Etude de la perméabilité intestinale chez la souris et de sa modulation par le stress ou l’absorption de lipides alimentaires.

Le contrôle de la perméabilité intestinale joue un rôle crucial dans son rôle de barrière intestinale contrôlant l’entrée de nombreux nutriments ou xénobiotiques (adjuvants, médicaments, drogues), potentiellement toxiques ou de microbes, dans le tube digestif tout en permettant une digestion optimale des nutriments. De nombreux cas de stress psychologique ou de fragilités ou de pathologies intestinales ont été associés à une augmentation de la perméabilité intestinale. Elle peut être observée de façon transitoire ou permanente et consiste souvent en un passage paracellulaire, c’est à dire entre les cellules épithéliales, mais parfois aussi par passage par absorption à l’intérieur de ces cellules. Une très faible perméabilité est déjà existante à bas bruit dans le tissu sain, notamment au niveau des cellules caliciformes, productrices de mucus et des cellules M des ganglions lymphoïdes. Nous souhaitons identifier et caractériser la perméabilité paracellulaire sur tissu sain et mesurer l’impact d’un stress sur une potentielle augmentation ainsi que celle de la nutrition standard ou enrichie en graisse, en une prise unique. Cette étude sera menée en parallèle sur épithélium en culture cellulaire et sur l’intestin de souris et utilisant une nouvelle méthode d’étude de la perméabilité paracellulaire par imagerie que nous avons développée. Elle a le mérite d’être sensible et d’identifier quelles sont les cellules perméables dans l’épithélium, de permettre une analyse dans une partie ou dans l’ensemble de l’intestin grêle et colique. C’est une méthode ex vivo sur tissus prélevés après euthanasie ce qui est nécessaire pour une appréhension de la physiologie intestinale tout en limitant le stress et la souffrance des animaux.

La perméabilité intestinale est mesurée de longue date. Elle peut rester difficile à identifier et localiser précisément dans l’intestin, pour ensuite la relier à des pénétrations tissulaires de nutriments ou xénobiotiques et aux réponses physiopathologiques qui peuvent en découler. Nous avons développé une nouvelle technique d’imagerie cellulaire qui permet de localiser précisément les régions intestinales perméables, les cellules impliquées, certaines molécules ou organismes pénétrant dans le tissu et leurs modes d’entrée. Ceci nous permet une analyse fine du processus en visualisant les évènements de perméabilité ou la pénétration de composés qui ont eu lieu ex vivo, à l’aide de marqueurs fluorescents visibles à postériori par imagerie des tissus fixés post mortem. Nous nous en servirons pour caractériser les perméabilités intestinales chez des souris en condition physiologique normale, lors d’un stress chronique ou pendant la digestion classique d’un aliment standard ou gras. Les bénéfices attendus sont des mesures précises et reproductibles des perméabilités intestinales paracellulaires ou transcellulaires dans une barrière intacte ou potentiellement fragilisée un stress ou par l’alimentation. Ces expériences permettront une meilleure connaissance et compréhension de ces processus de perméabilité intestinale et de leur analyse expérimentale.

Dans une expérience, 36 animaux seront maintenus une fois en contention et recevront une injection en sous cutanée ou en intrapéritonéal de composés non toxiques, d’une durée totale de 30 secondesd’une durée totale de 30 secondes. Dans une autre expérience, une mesure de la perméabilité intestinale in vivo, 24 souris vigiles seront mises à jeun de nourriture mais pas de boisson, soumises à un gavage unique avec un marqueur fluorescent non toxique et enfin, un petit volume de sang sera prélevé dans une durée totale de 30 secondes, à l’aide d’une lancette dans la veine latérale de la queue préalablement anesthésiée. Dans une dernière expérience, 64 souris seront mises à jeun de nourriture mais pas d’eau, pendant 12 heures puis alimentées pendant 1 heure avec des croquettes pauvres ou enrichies en graisse. Elles seront ensuite maintenues sans nourriture pour 3 heures (pic de digestion lipidique par l’intestin, 32 animaux) ou 8 heures pour une fin complète de la digestion lipidique (8 animaux).

Certains animaux recevront une injection intrapéritonéale ou sous-cutanée unique de composés à des doses pharmacologiques non toxiques qui seront aussi peu stressantes et peu douloureuses. Un stress chronique de 3 semaines sera induit chez certaines souris par addition de faibles doses de glucocorticoïdes dans l’eau de boisson, donc sans contrainte ou intervention directe sur les animaux. Il s’agit d’un stress à bas bruit donc peu contraignant pour les animaux. Certains animaux recevront une administration unique orale par gavage d’une solution fluorescente aqueuse et non toxique, effectué par des expérimentateurs formés. Les animaux auront au préalable été habitués au gavage en vue de réduire le stress que cela pourrait engendrer chez eux. Des prises de sang à la queue seront aussi effectuées par ponction dans la veine latérale de la queue, sous analgésie locale après désinfection. La ponction n’entraine pas de saignement prolongé de l’animal. Ceci permettra de mesurer le passage du marqueur fluorescent depuis l’intestin vers le sang. Ces prises de sang seront effectuées par des personnes expérimentées. A la fin de chaque expérimentation, tous les animaux seront mis à mort par dislocation cervicale pour une analyse post mortem de leur intestin.

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l’expérimentation, l’arrêt total du cœur et de la circulation sanguine seront vérifiés et leur intestin sera prélevé.

Les expériences seront effectuées sur des souris jeunes adultes de 8 à 12 semaines dont la croissance est terminée et dont le développement physiologique de l’intestin est achevé en utilisant une lignée couramment utilisée pour l’étude de la physiologie intestinale, du stress psychologique et de l’absorption et du métabolisme des lipides et qui montre une barrière intestinale intacte sous régime standard.