Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 20/01/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-919981)
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Les muscles sont constitués de longues fibres qui contiennent de nombreux noyaux cellulaires. Ces noyaux ne sont pas tous identiques : certains ont des fonctions spécifiques dépendantes de leur emplacement dans le muscle. À l’extrémité des fibres musculaires, à l’endroit où elles s’attachent aux tendons, se trouve une région appelée jonction myotendineuse (JMT). Cette région absorbe la majeure partie de la force de traction lorsque les muscles travaillent et c’est souvent à cet endroit que se produisent les blessures. À l’heure actuelle, les scientifiques ne disposent pas de lignées de souris génétiquement modifiées pour étudier uniquement les noyaux de cette jonction. Les méthodes existantes affectent tous les noyaux d’une fibre musculaire à la fois, ce qui rend impossible d’observer précisément le rôle des noyaux de la JMT. Dans le cadre de ce projet, nous souhaitons créer de nouvelles lignées génétiquement modifiées chez la souris dont seuls les noyaux de la JMT seraient marqués. Cela nous permettrait de les observer et de les étudier en détail.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Grâce à ces nouvelles lignées de souris, les scientifiques pourront observer le comportement des noyaux de la jonction myotendineuse dans des muscles sains, lors d’une blessure et en cas de maladie. Cela nous aidera à comprendre un aspect important mais peu étudié de la biologie musculaire. À l’avenir, ces connaissances pourraient orienter le développement de nouveaux traitements visant à protéger ou à réparer les muscles.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Le 1er groupe d’animaux sera injecté très rapidement, en environ 30 secondes, par voie locale dans les 2 membres postérieurs avec un virus adéno-associé pour activer le marquage des noyaux de la jonction myotendineuse des muscles injectés. Le 2éme groupe d’animaux sera injecté très rapidement, en quelques secondes, par voie systémique dans le sinus retro-orbital avec le même virus pour activer le marquage des noyaux de la jonction myotendineuse de tous les muscles accessibles par cette voie. Les injections de virus des 2 groupes seront faites sous anesthésie générale grâce à une injection qui sera réalisée en quelques secondes. 30 min avant l’injection du virus nous injecterons un antalgique qui prendra en charge la douleur de la procédure et celle résultant de la procédure. Après les injections de virus adéno-associés un antidote à l’anesthésie sera injecté pour accélérer et améliorer le réveil. .
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Notre projet n’entraîne aucune nuisances ou effets néfastes au-delà des injections locales et systémiques de vecteurs viraux, et des injections d’anesthésiques et d’analgésiques. Les souris mutantes utilisées expriment une protéine rapporteuse fluorescente dans les noyaux des cellules, fonctionnellement neutre, dont l’expression est dépendante d’une protéine qui n’a pas d’effet nocif..
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d’animaux utilisés, nous collecterons les biopsies musculaires de tous les animaux à la fin de chaque procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Bien que les cellules musculaires puissent être différenciées in vitro, elles ne forment pas de jonctions myotendineuses (JMT), car cela nécessite des interactions complexes entre le tendon et le muscle. Par conséquent, cet aspect de la biologie musculaire ne peut pas être étudié à l’aide de modèles de culture cellulaire.
2. Réduction
Il s’agit d’une étude pilote visant à tester notre stratégie de marquage dans différentes conditions. Le projet est intentionnellement conçu pour être réduit avant d’être étendu à des expériences à plus grande échelle. Nous avons déterminé que 3 animaux/groupe (3 femelles et 3 mâles) seront suffisants pour obtenir une robustesse statistique. Nous analyserons les données des femelles et des mâles séparément et si les résultats sont statistiquement semblables alors nous regrouperons les données des 2 sexes. Afin de minimiser davantage l’utilisation d’animaux, nous procéderons de manière séquentielle, en testant d’abord l’injection intramusculaire avec la concentration de virus adéno-associé la plus forte. Si le virus fonctionne comme attendu alors nous testerons dans un second la concentration intermédiaire, puis la plus faible. Dans cette voie d’administration, les deux membres postérieurs seront injectés afin de maximiser les données provenant de chaque animal. Si le virus fonctionne avec ce mode d’administration alors nous testerons l’injection au sinus retro-orbital qui touche tout l’organisme. Nous ferons 2 analyses différentes sur le même animal pour les 2 procédures ce qui réduira ainsi le nombre d’animaux qui seront utilisés par 2. Les tests statistiques appropriés seront utilisés pour analyser les résultats obtenus.
3. Raffinement
Nous ne nous attendons pas à voir apparaitre un phénotype douloureux résultant des injections de virus adéno-associés mais uniquement une gêne transitoire suite à l’injection intramusculaire (IM) qui sera réalisée sous anesthésie et couverture antalgique, néanmoins tout signe de douleur sera pris en charge par des mesures appropriées en fonction du niveau de douleur observé (0 à 3). Nous n’attendons pas de douleur supérieure à une douleur de niveau 1, c’est-à-dire une douleur légère comme un inconfort du membre injecté ou une légère boiterie. Si une douleur sévère (niveau 3) venait à être observée alors un antalgique serait injecté à l’animal concerné 2 fois/ jour. Si 2h après la 2é injection le niveau de douleur n’est pas redescendu à 0, alors l’animal sera mis à mort. Les souris seront surveillées quotidiennement les 3 jours suivants l’injection du virus puis 2 à 3 fois par semaine jusqu’à la fin de la procédure. Le suivi de nos souris comprend une observation du comportement général (perte de poids, motricité, apathie, aspect du pelage, aspect physique, vigilance, interaction sociale, toilettage). Cette observation est visuelle car nous n’attendons pas de phénotype douloureux et aucune dégradation de l’état général des animaux, en dehors de la gêne transitoire suite à l’injection local ou systémique de virus adéno-associé qui sera faite sous anesthésie générale et sous couverture d’un analgésique. Une attention particulière sera également portée aux sites d’injections. Mais si un signe d’inconfort, de détresse ou de douleur était constaté lors de la surveillance alors celle-ci deviendrait quotidienne pour les animaux concernés. De plus si des souris devaient présenter des difficultés à se déplacer et donc des difficultés à manger de la nourriture solide (croquettes), de la nourriture en gel sera placée dans la litière de la cage et le suivi serait renforcé avec avis vétérinaire en cas de besoin.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
Les virus adéno-associés que nous utiliserons ont tous été développés pour les souris et sont spécifiquement conçus pour infecter efficacement les muscles. De plus la validation de l’activité du promoteur utilisé qui cible notre région d’intérêt, la jonction myotendineuse, résulte d’une étude précédente (APAFIS #37568-202206031219283 v4) réalisée chez la souris. Par conséquent, le modèle murin est le choix le plus approprié. Les injections seront effectuées sur des souris âgées d’au moins 10 semaines. Cet âge correspond au début de l’âge adulte, lorsque le développement musculaire est achevé et que des titres viraux plus faibles peuvent être utilisés efficacement.