Résumé non technique d'un projet d'expérimentation animale publié sur ALURES le 14/04/2026
("EC NTS/RA identifier" : NTS-FR-528865)
Objectifs et bénéfices escomptés du projet
Décrire les objectifs du projet.
Suite à l’émergence de vaccin à acides nucléiques, l’ARN messager (ARNm) ouvre de nouveaux horizons thérapeutiques dans le développement de vaccins pour diverses pathologies tels que les maladies infectieuses, les cancers, les maladies auto-immunes, les maladies génétiques… Ils sont d’autant plus importants que c’est une technologie rapide à déployer qui pourra nous aider à faire face aux menaces sanitaires émergentes. Le principe repose sur la délivrance de molécules d’acide nucléique (ARNm), codant pour une protéine ou un fragment protéique, dans une cellule cible et d’utiliser la machinerie cellulaire pour produire la protéine d’intérêt. Cet ARNm peut coder pour une protéine fluorescente, une enzyme, un antigène viral ou bactérien dans le cas de maladies infectieuses ou encore une protéine spécifique pour rétablir une voie modifiée lors de maladie génétique. Les avantages de cette technologie sont nombreux incluant une rapidité de développement, la modularité des cibles, l’efficacité immunitaire et la sécurité puisque l’ARNm ne s’intègre pas dans le génome. De plus, il n’y a aucun risque infectieux. En revanche, l’ARNm est une molécule fragile qui se dégrade facilement. S’il est injecté seul dans l’organisme, il sera éliminé par notre propre système avant d’avoir rempli sa mission. Il faut donc le protéger. De nombreux vecteurs peuvent être utilisés pour protéger et délivrer l’ARNm. Ils agissent comme des bulles protectrices pouvant transporter l’ARNm jusqu’à sa cible. Dans ce contexte, notre laboratoire a fait le choix de développer des nanoparticules non virales lipidiques et/ou polymériques. Notre projet s’inscrit dans une démarche globale pour notre unité, qui vise à développer et accélérer des projets d’innovation thérapeutique et fournir une expertise en technologies ARNm. Cela comprend la mise en place et le test de nouveaux vecteurs ainsi que l’évaluation de séquences d’ARNm spécifiques conçus au laboratoire. À cette fin, ces approches doivent être testées dans des modèles complexes ; nous avons donc choisi d’utiliser des modèles murins. Objectif 1 : Evaluer l’efficacité de vecteurs non viraux pour l’encapsulation. Objectif 2 : Evaluer l’immunogénicité des nanoparticules et des séquences d’ARNm dans un organisme complexe. L’enjeu est de maximiser l’efficacité de nos formulations tout en minimisant les effets indésirables possibles dans le but de passer par la suite à des études cliniques chez l’homme.
Quels sont les bénéfices susceptibles de découler de ce projet?
Actuellement il existe moins d’une dizaine de formulations d’ARNm thérapeutique acceptées et validées par les instances chargées de la surveillance et de l’autorisation des produits pharmaceutiques. Ce projet vise à concevoir de nouvelles formulations innovantes et souveraines, à la fois sûres et efficaces, évaluées dans des modèles complexes représentatifs de conditions physiologiques réalistes. Le but à court terme est d’identifier des formulations efficaces et non immunogènes qui permettent de produire notre protéine d’intérêt et de perfectionner nos techniques de fabrication. Le but à long terme est de permettre l’émergence de nouvelles techniques de fabrication et des formulations adaptées à différents types de pathologies ou de maladies émergentes. Les demandes en traitement à base d’ARNm sont en pleine expansion, il y a donc un besoin croissant de trouver de nouvelles formulations.
Nuisances prévues
À quelles procédures les animaux seront-ils soumis en règle générale?
Procédure 1 : Chaque animal recevra au maximum : 2 injections d’ARNm avec une voie d’injection choisie (IM, ID, SC, IV, IN) 12 injections de substrat Luc en IP (1/jour pendant 5 jours puis 2x/semaine pendant 3 semaines) 12 Anesthésies générales à l’isoflurane de 15 min (1/jour pendant 5 jours puis 2x/semaine) 1 prélèvement sanguin sur la veine caudale sur animal vigile 1 prélèvement sanguin en rétro-orbital sous anesthésie isoflurane Procédure 2 : Chaque animal recevra au maximum : 2 injections d’ARNm avec une voie d’injection choisie (IM, ID, SC, IV, IN) 2 prélèvements sanguins sur la veine caudale sur animal vigile 1 prélèvement sanguin en rétro-orbital sous anesthésie isoflurane
Quels sont les effets/effets indésirables prévus sur les animaux et la durée de ces effets?
Les animaux recevront une formulation par type d’injection choisi (intraveineuse (IV), intramusculaire (IM), intranasale (IN), sous cutanée (SC) ou intra-dermique (ID)). Les séances d’imagerie, d’environ 15 min, seront répétées et limitées à une fois par jour, avec injection de substrat à la luciférase en intrapéritonéale (IP). A la suite des injections, les animaux pourront avoir une perte de poids transitoire dûe au stress que peuvent engendrer les gestes techniques, une légère douleur au point d’injection pendant quelques heures, et une réaction immunitaire pouvant entrainer une baisse d’activité, modification du pelage, perte de poids modérée suivant l’antigène testé.
Justifier le sort prévu des animaux à l’issue de la procédure.
A l’issue des procédures, tous les animaux seront mis à mort pour réaliser les prélèvements nécessaires aux analyses pour évaluer l’efficacité de transfection et d’immunisation post traitement.
Application de la règle des "3R"
1. Remplacement
Ce projet nécessite l’utilisation d’animaux pour tester l’effet des composés dans un contexte physiologique. Les méthodes d’études in vitro sont limitées par des éléments importants tels que la complexité des différents organes, leur architecture qui organise les relations entre ces populations cellulaires, ou encore la distribution des formulations dans les organes qui peut être différente selon les voies d’injections testées. Il est donc nécessaire d’évaluer la mise en jeu des différents éléments dans un système complexe comme le modèle murin. Aucun modèle alternatif ne peut remplacer un organisme entier pour ce type de projet.
2. Réduction
Afin de limiter au maximum le nombre d’animaux utilisés, des études in vitro sont réalisées en amont pour valider l’efficacité et l’innocuité des formulations. Seules les formulations les plus efficaces et biocompatibles sont testées in vivo. Le nombre d’animaux pour chaque procédure est fixé au minimum nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement fiables, avec une puissance de 80 %, sur la base d’expériences antérieures. La première injection permet de suivre la cinétique d’expression chez le même animal, et la seconde sert au prélèvement des organes, réduisant ainsi le nombre total d’animaux. Pour l’objectif 2, le nombre de candidats est déjà limité et une seule voie d’injection sera choisie en se basant sur les résultats obtenus lors de la première procédure.
3. Raffinement
Une grille de score clinique, conçue spécifiquement pour cette procédure avec des points de contrôle spécifiques et pertinents, sera tenue à jour pour les animaux en cours d’expérimentation. Si des animaux présentent des signes de souffrance, un analgésique sera administré. Un analgésique local sera appliqué avant les injections intra-musculaires. De l’isoflurane sera utilisé comme anesthésiant pour limiter la douleur du geste réalisé lors des injections en intramusculaire, et permettre un meilleur contrôle de la respiration de la souris lors des injections intranasales. Lors de l’imagerie par bioluminescence, les animaux seront positionnés sur tapis chauffant pour limiter la perte de température corporelle. A chaque utilisation de l’isoflurane, les animaux seront observés jusqu’au réveil complet. Pour les injections intraveineuses, les souris seront mises en chambre chauffée pour augmenter légèrement leur température corporelle et permettre la dilatation des vaisseaux et limiter leur stress. A la suite des injections d’ARNm, de la nourriture humide sera déposée dans le fond des cages pour permettre un meilleur accès à la nourriture et garder une hydratation optimale.
Expliquer le choix des espèces et les stades de développement y afférents.
La souris sera utilisée comme modèle d’études pour plusieurs raisons : – La génétique de la souris est bien connue, entièrement séquencée et proche de celle de l’être humain. Nous allons être amenés à tester différentes séquences d’ARNm et la machinerie cellulaire qui prend en charge l’ARNm est très similaire entre l’homme et la souris. – Les études menées sur les vaccins à ARNm sont basées sur des études murines. Nous pourrons donc comparer les résultats obtenus avec ceux de nos confrères. – Nous utiliserons des souris Ai9 capables de produire une protéine fluorescente uniquement dans les cellules qui exprimeront les vecteurs contenant une séquence ARNm codant pour la protéine Cre recombinase, ce qui n’existe pas dans d’autres modèles animaux. – La finalité de cette étude est de passer à un stade clinique. La souris est un mammifère qui présente une physiologie comparable à l’espèce humaine, il nous sera plus facile de comparer les réponses immunitaires obtenues et d’étudier la bio-distribution des vecteurs et séquences utilisées. Pour la procédure 1, Nous utiliserons des souris au stade adulte. Elles seront injectées à partir de 8 semaines et jusqu’à 16 semaines afin de garantir un système immunitaire mature et un processus de développement corporel terminé. Pour la procédure 2, les souris seront réceptionnées à l’âge de 5 à 6 semaines. Les injections se feront sur les souris âgées de 7 semaines. En effet, les procédures de vaccination avec deux doses espacées d’un mois sont longues, ce qui justifie de démarrer à un âge jeune, le vieillissement étant connu pour impacter la réponse immunitaire. Cependant, il est important d’attendre 6 semaines minimum pour avoir un système immunitaire mature.