Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 20/05/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-996161)
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Les infections du tractus urinaire (ITU) représentent un enjeu majeur de santé publique, en raison de leur fréquence élevée, de leur tendance à la récidive, en particulier chez les patientes, et de l’augmentation préoccupante de la résistance aux antibiotiques. Dans ce contexte, le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques anti-infectieuses constitue un besoin médical prioritaire. L’objectif principal de ce projet est d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des modèles murins d’infections urinaires aiguës et chroniques. Ces modèles, largement décrits dans la littérature scientifique, permettent de reproduire de manière contrôlée les différentes phases de l’infection et d’étudier la dynamique bactérienne ainsi que la réponse aux traitements.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Ce projet vise à caractériser l’évolution de l’infection urinaire dans des conditions aiguës (jusqu’à 6 jours) et chroniques (jusqu’à 4 semaines) après inoculation bactérienne et évaluer l’efficacité thérapeutique de composés candidats administrés par différentes voies (orale, sous-cutanée, intra-péritonéale ou intra-veineuse), en mesurant leur capacité à réduire la charge bactérienne. Les procédure permettront de suivre longitudinalement la progression de l’infection chez l’animal vivant grâce à une approche d’imagerie non invasive basée sur la bioluminescence bactérienne, permettant une évaluation quantitative et répétée. Une analyse de la distribution bactérienne et l’impact des traitements au niveau des organes cibles (vessie, urètre, reins) en fin d’étude sera effectuée. Ce projet permettra ainsi de générer des données précliniques essentielles pour identifier et caractériser de nouvelles molécules à potentiel thérapeutique contre les infections urinaires, contribuant à répondre à la problématique croissante de l’antibiorésistance.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Les animaux seront soumis à une inoculation urinaire réalisée sous anesthésie inhalatoire, comprenant deux administrations rapprochées effectuées lors d’une même séance (environ 10 minutes au total par administration). Cette intervention a lieu une seule fois par animal, dans les deux procédures. Des prélèvements d’urine seront réalisés sur animaux vigiles : 2 à 3 prélèvements sur une durée maximale de 6 jours pour le modèle aigu, et un prélèvement par semaine pendant 4 semaines pour le modèle chronique. Chaque prélèvement dure environ une minute et consiste en une collecte non invasive lors d’une miction spontanée. Les traitements expérimentaux seront administrés selon la voie choisie (orale, parentérale, topique ou intraveineuse), avec une fréquence maximale quotidienne ou biquotidienne selon la voie. Chaque administration dure quelques secondes à une minute. Une imagerie in vivo pourra être réalisée afin de suivre l’évolution de l’infection de manière non invasive. Cette procédure dure environ 5 à 10 minutes sous anesthésie et pourra être effectuée jusqu’à trois fois par semaine. Les animaux seront observés quotidiennement (une à deux fois par jour selon le modèle), avec une durée d’observation inférieure à une minute, afin d’assurer leur suivi clinique et leur bien-être. En fin d’étude, chaque animal sera soumis à une procédure terminale sous anesthésie profonde, suivie d’une euthanasie réglementaire et de prélèvements d’organes. Cette intervention dure environ 5 à 10 minutes. Un prélèvement sanguin sera effectué une fois par semaine sous anésthésie et l’intervention durera 5 à 10 minutes.
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les procédures mises en œuvre dans ce projet peuvent entraîner des nuisances ou effets indésirables, principalement liés à l’induction de l’infection et aux administrations de traitements. L’instillation transurétrale, réalisée sous anesthésie, peut provoquer une irritation locale de l’urètre et de la vessie, ainsi qu’un inconfort transitoire au réveil. Ces risques sont limités par l’utilisation de matériel adapté et par du personnel formé. Dans le modèle aigu, une inflammation locale, une hématurie modérée et une altération transitoire de l’état général (léthargie, baisse d’activité) peuvent être observées. Dans le modèle chronique, les signes sont généralement plus modérés, avec une gêne persistante et une inflammation de bas grade. Une perte de poids modérée peut survenir, en particulier en phase initiale. Les anesthésies répétées à l’isoflurane peuvent induire un stress léger et transitoire. Les prélèvements urinaires et sanguins peuvent également générer une gêne ponctuelle liée à la contention ou à la ponction. L’administration des traitements (gavage, injections) peut entraîner un stress ou un inconfort léger selon la voie utilisée. Des mesures seront appliquées afin de limiter l’intensité et la durée de ces effets.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
À la fin des procédures, tous les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore, sous anesthésie, afin de pouvoir prélever les tissus nécessaires aux analyses. Ces analyses ne peuvent pas être réalisées sur des animaux vivants et sont essentielles pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
À l’heure actuelle, il n’existe pas de modèle in vitro ou ex vivo permettant de reproduire de manière fiable l’ensemble des aspects physiopathologiques impliqués dans les infections urinaires, en particulier la colonisation des voies urinaires, les réponses immunitaires locales, la persistance bactérienne et la pharmacocinétique des traitements. Les modèles cellulaires ou organoïdes ne permettent pas d’évaluer l’efficacité de traitements dans un contexte d’infection systémique ou tissulaire, ni d’intégrer les paramètres pharmaco-dynamiques in vivo. Par conséquent, le recours au modèle murin reste indispensable pour atteindre les objectifs scientifiques du projet.
2. Réduction
Le projet intègre plusieurs mesures concrètes visant à limiter le nombre d’animaux utilisés, conformément au principe de réduction des 3R. Le nombre d’animaux a été estimé sur la base de calculs de puissance statistique à partir de données préliminaires internes et de la littérature, afin de garantir que seuls les effectifs strictement nécessaires seront mobilisés pour répondre aux objectifs scientifiques. L’utilisation d’une technologie d’imagerie bioluminescente permet un suivi non invasif et longitudinal de l’infection sur un même animal, réduisant ainsi le recours à des euthanasies inter-médiaires pour le recueil de données. Cette approche limite significativement le nombre total d’animaux requis pour l’analyse cinétique de la réponse au traitement. Les groupes de contrôle (témoin négatif et témoin positif) seront mutualisés entre plusieurs ex-périmentations lorsque cela est possible, notamment lors du criblage de différents composés, afin d’éviter la duplication de lots témoins. L’exploitation complète des animaux en fin d’expérimentation est prévue, avec prélèvements de plusieurs organes (vessie, urètre, reins) pour différentes analyses (microbiologie, histologie, biologie moléculaire), optimisant ainsi les données obtenues par individu. Une phase pilote, menée sur un effectif réduit, permettra de valider et d’ajuster les protocoles d’infection et de traitement avant les séries expérimentales principales, afin d’éviter des essais non concluants. Les tissus prélevés sont partagés pour analyses complémentaires validées afin de réduire le nombre d’animaux supplémentaires. Les analyses statistiques seront effectuées afin de limiter le nombre d’animaux à utiliser tout en assurant la robustesse des résultats.
3. Raffinement
Toutes les procédures ont été conçues pour minimiser la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. L’injection intra-urétrale de l’inoculum bactérien est réalisée sous anesthésie générale par isoflurane, avec une contention douce et un matériel adapté (cathéter à petit calibre). Pour limiter l’inconfort lors de l’instillation transurétrale, un lubrifiant stérile et un analgésique local (lidocaïne) seront appliqués sur la sonde. Ces mesures de raffinement visent à réduire la douleur et l’irritation sans interférer avec l’infection ou les traitements testés. Les animaux feront l’objet d’un suivi clinique quotidien incluant l’observation du comportement ainsi que la prise de poids. Des critères d’arrêt seront appliqués si un animal présente des signes cliniques dépassant les seuils définis. L’utilisation d’un suivi par imagerie bioluminescente limite les interventions répétées, les prélèvements invasifs, ainsi que le stress induit par des manipulations fréquentes. Les prélèvements d’urine sont réalisés sur animal vigile, sans ponction, par simple recueil de mictions spontanées au moment de la contention. Des mesures de raffinement sont également adaptées à chaque voie d’administration afin de limiter le stress et l’inconfort. Pour le gavage, l’utilisation de sondes adaptées, de volumes contrôlés et d’un personnel expérimenté permet de réduire les risques (fausse route, lésions). Une habituation à la contention est recommandée. Pour les injections sous-cutanées et intrapéritonéales, l’emploi d’aiguilles fines, de volumes adaptés et l’alternance des sites limitent la douleur et les réactions locales. La voie intraveineuse nécessite un personnel formé afin de réduire les échecs et les lésions. Pour la voie topique, l’utilisation de formulations non irritantes est privilégiée. La voie la moins invasive sera choisie lorsque possible, avec une surveillance des sites d’administration afin de détecter toute réaction et d’adapter les pratiques si nécessaire. En cas de douleur, les animaux recevront un traitement analgésique. La mise à mort sera réalisée sous anesthésie par isoflurane suivie d’une méthode physique validée (dislocation cervicale). Enfin, tous les personnels intervenant sur le projet sont formés à la manipulation des animaux, aux procédures d’anesthésie, d’injection et de suivi clinique, conformément aux exigences règlementaires.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
L’espèce choisie pour ce projet est la souris, qui constitue le modèle de référence pour l’étude des infections urinaires bactériennes. Ce modèle est largement documenté dans la littérature scientifique et présente une très bonne reproductibilité des infections. La physiopathologie de l’infection urinaire chez la souris reproduit de manière fiable les principales étapes observées chez l’Homme, notamment la colonisation de la vessie, l’ascension vers les reins et la réponse inflammatoire locale. La souris permet en outre de combiner des approches d’imagerie in vivo, des analyses moléculaires fines et des évaluations quantitatives de la charge bactérienne. Elle constitue donc un modèle robuste, validé et pertinent pour répondre aux objectifs de ce projet, en particulier pour tester l’efficacité de nouveaux traitements anti-infectieux dans des conditions expérimentales proches de la physiologie humaine. Les animaux utilisés dans ce projet seront des souris adultes, âgées de 6 à 12 semaines au moment de l’inoculation bactérienne. Ce stade de développement correspond à des animaux immunologiquement matures, physiologiquement stables, et adaptés à l’établissement reproductible du modèle d’infection urinaire utilisé dans cette étude.