme et développer des projets de recherche clinique.

– Le groupe d’animaux contrôle sera utilisé dans le cadre des différents traitements. Pour chaque protocole, le nombre de souris par groupe est suffisant pour obtenir des données statistiquement valides, à savoir que les expériences histologiques nécessitent un minimum de 6 animaux selon des études antérieures. – 12 souris/groupe seront utilisées pour l’histologie de la moelle épinière (n=6 à J(5semaines) et n=6 à J(10semaines)). 12 souris/groupe seront utilisées à la fois pour l’histologie des nerfs sciatiques et des muscles gastrocnémiens. Il est à noter que 40 souris sont utilisées dans les tests préliminaires (pour rappel les tests préliminaires portent sur la taille du gap (1, 2 ou 3mm) et la sur durée de pré-stimulation (4, 8 ou 24h)). – Une veille bibliographique sera effectuée dans ce contexte scientifique afin d’éviter tout emploi injustifié des procédures expérimentales.

– Les interventions douloureuses ou angoissantes sont réalisées sous anesthésie et un monitoring de l’analgésie pré, per et postopératoire sera envisagé. Avant et pendant l’intervention chirurgicale, dès l’apparition d’un ou des premiers signes d’allègement de l’anesthésie (réflexes, accélération du pouls et de la respiration, mouvements des vibrisses, réaction à un stimulus douloureux), l’animal reçoit immédiatement une dose supplémentaire d’anesthésique équivalent au quart de la dose initiale. L’intervention ne reprend que lorsque l’animal est profondément anesthésié (immobilité, rythme cardio-respiratoire régulier, pas de réaction à un stimulus douloureux comme le pincement d’une patte). Une injection SC d’antalgique sera effectuée 20 minutes avant le début de la chirurgie et deux injections en post-chirurgie avec un intervalle de 4h durant les premiers 24h post-lésionnelles, de façon à réduire la gêne fonctionnelle et les douleurs. Un antalgique sera mis dans le biberon durant la première journée post-opératoire.- Des gouttes du gel oculaire seront appliquées sur les yeux des souris durant la procédure chirurgicale pour éviter toute lésion cornéenne. – Un score de douleur sera établi en observant le comportement des animaux toutes les semaines et selon le résultat une analgésie sera mise en place ou l’animal sera exclu ou sacrifié. Pour réduire le stress éventuel engendré par les procédures, un enrichissement de l’environnement est essentiel, les cages seront pourvues d’un rouleau en carton ainsi que du coton et des bâtonnets de bois et isolées des vibrations grâce à un tapis en mousse. Les souris seront placées dans une pièce au calme et manipulées de façon journalière.