Modèles expérimentaux de dégénérescence rétinienne induite par une ischémie reperfusion transitoire

L’objectif principal de ce projet est de mettre en place et d’utiliser des modèles expérimentaux afin de mieux comprendre les dommages que peut subir la rétine (la partie de l’œil qui capte la lumière) lorsqu’elle manque temporairement de sang, comme cela peut arriver dans certaines maladies de l’œil. Ce type de problème, appelé ischémie rétinienne, est lié à plusieurs maladies comme le glaucome, la rétinopathie diabétique ou l’occlusion d’une artère de la rétine. Ces maladies peuvent entraîner une perte de vision. Ces modèles, utilisant des rats, permettent de bloquer temporairement le flux sanguin vers la rétine, puis le rétablir. Ces techniques permettent d’observer les réactions de l’œil, comme le stress, l’inflammation et la mort de certaines cellules. Les premières cellules touchées sont celles qui envoient les signaux visuels au cerveau. Ensuite, d’autres types de cellules de la rétine sont affectées selon la durée du manque de sang. Des cellules de soutien dans l’œil réagissent aussi, ce qui aggrave l’inflammation et les dégâts. Ces modèles aident à comprendre les mécanismes en jeu dans les lésions de la rétine. Ils servent aussi à tester des traitements potentiels pour protéger les cellules de l’œil, réduire l’inflammation ou le stress, avant de passer à des essais chez l’humain. En résumé, ce projet fournit des outils précieux pour mieux comprendre comment la rétine est endommagée lors d’un manque de sang, et pour développer de nouveaux traitements.

Le principal bénéfice attendu de ce projet est de développer des modèles expérimentaux fiables permettant d’évaluer l’efficacité de nouveaux traitements destinés à protéger ou réparer la rétine après une lésion. La recherche médicale évolue rapidement, et il est essentiel de pouvoir tester ces traitements dans des conditions rigoureuses, tout en respectant les principes du bien-être animal. Grâce à ces modèles, il sera possible de simuler des atteintes rétiniennes similaires à celles observées chez l’humain, comme dans le glaucome ou certaines maladies vasculaires de l’œil. Cela permettra d’observer précisément l’effet des traitements sur les cellules de la rétine et de mesurer leur impact à l’aide d’outils non invasifs d’imagerie et d’électrophysiologie par la mesure de l’activité électrique de la rétine. Ces études contribueront à identifier les molécules les plus prometteuses, à ajuster les doses et à mieux comprendre les mécanismes d’action, tout en garantissant une approche éthique et encadrée.

Les animaux inclus dans ce projet seront soumis à différentes interventions expérimentales, réparties sur une période de 1 à 4 semaines selon les résultats obtenus avec les traitements testés. Concernant les procédures chirurgicales d’induction de la pathologie, deux méthodes seront utilisées, chacune pratiquée une seule fois sur un œil par animal. La première consiste à pincer les vaisseaux et les nerfs qui vascularisent et innervent l’œil. La seconde consiste à augmenter la pression dans l’œil. Ces procédures, réalisées sous anesthésie générale et locale, durent entre 30 et 60 minutes. Concernant les évaluations, différents examens seront réalisés une fois par semaine comme la mesure de l’activité neuronale de l’œil, l’évaluation anatomique par imagerie optique et biomicroscopie. Les deux premiers examens nécessitant une immobilisation complète de l’animal seront réalisés sous anesthésie générale, et regroupés dans une même session pour limiter le nombre d’anesthésies. Chaque examen dure quelques minutes. L’administrations des traitements se feront par : 1. L’applications de gouttes. Cette procédure nécessite une contention légère, d’une durée d’1 à 2 minutes et réalisée 3 fois par jour avec un maximum de 6 à 8 fois par jour. 2. Les injections sous-cutanées, intramusculaires ou intrapéritonéales. Ces procédures, également très rapides (1 à 2 minutes) sont réalisées sur animal vigile. 3. Injections intra- ou péri-oculaires sont réalisées sous anesthésie locale et générale si nécessaire, à une fréquence de 1 à 2 fois par semaine. Ces procédures durent environ 5 minutes par animal et nécessitent l’utilisation d’un microscope chirurgical. Des prélèvements biologiques seront peut-être nécessaires afin de doser le principe actif ou des marqueurs de la maladie. Pour cela, des prélèvements sanguins ponctuels pourront être réalisés et ne dépassent pas 5 minutes par animal.

Les nuisances ou effets indésirables anticipés dans le cadre de ce projet sont considérés comme modérés. L’expérience acquise lors d’études antérieures, ainsi que les données issues de la littérature scientifique, indiquent que les manifestations les plus fréquentes incluent : 1. une rougeur conjonctivale liée à une inflammation locale modérée lors d’injections ou d’administrations, 2. un léger saignement réversible au site d’injection, ou d’incision, 3. un trouble transitoire ou une opacification de la cornée. L’élévation de la pression intraoculaire induite dans ces modèles sera transitoire et réversible, et ne devrait pas générer de douleur manifeste après le réveil de l’animal. Les examens et les administrations nécessitent une contention brève des animaux, pouvant induire un stress ponctuel de quelques minutes. Des mesures spécifiques seront mises en place pour limiter cet impact (habituation, manipulation douce, environnement calme). Certaines procédures, telles que les injections intra ou péri-oculaires ou les examens nécessitant une immobilisation prolongée, seront réalisées sous anesthésie légère, afin de garantir le confort de l’animal. Ces anesthésies peuvent occasionner une gêne transitoire ou un léger saignement, mais ne présentent pas de risque significatif à long terme.

A l’issue de la procédure, tous les animaux qui auront suivi la totalité de la procédure expérimentale seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit…). Mais les animaux n’ayant pas suivi la totalité de la procédure (estimé à environ 10%, hormis ceux exclus pour cause de points limites) pourront être réutilisés dans d’autres procédures expérimentales compatibles avec l’avis du vétérinaire. Ces animaux sont des animaux qui sont exclus de l’étude en raison d’un défaut anatomique ou physiologique détecté aux examens de baseline au niveau de l’œil avant le début de l’étude. Ces animaux n’auront pas reçu d’induction de la pathologie, ni d’administration de traitement, seulement des examens qui ne sont pas invalidants mais qui potentiellement nécessitent une anesthésie.

L’espèce sélectionnée pour ce projet présente des caractéristiques anatomiques, physiologiques et métaboliques largement documentées dans la littérature scientifique, ce qui facilite l’extrapolation des résultats vers l’humain, en particulier dans le contexte des pathologies oculaires telles que le glaucome. Ces espèces sont couramment utilisées dans les modèles expérimentaux validés de glaucome et d’hypertonie oculaire notamment. Leur emploi repose sur une expérience accumulée dans la communauté scientifique, garantissant la reproductibilité des résultats et la comparabilité avec d’autres études précliniques. Les animaux seront des jeunes adultes âgés au minimum de 6 semaines pour les rats correspondant à la maturité de la rétine.