Etude du potentiel des nanoémulsions chargées de cryptophane pour la vectorisation du xénon hyperpolarisé en IRM.

Ce projet correspond à l’étape de validation in vivo qui fait suite aux nombreuses validations réalisées in vitro, et ne nous permet pas d’utiliser d’autres moyens que de tester ces stratégies de diagnostic chez l’animal. Les principaux tests réalisés in vitro sont des tests de viabilité cellulaire au WST-1 (Water-Soluble Tetrazolium-1) évalués à 1h, 24h, 48h et 72h d’incubation avec des nanoémulsions chargées ou non de cryptophane. Les résultats ne montrent aucune mortalité cellulaire associée. Une évaluation de la stabilité métabolique (microsomes et plasma) des cryptophanes a été aussi effectuée. Le cryptophane montre une bonne stabilité plasmatique (t1/2> 6h) et est dégradé au niveau des microsomes hépatiques de souris. Ces résultats semblent indiquer que si le cryptophane était relargué dans la circulation sanguine, il serait néanmoins métabolisé.des tests in vivo sont nécessaires pour confirmer ces résultats. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons dans la littérature font que la souris est un modèle préférentiel pour mener à bien ce projet. En effet, la souris est une des espèces animales la plus étudiée dans le domaine de l’imagerie et de l’inflammation ce qui permettra une analyse comparative et critique des résultats obtenus. De plus, les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d’autres méthodes alternatives pertinentes n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants et susceptibles d’apporter le même niveau d’information. Les conditions d’élevage, d’hébergement, de soin et les méthodes utilisées sont les plus appropriées pour respecter le bien-être de l’animal.

Notre projet ne permettant pas d’utiliser d’autres moyens que l’expérimentation animale, nous nous sommes assuré d’utiliser le nombre minimal d’animaux afin de souscrire au principe de réduction. Le nombre d’animaux utilisés est déterminé en fonction de la spécificité et de la sensibilité des méthodes utilisées et la littérature. Dans chaque phase du projet, le minimum d’animaux a été prévu afin d’arriver à des résultats qui soient en adéquation avec les tests statistiques prévus lors de ce projet. Le nombre minimum d’animaux pour chaque procédure a été défini à partir de nos expériences précédentes, données disponibles dans nos publications et surtout des données disponibles dans la littérature (des expérimentations qui ont été appliquées avec des procédures et des buts similaires à ce qui est dans notre projet ). Le nombre d’animaux pourra être revu à la baisse selon l’aisance de l’expérimentateur (habileté, expérience dans les différentes techniques prévues). L’ensemble des échantillons prélevés lors des procédures pourra être partagé et utilisé, permettant une réduction du nombre d’animaux nécessaires.

Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés pendant tout le projet. Les animaux seront hébergés par groupes sociaux stables (n=5) avec un enrichissement minimum (maison en carton, produits de nidification tels que des lanières de paipier kraft et/ou des carrés de coton nestlets) dans des cages standards aux normes européennes (type IV). Nous utiliserons la litière de peuplier « aspen small », plus douce et variée et moins poussiéreuse et allergisante, permettant de réduire le niveau de stress des animaux. Le bien-être des animaux sera contrôlé 7j/7 par du personnel qualifié, ce qui permettra de détecter tout signe clinique de souffrance et d’agir rapidement pour mettre fin à une éventuelle détresse. L’ensemble des connaissances et acquis dont nous disposons au laboratoire pour les techniques utilisées dans ce projet montre que les animaux se déplacent et s’alimentent normalement, prennent bien soin de leur pelage, n’émettent aucun son audible à l’oreille humaine et ne présentent aucun « sickness behavior syndrom ». Les souris seront pesées et acclimatées pendant une semaine dans le laboratoire avant le debut de protocoles. Une fois entrés en protocole, les animaux de la première procédure seront pesés tous les trois jours et mis à mort si une perte de poids de plus de 15% est observée et/ou si leur score sur l’échelle de la douleur (Mouse Grimace Scale) est supérieur à 7. Toutes injections auront lieu en intraveineuse en vigile avec une application d’un antalgique local en spray pour minimiser la douleur. Pour toutes les imageries in vivo, Les animaux seront sous anesthésie générale induite par isoflurane. Pendant l’imagerie, les animaux seront maintenus sous anesthésie générale avec un masque en respiration spontanée et ils seront thermo-régulés. Après toute anesthésie, Les animaux seront ensuite replacés dans leur cage dans des enceintes chauffées où leur réveil spontané se fera sous surveillance régulière de l’expérimentateur. Ils seront ensuite pris en charge par l’équipe animalière.