Hamsters dorés

15 000 rongeurs, soit 7 000 souris, 7 000 rats, 800 hamsters dorés et 200 gerbilles, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des composés chimiques ou radiomarqués par de multiples voies, dont des chirurgies de pose de mini-pompe sous anesthésie, certains étant rendus diabétiques, obèses ou hypertendus, avant mise à mort pour prélever organes et sang. Le porteur décrit une plateforme d'évaluation pharmacologique en série plutôt qu'un projet ciblé, avec un bénéfice réduit à la mesure d'effets sur des biomarqueurs. Il indique que les tests in vitro sont "souvent insuffisants" et retient la souris comme l'espèce la plus décrite.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets pharmacologiques et la distribution in vivo de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur, sur une période allant de 1 à 12 jours maximum. Le mécanisme d’action de la molécule évaluée, déterminé préalablement in vitro, conditionnera le choix de l’espèce rongeur (souris, rat, hamster, gerbille) et de la souche à utiliser pour suivre les marqueurs d’efficacité appropriés qu’ils soient circulants, urinaires, fécaux, ou tissulaires. Dans toute étude utilisant des animaux, il est possible de mesurer différents paramètres en utilisant diverses méthodes d’analyse (dosage de protéines ou lipides ou acides animés, expression génique, analyse histologique…). Toutefois, ces techniques d’analyse dites « froides », c’est-à-dire sans utilisation de radioélément, ne sont pas toujours suffisamment sensibles pour quantifier les effets pharmacologiques des composés testés, notamment lorsqu’il s’agit d’études courtes. Les deux premières procédures de ce projet permettent de révéler l’efficacité des composés testés in vivo, soit par administration d’une molécule froide qui activera une voie biologique précise dans l’organisme, soit par administration d’un traceur radioactif qui sera incorporé dans une voie de synthèse particulière. Ces deux méthodes permettront de sensibiliser l’organisme au mécanisme d’action ciblé par le composé testé, et de mieux appréhender la réponse pharmacologique de ce composé in vivo. La troisième procédure de ce projet couvre l’utilisation d’un composé chimique ou biologique test qui a été préalablement radiomarqué afin de suivre son devenir lors d’une administration in vivo et de vérifier qu’il va bien atteindre les organes cibles pour délivrer son efficacité pharmacologique. Ces études pourront nécessiter l’utilisation d’animaux présentant une pathologie dommageable telle que le diabète, l’obésité, l’hypertension, la néphropathie. Un programme de soins spécifiques sera mis en place avec une surveillance rapprochée de ces animaux afin de leur éviter toute souffrance.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’évaluer les effets pharmacologiques sur certains biomarqueurs d’intérêt de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur, sur une période allant de 1 à 12 jours maximum.

Procédures

Afin d’évaluer la pharmacocinétique et l’effet sur des paramètres biologiques de potentiels traitements, des composés chimiques ou biologiques froids ou radiomarqués seront administrés aux animaux par voie : intranasale ou intratrachéale, sous anesthésie générale de maximum une heure, ou intramusculaire ou intradermique sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie, ou orale sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ), ou sous cutanée ou intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon), ou par minipompe osmotique (intraveineuse, sous cutanée ou intrapéritonéale) posée lors d’une chirurgie sous anesthésie générale avec analgésie (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Pour évaluer l’efficacité des composés sur certains paramètres biologiques, il pourra être nécessaire d’administrer de petites molécules radiomarquées (glucose etc) par voie : intranasale ou intratrachéale, sous anesthésie générale de maximum une heure, ou intramusculaire ou intradermique sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie, ou orale sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ), ou sous cutanée ou intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon), ou par minipompe osmotique (intraveineuse, sous cutanée ou intrapéritonéale) posée lors d’une chirurgie sous anesthésie générale avec analgésie (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Si l’alimentation peut biaiser la pharmacocinétique, les animaux pourront être mis à jeun au maximum 16h. Les volumes administrés et fréquences d’administration respecteront les recommandations. La phase in vivo pourra durer jusqu’à 12 jours. Des prélèvements de sang ou d’urine pourront être réalisés afin de suivre la biodistribution et l’élimination des produits administrés. Les prélèvements de sang sur animal vigile prendront environ deux minutes. En cas d’anesthésie, celle-ci durera au maximum une heure. Pour les prélèvements individuels d’urine ou de fèces, il pourra être nécessaire d’héberger individuellement maximum une heure. En fin de projet, les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus, organes, et sang. Avant euthanasie, sous anesthésie générale profonde avec analgésie forte, une perfusion pourra être réalisée pour rincer les organes. Cela durera moins d’une heure avant euthanasie.

Impact sur les animaux

Afin de réaliser certains tests (par exemple les tests métaboliques), il pourra être nécessaire de mettre les animaux à jeun, au maximum 16 heures. Des pertes de poids liées aux composés administrés pourraient être observées.

Devenir

Après les deux procédures, les animaux seront mis à mort afin de pouvoir procéder à la récupération des organes et de grands volumes de sang, nécessaires pour évaluer l’effet des composés testés.

Remplacement

Les molécules chimiques ou biologiques dont l’efficacité sera évaluée dans ce projet auront été si possible au préalable sélectionnées dans des tests in vitro afin de s’assurer de leur efficacité, de leur spécificité et de leur absence de toxicité. Elles auront aussi si possible été sélectionnées in vivo chez le petit animal sur leurs propriétés pharmacocinétiques (vérification de la compatibilité avec une efficacité dans la maladie visée). L’ensemble de ces données est souvent insuffisant pour prédire l’efficacité in vivo des molécules, car recréer in vitro une pathologie complexe est difficile, notamment lorsque différents types cellules et/ou tissus sont impliqués. L’efficacité réelle des meilleures molécules devra donc être vérifiée chez le rongeur en choisissant le modèle animal se rapprochant le plus de la pathologie telle que décrite chez l’homme. Dans le cas de molécules dont la biodistribution serait évaluée, dans la mesure du possible, l’absence de toxicité et les paramètres mesurables in vivo d’ADME auront au préalable été évalués.

Réduction

Le nombre d’animaux par lot pour les études sera défini en fonction de la bibliographie existante sur le modèle animal et les paramètres d’intérêt à mesurer dans l’étude. Une revue bio-statistique a déjà été réalisée sur des données historiques de mesure de quelques paramètres lors d’études internes. Cette analyse nous permet de déterminer le nombre minimal d’animaux requis afin d’obtenir des résultats significatifs malgré les variations interindividuelles. Par exemple, lors d’une étude sur la tolérance orale au glucose (OGTT), il est nécessaire d’avoir 10 animaux par groupe pour obtenir une différence significative de 30% entre 2 groupes sur les AUC de glucose sanguin. Pour les dosages d’acides gras plasmatiques, un nombre minimal de 8 animaux par groupe est requis. Les analyses statistiques à réaliser sur les autres paramètres mesurés en cours d’étude seront effectuées au moyen du test ANOVA.

Raffinement

Les animaux seront pesés au minimum 2x/semaine / quotidiennement à partir de 10% de perte de poids. La cause de la perte de poids sera évaluée: déshydratation, accès à la nourriture, diarrhée, nausées... Si possible, un traitement pharmacologique symptomatique sera mis en place. Un gel nutritif et de l’eau gélifiée et de la nourriture seront placés au fond de la cage en cas de perte de poids constatée. En cas de suspicion de toxicité du composé chimique ou biologique administré, un arbre décisionnel validé par le vétérinaire et la SBEA sera utilisé. Les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. Les principaux points limites concernent l’état général de l’animal et sont listés en détail dans les procédures. Les animaux présentant des signes de douleur ou de souffrance seront mis en suivi clinique. Ces animaux seront examinés tous les jours et recevront si nécessaire un traitement pharmacologique compatible ou non avec l’objectif de l’étude. Un vétérinaire est joignable tous les jours si besoin. Toute opération chirurgicale sera réalisée sous anesthésie générale en matinée afin d’assurer un meilleur suivi post-chirurgical (observation toutes les 2 heures durant les 6 heures post opératoires puis au moins 1 fois par jour), avec analgésie. En cours d’étude, plusieurs anesthésies seront pratiquées notamment en cas de prélèvements de sang ou d’injections de produits : Les administrations IV, IM, IP, SC, ID ou topiques cutanées ou oculaires de composés tests se feront si nécessaire sous anesthésie générale. Une administration de buprénorphine sera réalisée avant les administrations IM/ID. Afin de minimiser les risques d’infection lors d’injections intradermiques, une tonte de la peau avec désinfection sera réalisée avant injection. Les injections intradermiques se feront sous un volume de 50 µL par site d’injection afin de limiter la douleur. Les administrations IN ou IT de composés tests se feront sous anesthésie générale. L’implantation d’une mini pompe (IP, IV ou SC) ou la pose d’implants diffusant le produit en sous-cutané pourra être nécessaire lors d’une délivrance continue du composé test. La chirurgie d’implantation sera réalisée sous anesthésie générale et dans des conditions d’asepsie, avec une prise en charge analgésique. Le suivi de la cicatrisation sera enregistré, et les sutures désinfectées si nécessaire.

Choix des espèces

Si le profil pharmacocinétique est adéquat dans cette espèce, la souris sera privilégiée pour évaluer des nouveaux composés in vivo, car c’est l’espèce mammifère la plus décrite dans les modèles d’évaluation de molécules chimiques ou biologiques. La souris sera aussi préférée dans le cas d’une administration d’un composé ou d’un traceur radioactif, si le mécanisme d’action de la molécule le permet, pour des raisons pratiques de gestion de la radioactivité et de ses déchets. Pour certaines études pré-réglementaires comme l’étude de l’élimination d’un composé radiomarqué in vivo, le rat sera l’espèce préférée. Des hamsters et des gerbilles pourront être occasionnellement utilisés si besoin, en cas d’études préalables à la mise en place d’un modèle particulier bien décrit dans ces espèces (exemple : hamster pour une étude préalable à une étude d’infection au SARS-CoV2). Seuls des animaux sevrés seront utilisés (jeunes adultes et adultes, 6 semaines minimum), tel que référencé dans la littérature.

7 200 souris, 1 200 rats et 1 600 hamsters vont être utilisés, tous tués à l'issue pour prélever le sang et les organes lymphoïdes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Cette société de prestation les expose à des composés vaccinaux ou pharmacologiques par une à cinq injections sous anesthésie, afin de mesurer la réponse immunitaire induite. Le porteur indique attendre des pertes de poids et des douleurs transitoires au point d'injection. Il affirme qu'aucun modèle in vitro ne reproduit la complexité observée in vivo, l'évaluation chez l'animal étant présentée comme "nécessaire" pour sélectionner les candidats médicaments.

Objectifs

Notre société développe et propose des modèles de recherche, adaptés aux études visant à mesurer l’efficacité et l’innocuité de candidats thérapeutiques et vaccinaux. La réponse du système immunitaire est une composante importante de notre organisme à considérer dans le développement de nouveaux vaccins ou de nouveaux composés pharmacologiques, en particulier d’origine biotechnologique. En pratique, ces études consistent à injecter, dans la plupart des cas à plusieurs reprises à une ou plusieurs semaines d’intervalle, un produit à potentiel immunogène, dans le but d’évaluer la réponse immunitaire induite (dans le sang et les tissus lymphoïdes). Ce programme de recherche s’intéresse à mieux caractériser cette composante chez le rongeur, et plus particulièrement l’immunogénicité de nouvelles formulations ou composés (adjuvants, vaccins, protéines thérapeutiques, etc.). Pour cela, un composé induisant potentiellement une réponse immune sera injecté aux animaux. Afin d’évaluer et de caractériser cette réponse immune, des prélèvements, sanguins notamment, seront ensuite réalisés tout au long de l’étude afin de suivre, par exemple, l’émergence d’anticorps dirigés contre l’antigène injecté dans le sérum, ou l’activation cellulaire associée spécifiquement au composé d’intérêt. Dans cette procédure, aucun challenge infectieux ne sera réalisé sur les animaux.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de tester de nouvelles molécules candidates pour une utilisation en préventif de pathologies existantes ou dont l’immunogénicité doit être testée. A terme, cela permettra l’introduction en clinique de nouvelles stratégies thérapeutiques pour cette maladie pour laquelle les options sont pour le moment limitées.

Procédures

Les animaux (rats, souris ou hamsters) immunocompétents ou partiellement immunodéficients (à un niveau de déficit n’induisant pas de risque infectieux significativement supérieur pour l’animal) transgéniques ou non, humanisés ou non, seront exposés à des composés de différente nature (entité chimique de type vecteur ou adjjuvant vaccinal, biologique, et/oubiotechnologique (nucléique et protéique), etc.) Les animaux recevront en général 1 à 5 injections administrations du produit potentiellement immunogène avec au minimum une semaine d’intervalle entre les injections mais potentiellement plusieurs mois. Cette procédure aura lieu sous anesthésie générale qui durera environ une heure. Afin d’évaluer de potentiels traitements, des composés chimiques ou biologiques seront administrés aux animaux par toutes les voies possibles : intranasale et intratrachéale,soit sous anesthésie générale d’environ une heure, intramusculaire et intradermique sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie, oralesoit sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ), sous cutanée et intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon). Les volumes administrés respecteront les recommandations. Les animaux seront observés tous les jours, et pesés au minimum 2 fois par semaine. Le site d’injection sera observé sur les quelques jours suivant l’administration pour surveiller l’absence de réactions dans la zone, et l’état général des animaux sera vérifié. Des prélèvements de sang ou d’urine pourront être réalisés au cours de la vie de l’animal pour le suivi des réponses immunitaires ou d’autres paramètres biologiques. Les prélèvements de sang sur animal vigile prendront environ deux minutes. En cas d’anesthésie, celle-ci durera environ une heure. La fréquence et le volume de ces prélèvements sera conforme aux recommandations vétérinaires pour la voie utilisée. Ces recommandations incluent une potentielle réhydratation sous cutanée des animaux en cas de prélèvements répétés / à volume important. En fin de projet, les animaux seront euthanasiés. Un prélèvement de sang terminal en intracardiaque pourra être réalisé sous anesthésie générale profonde puis des prélèvements d’organes pourront etre effectués après euthanasie.

Impact sur les animaux

Dans ce projet, nous pouvons nous attendre à des pertes de poids et des douleurs transitoires au site d’injection et dans la zone (ganglion drainant).

Devenir

En fin de procédure, les animaux seront mis à mort pour récupération de grandes quantités de sang et d’organes lymphoïdes afin de vérifier la réponse immunitaire induit par les vaccinations.

Remplacement

Des modèles in vitro permettent d’étudier certains processus de l’immunité et sont utilisés pour présélectionner les composés les plus intéressants mais aucun ne reproduit la complexité observée in vivo. C’est pourquoi l’évaluation chez l’animal des propriétés immunogènes des candidats médicaments chimiques ou biologiques est nécessaire, pour sélectionner le meilleur composé pouvant être amené dans les études cliniques chez l’homme.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est le plus faible possible en fonction des objectifs de l’étude et de la puissance statistique nécessaire. Entre 3 et 50 animaux seront inclus par groupe. Seuls des rats, souris et hamsters seront utilisés dans le cadre de ce projet. Ces espèces sont utilisées pour tester les effets de composés sur le système immunitaire.

Raffinement

Les prélèvements sanguins sont de faibles volumes et seront réalisés à l’aide de la méthode la moins invasive possible. Les volumes et fréquences d’administration et de prélèvement sont conformes aux bonnes pratiques et toutes les techniques sont réalisées par du personnel formé et compétent. Enfin, les prélèvements d’organes/tissus sont réalisés après euthanasie. Dans tous les cas, les animaux sont observés régulièrement et des mesures sont mises en œuvre pour arrêter, minimiser ou diminuer la souffrance et/ ou détresse de l’animal en cas d’apparition de signe clinique indésirable.

Choix des espèces

Les études à l’aide des petits rongeurs, notamment les souris, sont depuis longtemps la première étape de l’exploration du rôle physiopathologique du système immunitaire ou de l’efficacité de tout nouvel immunomodulateur, qu’il soit d’origine chimique ou biotechnologie. Selon le type de profil immunologique ou le type de prélèvement nécessaire, le rat et le hamster pourront également être utilisés. L’excellente connaissance du système immunitaire des rongeurs, conduisant souvent à une meilleure connaissance du même système chez l’Homme, permet d’explorer de nouvelles pistes immuno-pharmacologiques. Les animaux pourront être partiellement immunodéficients (à un niveau de déficit n’induisant pas de risque infectieux significativement supérieur pour l’animal), puisque cela s’avère d’un fort intérêt pour certaines approches expérimentales pathologiques e.g. maladies infectieuses. Par ailleurs, les rats, les souris et les hamsters autorisent une variété de techniques d’administration et de prélèvement. Seuls les animaux sevrés seront utilisés. Les animaux seront utilisés à partir de 5 semaines pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles, c’est-à-dire un système immunitaire établi, d’après la littérature sur le sujet.

Isolés seize semaines sous des jours courts comme en hiver, parce qu'ils deviennent alors agressifs, des hamsters syriens mâles subissent une opération de moins d'une heure pour l'implantation d'un capteur de température, puis, deux semaines plus tard, une seconde pouvant durer deux heures trente pour la pose d'une mini-pompe qui leur infuse des hormones thyroïdiennes. Ils sont ensuite placés au froid, à 8 °C, pour entrer en hibernation. Avec la pompe rechargeable, des injections à travers la peau vident et remplissent le réservoir pendant une torpeur ou sous anesthésie légère, injections qui selon le porteur "peuvent induire une douleur aigüe légère pendant que l'animal dort". 151 hamsters dorés sont utilisés dans ces procédures d'un niveau de souffrance modéré, pour une recherche fondamentale sur l'hibernation, et tous sont mis à mort en fin d'expérience pour des prélèvements.

Objectifs

L’hibernation est une adaptation physiologique et comportementale qui permet la survie de l’espèce pendant les périodes saisonnières défavorables (en hiver : température extérieure basse et pénurie des ressources alimentaires). Tout au long de l’hibernation, afin d’économiser de l’énergie, l’animal va réaliser des cycles d’éveil/sommeil, alternant entre des phases actives avec une température corporelle à 37°C et des épisodes de torpeur, caractérisés par un endormissement profond associé à une hypothermie corporelle sévère. La température corporelle s’ajustant sur les températures extérieures froides de l’hiver peut descendre à 5°C. Des travaux antérieurs suggèrent que les hormones thyroïdiennes du cerveau seraient impliquées dans ces processus d’hibernation. Nous allons vérifier cela chez une espèce hibernante : le hamster syrien.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet concernent les connaissances obtenues en recherches fondamentales sur le système nerveux central, le métabolisme ainsi que sur la biologie d'un animal hibernant.

Procédures

Les hamsters syriens seront isolés 16 semaines car ils deviennent agressifs quand ils sont hébergés dans des conditions où les jours sont courts comme en hiver. Les animaux subiront deux actes chirurgicaux à 2 semaines d'intervalle. Le premier acte durera moins d'une heure 1 h pour l'insertion d'un capteur de température corporelle. Le deuxième acte, d'une durée de 2h30 maximum pour la mise en place d'une mini-pompe diffusant des hormones. Il serait exposé au froid (8°C) pour entrer en hiberation. Avenant: Dans le cas d'utilisation de la pompe rechargeable, lors d'un épisode de torpeur ou suite à une anesthésie légère (rapide, 5-10 minutes), des injections transcutanées sont réalisées pour faire la vidange et le remplissage du réservoir et changer de solution à infuser.

Impact sur les animaux

Lors des chirurgies, l’anesthésie générale peut induire une hypothermie, de la sécheresse occulaire et une légère déshydratation. Au niveau du site d’incision, il y a des risques de douleur, d’inflammation et d’infection de la plaie. Une perte de poids légère (inférieure à 5%) sur 24h est attendue, mais devrait être transitoire. Elle pourrait se maintenir en cas de complications post-chirurgicales (inflammation, infection, douleur). L’insertion de la pompe sous la peau du dos pourrait éventuellement gêner la motricité de l’animal (encombrement, frottements) si celle-ci est trop proche du cou ou des membres antérieurs. Avenant: Dans le cas d'utilisation de la pompe rechargeable, lors d'un épisode de torpeur ou suite à une anesthésie légère (rapide, 5-10 minutes), des injections transcutanées sont réalisées et peuvent induire une douleur aigüe légère pendant que l'animal dort.

Devenir

Les animaux seront tous mis à mort pour prélèvements en fin d'expérience.

Remplacement

L’expérience doit être réalisée sur l’animal entier. Les processus impliqués dans l’hibernation font intervenir l’ensemble de l’organisme, aussi est-il impossible, en l’état actuel de nos connaissances, de réaliser une telle étude sur des organes isolés. Aucun moyen de substitution ne permet de modéliser les différentes étapes de l’hibernation et les processus liés à chaque étape ni les relations entre les organes périphériques et le cerveau.

Réduction

Le nombre d'animaux (8 par groupe) a été calculé pour obtenir des résultats statistiquement robustes et de faible variance pour comparaisons inter-groupe.

Raffinement

Pour éviter les agressions dans les jours courts comme en hiver, les animaux seront hébergés en cages individuelles enrichies avec de la frisure de nidation et un bâton à ronger. Lors des chirurgies, les animaux bénéficieront d'une anesthésie générale et d'analgésiques locaux. La température corporelle sera maintenue à l’aide d’un tapis chauffant. Un anti-inflammatoire non stéroïdien sera administré en post-chirurgie. La longueur du cathéter entre la canule et la pompe est tout particulièrement ajustée afin de pas gêner le hamster syrien dans ses mouvements. Des points limites ont été établis afin de soustraire l'animal à la souffrance.

Choix des espèces

Le modèle animal choisi est le hamster syrien (Mesocricetus auratus) car c’est un animal hibernant. Les animaux sont des adultes mâles (entre 3 et 9 mois ; poids corporel moyen 120 g) car notre expérience requiert qu’ils soient sexuellement matures et ce sexe nous permet de voir facilement si le système reproducteur de l'animal est activé ou inhibé grâce à la taille des testicules.

670 animaux non-humains, 520 souris et 150 hamsters dorés, vont être utilisé·es, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les hamsters reçoivent de la testostérone pour élargir leur organe de flanc, les souris subissent des mesures de peau, et tous reçoivent quotidiennement des molécules contre l'acné avec imagerie sous anesthésie et prélèvements sanguins. Le porteur précise qu'aucune analgésie ne sera employée, car elle risquerait d'interférer avec l'analyse. Il affirme qu'il n'existe pas de modèle capable de remplacer la peau comme tissu vivant et revendique un projet "nécessaire".

Objectifs

Ce projet est nécessaire pour l’évaluation de l’efficacité de molécules thérapeutiques ayant une activité sur l'acné. Ces tests sont requis pour permettre le choix des meilleures molécules ou traitements thérapeutiques avant essai chez l’homme (tests cliniques).

Bénéfices attendus

L'acné est une maladie de la peau qui a des répercussions psychologiques très importantes chez les patients car elle modifie l'image corporelle des individus à des moments clés de la vie (l'adolescence, la femme jeune) et parce qu'elle atteint le visage, elle interfère alors dans la relation avec les autres. Les personnes touchées sont en proie au mal-être et ont tendance à se replier sur elles-mêmes. Les bénéfices de ce projet, si une molécule se révélait efficace, serait de mettre sur le marché cette molécule permettant aux patients atteints d'acné de guérir de l'acné et de son inflammation, réduisant ainsi les conséquences physiques et les répercussions psychologiques impactées par cette maladie de peau.

Procédures

Les Hamsters seront tondus pour identification au niveau des organes de flanc (durée d'intervention < 5 minutes), ils recevront le traitement sur les organes de flanc (durée d'intervention

Impact sur les animaux

L'injection de testosterone chez les Hamsters peut avoir une répercussion sur le comportement (augmentation de l'agressivité, excitation, dominance...). Des effets indésirables peuvent être observés lors de l'administration des molécules thérapeutiques : mauvaise tolérance pouvant entraîner une perte de poids, irritation en cas d'application topique.

Devenir

A l'issu des procédures tous les animaux seront mis à mort après une anesthésie générale (isoflurane afin de prélever les tissus et réaliser des analyses ex vivo pour l'évaluation de l'efficacité des traitements testés.

Remplacement

Nous n'utiliserons le modèle animal d'inflammation provoquée par l'acné qu'en dernier recours après des tests préalables de criblage et d'efficacité in vitro. Il est indispensable de tester ces molécules dans ce modèle pour plusieurs raisons : - Il n’existe pas vraiment de modèle pouvant remplacer complètement la peau en tant que tissu biologique vivant. Il existe cependant des modèles alternatifs qui permettent d’effectuer un premier test d’efficacité de molécules, mais cette efficacité doit ensuite être confirmée chez l’animal. - Ces modèles alternatifs ne permettent pas de tester des produits thérapeutiques ou des dispositifs médicaux destinés à être appliqués sur la peau - L’efficacité ne pouvant être complètement testée dans les modèles alternatifs, des premières preuves d’efficacité chez l'animal doivent être apportées avant de passer au stade clinique de développement de ces molécules (tests cliniques chez l’Homme).

Réduction

Le nombre d'animaux sera de 8 par groupe (groupe d'animaux traités avec excipient de la molécule à tester, la molécule à tester ou le traitement thérapeutique de référence commercialisé type bétaméthasone). Ce nombre est le minimum pour avoir une significativité acceptable. Des analyses post mortem sur les tissus seront réalisées (histologie/immunohistologie/ PCR/ cytométrie et approches "omiques") afin d'obtenir le plus d'informations possibles relatives à l'efficacité des molécules administrées sur les animaux.

Raffinement

Evaluation des points finaux quotidiennement (poids, état d'hydratation, comportement de l'animal, état des lésions induites...), enrichissement du milieu dans les cages (igloo, bûchettes, cotons pour nidification). Afin de minimiser le potentiel de souffrance et/ou de détresse chez les animaux, les points limites établis en concertation avec le Comité de Suivi du Bien-Être Animal (SBEA) de notre établissement, sont les suivants : - Défaut d'alimentation et/ou de boisson sur une période de 24 à 48h se traduisant par un amaigrissement et une déshydratation ; - Perte de poids supérieure à 20 % du poids normal maintenue sur 72h ; - Hypothermie persistante, décelée par un animal froid au toucher et réticent à bouger ; - Difficulté respiratoire, avec augmentation du rythme respiratoire ; - Plaie nécrosée, purulente ou exsudative - Complication sur le site d’application de la molécule topique. Si l'un de ces points limites est atteint, les animaux seront euthanasiés immédiatement. L'utilisation de l'imagerie permettra aussi d'augmenter le raffinement (finesse de l'analyse, suivi longitudinal,...) et entraîne une réduction du nombre d'animaux utilisés grace au suivi longitudinal du même animal. Les animaux seront anesthésies lors des prélèvements sanguins et les étapes d'imagerie OCT. Aucune analgésie ne sera employée car cette dernière risquerait d'interférer lors de la phase analytique.

Choix des espèces

Les espèces animales utilisées dans ce projet (souris Rhino et hamster) sont d’excellents modèles d'acné. Il existe de nombreuses références bibliographiques scientifiques relatives à l’évaluation de l'acné dans ces espèces. De plus, ces animaux présentent des lésions d'acné très semblables à celles observés chez l’humain. De plus, ils présentent certains intérêts pratiques décisifs : faibles coûts, cycles de reproduction courts, croissance rapide, facilité de transport, facilité de manipulation, et une très bonne adaptation aux conditions expérimentales. Les animaux seront utilisés au stade de jeunes adultes (~4-10 semaines) car il s'agit du stade auquel ils sont les plus susceptibles de fournir des résultats satisfaisants. Tous les animaux auront le même âge. Il s'agit également du stade auquel les animaux sont les moins susceptibles de ressentir de la douleur, de la souffrance, de l'angoisse ou de subir des dommages durables dans les conditions de la procédure expérimentale.

34 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures de niveau modéré. Ils sont vaccinés puis infectés par le SARS-CoV-2 par voie intranasale, avant des écouvillonnages et lavages nasaux répétés sous anesthésie, pour évaluer des composés antiviraux d'une société qui a validé et financé le projet. Le porteur indique que l'infection provoque fièvre, perte de poids et tremblements sans être létale dans ce modèle, puis que tous les animaux sont tués pour prélever leurs organes. Il décrit tantôt un objectif de traitements antiviraux, tantôt de "vaccins", et affirme qu'aucune méthode sans animaux ne permet d'étudier la transmission du virus.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité de composés antiviraux dans un modèle de transmission du virus du SARS-CoV-2 entre individus. Les traitements antiviraux utilisés ont montré des résultats intéressants lors d’études in-vitro ou lors d’études précliniques sur d’autres types de virus, encourageant la réalisation d’études d’efficacité en préclinique sur le virus SARS-CoV-2. Ce projet a ainsi fait l'objet d'une évaluation par le comité scientifique de la société fabriquant les traitements et a été approuvé par celui-ci. Ce projet permettra de mettre sur le marché un/des traitement(s) antiviral(aux) contre la COVID 19.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mettre sur le marché des vaccins contre la COVID 19.

Procédures

Pour limiter au maximum le stress des animaux, l’intégralité des actes décrits ci-dessous seront réalisés sur animaux anesthésiés. Les animaux des groupes tests seront, avant d’être mis en contact avec les animaux infectés au SARS-CoV-2, vaccinés par instillation intranasale à raison d’une administration par animal. Le virus du SARS-CoV-2 étant un virus aéroporté, l’infection des animaux du groupe infecté se fera également par instillation intranasale en dose unique. Enfin, des prélèvements réguliers, d’écouvillonnages oropharyngés et des lavages nasaux, à raison au maximum d’une fois par jour tous les deux jours seront réalisés et ce pendant les 7 jours suivants le contact entre les animaux infectés et non-infectés. Une même anesthésie permettra d'effectuer les 2 prélèvements à la suite évitant ainsi les anesthésies multiples pour un même jour (chaque intervention (infection et prélèvement) ne nécessitant qu'une minute par animal).

Impact sur les animaux

Les animaux vont être infectés au virus du SARS-CoV-2 entrainant l’apparition de signes cliniques des animaux reflétant la réalité clinique (principalement fièvre, perte de poids, pilo-érection et tremblements). Toutefois, il est connu dans la littérature scientifique mais aussi d’après les observations des précédentes études réalisées dans notre établissement utilisant le modèle hamster que, contrairement au modèle murin, l’infection au SARS-CoV-2 dans ce modèle n’est pas léthale. A titre indicatif, nous avons observé qu'une infection induit dans le modèle hamster des pertes de poids de l’ordre 5% avec un retour à la normale (poids avant infection) dans les 5 à 7 jours post-infection. Les animaux vont être manipulés régulièrement pour différents actes (administration des vaccins, pesées, scoring clinique, prélèvements, etc). Ces actes pouvant stresser les animaux et leur infliger des douleurs aussi pour palier à ce cela des mesures de raffinements ont été prévues : les animaux seront manipulés quotidiennement afin de les habituer à la contention et des anesthésies seront systématiquement réalisées pour tous actes invasifs.

Devenir

L’ensemble des animaux utilisés pour ce projet seront euthanasiés à la fin de chaque étude pour pouvoir réaliser des prélèvements d’organes en vue d’analyses anatomopathologiques ou de charges virales.

Remplacement

La transmission d’un virus aéroporté comme le SARS-CoV-2 résulte de plusieurs facteurs tels que la durée et l’intensité d’exposition aux particules infectieuses, la stabilité du virus dans les gouttelettes d’aérosols et de l’infection suivante dans le nouvel hôte. Aussi, il n’existe actuellement aucune méthode alternative permettant d’étudier la transmission d’un virus d’un organisme à l’autre et d’évaluer l’efficacité d’un traitement sur un organisme vivant sans l’utilisation de modèles animaux.

Réduction

Cette étude a fait l’objet d’une réflexion étayée par des connaissances statistiques et des données de la littérature scientifique afin de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés. Toutefois, pour obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant de conclure sur une réelle efficacité des traitements testés, des groupes de 6 animaux seront utilisés. Des études internes menées par la société fabriquant les traitements ont déjà utilisé le ratio de 1 pour 3 dans un modèle de furet pour la grippe avant de déterminer la réplication du virus pour chaque animal sentinelle après le co-hébergement. L’utilisation de ce ratio permettra de mieux simuler une situation naturelle pour laquelle un individu infecté est capable d’infecter un plus grand nombre d’individus non-infectés lors de contacts directs. De plus, en préférant ce ratio de 1 pour 3 à un ratio de 1 pour 1, nous diminuons considérablement le nombre total d’animal à inclure dans l’étude limitant ainsi le nombre et la souffrance des animaux donneurs indexés.

Raffinement

Les animaux sont hébergés avec un enrichissement approprié à leur besoin et suivant leur âge (exemple : les hamsters de plus petite taille disposeront de plus de litière en fond de cage pour pouvoir accéder plus facilement à l’abreuvement et à la nourriture). Les animaux seront suivis quotidiennement pendant toute la durée de l'étude grâce à une grille d'évaluation appropriée. En cas d'atteinte de points limites préalablement définis sans possible amélioration de l'état de santé des animaux, ils seront euthanasiés pour arrêter toute souffrance excessive. Pour éviter tout stress aux animaux, ils seront systématiquement anesthésiés lors de la réalisation d'actes techniques invasifs. Durant la phase de co-hébergement en surnombre, les animaux seront suivis 2 fois par jour. Les animaux ne seront pas manipulés lors de cette seconde visite mais simplement observés pour éviter de stresser les animaux. Chaque groupe social sera placé avec le minimum d’éléments lui permettant de reproduire son nid, ses briquettes de bois à ronger et un peu de litière provenant de sa cage d’origine afin que les animaux puissent garder leurs repères. En cas de détection de signes d’agressivité des animaux entre eux, des enrichissements supplémentaires seront ajoutés dans les cages. Si les signes d’agressivité persistent, l’animal dominant sera alors isolé du reste du groupe.

Choix des espèces

L’efficacité des composés antiviraux sera évaluée sur la souche de hamster Golden Syrian, qui a été décrit comme un excellent modèle pour une infection au SARS-CoV-2. Contrairement aux modèles murins transgéniques, les hamsters Golden Syrian expriment naturellement un récepteur d’entrée du virus du SARS-CoV-2. Cette expression leur permet d’être infectés à la COVID-19 conduisant au développement de signes cliniques plus proches de ceux observés chez l’Homme. D'après les données de la littérature scientifique, les hamsters utilisés dans le cadre des études SARS-CoV-2 sont généralement âgés de 4 à 10 semaines. Des animaux jeunes adultes (âgés de 7 semaines au moment de l'infection) seront utilisés pour l'étude. Cet âge représente un état physiologique stable pour le hamster, ce qui est adapté aux besoins de l'étude.