Formation professionnelle
Formation aux injections ciblées dans le cerveau chez le rat et la souris
- Formation professionnelle
Rats : 320
Non pour produire des connaissances mais pour former des expérimentateurs à la chirurgie du cerveau, 320 souris et 320 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une opération stéréotaxique d'environ 45 minutes puis des injections, réalisées par les stagiaires sous supervision. Le porteur affirme que vidéos et animaux artificiels ne remplacent pas l'entraînement sur un animal vivant anesthésié. Les animaux formés sont tués pour vérifier la qualité du geste sur leur cerveau, les surnuméraires étant réutilisés pour d'autres enseignements ou projets.
Objectifs
La technique d’injection dans le cerveau (ou chirurgie stéréotaxique) faisant l’objet de ce projet de formation est une technique utilisée en médecine humaine. Elle est employée dans un cadre thérapeutique pour soigner des zones du cerveau en les stimulant ou en injectant des molécules thérapeutiques. Dans les laboratoires de recherche en neurobiologie, cette technique est également utilisée pour comprendre comment fonctionnent les cellules du cerveau et comprendre avec quelles autres cellules elles communiquent. Des cartographies du cerveau qu’on appelle atlas ont été établies pour permettre aux expérimentateurs de cibler très précisément les différentes zones du cerveau. Mais l’utilisation de ces atlas et la réalisation de la technique demande une formation spécifique . Cette formation donnée par des expérimentateurs chevronnés permettra au stagiaire de mener à bien une chirurgie stéréotaxique sur la souris ou le rat. Cette formation s’adresse aux techniciens, ingénieurs, doctorants et chercheurs ayant déjà validé deux formations réglementaires et qui souhaitent apprendre ou se perfectionner dans cette technique de pointe de la neurochirurgie. Le stage allie cours magistraux d’une part, démonstrations et travaux pratiques d’autre part. Les cours magistraux (qui n’impliquent pas d’animaux) apportent les connaissances nécessaires à la mise en œuvre de la technique, des soins donnés aux animaux avant pendant et après la réalisation de cette technique. Ils abordent aussi les bases de l’anatomie du cerveau et les principes de la stéréotaxie. La partie consacrée à la pratique permet au stagiaire de mettre en œuvre cette technique avec succès. Pour atteindre cet objectif, le stage se dote d’un fort taux d’encadrement de ces travaux pratiques (maximum de 2 stagiaires par formateur) qui permet un guidage personnalisé pour chacune des étapes de l’opération et pour surmonter efficacement toute difficulté éventuelle et assurer une prise en compte constante du bien-être animal.
Bénéfices attendus
A l’issue de la formation, les stagiaires auront acquis les connaissances et techniques leur permettant de garantir une qualité d’exécution de la chirurgie stéréotaxique et le maintien du bien-être animal dans le cadre de leur expérimentation. L’anticipation et la prise en charge de la douleur, la mise en place de la chirurgie et de ses appareillages, l’utilisation fine d’un matériel hautement fragile, la réalisation d’un geste technique précis, l’identification des signes cliniques des animaux et le bon suivi post-opératoire sont autant d’éléments permettant de limiter le nombre d’animaux utilisés pour l’investigation.
Procédures
Chaque animal subira au cours des procédures 2 injections d’anesthésiant local et général (1 minute) + 1 intervention chirurgicale (45 minutes) + 2 injections terminales (2 minutes). Les injections seront réalisées dans la cavité abdominale. Chaque chirurgie réalisée par le stagiaire sera contrôlée par le formateur qui veillera au respect du bien-être animal.
Impact sur les animaux
L’anesthésie par injection peut induire un stress léger ainsi qu’une légère douleur de courte durée. Une douleur peut apparaitre en post opératoire au niveau de la suture. Une légère perte de poids, réversible, peut être observée le lendemain de la procédure.
Devenir
Après le suivi post-opératoire les animaux qui auront été utilisés pendant la formation seront euthanasiés pour permettre le prélèvement du cerveau. Celui-ci sera étudié pour vérifier la qualité de la réalisation technique du stagiaire. Les animaux surnuméraires seront pris en charge par la plateforme de zootechnie pour une réutilisation (enseignement ou projet de recherche).
Remplacement
L’utilisation de vidéos d’enseignement ou d’animaux artificiels ne peuvent pas remplacer la démonstration et l’entrainement sur un animal vivant et anesthésié. La réalisation d’une telle technique nécessite dans le même temps l’apprentissage des bonnes pratiques pour garantir le maintien de la bonne santé de l’animal tout au long de la procédure et après.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été optimisé pour permettre les démonstrations des formateurs et l’entrainement complet de chaque stagiaire.
Raffinement
Les souris et rats destinés au stage sont maintenus en groupe sociaux avec des éléments d’enrichissement dans leur cage et ils bénéficient d’un suivi de leur état comportemental et physiologique au quotidien. Seuls les formateurs procèdent à la manipulation des animaux éveillés et à leur anesthésie dans un environnement calme. Au cours des opérations, si malgré la couverture antalgique et le monitoring de l’état d’anesthésie, un animal donne le moindre signe de mal être (insensibilité à la médication), il sera mis à mort avec une surdose d’anesthésique. Les animaux feront l’objet d’un suivi post-opératoire. En cas d’atteinte de points limites strictes, l’animal sera immédiatement euthanasié. Ces points sont : l’ouverture de la plaie, l’infection du site opératoire, les signes neurologiques aigus (convulsions, paralysie, léthargie extrême), l’incapacité à s’alimenter.
Choix des espèces
La souris et le rat sont des modèles de choix en neurobiologie expérimentale. De nombreuses lignées génétiquement modifiées ont été générées pour étudier la biologie de ces mammifères et par extension celle de notre espèce. Il est donc important pour une formation pertinente d’utiliser le modèle sur lequel le stagiaire sera amené à travailler. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte car c’est à cet âge que les atlas qui permettent une bonne localisation de la zone à injecter peuvent être utilisés.
Enseignement de la chirurgie vasculaire sur modèle porcin
- Formation professionnelle
Opérés sous anesthésie générale puis tués sans reprise de conscience, 100 cochons vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance qualifié sans réveil. Chaque intervention, jusqu'à cinq heures avec ouverture de l'abdomen, sert à des sutures de vaisseaux réalisées par des internes en formation, deux animaux par demi-journée. Le porteur affirme que simulateurs et pièces anatomiques ne reproduisent pas les conditions opératoires et juge le recours au cochon "nécessaire". La finalité n'est pas de produire des connaissances mais d'entraîner de futurs chirurgiens vasculaires.
Objectifs
La chirurgie vasculaire consiste à opérer les vaisseaux sanguins afin de traiter des maladies potentiellement graves. Ces interventions nécessitent des gestes techniques précis et une grande capacité à gérer des situations complexes notamment des saignements importants. La formation des futurs chirurgiens vasculaires est donc un enjeu majeur pour la sécurité des patients. Ce projet a pour objectif d’améliorer la formation pratique des internes en chirurgie vasculaire grâce à des sessions de formation chirurgicale. Ces sessions permettent aux médecins en formation de s’exercer à des gestes complexes dans un environnement contrôlé, avant de les réaliser chez les patients. Pour atteindre un niveau de réalisme suffisant notamment en ce qui concerne l’anatomie des vaisseaux et la circulation du sang, le recours à un modèle animal vivant est nécessaire. Le projet a été conçu en respectant strictement le principe des 3R (Remplacement, Raffinement, Réduction).
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus sont une meilleure formation des futurs chirurgiens vasculaires et, à terme, une amélioration de la sécurité et de la qualité des soins pour les patients. Le recours encadré et limité au modèle animal est ainsi justifié par l’intérêt général et les bénéfices attendus pour la société.
Procédures
Les animaux seront sous anesthésie générale. Ils seront soumis à des gestes de chirurgie vasculaire sur les vaisseaux Les gestes de chirurgie vasculaire consistent à des sutures de vaisseaux. Deux animaux sont utilisés pour chaque procédure unique de chirurgie sous anesthésie générale profonde et analgésie dont la durée est de 5 heures maximum avec ouverture de la cavité abdominale.
Impact sur les animaux
Toutes ces procédures de chirurgie sont réalisées sous anesthésie générale longue (jusqu’à 5h ) pouvant causer un stress et des douleurs et soumettent l’animal aux risques chirurgicaux et anesthésiques classiques (hémorragie, hypotension, hypothermie, hypoventilation). Les nuisances et effets indésirables attendus dans le cadre de ce projet sont principalement liés aux procédures expérimentales réalisées sous anesthésie générale. Les animaux sont exposés à des contraintes associées à l’anesthésie, incluant le stress de la manipulation initiale, l’induction anesthésique, l’intubation et la ventilation assistée. Ces étapes peuvent entrainer des effets indésirables transitoires tels que des variations des paramètres physiologiques (fréquence cardiaque, pression artérielle, température corporelle) qui font l’objet d’une surveillance continue.
Devenir
L’ensemble des procédures chirurgicales réalisées lors de cet enseignement ne permettant pas un réveil et un maintien en vie dans de bonnes conditions, aussi l’ensemble des animaux sera mis à mort à la fin de l’expérimentation, sous procédure complète d’anesthésie profonde.
Remplacement
Concernant le remplacement, les alternatives existantes ont été systématiquement évaluées. Bien que les modèles virtuels, les simulateurs synthétiques et les pièces anatomiques ex vivo ne permettent pas de reproduire de manière satisfaisante les conditions physiologiques et opératoires rencontrées, préalablement à l’accès à la formation chirurgicale sur modèles porcin, différentes phases de l’apprentissage sont développées en amonts aux laboratoires de simulation et d’anatomie.
Réduction
S’agissant de la réduction, le nombre d’animaux utilisés est strictement limité au minimum nécessaire pour atteindre les objectifs de formation : 2 porcs par demi-journée d’enseignement. Chaque animal est utilisé de manière optimisée au cours de sessions structurées, permettant de réaliser plusieurs gestes et scénarios pédagogiques par différents internes sous supervision, sans multiplier les procédures inutilement.
Raffinement
Le raffinement des procédures est une priorité. Les animaux sont pris en charge par du personnel formé selon les procédures d’anesthésie et d’analgésie adaptés visant à prévenir toute douleur, souffrance ou stress inutiles. Les gestes réalisés s’inscrivent dans un cadre strictement encadré avec une surveillance attentive et continue des paramètres physiologiques et des points critiques spécifiques tout au long de la procédure. Lors de l’anesthésie générale et des procédures chirurgicales, des tables chauffantes sont utilisées pour maintenir la température corporelle des animaux. Les animaux sont mis à mort en fin de protocole sous procédure complète d’anesthésie générale (sans réveil).
Choix des espèces
Le porc a été choisi car son système vasculaire présente de fortes similitudes avec celui de l’être humain. Cela permet de reproduire des conditions opératoires proches de la réalité, impossible à reproduire avec des simulateurs virtuels ou des modèles artificiels seuls. Il s’agit de jeunes animaux de 4/6 mois d’environ 80/90Kg, dont la taille est nécessaire aux pratiques d'enseignement.
Modèle désensibilisation cornéenne chez le rongeur
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 1305
Tuées pour l'essentiel à l'issue, environ 224 d'entre elles réutilisées dans d'autres protocoles, 2 610 souris et rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Leur cornée est désensibilisée par application de capsaïcine, parfois doublée d'un grattage de l'épithélium, pour reproduire une atteinte des nerfs de l'œil pouvant mener à la cécité chez l'humain. Le projet teste des composés censés préserver ou restaurer la sensibilité de la cornée. Le porteur décrit l'application de capsaïcine comme douloureuse sur animal vigile et prévoit une anesthésie pendant l'induction.
Objectifs
Notre objectif est de mettre en place un modèle de dénervation cornéenne chimique chez le rongeur. La cornée possède une innervation abondante provenant du ganglion trijumeau qui est impliquée dans la régulation de la sensibilité cornéenne, la sécrétion des larmes, le réflexe de clignement des paupières, et la cicatrisation. Des dysfonctionnements de ces nerfs afférents peuvent survenir à la suite de dommages du ganglion trijumeau, d’herpes oculaire, de diabète ou d’intervention chirurgicale et peuvent entrainer une dénervation cornéenne partielle ou complète. Chez l’homme la maladie est rare mais elle conduit à une altération sévère de la cornée si elle n’est pas diagnostiquée rapidement avec un risque de cécité. Les premiers signes sont une perte de la sensibilité cornéenne : hypoesthésie ou anesthésie, puis des altérations de l’épithélium de la cornée, couche de cellules la plus externe. Le processus naturel de cicatrisation n’étant plus assuré correctement, ces altérations évoluent en ulcères plus ou moins profond, qui peuvent s'accompagner d’un envahissement anormal de néovaisseaux alors que la cornée est un tissu complètement transparent. La diminution des clignements de paupières et de la sécrétion de larmes amplifie le processus. La désensibilisation chimique permettra d’étudier la contribution des fibres afférentes à la trophicité de la cornée, et les conséquences sur la cicatrisation, mais aussi de tester des composés agissant sur la préservation des fibres nerveuses et la restauration de la sensibilité cornéenne.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est la mise au point de modèles expérimentaux robustes permettant d’évaluer l’efficacité de nouvelles approches thérapeutiques visant à préserver ou restaurer la sensibilité et l’intégrité cornéenne après une dénervation.
Procédures
L'induction de la dénervation se fera par application d'un composé issu d'un piment la capsaïcine, connu pour insensibiliser les fibres nerveuses. Cette intervention a lieu une fois en début de l'étude, ou selon le protocole, deux fois à un jour d'intervalle, avec une concentration plus faible de produit. Dans le cas où le but sera d'étudier le retard de cicatrisation, un grattage de l'épithélium cornéen sera également pratiqué le jour de l'induction. Les examens ophtalmologiques ne sont pas invasifs et sont réalisés chez l’homme en cabinet médical en ambulatoire sans anesthésie ou sur l’animal en clinique vétérinaire. Pour notre projet, ces examens se feront pour une partie sur animaux vigiles (lampe à fente, mesure de la sensibilité cornéenne, ou mesure de production de larme) 4 fois par semaine sur une semaine. Certains examens nécessitant l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère. Ils ne dureront que quelques minutes. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par injection au niveau de l'œil, soit par administration orale, par injection sous cutanée, intraveineuse, intrapéritonéale ou intramusculaire (pour les anesthésies chez le rat). Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois par jour (en moyenne 4 fois 8 fois). Les injections de produit au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont limitées, une à deux fois par semaine. Elles sont un peu plus longues (environ 5min) et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical. Si le traitement est administré par voie orale ou intrapéritonéale, il peut être au maximum quotidien, par voie intraveineuse : au maximum 3 fois par semaine, par voie sous-cutanée : au maximum de 2 fois par jours. La durée d’une étude est 1 semaine. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal.
Impact sur les animaux
L’administration de capsaïcine est douloureuse sur un animal vigile, mais dans le projet l’animal sera anesthésié pendant la phase d’induction, pendant environ 30 min, une analgésie sera mise en place. Après cette phase de douleur, la capsaïcine induit une insensibilisation prolongée des fibres nerveuses pendant laquelle l’animal ne ressentira pas de douleur. Des traitements à base de capsaïcine existent chez l’homme pour traiter la douleur des névralgies. Si l’étude inclut l’étape d’étude la cicatrisation cornéenne le grattage de l’épithélium cornéen se fera sous anesthésie et analgésie. Les examens et administrations nécessitent une contention brève, pouvant induire un stress ponctuel de quelques minutes. Des mesures spécifiques (habituation, manipulation douce, environnement calme) seront mises en place pour limiter cet impact. Les procédures plus invasives, telles que les injections péri-oculaires ou les examens nécessitant une immobilisation prolongée, seront réalisées sous anesthésie légère afin de garantir le confort de l’animal. Ces anesthésies peuvent occasionner une gêne transitoire mais ne présentent pas de risque significatif à long terme.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, tous les animaux ayant suivi l’intégralité du protocole seront euthanasiés de manière éthique et réglementée, pour réaliser des analyses ex vivo nécessaires à la validation des résultats (analyses histologiques, dosages biochimiques, études moléculaires, etc.). Cependant, les animaux n’ayant pas été inclus dans la totalité de la procédure — estimés à environ 10 %, hors exclusions liées aux points limites — pourront être réutilisés dans d’autres protocoles expérimentaux compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement exclus en raison d’un défaut anatomique ou physiologique détecté lors des examens de baseline, notamment au niveau de l’œil, avant le début de l’induction de la pathologie. Ces individus n’auront reçu ni induction de la kératopathie, ni administration de traitement, mais auront uniquement été soumis à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère. Leur réutilisation, lorsqu’elle est possible, s’inscrit dans une démarche de réduction du nombre d’animaux utilisés, conformément aux principes des 3R, tout en garantissant le respect du bien-être animal et des exigences scientifiques.
Remplacement
L’œil est un organe sensoriel d’une grande complexité, composé de structures anatomiques et physiologiques très diverses (cornée, cristallin, rétine, nerf optique...), interagissant de manière dynamique avec leur environnement local et systémique. Il est soumis à des variations mécaniques, physicochimiques et biologiques constantes, qui influencent directement sa fonction et sa réponse aux traitements. Bien que des méthodes alternatives aient été développées ces dernières années, telles que les cultures cellulaires, les organoïdes ou les modélisations in silico, ces approches, bien qu’utiles, ne permettent pas encore de reproduire l’ensemble des interactions fonctionnelles et pharmacocinétiques observées dans un œil vivant. En particulier, elles ne permettent pas de simuler de manière fiable les effets de la dénervation sensitive, les altérations de la cicatrisation cornéenne. Dans ce contexte, le recours à un modèle animal reste actuellement indispensable pour reproduire les conditions pathologiques de dénervation cornéenne, et étudier l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches thérapeutiques dans un organisme vivant.
Réduction
Le nombre d’animaux par groupe a été délibérément limité afin de respecter les principes éthiques liés à l’expérimentation animale, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour permettre une analyse fiable et reproductible des résultats. Une analyse réalisée en amont de chaque série expérimentale, afin de déterminer l’effectif optimal nécessaire à la détection d’un effet significatif. Ce calcul permettra, le cas échéant, d’ajuster à la baisse le nombre d’animaux inclus dans les procédures, sans compromettre la validité scientifique des conclusions. Dans une démarche de réduction du nombre d’animaux utilisés, plusieurs stratégies seront mises en œuvre. L’utilisation de méthodes non invasives pour le suivi de la pathologie, telles que l’imagerie cornéenne en temps réel (microscopie confocale), permettra de réaliser des suivis longitudinaux sur les mêmes individus, évitant ainsi la nécessité de sacrifices à chaque point d’analyse. Lorsque cela est scientifiquement pertinent, les deux yeux d’un même animal pourront être analysés, ce qui permet de doubler les données collectées sans augmenter le nombre d’animaux. Par ailleurs, l’optimisation des protocoles expérimentaux (standardisation des conditions d’induction de la dénervation, contrôle rigoureux des paramètres environnementaux et biologiques) contribuera à limiter la variabilité interindividuelle et à maximiser la robustesse des résultats.
Raffinement
Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les animaux seront hébergés en groupe avec accès libre à la nourriture et à l’eau (ad libitum) dans des cages incluant des abris et des objets à ronger. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. L’application de capsaïcine se fera sous anesthésie, et un traitement analgésique est prévu en complément. De même si le retard de cicatrisation de l’épithélium cornéen est envisagé, les animaux seront anesthésiés et une analgésie est prévue. Si l’immobilité est requise pour un examen (confocal) une anesthésié une anesthésie légère et courte pourra être administrée pour assurer le confort et limiter le stress. Après chaque anesthésie, les animaux seront sous environnement chauffant pour prévenir l’hypothermie. Une hydratation locale sera réalisée sur les cornées jusqu’au réveil afin d’éviter les complications oculaires. Les animaux seront ensuite replacés dans leur environnement habituel pour réduire le stress post-manipulation.
Choix des espèces
Les espèces sélectionnées pour ce projet, le rat et la souris, présentent des caractéristiques anatomiques, physiologiques et métaboliques bien documentées dans la littérature scientifique, ce qui facilite l’extrapolation des résultats vers l’humain, notamment dans le contexte des pathologies cornéennes avec altération des fibres nerveuse. Ces deux espèces sont couramment utilisées dans les modèles expérimentaux validés de dénervation cornéenne et de régénération nerveuse, et leur emploi repose sur une expérience étendue au sein de la communauté scientifique. Leur utilisation permet une grande flexibilité expérimentale, notamment en termes de suivi longitudinal, d’imagerie cornéenne et de quantification des marqueurs moléculaires. Les animaux utilisés dans ce projet seront des jeunes adultes, âgés d’au minimum 6 semaines pour les rats et d’environ 5 à 6 semaines pour les souris, correspondant à une maturité fonctionnelle et physiologique des structures cornéennes et nerveuses Ce stade de développement garantit une réponse cohérente aux protocoles d’induction de la pathologie, ainsi qu’une meilleure reproductibilité des résultats. Le choix de cette tranche d’âge permet également d’éviter les biais liés à la croissance ou à la sénescence, tout en assurant une bonne tolérance aux procédures expérimentales.
Etude du rôle d’une protéine dans l’inflammation à l’aide d’un modèle d’accident vasculaire cérébral chez la souris
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système immunitaire
- Système nerveux
Soumises à l'occlusion d'une artère cérébrale pendant une heure, parfois doublée d'une hyperglycémie provoquée par injection de glucose, 990 souris vont être utilisées, dont 900 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré et 90 sous anesthésie sans réveil. Une partie est observée au microscope puis tuée dans l'heure et demie, l'autre gardée jusqu'à 24 heures pour des tests neurologiques mesurant la sévérité de l'accident vasculaire cérébral. Le projet veut établir le rôle d'une protéine sensible au flux sanguin dans l'inflammation, sur des souris porteuses d'une mutation qui la suractive. Le porteur prévoit d'avancer la mise à mort si plus d'un tiers d'un groupe atteint les points limites dès 6 à 16 heures, et affirme que le recours à l'animal reste "non remplaçable" car les phénomènes se jouent à l'échelle de l'"organisme entier".
Objectifs
Ce projet s’intéresse à l’accident vasculaire cérébral, première cause de mortalité en France. Il en survient un toutes les 4 minutes et ses conséquences sont souvent graves : environ 25 % des patients en meurent, 40 % gardent un handicap, et 25 % développent une démence. La grande majorité des accidents vasculaires cérébraux sont dus à l’obstruction d’un vaisseau sanguin du cerveau. Lorsqu’une artère cérébrale est bouchée, cela entraîne une réaction qui associe la formation de caillots sanguins et une réponse inflammatoire. Cette réaction joue un rôle délétère pendant les premières étapes de l’accident vasculaire cérébral. Elle semble se produire surtout dans les zones où le sang circule mal, ce qui suggère l’implication de protéines appelées mécanotransducteurs. Ces protéines détectent les contraintes mécaniques (pression, étirement, frottements du sang) et les traduisent en signaux à l’intérieur des cellules. On s’intéressera à une de ces protéines, soupçonnée de jouer un rôle dans d’autres maladies inflammatoires comme l’athérosclérose. Les patients atteints d’une mutation qui active anormalement cette protéine sont par ailleurs exposés à des complications de la circulation sanguine. L’objectif de ce projet est donc de mieux comprendre le rôle de cette protéine sensible au flux dans l’activation des principales cellules impliquées dans l’accident vasculaire cérébral. Pour cela, un modèle d’occlusion d’une artère sera utilisé chez la souris afin de reproduire les perturbations du flux sanguin observées chez l’Homme. L’étude portera sur des souris présentant soit une protéine anormalement active (gain de fonction), soit au contraire partiellement absente. Enfin, l’utilisation de souris est indispensable pour mener ce projet : aucune méthode sur cellules isolées ne permet de recréer l‘interaction entre l’ensemble des acteurs (cellules, circulation sanguine et contraintes mécaniques) impliqués lors d’un accident vasculaire cérébral.
Bénéfices attendus
Ce projet est essentiel pour mieux comprendre les accidents vasculaires cérébraux ischémiques (c’est-à dire dus à l’occlusion d’un vaisseau sanguin). Il permettra de déterminer l’implication de la protéine étudiée dans cette pathologie. Les résultats obtenus grâce à ce modèle d’accident vasculaire cérébral appliqué à des souris permettront de faire progresser les connaissances sur les coomplications causées par les perturbations du flux sanguin cérébral. A plus long terme, ces connaissances pourront être appliquées à l’Homme afin de réduire les conséquences de l’accident vasculaire cérébral ischémique et d’autres perturbations du flux sanguin.
Procédures
Pour cette étude, nous utiliserons un modèle d’accident vasculaire cérébral induit par une occlusion d’1h, réalisée sous anesthésie et analgésie, d’une artère cérébrale chez la souris. La chirurgie dure environ 30 minutes. Ce modèle sera combiné à une injection de glucose pour provoquer une hyperglycémie aiguë 20min avant le début de la chirurgie. Au total, 990 souris seront utilisées dans cette étude. Elles seront toutes soumises à la chirurgie, avec (770 souris) ou sans (220 souris) occlusion de l’artère cérébrale pendant 1h et avec (450 souris) ou sans (540) hyperglycémie aiguë. Un premier groupe de 285 souris recevront une injection de marqueurs cellulaires (50 µl) afin d’étudier en temps réel les cellules impliquées dans l’accident vasculaire cérébral par microscopie intravitale, dans un délai maximum de 1h30 après l’occlusion. Cela sera suivi de la mise à mort immédiate des souris. Toute cette procédure sera faite sur des souris sous anesthésie et analgésie. Un deuxième groupe de 705 souris sera étudié à distance de l’occlusion avec évaluation de leur état 6h et 16h après la fin de l’occlusion (et la fin de l’anesthésie-analgésie). A 24h, elles seront soumises à des tests neurologiques visant à déterminer la sévérité de l’accident vasculaire cérébral. Sur la totalité des souris, des prélèvements sanguins seront réalisés à différents temps (jour 7 avant la chirurgie, J0 avant et après l’injection de glucose et avant la mise à mort). La durée maximale pour effectuer les prélèvements chez la souris est d’environ 2 minutes. Toute procédure invasive sera faite sous anesthésie et analgésie. Les animaux seront mis à mort en fin d'étude et les tissus seront prélevés et stockés pour les analyses biologiques.
Impact sur les animaux
Le prélèvement de sang cause un stress modéré et de courte durée chez l’animal. L’injection de buprénorphine (analgésie) cause une douleur courte et modérée. La chirurgie d’accident vasculaire cérébral induit une douleur peropératoire et une perte sensorimotrice modérée jusqu’à la mise à mort. Une déshydratation peut également être attendue, en particulier chez les animaux hyperglycémiques. Enfin, les tests comportementaux et la préhension peuvent être une source de stress légère à modérée dans son intensité et sa durée pour les souris.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à l’issue des procédures 1 et 2, afin d’éviter toute souffrance inutile. Les animaux de la procédure 3 seront aussi mis à mort afin de permettre le prélèvement des cerveaux et d'un important volume de sang, nécessaires pour répondre à nos hypothèses.
Remplacement
Nous avons commencé par étudier l’impact de la suractivation de notre protéine sur des cellules humaines impliquées dans la thrombose et l’inflammation (plaquettes, cellules endothéliales). Aucune approche in vitro ne permet de rendre compte de l’impact du gain de fonction ou inversement de l’absence de cette protéine sensible au flux sur les phénomènes ayant lieu après un accident vasculaire cérébral. L’utilisation d’un modèle animal n’est pas remplaçable pour le moment car les phénomènes étudiés surviennent à l’échelle de l’organisme entier.
Réduction
Nous avons réduit le nombre de souris utilisées au minimum nécessaire et suffisant en accord avec notre expérience sur ces modèles. Les résultats obtenus seront analysés avec des tests statistiques adaptés en particulier one-way et two-way Anova. Si l’impact du gain de fonction de la protéine est mis en évidence dans le modèle sans hyperglycémie, le modèle hyperglycémique ne sera pas effectué, réduisant le nombre total d’animaux utilisée à 720.
Raffinement
Afin de prévenir toute douleur, les animaux recevront un traitement antalgique avant l’opération. Avant la chirurgie, ou tout prélèvement sanguin, une anesthésie locale sera appliquée. La chirurgie est par ailleurs réalisée sous une anesthésie générale adaptée. Après l’opération, une attention particulière sera portée aux animaux jusqu’au réveil, qui aura lieu dans une chambre thermostatée. Un suivi clinique et une surveillance des animaux à l’aide d’une grille de score seront réalisés régulièrement durant les procédures. Tout animal présentant des signes de souffrance sera pris en charge et/ou mis à mort selon le score. Enfin, le bien-être animal sera aussi amélioré par l’enrichissement du milieu : les cages seront notamment pourvues de coton. Compte tenu de l’aggravation potentielle de l’accident vasculaire cérébral chez les souris présentant un gain de fonction de la protéine sensible au flux, un temps précoce de mise à mort est prévu pour les lots concernés et leurs lots contrôles. Ainsi, si plus d’un tiers des animaux d’un groupe, correspondant à un minimum de cinq individus, atteignent les points limites et doivent être sacrifiés 6 ou 16 heures après la chirurgie, l’évaluation du score neurologique et la mise à mort de l’ensemble des lots du modèle seront avancées. Enfin, l'acquisition des gestes techniques sera initiée par le visionnage de support pédagogiques.
Choix des espèces
La souris permet de modéliser l’accident vasculaire cérébral et ses conséquences. Le modèle choisi sur les souris est déjà maitrisé par certains membres de notre équipe. De nombreux outils sont développés autour de ce modèle animal, ce qui nous permet de réaliser l’ensemble des tests pour répondre à nos questions. Enfin, nos modèles d‘expression d’une des mutations humaines entrainant une suractivité de la protéine étudiée, ou à l’inverse qui ne l’expriment pas dans les plaquettes ont été développés sur des souris de fonds génétique C57BL6/J. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (à partir de 8 semaines), auquel le modèle d’accident vasculaire cérébral utilisé est validé et maitrisé au laboratoire. Notre étude est indépendante du développement, de la croissance ou de la vieillesse de l’animal.
Formation aux activités de radiologie interventionnelle endovasculaire sur porc
- Formation professionnelle
Opérés sous anesthésie pendant six heures au maximum et tués avant tout réveil, 40 cochons vont être utilisés dans des séances de formation à la radiologie interventionnelle. Plusieurs praticiens se forment sur un même animal et plusieurs techniques d'embolisation et d'angioplastie sont appliquées sur chacun, au cours de formations internes et d'ateliers ouverts à des praticiens extérieurs, français ou étrangers. Le porteur ne retient qu'un effet indésirable, "un peu de stress" lors de l'isolement précédant l'induction de l'anesthésie. La mise à mort est justifiée par le fait qu'il s'agit d'animaux en croissance, qui "ne pourront pas être réutilisés pour une autre procédure", et l'absence de simulateur reproduisant les flux sanguins sert à écarter le remplacement.
Objectifs
En réponse à l’augmentation de la fréquence des pathologies artérielles comme l’obstruction ou la dilatation des artères, des techniques thérapeutiques mini-invasives se sont développées. Ces techniques appartenant au domaine de la radiologie interventionnelle et endovasculaire permettent de limiter les conséquences d’interventions lourdes sur les patients. Cependant, elles nécessitent une formation pratique adaptée pour les praticiens. L’objectif de ce programme est de former les praticiens interventionnels aux différentes techniques d’embolisation artérielle (dilatation des artères) et d’angioplastie (remodelage des artères) afin qu’ils puissent réaliser ces techniques chez l’homme sans risque. Il y aura une alternance de formation internes et de workshops avec des praticiens extérieurs français ou étrangers.
Bénéfices attendus
Ce programme de formation permettra aux praticiens interventionnels de maitriser différentes techniques d'embolisation artérielle et d'angioplastie afin qu'ils puissent réaliser ces techniques chez l'homme sans risque. Ces techniques de radiologie interventionnelle et endovasculaire sont une avancée pour les patients car elles leur évitent des interventions plus lourdes.
Procédures
Les animaux seront soumis à une procédure chirurgicale sous anesthésie et analgésie, d'une durée maximale de six heures, à l'issue de laquelle il ne sera pas réveillé.
Impact sur les animaux
La procédure se déroulera sous anesthésie générale et sera sans réveil. Le seul effet indésirable attendu, peut être un peu de stress lors de l'isolement nécessaire à l'induction de l'anesthésie. Ce stress cessera lorsque l'animal s'endormira.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure, car il s'agit d'animaux en croissance, qui ne pourront pas être réutilisés pour une autre procédure.
Remplacement
Afin d’être au plus proche de la procédure chez l’homme, avec gestion des flux sanguins, l’apprentissage sur animal vivant est essentiel. En effet, il n’existe actuellement pas de simulateur permettant de mimer ces flux et donc de remplacer l’utilisation d’animaux vivants.
Réduction
Afin de limiter le nombre d’animaux impliqués dans les formations, plusieurs praticiens se formeront sur un même animal et plusieurs techniques d’embolisation et d’angioplastie pourront être appliqués sur chaque animal.
Raffinement
Les animaux arriveront sur place quelques jours avant les procédures pour leur permettre de s’habituer aux lieux et aux manipulations et ainsi diminuer leur stress. Lorsqu'il y aura plusieurs animaux, ils seront logés dans a même case pour respecter leur comportement grégaire. Ils seront logés sur une litière de paille afin de leur permettre de fouiller dedans et de les isoler du sol. Les boxes sont également équipés de jouets adaptés à leur espèce. La chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale et sous analgésie pour éviter des souffrances aux animaux. Le bien-être des animaux sera contrôlé en veillant aux conditions d’hébergement et au comportement des animaux. Des observations biquotidiennes, basées sur l’apparence physique externe, le comportement (sociabilité, appétit) et les réponses comportementales aux stimuli externes (bruits, etc.), seront réalisées par une personne formée. Ces contrôles permettent de repérer tout animal malade ou blessé pour prendre des mesures appropriées. Tout constat d’un mal-être est remonté au responsable du bien-être des animaux et au responsable du projet pour examen approfondi, traitements adaptées et/ou consultation du vétérinaire référent. Des points limites ont été mis en place afin de limiter le risque de souffrance des animaux pendant la procédure.
Choix des espèces
Le modèle choisi est le porc, car leur anatomie vasculaire est comparable à celle de l'homme. Les animaux utilisés peseront entre 60 et 70 kg, car à ce stade leur anatomophysiologie est proche de celle de l'homme.
Les cellules du sang pour diagnostiquer l’insuffisance cardiaque dans un modèle de rat diabétique, obèse et hypertendu
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
216 rats génétiquement modifiés, obèses et hypertendus, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, tous tués à l'issue. Ils subissent des jeûnes de seize heures, des injections de glucose ou d'insuline avec mesure de la glycémie tous les quinze minutes, des échographies cardiaques sous anesthésie à dix et vingt semaines, puis une mesure de pression intracardiaque par sonde avant la mise à mort et le prélèvement des organes. L'objectif déclaré est d'établir la carte d'identité de cellules sanguines qui pourraient devenir un marqueur de la cardiomyopathie diabétique, testable ensuite chez les patients par une simple prise de sang. Le texte situe cette mesure de pression intracardiaque chez des souris, alors que le projet ne porte que sur des rats.
Objectifs
La cardiomyopathie diabétique est une maladie du muscle du coeur qui touche particulièrement les patients diabétiques de type 2, ayant souvent un syndrome métabolique. Elle est associée à un mauvais fonctionnement du coeur qui peut engendrer le développement d’autres maladies cardiovasculaires dont l’insuffisance cardiaque. L’insuffisance cardiaque se définit par une mauvaise distribution du sang dans le corps par le coeur et cliniquement aboutit à une fatigue et un essoufflement dans les gestes de la vie courante. Actuellement, les techniques d’analyses/identifications de cette maladie ne sont pas spécifiques du diabète de type 2 et sont souvent tardives, impliquant que la maladie est déjà bien installée. Récemment, des cellules circulantes du sang (PBMC) ont été identifiées comme des indicateurs biologiques potentiels de plusieurs maladies dont certaines en lien avec le diabète de type 2 et des maladies cardiaques. Ces biomarqueurs peuvent être isolés et étudiés à partir d’une simple prise de sang. Notre objectif est d’établir la carte d’identité des PBMC que nous pourrions associer à l’insuffisance cardiaque dans un modèle de rat diabétique, obèse et hypertendu, pour identifier un indicateur biologique spécifique de la cardiomyopathie diabétique dans le sang qui pourra ensuite être testé chez les patients.
Bénéfices attendus
Notre étude pourrait permettre d’identifier un indicateur biologique spécifique de la cardiomyopathie diabétique dans le sang qui pourra ensuite être testé chez les patients par simple prise de sang.
Procédures
Sur un groupe d’animaux, un test de raffinement du mode d’injection de l’insuline sera effectué pour le suivi de la glycémie afin de déterminer le statut du diabète. Après une période de repos (minimum une semaine), un jeun de 16h sera réalisé avant la mise à mort pour avoir un état nourri similaire pour les analyses ultérieures. Le lendemain matin, sous anesthésie profonde, un prélèvement de sang sera réalisé, entrainant la mort de l’animal. Les organes seront ensuite prélevés post-mortem pour les analyses. Sur un autre groupe, le suivi sera de 5 ou 10 semaines chez des rats génétiquement modifiés obèses ou minces, avec suivi de la glycémie toutes les deux semaines. Le développement du diabète chez les rats sera mesuré par un test à 8 ou 18 semaines. Pour cela, les rats seront mis à jeun pendant 16 heures, puis une injection de glucose ou d'insuline, selon le test, sera réalisée et la glycémie sera mesurée toutes les 15 minutes pendant 1 heure. Une échographie sera effectuée à 10 et 20 semaines sous anesthésie gazeuse (durée anesthésie générale :30min) pour étudier la fonction contractile du cœur. La pression du sang dans le cœur sera mesurée à l’aide d’une sonde sur des souris sous anesthésie et sous analgésie avant la mise à mort pour prélèvements des organes à analyser.
Impact sur les animaux
Ce type de rats obèses et hypertendus développe une insuffisance cardiaque à fraction d’éjection préservée, c’est-à-dire un remplissage en sang diminué du cœur, mais une éjection normale du sang par le cœur. Comme chez les patients, face à un effort, ces rats sont plus fatigués. L’obésité peut entrainer un inconfort avec une diminution des mouvements. Les tests de tolérance au glucose ou à l’insuline peuvent entrainer une légère douleur de courte durée due à l’injection et au prélèvement de sang. La mise à jeun peut entrainer un risque d’hypoglycémie. Les prélèvements de gouttes de sang peuvent entrainer une légère douleur et un court stress.
Devenir
Les animaux sont mis à mort en fin d’expérimentation pour permettre l’analyse des différents organes.
Remplacement
Cette maladie comporte un dérèglement métabolique qui altère plusieurs organes, avec une communication par le sang entre eux : notre objectif étant d’identifier un marqueur circulant de cette maladie, le recours à l’animal est donc nécessaire.
Réduction
Le nombre d’animaux par procédure a été calculé à l’aide d’un logiciel de statistiques afin de déterminer le plus précisément possible le nombre minimal d'animaux permettant d'obtenir des résultats statistiquement exploitables. Les prélèvements (sang et tissus) seront utilisés sur d’autres projets (analyses des molécules circulantes du sang, fonction des cellules du cœur et du foie).
Raffinement
Notre projet comporte un test de raffinement du mode d’injection de l’insuline (sc versus iv) au cours d’un test de tolérance. Afin de supprimer toute souffrance ou douleur liées aux injections et prélèvements, ceux-ci seront réalisées sous médication analgésique et anesthésique local. L’examen échographique sera réalisé sous anesthésie générale. Par ailleurs, des points limites et critères d’arrêt adaptés à chaque procédure ont été définis
Choix des espèces
Ce type de rats obèses et hypertendus est à ce jour considéré comme l’un des meilleurs modèles précliniques de l’insuffisance cardiaque à fraction d’éjection préservée d’origine métabolique. Des rats ZSF1 obèses et minces seront utilisés à 10 et 20 semaines pour étudier la progression de la maladie.
Étude du renouvellement intestinal au cours du développement et en conditions inflammatoires chez la souris – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système gastrointestinal
Séparés de leur mère, gavés de lait artificiel quatre fois par jour et exposés à un manque d'oxygène dix minutes trois fois par jour pendant trois jours, des souriceaux de huit jours comptent parmi les 699 souris de ce projet, toutes tuées, dont 371 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Les adultes reçoivent pendant cinq jours, sur trois cycles, un composé dans l'eau de boisson sucrée qui provoque une inflammation intestinale, une perte de poids et des diarrhées, ou un gavage unique après quatre heures de jeûne. Le porteur qualifie le gavage d'inconfortable mais non douloureux, et les épisodes d'hypoxie de sources de stress bien que courts. L'objectif reste fondamental, comprendre le rôle des cellules souches dans le renouvellement de l'intestin, les applications pour les patients étant qualifiées de potentielles.
Objectifs
La régénération et le renouvellement tissulaire sont orchestrés par les cellules souches, qui se différencient et s'auto-renouvellent. L'équilibre entre l'auto-renouvellement, la prolifération et la différentiation dépend du microenvironnement des cellules souches. Ici, nous utilisons un tissu à fort renouvellement, l'intestin et ses cellules souches résidentes, comme modèle pour étudier la régénération.
Bénéfices attendus
Les découvertes issues de ce projet de recherche fera progresser significativement notre compréhension de la biologie intestinale et d'offrir des applications translationnelles potentielles pour améliorer les résultats pour les patients dans divers contextes médicaux.
Procédures
Les souris seront soumises à un traitement dans l'eau de boisson sucrée pendant 5 jours sur 3 cycles, une seule courte injection d'un composé chimique pendant 15 secondes ou un seul gavage d'une minute d'un composé chimique après un jeun de 4 heures. Une petite quantité de sang sera prélevée quelques minutes avant la fin de la procédure sous analgésie et anesthésie générale Les jeunes souris seront nourries de lait artificiel par gavage 4 fois par jour (1 minute) pendant 3 jours consécutifs et exposées à de l'hypoxie (10 min) 3 fois par jour pendant 3 jours.
Impact sur les animaux
La séparation de la mère et les épisodes d'hypoxie bien que courts peuvent être source de stress pour les souris. Le gavage par sonde adaptée à la taille de l'animal est considéré comme inconfortable mais non douloureux. Les souris seront soumises à un protocole induisant une légère perte de poids et des potentielles diarrhées. L'injection peut engendrer une douleur modérée mais locale. Le sang sera prélevé sous analgésie et anesthésie générale.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure pour prélèvement d'intestin et analyses dans le cadre de notre étude.
Remplacement
L'intestin est un organe complexe impliquant de nombreux composants : bactéries, circulation sanguine et lymphatique, neurones, muscles et système immunitaire. Le but de ce projet est d'identifier le rôle des cellules souches dans l'homéostasie, le développement et la régénaration de l’intestin. Réduire le projet à un système in vitro pourrait nous priver de découvertes pertinentes liées à la complexité des interactions systémique présentes dans l'intestin et il est donc essentiel d'étudier les cellules dans leurs conditions physiologiques.
Réduction
Nous utilisons autant que possible des animaux de mêmes portées afin de limiter la variabilité. Chaque souris fera l'objet de multiples analyses et les tissus prélevés seront exploités pour plusieurs types d'expériences, maximisant ainsi les données obtenues par animal. Nous utilisons des modèles cellulaire qui permettent de reproduire partiellement l'intestin en culture. Enfin, des outils statistiques seront systématiquement appliqués pour déterminer le nombre minimal de souris nécessaire et assurer la signification statistique de nos résultats.
Raffinement
L'introduction par voie orale de composé chimique ou de lait est fait avec une sonde et un volume adapté à la taille de l'animal. Les injections sont faites avec une aiguille adaptée à la taille de l'animal. Le sang sera prélevé sous analgésie et anesthésie générale. Pour limiter la perte de poids, les souris ont à disposition de la nourriture humidifiées pendant toute la durée du traitement. Les jeunes souris sont gardées dans un incubateur pour maintenir leur température corporelle à 37°C. Les épisodes d'hypoxie sont courts et limités au minimum et se font en présence de poches de gel chaudes. Les animaux sont gardés en groupe dans un environnement enrichi, surveillés et pesés tous les jours et manipulés par des zootechniciens et manipulateurs formés. Une grille de score pour évaluer l'état général des souris est mise en place et en cas d'atteinte de points limites irréversible, l'animal sera immédiatement mis à mort.
Choix des espèces
La souris de laboratoire est un modèle largement reconnu et particulièrement avantageux pour nos recherches car des protocoles mimant la régénération tissulaire et les maladies inflammatoires de l'intestin ont été établis et validés. Enfin, la grande similarité génétique, métabolique et immunitaire de la souris avec l'Homme, notamment au niveau de son système intestinal, en fait un excellent modèle translationnel, promettant des avancées inestimables pour la compréhension des fonctions intestinales en santé comme en maladie. Nous utiliserons des souris adultes de 8 à 14 semaines pour étudier les maladies chroniques intestinales affectant les adultes et des jeunes souris de 8 jours pour étudier les maladies inflammatoires touchant les jeunes enfants.
Travaux Pratiques – Unité de certification en Matière d’Expérimentation Animale : Application de Procédures sur Rongeurs
- Formation professionnelle
Rats : 120
Piquer sous la peau et dans l'abdomen des rongeurs vigiles, pour que des étudiants valident une certification réglementaire : 240 souris et rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque étudiant dispose d'un animal de chaque espèce, manipulé lors de trois séances de quatre heures puis lors d'un examen où le geste d'administration est tiré au sort. Les souris passent ensuite à d'autres travaux pratiques avant d'être tuées, leurs corps servant à la dissection en licence, et les rats sont réutilisés en troisième année ou proposés à l'adoption aux étudiants. Le porteur affirme que la manipulation d'animaux factices ne permettrait pas de former à l'observation des signes de bien-être des animaux non-humains.
Objectifs
La réglementation en matière d'expérimentation animale publiée en 2013 oblige la formation spécifique des personnes voulant appliquer des procédures expérimentales utilisant des animaux. Ce projet concerne la réalisation de séances pratiques dans le cadre de cette Unité de Certification en matière d'Expérimentation Animale : Application de Procédures sur Rongeurs. Cette action de formation a été agréée pour une durée de 5 ans et comprend des séances qui mettent en oeuvre des animaux vivants et qui ont pour objectif de former les étudiants aux aspect pratiques de la manipulation et de l'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que l'observation du comportement pour évaluer le bien-être des animaux.
Bénéfices attendus
Cet enseignement permettra aux étudiants volontaires et motivés qui souhaitent poursuivre leurs études dans le domaine de l'expérimentation animale, de mobiliser les concepts fondamentaux et les technologies de la physiologie animale et des sciences du comportement pour traiter une problématique du domaine, ainsi que d'analyser et synthétiser des données en vue de leur exploitation pour développer une argumentation critique et constructive vis-à-vis de cette problématique. Cette action de formation permettra également de sensibiliser les étudiants au respect des principes d’éthique, de déontologie et de responsabilité en matière d’expérimentation avec des animaux vivants.
Procédures
Les animaux qui seront utilisés dans le cadre de cette Unité de Formation Certifiante en matière d'applications de procédures expérimentales sur rongeurs permettront aux étudiants de se former à l'observation de leur comportement et des signes de leur bien-être, aux gestes de manipulation, de préhension et de contention de ces animaux ainsi que les gestes relatifs à l'administration de substances à des animaux vigiles par injection sous la peau ou dans l'abdomen.
Impact sur les animaux
Le stress lié à la manipulation des animaux lors des séances pratiques et/ou de la séance d'évaluation des aptitudes pratiques des étudiants. Douleurs et/ou saignements liés aux piqûres lors de l'apprentissage des gestes d'administration sur animaux vigiles (seules les voies d'administration par injection ou dans l'abdomen seront enseignées).
Devenir
Les rats comme les souris seront utilisés dans des séances pratiques spécifiques (une séance rat et une séance souris) consistant chacune à enseigner aux étudiants les bases de l'observation du comportement des animaux et des signes apparents de bien-être, les gestes de manipulation, de préhension et de contention ainsi que les procédures d'administration de substances à des animaux vigiles par injection sous la peau ou dans l'abdomen. A l'issue de ces séances, les souris seront réaffectées à d'autres travaux pratiques de 1ère année de master consacrées à l'étude du comportement avant d'être mises à mort à l'issue de ces travaux pratiques et leurs cadavres utilisés pour des travaux pratiques de dissection en 2ème année de licence. Les rats seront quant à eux réutilisés dans le cadre de travaux pratiques de 3ème année de licence. Dans le cas où des rats ne seraient pas utilisés pour ces séances pratiques de 3ème année, ceux-ci seront proposés à l’adoption auprès des étudiants. Il ne sera procédé à la mise à mort de ces rats restants qu'en dernier recours dans le cas où leur réutilisation/adoption ne serait pas possible.
Remplacement
La formation en matière d'Expérimentation Animale - Application de Procédures sur Rongeurs vise à certifier les personnes inscrites pour la pratique de procédures non-chirurgicales sur des rongeurs. La formation oblige les étudiants à suivre 3 séances pratiques de 4h chacune dont 2 mettent en jeu des rongeurs vigiles (rat et souris) pour leur permettre d'apprendre à mettre en oeuvre des gestes de manipulation et d'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que se former à l'observation des rongeurs et de leurs signes apparents de bien-être. L'apprentissage de ces pratiques ne peuvent donc être réalisées qu'en mettant en oeuvre des animaux vivants. Le recours à des méthodes alternatives telles que la manipulation d'animaux factices ne peut pas être mis en oeuvre, ne permettant pas de rendre compte à eux seuls du comportement de l'animal et de permettre aux opérateurs de se former à l'observation des signes de bien-être animal.
Réduction
Les animaux (rat et souris) seront obtenus auprès d'un fournisseur agréé pour permettre la réalisation de ces travaux pratiques. Le nombre d'animaux est limité à un animal de chaque espèce par étudiant inscrit à la formation. Ces animaux seront ensuite réutilisés pour la séance d'examen pratique individuel à la suite des séances pratiques de formation, l'étudiant tirant au sort le geste d'administration qu'il aura à réaliser uniquement sur un animal d'une des 2 espèces. Ce nombre d'un animal de chaque espèce par étudiant a été estimé au plus juste sans avoir recours à une approche statistique pour l'estimer, le but de cet enseignement étant de former les étudiants à l'observation, la manipulation et l'administration de substances à des animaux vigiles. Par ailleurs, 4 animaux de chaque espèce ont été prévus en plus de ceux utilisés par les étudiants pour constituer des pools de nombre suffisant pour éviter une réutilisation excessive des animaux, notamment lors de la séance d'examen qui a lieu à la suite des séances de travaux pratiques dans un laps de temps très réduit.
Raffinement
Dès leur réception, les animaux auront une période d'acclimatation d'une semaine pour s'adapter à leur nouvel environnement. Pendant toute la durée du projet, les animaux seront traités selon la réglementation par du personnel compétent. Les animaux seront hébergés selon les conditions imposées par la réglementation. Ils seront surveillés quotidiennement par les expérimentateurs (enseignants intervenant dans la formation) ou le zootechnicien de façon à évaluer leur état physiologique et leur comportement. Les points limites habituels seront notés (l'isolement, les yeux fermés, un dos voûté, les poils hérissés, l'immobilité, une perte de poids de plus de 20% du poids corporel total ou de 15% entre deux pesées consécutives à une semaine d'intervalle, des signes de déshydratation, les yeux et l'abdomen creux, etc…).
Choix des espèces
Cette unité de certification Application de Procédures sur Rongeurs vise à certifier les personnes inscrites pour la pratique de procédures non-chirurgicales sur des rongeurs. La formation oblige les étudiants à suivre 3 séances pratiques de 4h chacune dont 2 mettant en jeu des rongeurs vigiles (rat et souris) pour leur permettre d'apprendre à mettre en oeuvre des gestes de manipulation et d'administration de substances à des animaux vigiles ainsi que se former à l'observation des rongeurs et de leurs signes apparents de bien-être. L'apprentissage de ces pratiques ne peuvent donc être réalisées qu'en mettant en oeuvre des espèces rongeurs (rat et souris) qui sont l'objectif de la formation. Les rats comme les souris seront utilisés à l'âge adulte (3 mois d'âge postnatal) quand tous les systèmes physiologiques sont matures.
Formation du personnel à l’anesthésie et mise au point d’un protocole de suivi anatomique et fonctionnel par IRM chez le cochon
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Six des douze cochons repartiront vivants chez leur fournisseur, les six autres seront tués après leur deuxième IRM puis serviront à des formations à l'autopsie et à l'entraînement chirurgical sur cadavre. Les douze animaux vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, soumis jusqu'à deux fois à une anesthésie pouvant durer six heures, espacée d'au moins deux jours. Le projet ne produit aucune connaissance sur les cochons eux-mêmes, il sert à former le personnel de l'établissement à l'anesthésie, à l'analgésie et au réveil, et à caler un protocole d'imagerie. Le porteur juge l'usage d'animaux vivants "indispensable" à cette formation et inscrit le projet au crédit de la réduction et du raffinement, puisqu'un même cochon peut passer deux examens.
Objectifs
Le projet vise à établir un protocole de suivi anatomique et fonctionnel non invasif du cochon par Imagerie par Résonance Magnétique (IRM). Pour de nombreux projets, un suivi anatomique et fonctionnel de certains organes se révèle nécessaire. L’IRM est un outil non invasif doté d’une résolution spatiale importante permettant une caractérisation anatomique précise des organes d’intérêt. Outre sa fonction anatomique, il permet également de suivre des fonctions précises de ces organes. L’obtention d’images de qualité nécessite cependant l’absence de mouvement du sujet étudié. Dans le cadre de l’expérimentation animale, l’anesthésie se révèle donc indispensable pour l’acquisition de ces images. Il est donc nécessaire que le personnel de l’établissement utilisateur soit formé à l’anesthésie/analgésie, ainsi qu’au suivi de constantes physiologiques des animaux. Le cochon est un modèle particulièrement pertinent pour beaucoup de recherche, sa physiologie étant proche de celle de l’homme. Notre objectif est double : former le personnel à la prise en charge de cochons du point de vue de l’anesthésie, de l’analgésie, du suivi de constantes et du réveil, ainsi que de mettre en place un protocole d’acquisition d’images IRM sur le cochon.
Bénéfices attendus
Ce projet aura pour principal bénéfice d’établir un protocole d’acquisition IRM standardisé en participant à la formation des personnels de l’établissement utilisateurs aux procédures d’anesthésie, analgésie, au réveil, ainsi que suivi de constantes physiologiques des animaux. De ce point de vue, nous estimons pouvoir agir sur les items Réduction et Raffinement de la règle des 3R. La Réduction est permise par l’accès à un suivi temporel facilité de l’animal. L’examen étant non-invasif, un animal peut faire l’objet de deux acquisitions, en respectant une période de récupération inter-anesthésie, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaire. Le Raffinement est favorisé par la nature non-invasive et atraumatique de cet examen d’imagerie et par une formation adaptée du personnel à la bonne conduite des procédures expérimentales, limitant ainsi autant que possible le stress des animaux que ce soit pour ce projet ou pour de futurs projets.
Procédures
Les animaux (n=12) seront soumis à un protocole d’anesthésie/analgésie dans le but de faire des acquisitions d’image IRM pour une durée de 6 h maximum. Ce protocole sera réalisé au maximum deux fois par animal avec espacement de 2 jours minimum (un jour de repos complet minimum entre les deux acquisitions).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables potentiels pour les animaux sont principalement lié à l’anesthésie : faiblesse après le réveil, stress, déshydratation ou baisse d’appétit dans les heures qui suivent l’anesthésie. La procédure d’IRM étant non invasive, aucun effet indésirable liée à celle-ci n’est attendu.
Devenir
Les animaux (minipigs) seront gardés en vie et rendu au fournisseur sur avis du vétérinaire ou du responsable du projet. Les animaux (porcs fermiers) seront euthanasiés après la deuxième IRM. Ces animaux serviront pour des formations à l’autopsie et à l’entrainement au geste chirurgicaux sur animaux euthanasiés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux vivant est indispensable à la formation à l’anesthésie, analgésie, suivi de constante et réveil, qui, par définition, se réalisent sur animal vivant. La mise en place du protocole d’acquisition d’image nécessite lui aussi l’utilisation d’animaux vivant.
Réduction
Ce projet se justifiant d’un point de vue scientifique et de formation, le nombre d’animaux a été limité au minimum assurant la formation du personnel compétent pour suivre le tutorat du vétérinaire désigné de l’établissement utilisateur. Nous estimons que l’utilisation de 12 animaux permettra aux personnels actuels et futurs d’être formés. L’acquisition d’IRM étant non-invasive, elle pourra être réalisée deux fois par animal avec un délai de récupération de 2 jours minimums. La réalisation de l’imagerie deux fois par animal permets de réduire le nombre total d’animaux nécessaires.
Raffinement
Tous les animaux sont hébergés par 2. Chaque cage bénéficiera d’un enrichissement adapté (corde naturelle, rondins de bois non traités, chaînes métalliques, jouets en plastique). Les animaux seront dirigés et gardés contre les grilles du box par des plaques de tirage pour porc pour l'anesthésie et l'analgésie. Une attention particulière sera apportée au maintien de leur température corporelle pendant l’anesthésie. Les animaux seront maintenus à la table d’examen par des blocs de mousse et des sangles pour éviter toute chute. Des points limites précoces seront appliqués pour éviter toute souffrance (absence de reprise d’alimentation ou d’abreuvement ; immobilité persistante ; comportement anormal ou signes de mal être persistants malgré les traitement décidé par le vétérinaire).
Choix des espèces
Le porc a été choisi pour ce projet en raison de son anatomie et de sa physiologie comparable à l’humain. Étant donné que ce projet a une vocation de formation du personnel sur la gestion de l’anesthésie/analgésie, il est pertinent de le réaliser sur une espèce souvent utilisée en recherche pour sa proximité biologique avec l’humain.
Evaluation de la performance diagnostique de produits de contraste IRM sur un modèle de métastases cérébrales chez la souris – MODIFICATION
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
Les souris utilisées sont immunodéficientes, dépourvues de système immunitaire fonctionnel pour que les cellules tumorales humaines injectées dans leur cœur ne soient pas rejetées. 144 souris vont être utilisées, dont 80 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Après l'injection intracardiaque, elles passent des séances d'IRM d'une heure à une heure quinze sous anesthésie, jusqu'à la douzième semaine, pour comparer deux produits de contraste chez un même animal à 24 heures d'intervalle. Le porteur décrit des tremblements, une incoordination, des paralysies partielles et, au-delà de quatre semaines, un envahissement métastatique massif du cerveau avec un "risque élevé de souffrance sévère et de décès spontané", tandis que les souris ne développant aucune lésion visible seront tuées à six semaines et leurs tissus utilisés comme témoins de bioanalyse.
Objectifs
L’imagerie IRM (imagerie par résonnance magnétique) avec administration d’un agent de contraste permet de mieux détecter de nombreuses pathologies cérébrales, notamment en cancérologie, en en rehaussant le signal de la lésion. Outre le dépistage de la maladie et la pose du diagnostic, l’IRM avec agent de contraste permet le suivi de l’évolution de la pathologie et le suivi de l’efficacité thérapeutique mise en place pour le patient. L’enjeu est particulièrement important dans la détection de métastases cérébrales où le pronostic du patient (par exemple : taux de survie à 5 ans) est étroitement corrélé au stade de développement tumoral. Un diagnostic le plus précoce possible de l’ensemble des lésions a un impact direct sur la bonne prise en charge du patient. Le nombre de tumeurs et/ou de métastases ainsi que les caractéristiques de ces lésions (infiltrantes, vascularisées…), leur localisation et l’identification de leurs marges tumorales sont d’autant d’éléments importants pour proposer le meilleur traitement au patient (chirurgie, radiothérapie ciblée, etc..). Dans cet objectif final, le projet vise à évaluer les performances diagnostiques d’un nouvel agent de contraste IRM dans la détection précoce de tumeurs et/ou de métastases cérébrales. Les agents de contraste faisant partie de la classe des médicaments injectables, il s’agira de trouver le meilleur compromis entre la nature et la dose de produit de contraste injectée et l’apport diagnostique pour le patient. Le présent projet sera conduit sur un modèle de souris reproduisant la maladie. Des produits au stade prototype ou déjà commercialisés et considérés à l’heure actuelle comme des références serviront de comparatifs. Cette étude préclinique nous permettra d’obtenir des éléments de réponse avec des paramètres quantitatifs (rehaussement de contraste, nombre et temporalité des lésions détectées) et d’estimer au plus juste la dose qui apportera le meilleur compromis entre performance de détection des lésions et réduction de l’agent de contraste administrée au patient.
Bénéfices attendus
A l’issue de ce projet, nous aurons une idée cliniquement pertinente de la performance diagnostique du produit testé et de la dose à administrer (comparativement à des produits de référence) pour une détection précoce des métastases cérébrales tout en proposant la dose efficace la plus faible possible (compromis entre dose de gadolinium administrée au patient et efficacité du rehaussement à détecter, caractériser et suivre l’efficacité du traitement mis en place). Nous aurons une idée précise, pour une dose donnée, si le nombre de métastases détectées est augmenté par rapport au produit de référence, si la taille minimale de détection et ou le délai d’apparition est réduit, permettant un diagnostic plus précoce, et évaluerons la facilité de délimitation tumorale. Ces résultats permettront d’éclairer les choix de la dose à tester en étude clinique dans l’objectif de mettre à disposition des radiologues un produit de contraste plus performant, en termes de détection et de précocité de détection, améliorant ainsi la prise en charge des patients et, potentiellement, leur taux de survie à 5 ans.
Procédures
Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux anesthésiés et sédatés. Le projet se déroulera en trois phases : Phase A – Mise en place du modèle expérimental. Chaque animal recevra une intervention unique, d’une durée d’environ 10 à 15 minutes, visant à simuler un processus de dissémination tumorale. Cette étape sera réalisée une seule fois par animal, au début de l’étude. Phase B – Suivi par imagerie cérébrale. À partir de la semaine 2 et jusqu’à la semaine [MODIF] 12, les animaux seront suivis par imagerie cérébrale [MODIF] diagnostique jusqu'à apparition de lésions, puis une imagerie cross-over à 24h d'intervalle sera effectuée pour une comparaison entre 2 produits sur un même animal. Chaque séance durera environ 1h à 1h15 par animal, incluant la préparation, l’installation et l’acquisition des images. Ce suivi permettra d’observer l’évolution des lésions et de comparer différents protocoles d’imagerie. Une semaine supplémentaire de suivi pourra être ajoutée selon l’état de santé des animaux. Phase C – Fin de l’étude. L’euthanasie sera pratiquée : • à la fin du suivi par imagerie, • ou plus tôt en cas de problème ou selon les critères de fin d’étude.
Impact sur les animaux
L’administration de médicaments, tels que les analgésiques morphiniques ou l’anesthésie générale, chez l’animal vigile peut provoquer une douleur aiguë au moment de l’injection, ainsi qu’un stress lié à la contention. L’injection intra-cardiaque, utilisée pour l’induction du modèle, est une procédure invasive pouvant entraîner des nuisances importantes. Elle est susceptible de provoquer des douleurs transitoires, des arythmies, des lésions myocardiques, des réactions inflammatoires ou infectieuses, ainsi que des hémorragies internes. Au cours de la phase de développement des métastases cérébrales, les animaux peuvent présenter des troubles neurologiques modérés à sévères : tremblements, incoordination, paralysies partielles, apathie, diminution de la prise alimentaire, perte de poids et déshydratation. Ces signes traduisent une altération progressive de l’état général. L’imagerie par IRM, nécessitant des anesthésies répétées et prolongées, peut induire une hypothermie et une déshydratation. Ces effets sont d’intensité modérée mais peuvent s’accumuler au fil des séances, entraînant une réduction des prises alimentaires et hydriques. Enfin, au-delà de quatre semaines après l’injection tumorale, un envahissement métastatique massif du cerveau peut survenir, provoquant une dégradation rapide de l’état de l’animal, avec un risque élevé de souffrance sévère et de décès spontané.
Devenir
Les souris ayant développé des lésions métastatiques au niveau cérébral (ou dans d’autres territoires si cela arrivait) seront euthanasiées à l’issue du suivi par imagerie IRM, ou à l’atteinte des points limites. Eventuellement, le cerveau des animaux sera prélevé et une analyse histologique ou imagerie élémentaire/moléculaire de coupes cérébrales seront réalisées. Les souris n’ayant pas eu de pousse métastatique (visible en IRM) au bout de 6 semaines post-induction seront euthanasiées et des tissus prélevés pour être utilisés comme matrices biologiques témoins (vierges de certains produits) ou pour des mises au point de bioanalyses.
Remplacement
Si les paramètres physico-chimiques d’un agent de contraste peuvent être déterminés in vitro, l’ensemble des paramètres d’internalisation (entrée dans les cellules cérébrales) et d’extravasation (sortie des vaisseaux) / élimination dans une lésion tumorale sont directement dépendants des caractéristiques intrinsèques de la lésion étudiée et ne peuvent donc être évalués que sur des modèles in vivo. En effet, l’accès à celle-ci dépend directement de l’état d’ouverture de la barrière sang-cerveau et de sa localisation dans le territoire cérébral, ainsi que des caractéristiques propres à chaque lésion (perméabilité, taille, état de vascularisation, tortuosité des vaisseaux, grade, structure du tissu… etc…).
Réduction
L’étude, réalisée en cross-over (comparaison des performances diagnostiques de deux agents de contraste ou doses différents chez un même animal à 24h d’intervalle) permet de diminuer le nombre d’animaux de moitiéen permettant également d’augmenter la puissance statistique d’analyse comparative car : - Chaque lésion métastatique est son propre témoin entre deux comparaisons, permettant de comparer les deux produits sur des lésions avec exactement les même propriétés (taille, perméabilité, accessibilité, nécrose, type…) - Un animal peut présenter plusieurs métastases cérébrales augmentant ainsi le nombre de lésions métastatiques analysé sans augmenter le nombre d’animaux Enfin, selon notre retour d’expérience, le rendement d’animaux répondeur étant variable, l’étude sera réalisée par lot d’implantation de seulement n = 12 animaux à la fois, avec une phase de mise au point afin d’ajuster ce chiffre, de façon à s’approcher au plus juste de l’effectif attendu, c’est-à-dire n = 8 animaux avec lésion(s) métastatique(s) au niveau cérébral. Les animaux ne présentant pas de lésions métastatiques ni signes cliniques pourront servir de matrices biologiques en vue de mises au point d’imagerie moléculaire ou élémentaire.
Raffinement
L’implantation tumorale mise au point sous échographie évite toute ouverture de la peau au niveau du crâne, réduisant de façon importante la souffrance et favorisant la récupération de l’animal. Elle ne sera effectuée qu’une seule fois, avec un volume faible. Par rapport à l’étude antérieure, le protocole d’imagerie a été optimisé afin de réduire les temps d’acquisition des séquences IRM, permettant une anesthésie totale plus brève (de la pose de la voie intraveineuse au réveil, environ 1h contre 1h30 lors de la précédente étude), tout en conservant une bonne qualité de détection des lésions en imagerie réhaussée. D’autre part, une administration d’anti-douleur sera mise en place avant toute intervention invasive afin d’assurer une bonne analgésie. L’administration d’anti-douleur pourra être renouvelée si l’état des animaux le nécessite. Lors des anesthésies générales, les muqueuses oculaires des animaux seront protégées par du gel oculaire pour prévenir de la déshydration. Un appareil de mesure de la respiration nous permettra de suivre la profondeur de l’anesthésie qui sera adaptée en fonction de la réponse de chaque animal. Afin de lutter contre une hypothermie éventuelle, une plaque thermostatée ou un circuit d’eau chaude thermostatée passant sous l’animal seront utilisés lors des anesthésies. Lors des phases de réveil, les animaux seront placés sous lampe rouge (chauffante). Pour le suivi clinique des animaux, une grille de scoring avec différents paliers sera mise en place. Au besoin, nous consulterons un vétérinaire et des mesures seront prises : système particulier d’alimentation ou d’hydratation, analgésie supplémentaire, traitement médicamenteux, etc. Enfin, par retour d’expérience, l’étude menée en interne en 2014 a montré qu’un suivi journalier rigoureux à l’aide de la grille de scoring minimisait fortement les dommages inhérents au modèle et que l’imagerie IRM permettait de détecter les lésions cérébrales avant que celles-ci n’engendrent une souffrance animale sévère ou un décès spontané.
Choix des espèces
Le modèle murin reste le plus utilisé dans la recherche en neurologie et cancérologie et largement reconnu pour apporter robustesse et prédictivité. Les grosses métastases observées chez la souris sont très comparables (tailles, vascularisation, localisation spatiale) à de petites métastases humaines. Sa faible taille remplit tous les critères d’accessibilité pour les administrations d’agents de contraste, taille suffisante pour les implantations tumorales et analyses robustes des images acquises en imagerie IRM. L’attraction importante des cellules pour le cerveau permet qu’aucune lésion tumorale ne soit observée dans d’autres organes. Ce modèle repose sur des souris immunodéficientes, c’est-à-dire qu’elles de possèdent pas ou peu de système immunitaire fonctionnel. Cela évite le rejet des cellules humaines implantées, ce qui est indispensable pour que ces cellules puissent survivre, proliférer et former des métastases dans l’animal et qui serait impossible avec un modèle de souris ayant une immunité classique. Les animaux seront adultes (au minimum âgés de 6 semaines) au moment de l’induction du modèle. En effet, la population d’étude visée est l’adulte.
Programme de tutorat pour l’acquisition des gestes techniques courants en expérimentation animale sur rats et souris
- Formation professionnelle
Rats : 173
Chaque personne formée s'entraîne sur cinq animaux. 863 souris et 173 rats vont être utilisés dans ce programme de tutorat, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués sans réveil à l'issue. Les stagiaires apprennent sur eux les injections sous la peau, dans le ventre et dans une veine, les prises de sang à différents endroits du corps et des gestes chirurgicaux, chaque animal enchaînant plusieurs gestes selon le niveau de la personne en formation. Le porteur indique que ces animaux sont, quand c'est possible, des surnuméraires ou des témoins en fin de suivi, ce qui donne "une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi", et présente cette formation comme "une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques".
Objectifs
Ce projet a pour but de former, de manière encadrée et progressive, les personnes amenées à manipuler des rats et des souris dans le cadre de la recherche scientifique. Il s’agit d’un programme de formation pratique qui permet aux nouveaux arrivants d’apprendre les gestes techniques nécessaires, comme les prises de sang ou les injections, dans des conditions sécurisées et respectueuses des animaux. Ce type de formation est obligatoire en France et en Europe avant de pouvoir intervenir sur des animaux à des fins scientifiques. Le projet vise à garantir que chaque personne soit bien préparée, accompagnée, et évaluée avant de travailler de façon autonome. Il contribue ainsi à améliorer la qualité des soins aux animaux et la fiabilité des expériences. Ce programme de formation participe également à une démarche éthique plus large, en veillant à limiter le nombre d’animaux utilisés et à réduire au maximum leur stress ou leur douleur.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation permet aux personnes qui travaillent en recherche d’apprendre à manipuler correctement les animaux de laboratoire, en particulier les rats et les souris. Il est important que ces gestes soient bien maîtrisés, car une erreur technique peut faire souffrir l’animal ou fausser les résultats d’une étude scientifique. Pour apprendre, les participants doivent s’entraîner directement sur des animaux vivants, car certains gestes ne peuvent pas être reproduits correctement sur des modèles artificiels. Toutefois, tout est mis en œuvre pour limiter le nombre d’animaux utilisés et pour réduire au maximum leur stress ou leur douleur. Cette formation encadrée permet ainsi d’assurer une meilleure prise en charge des animaux dans les futurs projets de recherche, en garantissant que les personnes soient compétentes, formées et responsables. C’est une étape indispensable pour améliorer les pratiques scientifiques tout en respectant les animaux.
Procédures
Les animaux utilisés dans ce projet de formation seront principalement des rats et des souris. Ils seront soumis à différents gestes techniques que les participants doivent apprendre à maîtriser. Ces gestes incluent par exemple des injections (sous la peau, dans le ventre ou dans une veine), des prises de sang à différents endroits du corps, ou des gestes plus complexes comme ceux réalisés lors d'une chirurgie. Chaque animal suivra un parcours progressif avec plusieurs gestes différents, adaptés au niveau du stagiaire. Tous les gestes sont réalisés dans un cadre très encadré, avec des limites strictes sur le nombre d’interventions par animal. À la fin de leur participation, les animaux seront endormis profondément puis euthanasiés sans réveil. L’apprentissage est organisé de manière à limiter au maximum les manipulations inutiles et à garantir le respect du bien-être animal tout au long du programme. La durée de chaque geste est volontairement limitée et adaptée au niveau de formation, afin de réduire au maximum le temps de manipulation et l’impact sur l’animal.
Impact sur les animaux
Les gestes que les participants apprennent à réaliser sur les rats et les souris peuvent parfois provoquer un léger inconfort, voire une douleur temporaire. Cela dépend du type de geste (prise de sang, injection, etc.), de la fréquence à laquelle il est réalisé, et du niveau d’expérience de la personne en formation. Parmi les effets indésirables possibles, on peut citer : un stress passager lié à la manipulation de l’animal ou à la contention (tenir l’animal immobile pour le geste) ; de petites inflammations ou hématomes au point d’injection ou de prélèvement sanguin ; des réactions à l’anesthésie, comme une respiration ralentie ou un réveil plus long que prévu ; des complications rares comme une infection locale ou une fausse route lors de l’administration par la bouche ou le nez. Certaines chirurgies sont simulées, mais si une intervention réelle est nécessaire, elle est faite sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. Dans tous les cas, les gestes sont réalisés de manière encadrée, avec des mesures de prévention de la douleur et un suivi attentif de l’état de santé de chaque animal.
Devenir
Dans le cadre de ce projet de formation, tous les animaux seront euthanasiés à la fin de leur participation. Cela s’explique par le fait que certains gestes techniques réalisés sont potentiellement invasifs ou causent un stress ou un inconfort temporaire. De plus, le projet a une visée pédagogique, ce qui implique des manipulations répétées sur un même animal. Afin d’éviter toute douleur ou souffrance prolongée, et de respecter les règles de bien-être animal, chaque animal sera endormi profondément lorsque cela est nécessaire, puis euthanasié de manière conforme aux réglementations en vigueur, sans qu’il ne se réveille. Cette décision permet de garantir à la fois une formation de qualité et un traitement respectueux des animaux utilisés.
Remplacement
Dans ce projet de formation, l’utilisation d’animaux vivants n’a lieu qu’en dernier recours, lorsque cela est vraiment nécessaire pour apprendre correctement un geste. Avant cela, les participants passent par une phase de préparation théorique, avec des documents, des vidéos pédagogiques et des explications détaillées. Ensuite, lorsque c’est possible, ils s’entraînent sans utiliser d’animal vivant. Par exemple, ils peuvent manipuler des cadavres d’animaux déjà euthanasiés pour d’autres raisons, ou utiliser des morceaux de tissus animaux (comme de la peau de poulet) ou encore des modèles en plastique conçus pour simuler des gestes. Ces étapes permettent d’apprendre les bons réflexes et de s’habituer au matériel sans faire souffrir d’animaux. L’usage d’animaux vivants est donc limité à ce qui est strictement nécessaire pour valider les compétences dans des conditions proches de la réalité.
Réduction
Ce projet de formation a été conçu pour utiliser le moins d’animaux possible, tout en permettant aux participants d’apprendre correctement les gestes nécessaires à leur travail. Chaque personne formée apprend plusieurs gestes sur un seul animal, ce qui permet de mutualiser les apprentissages et d’éviter d’utiliser un animal différent pour chaque geste. En moyenne, une personne réalise une seule procédure de formation qui nécessite cinq animaux. Au total, pour l’ensemble du projet, cela représente environ 863 souris et 173 rats sur cinq ans, en comptant une marge de sécurité pour les imprévus. Quand cela est possible, les animaux utilisés ne sont pas élevés spécifiquement pour ce projet : ce sont par exemple des animaux surnuméraires, des animaux non utilisés dans d’autres expériences ou des animaux de contrôle en fin de suivi. Cela permet de réduire encore davantage le nombre d’animaux produits et de donner une utilité à des animaux qui auraient été euthanasiés sans avoir servi. Cette organisation permet donc de former les professionnels de manière efficace, tout en respectant les principes de réduction fixés par la réglementation européenne.
Raffinement
Dans ce projet de formation, tout est mis en œuvre pour limiter au maximum la douleur, le stress ou l’inconfort que pourraient ressentir les rats et les souris. Les participants commencent toujours leur apprentissage sans utiliser d’animaux vivants, en s’exerçant d’abord sur des modèles ou des animaux déjà décédés. Ce n’est qu’une fois ces étapes franchies qu’ils manipulent un animal vivant, sous la supervision d’un formateur expérimenté. Quand un geste est potentiellement douloureux, un médicament antidouleur (buprénorphine) peut être donné à l’animal avant l’intervention. Si un geste s’avère trop difficile à réaliser sans gêne pour l’animal, une anesthésie temporaire peut être utilisée pour éviter toute souffrance. Les chirurgies, lorsqu’elles sont nécessaires, sont toujours faites sous anesthésie profonde et l’animal n’est pas réveillé ensuite. L’état de chaque animal est suivi à l’aide d’une grille d’observation (cf. Annexe 4) qui permet de détecter rapidement tout signe de douleur ou de malaise. Si un animal atteint un seuil critique (appelé « point limite »), il est euthanasié sans souffrance. Des soins supplémentaires sont apportés, comme le maintien au chaud, la mise à disposition d’aliments faciles à manger après une anesthésie, et la surveillance régulière de leur état. Toutes ces mesures sont mises en place pour respecter les principes de protection animale définis par la réglementation européenne, et garantir une formation de qualité sans exposer inutilement les animaux à la douleur.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les deux espèces les plus utilisées dans la recherche scientifique. En France, elles représentent environ 70 % des animaux utilisés dans les laboratoires. Ce sont donc les espèces que les participants à cette formation seront amenés à manipuler dans leur travail. Les animaux utilisés sont tous adultes, en bonne santé, et sans maladie. Ce choix est important : les animaux adultes sont plus faciles à manipuler, leur taille permet de bien voir les gestes à effectuer, et cela correspond aux conditions réelles dans lesquelles les chercheurs travaillent. Aucun animal jeune ou âgé n’est utilisé pour la formation. Utiliser des rats et des souris adultes permet donc d’apprendre dans de bonnes conditions, tout en limitant les risques pour l’animal et en respectant les règles éthiques.
Formation aux gestes médicaux vétérinaires chez les oiseaux basée sur le modèle de la Poule_[MODIF]
- Formation professionnelle
Contenues et examinées deux fois par des vétérinaires en formation, puis placées sous anesthésie profonde, 78 poules subissent deux prises de sang, deux poses de cathéter dans la veine de l'aile, deux sondages du jabot, des écouvillonnages de l'œil, du palais et du cloaque, deux rinçages nasaux, la coupe de cinq rémiges sur chaque aile et quatre bandages. Une poule sert à deux participants, et les gestes ne visent aucune connaissance nouvelle : ils entretiennent les compétences de vétérinaires déjà diplômés sur des patients aviaires. Le porteur écrit que les procédures ne portent aucune conséquence à la santé future des animaux, et le champ structuré annonce 24 poules adoptées. La modification du projet remplace cette issue, les animaux étant désormais mis à mort à la fin de la séance pour servir ensuite à une formation de chirurgie des tissus mous.
Objectifs
L’objectif est la formation pratique de vétérinaires diplômés pour divers gestes médicaux cliniques vétérinaires chez les oiseaux en prenant la Poule comme modèle. Cette formation vise à renforcer les compétences techniques des vétérinaires dans la prise en charge des patients aviaires car ces compétences sont très peu abordées et pratiquées durant le cursus vétérinaire de formation initiale. Ceci vise donc à augmenter la qualité de soin pouvant être offerte pour les patients aviaires et augmenter le nombre de vétérinaires compétents pour la prise en charge de ces patients.
Bénéfices attendus
Acquisition par les participants des compétences nécessaires pour pratiquer les gestes cliniques de base en médecine aviaire dans leur pratique quotidienne de la médecine vétérinaire.
Procédures
Vigile, les animaux sont soumis à 2 contentions et 2 examens cliniques (1 par participant, 15 min pour chacun des 2 participants). [MODIF] [Sous anesthésie profonde], les animaux sont soumis à 2 prélèvements sanguins (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 poses de cathéter IV aux veines ulnaires (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 sondages du jabot à l’aide d’une sonde souple en caoutchouc (1 par participant, 2 min pour chacun des 2 participants), 2 écouvillonnages conjonctivaux, choanaux et cloacaux (1 de chaque par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 flush nasaux (1 par participant, 5 min pour chacun des 2 participants), 2 coupes de 5 rémiges primaires bilatéralement (un côté par participant, 7 min pour chacun des 2 participants), 2 bandages en huit + bandages de corps (un par participant, 10 min pour chacun des 2 participants), 2 bandages de pied (un par participant, 10 min pour chacun des 2 participants).
Impact sur les animaux
Aucun, si ce n'est le stress de la première contention et la douleur légère liée à la première injection pour l'induction de l'anesthésie.
Devenir
Les procédures prévues ne portent aucune conséquence à la santé future des animaux. A la fin de la sédation, les animaux peuvent donc être adoptés. [En raison de la modification de projet], les animaux sont mis à mort à la fin de la procédure pour inclusion ultérieure dans une formation de chirurgie des tissus mous chez la Poule].
Remplacement
Tous les gestes techniques pouvant être réalisés sur des cadavres (ex : cathétérisation intra-osseuse, intubation, taille de bec et de griffe) le seront lors d’une autre formation pratique sur cadavre. Ne sont conservés ici que les gestes techniques pour lesquels l’animal vivant est absolument nécessaire (impossibilité de ponction veineuse ou de cathétérisation intra-veineuse en l’absence de flux sanguin par exemple).
Réduction
Il est choisi d’utiliser une seule poule pour deux participants pour limiter le nombre d’animaux nécessaire. Ce chiffre semble le minimum pour que la qualité de l'apprentissage soit suffisante. Aucune analyse statistique n'est nécessaire.
Raffinement
La douleur, le stress et le risque de lésion sont réduits au maximum grâce à un encadrement de qualité, tourné vers l’accompagnement des participants et le respect des animaux, et au fait que les gestes techniques stressants ou nécessitant une contention manuelle ferme et/ou pouvant induire une légère douleur sont réalisés sous sédation (tranquillisation et analgésie). Les protocoles d’analgésie et d’anesthésie sont optimisés pour les gestes réalisés. L’accent est mis tout au long du projet sur le respect des animaux et la réalisation des gestes dans les meilleures conditions possibles. L’objectif est clairement énoncé aux participants que ces formations doivent leur servir à réaliser par la suite l’ensemble de ces gestes nécessaires dans les meilleures conditions possibles pour le respect de l’animal. Pendant la phase d’acclimatation d’un minimum de 5 jours, les poules sont hébergées en box collectif sur litière de copeaux, avec accès à des perchoirs en bois, des pondoirs. les paramètres d'ambiance sont contrôlés.
Choix des espèces
Il s’agit d’une espèce aviaire présenté etrès fréquemment en clinique pour des soins vétérinaires. S’agissant d’une espèce domestique son tempérament plus docile permet de réaliser les manipulations avec un stress limité. Elles ne présentent pas de danger physique pour les participants (pas de risque de morsures ou griffures). Leur grande taille facilite la réalisation des gestes techniques donc plus propice dans le cadre d’un apprentissage. Son tempérament docile et son incapacité à voler diminue les risques de fuite et de collision. Adulte correspondant à ce qui est le plus souvent rencontré en pratique vétérinaire.