Enseignement supérieur
Enseignement pratique à la production d’anticorps monoclonaux chez la souris
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Pour apprendre à des étudiants la production d'anticorps monoclonaux, 50 souris sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever leur rate. Elles reçoivent trois injections d'adjuvant de Freund dans l'abdomen, qui peut provoquer une inflammation avec dos voûté et baisse d'activité, puis une prise de sang sous anesthésie avant la mise à mort. Le porteur reconnaît qu'une séquence sur cellules figure aussi au programme, mais affirme que ce modèle cellulaire "ne peut pas remplacer" l'animal et juge la méthode des hybridomes "indispensable". La finalité reste pédagogique, 50 souris tuées pour un travail pratique.
Objectifs
Les anticorps monoclonaux thérapeutiques font partie de la stratégie d’accélération "Biothérapies et bioproduction de thérapies innovantes" lancée par le gouvernement Français le 7 janvier 2022, dont l’objectif est de produire davantage de biomédicaments contre les cancers et les maladies chroniques et de créer les dispositifs médicaux de demain. La technique de choix pour développer des anticorps monoclonaux est celle dites des hybridomes (Prix Nobel de Physiologie/Médecine 1984). Le but de ce projet est de transmettre aux étudiants le savoir-faire pour développer et produire des anticorps monoclonaux. Ce projet permettra également d’introduire les étudiants aux techniques de culture cellulaire appliquée aux cellules de l’immunité (lymphocytes). Ces savoir-faire sont couramment utilisés dans les laboratoires de recherche publiques ou privés ou dans l’industrie pharmaceutique.
Bénéfices attendus
Cette séquence de travaux pratiques permettra l’acquisition de compétences spécifiques du développement d’anticorps monoclonaux. Lors de ce projet, les étudiants seront formés par l’enseignant à la manipulation des animaux et seront sensibilisés aux bonnes pratiques d’utilisation d’animaux à des fins de recherche et développement (bien-être animal, intérêt des 3R).
Procédures
Les animaux vigiles seront soumis à des injections intrapéritonéales toutes les deux semaines (3 injections au total). Sous anesthésie générale, un échantillon de sang sera prélevé, avant mise à mort pour prélèvement de la rate.
Impact sur les animaux
L’exposition à des solutions adjuvantes, comme l’adjuvant complet de Freund, peut induire juste après son injection des signes apparents d’inflammation telle que le dos vouté et une diminution des mouvements de l’animal.
Devenir
La mise à mort des animaux est justifiée pour réaliser le prélèvement de la rate des souris.
Remplacement
Dans le cas d’anticorps thérapeutiques déjà développés, la production se fait majoritairement dans l’industrie pharmaceutique via des modèles cellulaires. Afin de sensibiliser les étudiants aux méthodes alternatives à l’expérimentation animale, l’enseignement dans lequel s’inscrit le présent projet d’expérimentation animal inclut également une séquence de travaux pratiques de bioproduction d’anticorps par un modèle cellulaire. De façon importante, ce système ne peut pas remplacer l’utilisation d’animaux pour développer de nouveaux anticorps thérapeutiques. Pour développer un nouvel anticorps monoclonal, il est indispensable d’utiliser la méthode dites des hybridomes qui repose sur la production par un organisme model (par exemple la souris) de cellules produisant des anticorps dirigés contre un antigène d'intérêt. La réaction immunitaire mise en jeu durant le processus d’immunisation fait intervenir un grand nombre d’acteurs cellulaires différents qu'il n'est pas possible de mimer in vitro. En amont de l’expérimentation animale, les étudiants suivent une séance de travaux dirigés présentant le cadre éthique de l’utilisation d’animaux (formation de l’enseignant à l’expérimentation animale, le dépôt de projet etc) et les principes de remplacement, réduction et raffinement.
Réduction
Le nombre des animaux a été réduit à son minimum en considérant un nombre d’animaux suffisant pour permettre à chaque étudiant de pouvoir acquérir les bons gestes de manipulation les animaux. Avant la session d’expérimentation, les étudiants suivent un enseignement centré sur le calcul des effectifs d’animaux requis pour la comparaison des protocoles d’immunisation décrits dans ce projet. Cet enseignement vient en addition de l’enseignement en statistique dispensé lors des études de Pharmacie.
Raffinement
La taille des groupes de travaux pratique sera réduite à 5 personnes lors de la manipulation des animaux vigiles. Les animaux seront hébergés dans des conditions optimales avec de l'enrichissement et bénéficieront d'un suivi quotidien de leur état général. Le nombre d’immunisation et la quantité d’adjuvant injecté ont été diminué afin de limiter l’inconfort et la douleur des animaux. Les animaux présentant une dégradation de l’état général au-delà des points limites identifiés seront retirés de l'étude. L’ensemble des personnels intervenant sur les souris dispose d’une formation et d’une qualification adéquate à l’expérimentation animale. En amont de l’expérimentation animale, les étudiants suivent une séance de travaux dirigés présentant le cadre éthique de l’utilisation d’animaux (formation de l’enseignant à l’expérimentation animale, le dépôt de projet etc) et les principes de remplacement, réduction et raffinement.
Choix des espèces
La souris est l'animal le plus utilisé pour le développement d'anticorps monoclonaux en recherche préclinique et dans l’industrie pharmaceutique. Ces travaux pratiques permettent de former les étudiants aux modèles avec lesquels ils seront amenés à travailler dans le cadre de leur activité professionnelle future. Les souris Balb/c seront utilisées à partir de 8 semaines afin que leur système immunitaire soit mature.
Vieillissement cardiaque: Insuffisance cardiaque chez le sujet âgé
- Enseignement supérieur
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système immunitaire
90 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une ablation des ovaires pour reproduire la ménopause et la pose d'une pompe délivrant une substance provoquant une hypertension, avec un suivi par échographie et IRM, pour étudier l'insuffisance cardiaque de la femme âgée. Le porteur estime que moins de 10 % des souris risquent une souffrance en fin de protocole, avec perte de poids rapide ou congestion pulmonaire liée à l'insuffisance cardiaque. Il décrit des études in vitro prévues en parallèle mais affirme le recours aux animaux "nécessaire" faute de modèle in vitro d'insuffisance cardiaque.
Objectifs
L'objectif est d'analyser les mécanismes qui contribuent au dysfonctionnement cardiaque développant chez des femmes âgées. Nous allons évaluer le rôle de l'inflammation et du réseau lymphatique dans le développement de la dysfonction cardiaque dites 'diastolique', caractérisé par une rigidification des parois cardiaques induit par le vieillissement et l'hypertension artérielle et la ménopause, modélisé par ovariectomie chez la souris. Des traitements anti-inflammatoires, ciblant des cytokines proinflammatoires, seront administrés afin d'atténuer la dysfonction cardiaque. Nous espérons identifier des nouveaux traitements permettant de prévenir ou traiter l'insuffisance cardiaque, notamment chez des femmes âgées.
Bénéfices attendus
Nous espérons identifier les mécanismes immunitaires altérés dans le vieillissement, accentué par l'hypertension et la ménopause chez la femelle. Dans un deuxième temps, notre étude permettra d'identifier des nouvelles traitement antiinflammatoires (bloquant des cytokines proinflammatoires) qui permet de limiter la dysfonction cardiaque et ainsi améliorer la qualité de vie des patients atteints d'insuffisance cardiaque. Ce protocole expérimental permettra, nous l'espérons, de guider des essais cliniques chez des sous-groupes de patients avec insuffisance cardiaque avec des traitement immunomodulateurs ciblant des cytokines.
Procédures
Des procédures chirurgicales minimalement invasif (ovariectomie, implantation d'un mini pompe osmotique en sous-cutanée). Chaque intervention chirurgicale à une durée de moins de 10 minutes par animale. Les prélèvements sanguins seront réalisés sur des animaux anesthésiés. Les interventions d'imagerie (echocardiographie ou IRM) à une durée de 10-20 minutes par animale. Tandis que l'echocardiographie sera réalisé 3 fois pendant l'etude (a 3, 6 et 8 semaines apres l'inclusion), l'IRM n'est realisé qu'un seul fois en fin d'etude.
Impact sur les animaux
Vers la fin du protocole, les animaux seront à risque de souffrance legere-moderé (potentiellement atteints des points limites) associé au développement aigue de l'insuffisance cardiaque, tel que perte de poids rapide ou congestion pulmonaire. Nous estimons que ce risque concerne moins que 10% des animaux, et que notre suivi individuel des animaux nous permettra d’identifier ces individus bien en amont de souffrance importante. Nous espérons que les traitements avec des anticorps ciblant des cytokines proinflammatoires permettra de limiter la dysfonction cardiaque et de prévenir le développement de l'insuffisance cardiaque, améliorant l'état de santé des animaux insuffisant cardiaques.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l'étude afin d'étudier les organes (cœur, poumon, rein) par des analyses histologiques et moléculaires.
Remplacement
Dans l’objectif de remplacer l’expérimentation animale, nous mettrons en place des études in vitro (prolifération de cellules, interactions cellules-cellules). Cependant l’utilisation des animaux est rendue nécessaire car il n’existe pas, à ce jour de modèles d'insuffisance cardiaque in vitro.
Réduction
Pour réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires à cette étude nous réaliserons séquentiellement des mesures non-invasives de la fonction cardiaque (échographie, IRM) puis des mesures invasives (hémodynamique). Nous avons également mis en place une stratégie d’optimisation des prélèvements et des analyses ex vivo au moment de la mise à mort. De plus, nous avons réalisé des tests statistiques appropriés pour calculer le nombre de souris nécessaire afin de détecter une différence de 15%. Nos expériences préalables dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=15 sont nécessaires pour des évaluations fonctionnelles tel que l’échocardiographie. Un bon suivi post-opératoire permet également de limiter le nombre d'animaux par groupe. Nous nous appuierons sur nos données historiques dès que cela sera possible pour tendre, là encore, à limiter le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Pour raffiner, nous allons dans ce projet utiliser des souris femelles ovariectomisés, afin de modéliser la ménopause. Ceci diminuera les variations dans les réponses immunitaires chez des sujets âgés, et permettra une meilleure comparaison entre nos groupes expérimentales. L’ajout d’angiotensine II couplé à 1% NaCl dans l’eau de boisson permet de déclencher l’hypertension artérielle chronique de facon homogène. Les animaux seront manipulés régulièrement par les mêmes expérimentateurs pour tendre à une habituation, et nous appliqueront une grille d’évaluation du bien-être animal séparément pour chaque individu. Tout au long de l’étude, les animaux seront nourris ad libitum et hébergé dans des portoirs ventilés au nombre maximum de 5 animaux par cages avec de l’enrichissement. Afin de limiter le stress occasionné par le transport, une période d’acclimatation d’une semaine après réception des souris sera maintenue avant tout début de protocole. Une couverture analgésique sera proposée avant, pendant et après l’induction avec une évaluation quotidienne la première semaine post-chirurgicale de la douleur basée sur la 'grimace scale de Langford'. Couplé à un suivi de poids, cela permettra de statuer sur l’atteinte d’un point limite en période post-opératoire.
Choix des espèces
Le choix de la souris se justifie par l’expérience du laboratoire avec des modèles de cardiomyopathies chez la souris. La souris a également l’avantage indéniable de permettre l’utilisation des outils biologiques, comme certains anticorps monoclonaux qui ne sont parfois pas accessibles pour le rat. De plus, dans notre laboratoire, nous avons depuis de nombreuses années une excellente expérience des évaluations fonctionnelles et structurelles cardiaques in vivo ainsi que ex vivo chez la souris. Nous allons utiliser des souris jeunes adultes (3 mois) mais principalement des souris âgés (18 mois) afin d’étudier les effets de vieillissement sur le cœur. L’ovariectomie (ovx) est rendue nécessaire car des souris âgées n’entrent pas la ménopause. De même façon, les souris âgés ne sont pas spontanément hypertensives, nécessitant une implantation d’un mini pompe délivrant de l’angiotensine II couplé a 1% NaCl dans l'eau de boisson. Nos comparaisons seront : 1) souris jeunes versus souris ‘contrôles’ vielles ovx mais sans hypertension afin d’identifier les différences liés au vieillissement ; 2) souris contrôles vielles versus souris avec insuffisance cardiaque fraction d’éjection préservé (ICFEp) (induit par vieillissement et ovx accompagné d’hypertension) afin d’identifier les effets délétères sur la fonction cardiaque ; et 3) souris ICFEp traités avec des anticorps contrôles versus des anticorps anti-IL1beta et/ou anti-IL6.
Travaux pratiques de pharmacologie expérimentale
- Enseignement supérieur
Rats : 60
180 rongeurs, 120 souris et 60 rats, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour des travaux pratiques de pharmacologie destinés à des étudiants. Chaque animal reçoit des injections par plusieurs voies, une incision de la queue pour doser la glycémie et passe des tests de comportement, les mêmes animaux servant à quatre séances espacées d'au moins une semaine. Le porteur indique que ces gestes et un jeûne de douze heures avant les séances peuvent provoquer stress et douleur. Il présente ces séances comme une découverte de l'expérimentation in vivo, les animaux étant réutilisés puis, pour ceux qui ne le sont pas, tués.
Objectifs
Ce projet a pour objectif pédagogique de faire découvrir aux étudiants l’expérimentation in vivo. Il vise à proposer des TP de pharmacologie expérimentale aux étudiants inscrits dans 3 parcours universitaires différents. Ces parcours universitaires peuvent destiner les étudiants vers les métiers de l’industrie pharmaceutique ou de la recherche dans lesquels des connaissances sur l’expérimentation animale sont nécessaires. L’ensemble des TP sont réalisés avec des souris swiss et/ou des rats wistar qui sont des modèles communément utilisés pour la recherche. Il s’agit également de souches calmes qui pourront être plus facilement manipulées par les étudiants. Afin de respecter le bien-être animal, les TP sont réalisés en accord avec les exigences de remplacement, de réduction et de raffinement (3R) : le nombre d’animaux est réduit au minimum et les mêmes animaux sont réutilisés pour les 4 travaux pratiques. De plus, les TP seront encadrés par des enseignants qualifiés avec le niveau concepteur.
Bénéfices attendus
Ce projet s’inscrit dans une démarche éducative. En effet, l’objectif est de faire découvrir l’expérimentation in vivo à des étudiants destinés à des métiers où des connaissances sur l’expérimentation animale sont nécessaires. Pour ce faire, différents travaux pratiques vont être réalisés afin de présenter aux étudiants plusieurs protocoles qui peuvent être réalisés en expérimentation in vivo. L’ensemble des TP seront réalisés dans le respect de l’éthique en expérimentation animale et les enseignants veilleront au bien-être des animaux tout au long des travaux pratiques.
Procédures
Contention de l’animal. Sur chaque animal (souris et rats) et au maximum 2 fois par séance, une injection intra-péritonéale (3 min) une administration par voie orale (1 min) et une injection sous-cutanée (3 min) seront réalisées. Une incision à l’extrémité de la queue après application d'une crème anesthésiante sera effectuée afin de prélever une goutte de sang à 4 temps différents. Pour le comportement (uniquement chez la souris), chaque animal recevra une unique injection intra-péritonéal (3 min) puis réalisera 4 tests de comportement différent (20 min pour les 4 tests). Pour la mesure de la pression artérielle, les rats seront placés dans un tunnel de contention quelques minutes afin de placer le brassard gonflable. Les mêmes animaux seront réutilisés pour les TP en respectant un intervalle d'une semaine au minimum entre chaque TP pour le bien-être des animaux.
Impact sur les animaux
Lors des travaux pratiques, les animaux recevront des administrations par voie orale, intra-péritonéale et/ou sous-cutanée. Ces injections peuvent engendrer un stress chez les animaux. Lors d'un TP, les rats seront placés dans un tunnel de contention quelques minutes afin de réaliser la mesure de la pression artérielle. Cette contention peut engendrer un stress. Lors d'un autre TP, une incision est réalisée à l’extrémité de la queue de l’animal pour récupérer une goutte de sang et cela peut entrainer une douleur. De plus, les animaux seront privés de nourriture 12h avant la séance de TP. Cela peut engendrer un stress.
Devenir
A la fin des procédures, les animaux seront proposés au sein de l’EU et potentiellement réutilisés. Les animaux non réutilisés seront euthanasiés
Remplacement
Ces TP visent à sensibiliser les étudiants aux bonnes pratiques de l’expérimentation animale en conformité avec la réglementation et dans le respect du bien-être animal et de la règle des 3R. Pour cela, il est important que l’étudiant soit en contact avec l’animal. Cet enseignement pratique vient en complément de cours magistraux dans lesquels sont abordés la règlementation, l’éthique, la règle des 3R, les méthodes alternatives, les différents types d’animaleries, la conception de projets). Il vient aussi en complément de TP réalisés in vitro. L’objectif de cette formation est de préparer les étudiants à leur insertion professionnelle dans les laboratoires pharmaceutiques dans le domaine de la R&D.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé sera réduit au minimum pour l’ensemble des TP, mais sera suffisant pour que chaque étudiant puisse manipuler un animal. Deux parcours universitaires réalisent les TP à la même période de l’année donc les mêmes animaux seront utilisés (12 rats et 12 souris au total). Les étudiants du troisième parcours universitaire réalisent les TP à une autre période de l’année donc les animaux ne pourront pas être réutilisés mais afin de réduire le nombre d’animaux, les TP seront réalisés uniquement sur des souris (12 souris au total).
Raffinement
Lors des TP, les animaux recevront des administrations par voie orale, intra-péritonéale et/ou sous-cutanée. Au maximum, deux administrations seront réalisées pour chaque voie et les volumes administrés seront largement inférieurs aux volumes maximaux autorisés. Les administrations seront espacées dans le temps du TP afin de minimiser le stress lié à cette procédure. Lors d'un des TP, après l’application d’une crème anesthésiante, une incision sera réalisée à l’extrémité de la queue de l’animal afin de doser la glycémie. A l’issue de la manipulation, de la biseptine sera appliquée pour éviter toute infection. Les jours suivants, les animaux seront surveillés pour s’assurer de la bonne cicatrisation. Les séances de TP seront espacées au minimum d’une semaine afin de réduire au maximum le stress occasionné lors de la manipulation des animaux. Entre chaque séance, les animaux seront surveillés quotidiennement afin de s’assurer de leur bien-être.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les espèces animales les plus couramment utilisés pour l’enseignement et la recherche. Les souches choisies sont calmes et adaptées aux travaux pratiques avec les étudiants. Les animaux seront âgés de 7 à 8 semaines au démarrage du premier TP. Ensuite les procédures se dérouleront sur une période de minimum 2 semaines et maximum 4 semaines. Réaliser les expériences sur des animaux âgés de 7 à 11 semaines permet d’avoir des jeunes animaux en bonne santé et facilement manipulable tout au long des travaux pratiques.
Dispositif de formation initiale et continue en chirurgie sur le modèle porcin
- Enseignement supérieur
140 cochons vont être utilisés dans des procédures menées sous anesthésie, les animaux étant tués avant tout réveil. Chaque animal sert de support à des chirurgies de l'abdomen, laparotomies et cœlioscopies, ou à des greffes de foie et de rein, non pour produire des connaissances mais pour former des étudiants et des chirurgiens en exercice, deux à quatre par animal. Le porteur indique que certaines procédures bilatérales, comme l'ablation des deux reins, ne permettent pas la survie de l'animal. Il décrit la simulation sur "gros animal" comme "devenue indispensable" à la formation, tout en revendiquant chercher à réduire l'usage d'animaux.
Objectifs
L'objectif de ce projet vise à former et perfectionner des étudiants de 3ème cycle, des chirurgiens et des médecins à diverses procédures et gestes chirurgicaux chez le modèle porcin. L’enseignement des disciplines chirurgicales et interventionnelles auprès des étudiants en Médecine de 3ème cycle est piloté par l'UFR de Médecine et repose sur l’enseignement théorique et l’enseignement par la simulation réalisés à la Faculté de Médecine et la mise en pratique au CHU dans les services. L’enseignement par la simulation repose sur l’école de chirurgie qui dispose de différents modules complémentaires d'enseignement : simulation en drylab (simulateurs, simulateurs numériques), microchirurgie sur petit animal réalisé à l'animalerie petits animaux de la faculté de médecine, chirurgie sur sujets anatomiques réalisé au laboratoire d'anatomie de la faculté de médecine, chirurgie sur sujets revitalisés réalisé au laboratoire d'anatomie de la faculté de médecine, et chirurgie expérimentale sur gros animal (porc) qui est réalisée sur la plateforme de chirurgie d’un organisme de recherche publique et qui fait l'objet du présent dépôt au comité d'éthique.
Bénéfices attendus
Avec l’application de la loi européenne sur le temps de travail des étudiants en troisième cycle des études de médecine, leur exposition à la clinique et à la pratique a très nettement diminué. Par ailleurs, la réforme du troisième cycle des études de Médecine a diminué la durée de leur formation. L’ensemble des équipes pédagogiques a donc jugé prioritaire la mise en place de programmes de simulation pour s’adapter à cette évolution et permettre à ces futurs médecins/chirurgiens d’avoir quand même une formation adéquate. En parallèle de cela, le dogme érigé par l’Haute Autorité de Santé (HAS) « Jamais la première fois sur le patient » impose désormais une formation et une pratique en amont de l’application à l’Homme. Pour toutes ces raisons, la simulation chirurgicale sur gros animal est devenue indispensable. La formation mise en place permettra aux étudiants en chirurgie viscérale (urologie, chirurgie digestive, gynécologie, viscérale pédiatrique) en fin de cursus de perfectionner leur technique et leurs connaissances après avoir pu faire de la simulation en dry lab et avoir passé les étapes précédentes du curriculum. L’objectif est donc de permettre à ces futurs praticiens d’avoir réalisé les interventions correspondant à leurs disciplines sur un gros animal avant de le faire chez l’Homme. En ce qui concerne la formation continue, l’objectif est de pouvoir offrir un perfectionnement à des médecins chirurgiens installés sur de nouvelles techniques ou des techniques hyper spécialisées comme la transplantation ou la chirurgie endoscopique.
Procédures
Dans le cadre de la formation initiale, les animaux seront soumis aux gestes chirurgicaux suivant : (1) laparotomie sur le système urinaire avec apprentissage des gestes techniques de type dissection, néphrectomie ou anastomose ; (2) laparotomie sur le système digestif avec apprentissage des gestes techniques de type dissection, préhension des vaisseaux, cholécystectomie ; (3) laparotomie sur le système gynécologique avec apprentissage des gestes techniques de type dissection, ovariectomie, hystérectomie, anastomose digestive ; (4) coelioscopie sur le système urinaire avec apprentissage des gestes techniques de type préhension des tissus sans traction, dissection, néphrectomie et réimplantation urétéro-vésicale ; (5)coelioscopie sur le système digestif avec apprentissage des gestes techniques de type ligature, cholécystectomie, cathétérisme, gastrolyse ; (6) coelioscopie sur le système gynécologique avec apprentissage des gestes techniques de type dissection, hystérectomie. La formation continue sera de 2 types : (1) formation à la transplantation de foie et/ou de rein. Dans ce cadre, les gestes d’un greffe de ces 2 organes seront réalisés chez l’animal : préparation à la greffe, prélèvement et conservation d’organes, transplantation ; (2) formation à la technique de dissection sous muqueuse endoscopique. Pour cela, l’animal est soumis à une endoscopie pour réaliser une exérèse de tissu situé au niveau de l’oesophage et l’estomac.
Impact sur les animaux
Dans ce projet, les animaux étant anesthésiés et sous analgésie durant toute la durée de l'intervention, puis euthanasiés sans réveil possible en fin de procédure, aucune douleur ou inconfort ne sera subi(e) par les animaux utilisés pour ces formations. Durant cette intervention, les animaux peuvent être soumis à une laparotomie ou une coelioscopie au niveau du système digestif, urinaire ou gynécologique. Des sessions spécifiques peuvent dédiés à une dissection de muqueuse sous endoscopie ou à des formations à des greffes hépatiques, rénales ou cardiaques. Les points listés ci-dessous pourraient être rencontrés lors de la procédure chirurgicale et conduiront à l'euthanasie de l'animal avant la fin de la session : - hémorragie abondante ne pouvant pas être contrôlée par le chirurgien responsable, - rythme cardiaque excessif pendant plusieurs minutes (>200 battements/min), et ne pouvant pas être stabilisé par une modulation de l'anesthésie ou de l'analgésie - perte des signaux de monitoring, - incident technique ou humaine permettant pas de poursuivre la procédure chirurgicale.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort à l'issu de chaque journée de formation sans réveil au préalable. En effet, pour optimiser l’utilisation des animaux, les procédures sont pour certaines bilatérales et ne permettent pas la survie et donc le réveil, comme par exemple la néphrectomie bilatérale, la cystectomie, etc. Par ailleurs, pour diminuer le nombre d’animaux utilisés, les sessions sont poussées jusqu’à la gestion de complications peropératoires avec des plaies vasculaires graves à réparer. Enfin, les interventions réalisées sont à risque de complications postopératoires qui ne pourraient être gérées et de douleur.
Remplacement
Cette formation en chirurgie expérimentale sera faite sur modèle porcin car cette espèce, très proche de l’Homme en termes d’anatomie et de physiologie digestive, est la plus adaptée pour l’apprentissage des gestes chirurgicaux devant être exécutés chez l’Homme. Il est important de savoir que l’Ecole de Chirurgie met tout en place pour remplacer et diminuer l’utilisation d’animaux pour la simulation. Elles ont mis en place un parcours de formation progressif permettant de réserver le matériel animal pour les étudiants en fin de cursus dans un but de perfectionnement et non d’apprentissage de base. Tout au long de leur cursus, les étudiants de troisième cycle ont des formations avec de la simulation procédurale. Elles reposent au début sur du dry lab avec de la manipulation et de la technique laparoscopique sur des pelvitrainer, puis sur des simulateurs numériques pour reproduire dans les limites de la technologie actuelle des exercices et des interventions chirurgicales pas à pas. En parallèle, les étudiants/internes ont de sessions de dissection sur des sujets cadavériques ou des pièces anatomiques. Enfin, lors de leur dernière année de cursus, la formation propose un perfectionnement sur 2 types de modèles : les sujets cadavériques revitalisés et les modèles porcins. L’objectif de la formation est donc de se rapprocher progressivement pendant le cursus de déroulé d’interventions les plus proches possibles de la réalité, tout en épargnant au maximum l’utilisation de sujets anatomiques et d’animaux. En fin de cursus ou pour la formation continue, il n’y a pour l’instant pas d’autre modèle aussi fidèle à disposition que ces 2 modèles pour permettre un perfectionnement chirurgical adapté à la pratique sur l’Homme.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés pour cette formation a été réduit au minimum satisfaisant pour garantir un confort d’intervention tout autant pour les personnes chargées de veiller à la préparation, anesthésie et analgésie des animaux, que pour les étudiants et médecins devant se former (de 2 à 4 personnes formées par animal opéré). Toute addition de séances ou d’animaux supplémentaires fera l’objet d’un avenant à la présente saisine. Les animaux destinés à ces formations seront préférentiellement des porcs destinés à la réforme.
Raffinement
Les animaux utilisés lors de ces formations de chirurgie proviennent de nos élevages sur site. Les conditions d’hébergement, d’abreuvement et d’alimentation permettent de couvrir les besoins des animaux en conditions d'élevage porcin (conventionnel et mini-porc). Les animaux, qui font l’objet d’une surveillance quotidienne par du personnel habilité, sont hébergés en groupe avec des densités et des tailles de compartiment conforme à l’arrêté du 1er février 2013 fixant les conditions d’aménagement des établissements utilisateurs, éleveurs ou fournisseurs d’animaux utilisés à des fins scientifiques. La formation réalisée reposera sur l'expertise de chirurgiens spécialisés en chirurgie viscérale et digestive, en urologie, en gynécologie et en chirurgie viscérale pédiatrique, et de médecins interventionnels experts (gastroentérologues) en collaboration avec des personnels scientifiques et techniques formés à l’expérimentation animale et à la chirurgie sur modèle porcin. L'anesthésie et l’analgésie durant les interventions ont été conçues pour supprimer la douleur induite par une chirurgie et la manipulation des viscères.
Choix des espèces
Le porc est l'espèce modèle la plus utilisée en chirurgie expérimentale à visée humaine. L'anatomie générale du porc ainsi que la taille et la conformation des différents organes internes sont très proches de celles de l'Homme. Le porc représente donc un modèle de prédilection pour l'apprentissage de gestes chirurgicaux qui sont réalisés sur des patients humains dans le cadre d'interventions classiques en chirurgie. Les animaux sélectionnés seront des porcs conventionnels juvéniles de 30 à 40 kg car ce poids permet de disposer d'animaux avec des organes internes dont la taille se rapproche le plus de celle observée chez l'Homme. Des miniporcs de race Yucantan pourront aussi être utilisés pour ces mêmes raisons. Le choix se fera en fonction des disponibilités car les animaux choisis seront préférentiellement des animaux destinés à la réforme.
Formation aux actes techniques réalisés sur les animaux utilisés en cours de procédures expérimentales
- Enseignement supérieur
Rats : 515
Cochons d'Inde : 475
Hamsters dorés : 150
Lapins : 635
635 lapins, 515 rats, 475 cochons d'Inde, 225 souris et 150 hamsters dorés vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures dont la gravité déclarée va du "sans réveil" au sévère. Ils sont utilisés pour entraîner le personnel aux gestes techniques, injections, prélèvements, intubations et chirurgie, non pour produire des connaissances mais pour maintenir des compétences. Le porteur reconnaît une douleur et un stress lors des procédures, un hébergement isolé après chirurgie et un risque infectieux. Il présente l'entraînement préalable sur mannequins et sur animaux déjà tués comme un moyen de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Objectifs
Ce projet a pour but de maintenir et de compléter les compétences acquises au cours des formations initiales et réglementaires (formation en chirurgie et formation spécifique à l'expérimentation animale) et de ce fait, d'assurer à la fois le bien-être animal et la pertinence scientifique des résultats obtenus lors de ces procédures.
Bénéfices attendus
La maîtrise des actes techniques permet de réduire le nombre d’animaux utilisés, en assurant la pertinence scientifique des modèles expérimentaux et en limitant le nombre d’animaux utilisés au strict nécessaire pour obtenir les résultats escomptés. De plus, ce haut niveau de maîtrise permet de limiter la douleur, la souffrance ou l’angoisse que peuvent subir les animaux au cours de leur utilisation.
Procédures
1/Les administrations seront effectuées sur animaux vigiles : injection intradermique, sous cutanée, intramusculaire, intrapéritonéale et per os. Le temps estimé pour réaliser 1 administration hors intubation est de moins d’1 min. Ajouter 2 min environ pour mettre en évidence le site d’administration à l’aide d’une contention adaptée et 5 min si une tonte de la zone. Les intubations seront réalisées sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour mettre sous inhalation, implique une prémédication (1 min), action des molécules 15 à 20 min, mise sous gaz anesthésique (environ 4 min). Procédure complète : 25 à 30 min. 2/Les animaux seront soumis à des administrations intraveineuses, effectuées vigiles. Le temps estimé pour réaliser 1 administration ou un prélèvement est d’environ 1 min. Ajouter 2 min pour mettre en évidence le site et 5 min si tonte. Procédure complète : 5 à 10 min. 3/Les administrations / prélèvements seront réalisées sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour réaliser 1 administration / prélèvement est de moins d’1 min. Ajouter l’anesthésie (prémédication 1 min) action des molécules 15 à 20 min puis mise sous gaz anesthésique (4 min). Procédure complète : 25 min. 4/Les administrations / prélèvements seront réalisés sur animaux anesthésiés. Le temps estimé pour réaliser 1 administration / prélèvement est d’environ 1 min. Ajouter l’anesthésie avec la prémédication (1 min), action des molécules 15 à 20 min, réaliser la tonte et l’aseptie. Procédure complète : 25 à 30 min. 5/Les applications seront effectuées vigiles. Le temps estimé pour réaliser 1 application est d’environ 1 min. Ajouter 2 min pour mettre en évidence le site d’administration et 10 min si une tonte de la zone est nécessaire. Procédure complète : entre 5 et 15 min.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont : - douleur et stress lors de la réalisation des procédures expérimentales. - en phase post-opératoire, les animaux pourront être hébergés individuellement de façon temporaire, ce qui peut également causer un stress à l’animal chez les espèces sociables. - effets de l’anesthésie et/ou de la chirurgie, pendant quelques jours : perte de poids ou d’appétit, baisse d’activité, comportements atypiques... - risque infectieux suite à la chirurgie.
Devenir
Utilisation des animaux en continue jusqu’à la mise à mort pour des formations de prélèvements d’organes, de tissus.
Remplacement
Des méthodes de remplacement sont mises en place pour l’acquisition de certaines compétences : par exemple, entrainement sur mannequins ou sur animaux euthanasiés (contention, injection intraveineuse ou sous-cutanée, prélèvement sanguin intraveineux, administration orale, suture...). Cependant, certains actes nécessitent malgré tout le recours à des modèles animaux pour finaliser la formation des opérateurs dans des conditions les plus proches possible des situations réelles..
Réduction
Le recours aux mannequins ou l’utilisation d’animaux euthanasiés provenant d’autres procédures permet également de diminuer le nombre d’animaux utilisés pour l’entraînement et la formation du personnel. De plus, la réutilisation d’animaux permet de réduire encore le nombre d’animaux utilisé pour la formation.
Raffinement
Grâce à l’entrainement préalable sur mannequins et sur animaux euthanasiés permettant des gestes plus assurés de la part des opérateurs, les manipulations des animaux provoquent moins de stress. En cas de signes de stress ou de douleur, ou en amont lorsqu’ils sont prévisibles, une analgésie associée si besoin à une anesthésie sera réalisée.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce animale se fera conformément au besoin de la formation, et en adéquation avec les exigences de compétence pour la mise en œuvre des projets. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée.
Enseignement pratique de physiologie et d’expérimentation animale sur rongeur (rats et souris)
- Enseignement supérieur
Rats : 200
675 animaux non-humains vont être utilisés, 475 souris et 200 rats, en majorité tués et 25 souris proposées à l'adoption, dans des procédures allant du sans réveil au léger. Les étudiants s'entraînent à la contention et aux injections, mesurent la glycémie après injection de glucose et prélèvements de sang à la queue, tandis que d'autres souris sont euthanasiées pour prélever l'intestin et que les rats sont canulés puis tués sans réveil pour prélever le cœur. Le porteur décrit une formation à la physiologie couplée à la formation réglementaire, réservée aux étudiants volontaires ayant validé leurs examens, et affirme utiliser surtout des animaux de réforme déjà destinés à l'euthanasie. Il revendique le maintien de travaux pratiques sur animaux non-humains comme nécessaire à l'apprentissage des gestes, malgré des simulations numériques employées en amont.
Objectifs
Le projet que nous proposons est un projet de formation des étudiants à la physiologie animale et s'inscrit dans la troisième année de notre parcour. Afin de réduire l'utilisation d'animaux pour la formation d'un étudiant à la physiologie nous avons modifié notre programme de cours afin qu'il soit couplé à la formation réglementaire d'applicateur des procédures et de soins aux animaux décernéé par notre établissement et habilitée par le ministère de l’Enseignement supérieur et la CNEA. Notre formation nécessite la réalisation de travaux pratiques sur des rongeurs pour compléter les connaissances acquises pendant les enseignements par des études expérimentales et pour initier aux techniques de l’expérimentation animale (préhension, contention, anesthésies des animaux, prélèvements d’organes, études de mécanismes in vitro et in vivo). Le maintien des travaux pratiques permet d’augmenter les chances de réussite des étudiants à leur arrivée sur le marché du travail. Ils permettent aussi de maintenir une confrontation directe des étudiants avec l’expérimentation animale et de les conforter dans leur plan de formation ou au contraire de leur laisser la possibilité d’une réorientation afin d’éviter des prises de conscience trop tardive, source d’échec et de difficultés pour les étudiants. Tous les étudiants de la formation n'effectuent pas ces travaux pratiques nécessitant l'apprentissage des techniques d'expérimentation animale. Seul les étudiants volontaires et ayant validés les enseignements de physiologie avec une note supérieure à 10/20 et un examen éthique et réglemantaire avec une note supérieure à 12/20 peuvent réaliser les procédures décrites dans cette saisine. Les autres étudiants réalisent des travaux pratiques sur des logiciels de simulations.
Bénéfices attendus
Le projet permettra de maintenir une confrontation des étudiants destinés à la recherche médicale avec la manipulation et l'expérimentation animale. Cette confrontation de l'étudiant à la réalité de l'expérimentation animale permet de conforter ou à l'inverse d'infirmer les choix d'orientation des étudiants. Ce projet est aussi nécessaire pour l'initiation des étudiants à la physiologie animale. Avec ce projet, chaque étudiant qui travaille en trinôme aura utilisé en tout 1 animal pour apprendre la contention d'animaux vigiles, les injections sur rongeurs, pour étudier la régulation de la glycémie, la régulation de la pression artérielle, la régulation de la fonction digestive et cardiaque, l’analyse électrocardiographique du cœur, la réalisation d’une culture primaire, mais aussi l’anesthésie d’une souris. Avec un animal (majoritairement des animaux de réformes qui étaient destinés à l'euthanasie pour tri génétique par exemple), les étudiants volontaires, sélectionnés sur leur maitrise de l'éthique et la réglementation en expérimentation animale et ayant les prérequis académiques necessaires à la poursuite de leur cursus en physiologie pourront valider leur diplome de physiologie et la formation réglementaire d'application des procédures et de soins aux animaux. Le couplage de notre formation avec la formation réglemantaire agréeé par la CNEA permet de former directement les étudiants aux bonnes pratiques de l'expérimentation animale et à l'utilisation de méthodes alternatives quand cela est possible. Pour les laboratoires de recherche, cela permet de recruter dès le master 1 des étudiants formés aux bonnes pratiques de l'expérimentation animale et detenteur d'une habilitation d'applicateur des procédures.
Procédures
Durant nos trois procédures les animaux seront soumis à différentes interventions. Dans la première procédure , les animaux seront manipulés par les étudiants afin d'apprendre la préhension, la contention, l'injection intrapéritonéale et la mesure de glycémie. Dans cette procédure ils recevront une injection intrapéritonéale de glucose suivie de 5 prélevements de 3µl de sang au bout de la queue afin de mesurer la glycémie. Dans la seconde procédure, les souris recevront une injection d'anésthésiant et une injection intrapéritonéale soit d'un régulateur sympathique soit d'un régulateur parasympatique. Certaines souris seront euthanasiées afin de prélever l'intestin et du tissu adipeux dans l'objectif d'étudier la physiologie intestinale et de réaliser une culture primaire d'adipocytes. Dans la troisième procédure les rats reçoivent une injection de morphinique suivie d'une anesthésie sans réveil. Pendant l'anesthésie, les rats sont canulés sur la jugulaire et la carotide afin de mesurer la pression arterielle et de recevoir une injection en intraveineux d'un régulateur sympathique et parasympathique. Ensuite le coeur de ces animaux est prélevé afin de réaliser un TP la physiologie cardiaque.
Impact sur les animaux
Afin d'éviter toute nuisance pour les animaux, les travaux pratiques sont réalisés par trinôme d'étudiants dans un box isolé en présence d'un enseignant. Lors de nos protocoles la préhension des animaux pourra générer du stress. Afin de le limiter, la préhension sera réalisée avec un tube et les animaux seront habitués à être manipulés. Ensuite lors de la contention et des injections intrapéritonéales qui dureront moins d’une minute les animaux ressentiront du stress et la douleur d’une piqure d’aiguille. Pour le protocole de mesure de glycémie comme pour le protocole de mesure d’un électrocardiogramme les nuisances attendues seront aussi du stress lié à la manipulation des animaux et la douleur d’une piqure d’aiguille. Cette nuisance sera très courte et durera moins d’une minute. Pour la mesure de glycémie le protocole nécessite aussi le retrait de la nourriture pendant 6h. Pendant ces 6 heures les animaux pourront néanmoins boire à volonté. Pour les deux protocoles, suite à l’injection qui générera la douleur d ‘une piqure d’aiguille nous gardons la souris sous surveillance pendant 1 heure afin d’observer les signes cliniques et de comportement. Si le comportement de la souris est anormal après l’injection (souris prostrée, qui évite les interactions avec les congénères, saignements apparents) nous procédons immédiatement à son euthanasie. Pour le protocole sur les rats les nuisances attendues seront aussi un stress lié à la préhension et la douleur d’une piqure d’aiguille. Sinon pendant la période d’hébergement le projet n'aura aucun impact sur les 5 libertés individuelles de l'animal. Nos animaux pourront s'alimenter à leur convenance ce qui n'induira aucune sensation de faim ou de soif. Comme nos conditions d'élevages seront adaptées à la physiologie des animaux, nos souris ou nos rats n'auront aucune sensation de peur, de détresse, de stress physique ou thermique et de manque d'interaction sociale. Enfin, notre surveillance régulière aura pour but de prévenir toute douleur, lésion ou maladie sur nos animaux.
Devenir
Quand cela sera possible nous essaierons de placer à l'adoption des souris. Par expérience nous arrivons à faire adopter tous les ans quelques souris aprés l'accord de la vétérinaire responsable de notre animalerie en lien avec la ddpp. Les autres souris seront euthanasiées car non replaçable dans d'autres procédures. De plus dans la plupart des cas, il s'agira de souris qui étaient déja destinées à l'euthanasie et reutilisées pour nos séances de travaux pratiques. Pour les rats il s'agit d'une classe sans réveil ou le coeur est prélevé
Remplacement
Afin de remplacer les animaux nous avons arrété tous les travaux pratiques qui utilisaient des animaux jusqu'en fin de deuxieme année de notre formation. Nous les avons remplacés par des expériences de simulation numérique ou par des vidéos (par exemple pour le comportement). En trosième année de notre formation nous utilisons des logiciels de simulations afin de remplacer au maximum l'utilisation d'animaux. L'utilisation de logiciels de simulation permet parfaitement aux étudiants avec des prérequis académique trop faible , ou n'ayant pas validé les examens sur l'éthique et la réglemantion avec une note supérieure à 12 /20, ou ne désirant pas utiliser d'animaux d'acquerir les compétences en physiologie animale. Pour les autres étudiants le maintient de travaux sur animaux et l'apprentissage des techniques d'expérimentation (contention, préhension, injection ...) l'utilisation d'animaux est necessaire pour l'obtention du niveau d'applicateur des procédures et de soins aux animaux. Cependant pour remplacer les animaux vivants, les étudiants commencent l'apprentissage sur des souris de substitutions en Latex.
Réduction
Pour réduire au minimum le nombre d'animaux utilisés nous avons remplacé des séances de TP initialement pratiquées sur des animaux par des méthodes alternatives utilisant par exemple des logiciels de simulation en expérimentation animale, mais aussi par des supports vidéos que nous avons réalisés. L’enchainement des travaux pratiques est effectué de façon séquencée, cad que nous commençons par les expériences in vivo, puis après mise à mort nous récupérons les organes pour les expériences ex-vivo. Enfin, concernant les souris nous utilisons quand cela est possible des souris de réforme, normalement destinées à l’euthanasie pour tri génétique ou fin de protocole. Pour terminer, afin de réduire le nombre de rats et de souris utilisés dans l'étude, les groupes sont constitués en fonction du nombre strict nécessaire d’animaux pour chaque groupe de TP (il y a 5 trinômes dans chaque groupe d’étudiants et il y a 6 à 8 groupes en moyenne chaque année). Nous prévoyons pour la formation d’un étudiant qui dure 3 ans qu’il utilisera 1 animal. Enfin, pour réduire nous permettons seulement aux étudiants volontaires, avec des prerequis académiques solides et validant des compétences en éthique et reglementation de réaliser les TP necessitant l'utilisation d'animaux. Par cette approche quand dans le passé tous les étudiants utilisés environ 3 souris et 3 rats pour leur formation, aujourd'hui seulement 60 à 70% des étudiants vont utiliser des animaux à raison de 1 animal par étudiant.
Raffinement
Pour réduire au minimum la douleur, la souffrance et l’angoisse, infligées aux animaux nous avons réorganisé complétement nos programmes de physiologie pour intégrer des nouveaux enseignements sur la réglementation, l’éthique, les modèles murins, la prise en charge de la douleur, etc ... Cela permet de sensibiliser et de former les étudiants avant toute manipulation. Concernant l’hébergement, tous nos animaux sont dans un environnement enrichi de tunnels pour se camoufler, ou de papier pour réaliser des nids. Afin de réduire le stress et la souffrance des animaux au maximum, nous utiliserons un prétraitement avec un morphinique avant l’anesthésie. Les animaux sont manipulés dans des petits box isolés pour réduire tout le stress pouvant venir de l'environnement. Enfin pour terminer l'entrainement des étudiants est d'abord réalisé sur des souris en latex permettant d'apprendre le geste avant d'utiliser des animaux vivants.
Choix des espèces
Nous adaptons les espèces en fonction des besoins. Les rats présentent l’avantage de pouvoir être manipulés plus facilement pour les expériences in et ex vivo. Les souris sont parfaites pour apprendre aux étudiants à manipuler un animal avec moins d’appréhension. Enfin, notre formation d'applicateur des procédures et de soins aux animaux est agréée sur rongeurs souris et rats. Pour les rats nous utilisons une lignée non-consanguine (Srague-Dawley) de 10-14 semaines c’est l’âge idéal d’utilisation des animaux et celui le plus utilisé dans la littérature. Pour les souris : nous utiliserons des souris adultes et quand cela est possible de réforme. L'âge précis n'a pas d'importances dans notre cas. Pour la souche elle peut varier avec les animaux de réforme mais dans la majorité des cas nous aurons des souris de lignée consanguine (C57BL6) et quand nous les commandons nous achetons des souris non consangunes (Swiss) de 10 semaines.
Formation initiale des étudiants de Master Biodiversité, Ecologie et Evolution à l’abord des espèces piscicoles
- Enseignement supérieur
100 poissons d'eau douce vont être utilisés, sans mise à mort, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Des étudiants de master s'exercent sous anesthésie au marquage par puce intramusculaire ou marque externe sur des cyprinidés et des percidés, et à l'échographie de reproduction sur des esturgeons du Danube. Le porteur reconnaît que l'injection de la marque dans le muscle dorsal correspond à une plaie cutanée pouvant pénétrer les fibres musculaires selon le geste de l'étudiant. Les poissons marqués sont ensuite relâchés ou remis dans leur bassin, une partie des esturgeons pouvant être réutilisée l'année suivante, et le porteur affirme qu'il est difficile de remplacer entièrement l'animal vivant dans cette formation.
Objectifs
L’objectif du projet est de faire acquérir aux étudiant(e)s la démarche pratique du biologiste aquacole. Dans un premier temps, les étudiant(e)s observent les différentes espèces de poissons d’eau douce vivant en canal ou bassins sur la station d’expérimentation, puis assistent à leur capture (deux méthodes montrées : la pêche à l’électricité et le guidage manuel vers une bâche de contention, méthode adaptée aux spécimens de grande taille) avant de réaliser quelques manipulations de base, nécessaires pour mettre en œuvre des contrôles et suivis biologiques. Après des démonstrations vidéos des gestes attendus, il s’agit, à l’occasion de deux ateliers, de faire pratiquer les étudiant(e)s sur poisson vivant et leur permettre ainsi l’apprentissage des gestes et bonnes pratiques d’échantillonnage/manipulations. L’identification des espèces, l’anesthésie du poisson et un marquage “simple” (injection intramusculaire d’une micropuce électronique de 12mm ou insertion d’une marque visuelle (spaghetti) externe) font l’objet de l’atelier “Marquage” effectué sur des espèces communes d’eau douce, essentiellement des Cyprinidés et des Percidés. Anesthésie, biométrie, contrôle d’identification (lecture du pit-tag porté par l’animal) et examen échographique de l’avancement de la maturité font l’objet de l’atelier “Echographie” effectué chez l’esturgeon du Danube Acipenser ruthenus conservé à la station. Dans le 3ème et dernier atelier, les méthodologies de suivi des espèces aquatiques par biotélémétrie sont présentées et les étudiant(e)s s’initieront à la pratique d’un suivi manuel par télémétrie radio ou acoustique sans utilisation d’animaux (attachement du capteur sur objet inerte téléguidé).
Bénéfices attendus
Ce projet permet aux étudiant(e)s d’aborder le poisson vivant et d’utiliser les anesthésiques en balnéation qui en facilitent l’approche, ainsi que de s’initier à des méthodes de marquage et de contrôle (pit-tag, échographie) peu ou non invasives couramment utilisées dans les suivis biologiques terrestres ou aquatiques en laboratoire ou milieu naturel. Etant en dernière année de leur cursus d’études en M2 Pro-Parcours Biodiversité et suivis environnementaux (BSE), les étudiant(e)s seront amené(e)s à effectuer leur stage dans des structures (laboratoires de recherche, ONG, associations de protection animale et environnementale, conservatoires des espaces naturels, bureaux d'études, ...) mobilisant fréquemment ces compétences, en particulier avec le développement croissant des pratiques de biotélémétrie (qui feront l’objet du 3ème atelier où les étudiant(e)s s’exerceront, sans utilisation d’animaux, aux technologies existantes pour le milieu aquatique). Bien que leurs enseignements théoriques soient plutôt orientés vers l’écologie terrestre, certain(e)s étudiant(e)s seront amené(e)s à côtoyer des espèces aquatiques dans leur pratique professionnelle. La formation sera particulièrement axée sur le bien-être animal (BEA) lors des manipulations, l’objectif étant bien l’apprentissage sur du vivant dans une démarche éthique. Aussi, des documents sur le raffinement des méthodes (« Marquage, bonne pratique et bien-être ») étayé par de nombreux cas d’études chez le poisson seront-ils fournis à chaque étudiant(e), complétés par un cours (1.5h) qui leur sera donné dans la même semaine sur la règlementation en matière de BEA en expérimentation animale.
Procédures
Pas de manipulations sur animaux vigiles, ni de procédures chirurgicales intrusives, ni de prélèvements tissulaires. Les procédures sont rapides, peu ou non invasives et concernent des individus différents (pas d’enchaînement des actes). – Atelier Marquage : les poissons cyprinidés et percidés pêchés à l’électricité dans le canal de la station sont placés en bassin pour observation et détermination des espèces par les étudiant(e)s avant d’être mesurés et marqués. Les poissons seront marqués une fois. Deux types de marque sont implantés : la marque spaghetti (au niveau des rayons de la nageoire dorsale) et le pit-tag (en intramusculaire entre la tête et la nageoire dorsale). Une seule marque est utilisée par poisson. Les repères anatomiques sont présentés aux étudiants avant marquage (vidéo) et ils peuvent s’entrainer au maniement de l’injecteur sur des objets inertes (bananes). L’ensemble des interventions sur l’animal (hors pêche) durent moins de 5 minutes et se font sous anesthésie. Après marquage (un poisson par binôme d’étudiant(e)s), l’animal est placé en bassin de réveil pour observation puis relâché dans le canal à la fin du TP. – Atelier Echographie : des géniteurs d’esturgeon du Danube conservés en bassins d’élevage sont placés 2 à 3 jours avant le TP dans un bassin de stabulation spécifique d’où ils sont ensuite prélevés un à un manuellement par les soigneurs. Le poisson (un pour 2 binômes) est transféré par les étudiant(e)s dans le bain anesthésiant situé à proximité, à l’aide d’une bâche de transport. Une fois anesthésié, l’animal est mesuré, identifié (lecture de sa marque pit-tag), observé (état sanitaire) et échographié (examen des gonades et autres organes). Les poissons seront manipulés une fois et sous la surveillance des soigneurs pour aider à la reconnaissance/interprétation des images de l’échographie et fiabiliser la pré-sélection (ou pas) des individus pour de futures reproductions. L’ensemble des interventions durent moins de 15-20 minutes et se font sous anesthésie. Après l’échographie, l’animal est replacé dans le bassin de stabulation (dans un compartiment dédié au réveil) pour observation jusqu’à recouvrement de sa pleine capacité de nage et de prospection, et libéré (cloison amovible) à la fin du TP.
Impact sur les animaux
Les procédures sont rapides, peu ou non invasives (soit respectivement, l’injection dorsale d’une marque de petite taille ou l’échographie) et concernent des individus différents (pas d’enchaînement des actes). Dans chacun des 2 ateliers, toutes les manipulations pratiquées se font sous anesthésie générale (par balnéation) puis les poissons sont replacés dans le canal ou le bassin d’origine après leur réveil. Il n’y a donc que peu d’effets indésirables attendus. Malgré tout, la nuisance de l’injection d’une marque (même petite) dans le muscle dorsal correspond à une blessure tissulaire de type plaie cutanée au point d’entrée pouvant se prolonger dans les fibres musculaires de façon plus ou moins importante selon le diamètre et la profondeur de pénétration de l’aiguille dans la musculature du poisson. L’injection par voie intramusculaire a été néanmoins privilégiée en première approche pour les étudiant(e)s car elle est adaptée par rapport à la taille des poissons sélectionnés vis-à-vis des marques utilisées et semble la moins risquée pour l’animal, même si le geste de l’étudiant(e) manque de précision (contrairement au marquage abdominal plus complexe pour des néophytes et plus dangereux pour le poisson, avec un risque de perforation des viscères). Donc en plus de la vidéo présentée et de l’entraînement proposé (injection sur bananes), le marquage du poisson sera surveillé de près et de bout en bout par les formateurs qui guideront les étudiants dans leurs gestes techniques à chaque étape pour limiter au maximum la sévérité de la blessure occasionnée.
Devenir
En fin de procédure 1 (pêche à l’électricité suivie d’un marquage dorsal par pit-tag ou marque visuelle spaghetti), les animaux endormis sont placés en eau claire dans un bassin de réveil pour que les étudiant(e)s puissent observer les différentes étapes du réveil. Tous les poissons marqués qui ont un comportement de nage normal à l’issue du réveil seront relâchés dans le canal d’origine. Le relâcher de l’ensemble des animaux (marqués ou non) ne sera effectué qu’à la fin du TP pour éviter tout risque de recapture lors de la seconde séquence de pêche électrique. S’agissant d’un TP prévu annuellement sur une durée de projet de 5 ans, tous les poissons capturés chaque année dans le canal (exclusivement pour le TP) seront systématiquement contrôlés, visuellement et/ou avec un lecteur de marque pit-tag, pour pouvoir être écartés (s’ils sont déjà marqués) des ateliers Marquage ultérieurs. En fin de procédure 2 (biométrie et échographie sur esturgeon du Danube), les animaux endormis sont replacés en eau claire dans leur bassin d’attente. Ils y sont maintenus isolés en compartiment de réveil (séparation par cloison amovible) pour pouvoir être observés jusqu’au recouvrement de leurs pleines capacités de nage et de prospection. La cloison amovible n’est retirée qu’à la fin du TP pour éviter tout double emploi des poissons entre groupes d’étudiant(e)s. Ensuite, les individus dont les indicateurs semblent favorables pour la reproduction seront conservés en bassin d’attente où ils resteront 2.5 mois (mi-janvier à début avril) jusqu’au contrôle final de leur maturation ; les autres, non pré-sélectionnés, seront remis dans le bassin d’élevage par les soigneurs à la fin du TP. En conséquence, ces poissons non pré-sélectionnés en année N et replacés avec le stock peuvent être de nouveau échographiés par des étudiant(e)s l’année suivante (même si la probabilité est faible en raison de la petite taille de l’effectif examiné en TP (n=7 individus/an maximum) par rapport au stock de géniteurs (n≈200 actuellement)). Enfin, les esturgeons qui se sont déjà reproduits ne seront pas ré-impliqués (gestion génétique et démographique du stock captif) et donc pas mis à disposition des étudiant(e)s.
Remplacement
Les étudiant(es) du Master Pro BSE disposent d’assez peu d’enseignements pratiques relatifs aux suivis biologiques terrestres ou aquatiques qu’ils pourront être amenés à faire en tant que biologistes dans leur pratique professionnelle, et il est difficile de remplacer (totalement) les animaux vivants par d’autres outils pédagogiques dans le cadre de leur dernière année de formation. Une vidéo a été réalisée pour expliquer et montrer aux étudiant(e)s la démarche et les gestes techniques inhérents à chaque atelier pour qu’ils voient déjà ce qu’il faut faire avant la séance ; cela remplace l’usage d’un poisson par séance pour la démonstration. Dans l’atelier 3, après présentation des méthodologies de biotélémétrie utilisées en milieu aquatique (vidéos), les étudiant(e)s s’initieront à la pratique d’un suivi manuel par télémétrie radio ou acoustique sans utilisation d’animaux (attachement du capteur sur objet inerte téléguidé).
Réduction
Les étudiants travaillent en binôme, un poisson est utilisé pour 2 étudiants pour réduire le nombre de poissons impliqués. Pour l’atelier “Echographie” sur l’esturgeon du Danube, ce sont 2 binômes qui travaillent simultanément sur le même poisson.
Raffinement
Toutes les manipulations se font sous anesthésie générale par balnéation pour limiter le stress des animaux. De plus, - pour les marquages, les animaux sont pêchés à l’électricité par des opérateurs habilités avec un appareil réglé pour une électrotaxie rapide des poissons sans tétanie. Après stabulation en bassin (eau du canal en circuit ouvert) de courte durée pour déterminer les espèces, les poissons choisis (taille suffisante, comportement/aspect normal : absence de lésions, calme, nage régulière) sont anesthésiés par balnéation (environ 4-5 min jusqu’à perte totale de l’équilibre) puis marqués en moins de 5 min par injection d’un pit-tag de 12mm en intramusculaire ou d’une petite marque visuelle externe (type spaghetti) sur leur nageoire dorsale. En routine, les marquages de ce type utilisés pour identifier les poissons, rapides et peu invasifs, sont réalisés sous anesthésie légère (dose sédative) mais ici, une anesthésie un peu plus profonde est privilégiée pour limiter le risque de souffrance animale durant l’apprentissage du geste par les étudiant(e)s. Injecteurs et zone d’implantation des marques sont tous désinfectés et les bains anesthésiants renouvelés et aérés (bulleur) si nécessaire. Enfin, avant de commencer, chaque étudiant(e) peut s’entrainer au maniement de l’injecteur sur des objets inertes (bananes) et les repères anatomiques qui leur ont été présentés au préalable (vidéo) sont rappelés à chaque marquage, surveillé par le(s) formateur-trice(s). - pour les échographies, les esturgeons sélectionnés de la même manière (état physique, comportement, nage) et placés en bassin de stabulation d’attente (eau de rivière ; débits, température et oxygène surveillés quotidiennement) 2 à 3 jours avant l’échographie pour faciliter la surveillance et l’accès aux animaux (densité de poissons réduite : 3-3.5 kg/m2), sont d’abord mis à jeun 24h (pour réduire les risques de régurgitation/contamination fécale) puis transférés un à un dans un bain anesthésiant à l’aide d’une bâche de transport (pour éviter de possibles lésions par frottements et conserver les animaux dans le noir afin de réduire le stress). En routine, le contrôle de pré-sélection d’esturgeons matures par simple échographie se fait sur animaux vigiles, en moins d’1 min par poisson sans provoquer d’altération du comportement. Mais pour le TP, tous les actes sont pratiqués sous anesthésie profonde pour supporter une durée d’intervention a priori de 15-20 min sous la surveillance des soigneurs.
Choix des espèces
Les espèces choisies pour l’atelier 1 (pêche à l’électricité/marquage) sont des cyprinidés et des percidés provenant de la rivière alimentant la station d’expérimentation, qui sont entrés à l’état larvaire et qui grandissent dans le canal approvisionnant les bassins extérieurs. Ces espèces d’eau douce sont communes en France, et sont donc les plus susceptibles d'être rencontrées par les futurs biologistes dans leur pratique professionnelle. L’espèce choisie pour l’atelier 2 (échographie) est l’esturgeon du Danube Acipenser ruthenus, une espèce élevée sur notre site pour des essais de biologie de la conservation. Les poissons utilisés dans l’atelier 1 sont au stade adulte pour faciliter la reconnaissance des espèces, les manipulations et les marquages (ratio poids marque/animal adapté), soit des individus d’environ 20 à 25 cm selon l’espèce considérée. Les esturgeons utilisés dans l’atelier 2 sont des adultes géniteurs des deux sexes, de suffisamment grande taille pour faciliter l’examen échographique et déterminer l’état d’avancement de leur maturité (soit des individus de 80 à 100 cm et de 3 à 5 kg).
Infestation des souris avec des vers de taenia à des fins de tests comportementaux et physiologiques
- Enseignement supérieur
360 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, à des fins d'enseignement universitaire. Chaque animal est infesté chirurgicalement par le ver Taenia crassiceps, gardé 70 jours, puis soumis à des tests comportementaux (open field, planche à trous, boîte claire-obscure, néophobie, rotarod) avant la mise à mort et le prélèvement des parasites. Le porteur décrit un projet pédagogique servant de "fil rouge" sur trois années de licence pour 200 à 250 étudiants. Il affirme qu'une partie des résultats repose sur une "approche pédagogique alternative" par analyse bibliographique.
Objectifs
Taenia crassiceps est un parasite à cycle complexe qui possède comme hôte définitif un canidé sauvage ou domestique et comme hôte intermédiaire un rongeur. Chez l’hôte intermédiaire la souris, le parasite réalise une multiplication asexuée intense. L’augmentation de la charge parasitaire est associée à une modification des taux d’hormones sexuelles chez les souris. Les souris femelles voient leur taux d’œstrogène augmenter très significativement. Les souris mâles arrêtent de produire de la testostérone et produisent des œstrogènes ce qui conduit à une féminisation des mâles hormonalement parlant. Ces changements hormonaux s’accompagnent de modifications profondes de la réponse immunitaire et des comportements des souris parasitées. L’objectif de ce projet est donc de pouvoir étudier l’ensemble de ces modifications et du fonctionnement de cette interaction hôte parasite au travers de plusieurs enseignements réalisés en Licence de biologie en Licence 1ère année sera étudiée la multiplication asexuée par bourgeonnement du parasite, en licence 2ème année seront quantifiés les taux d’hormones sexuelles dans le sang de souris mâles et femelles, en licence 3ème année sera étudiée la réponse immunitaire des souris saines et infectées par le parasite ceci par l’intermédiaire de numérations lymphocytaires sur frottis sanguins et les comportements des souris saines et parasitées seront analysés en focalisant sur des comportements de stress et de mesure de la capacité physique des animaux.
Bénéfices attendus
Ce projet pédagogique permet aux étudiants d’aborder dans un modèle d’interaction hôte parasite de nombreux concepts écologiques, physiologiques, endocrinologiques et moléculaires. L’idée de ce projet est un fil rouge que les étudiants analysent tout au long de leurs trois années de licence et qui leur permet de comprendre comment un parasite peut prendre le contrôle de son hôte à son profit, ceci leur permet de développer des analyses intégratives des molécules aux populations pour comprendre comment cette prise de contrôle s’opère. Ceci est déterminant pour les apprentissages que l’équipe pédagogique souhaite que les étudiants maîtrisent en fin de Licence afin de les former au mieux pour leur poursuite d’étude en Master.
Procédures
Infestations expérimentales de souris par les larves du cestode Taenia crassiceps par chirurgie. Une seule intervention chirurgicale est pratiquée chez les animaux, l'acte chirurgical dure environ 8 minutes / animal. Les animaux sont ensuite gardés à l'animalerie 70 jours avant euthanasie et prélèvement de sang et des parasites. Les animaux sont soumis à des tests comportementaux réalisés par les étudiants sur souris saines et infectées (openfield, planche à trous, boite claire/obscure, néophobie, rotary road), pour chaque souris, chaque test comportemental est réalisé pendant 60 secondes d'observation.
Impact sur les animaux
Les nuisances qui peuvent être attendues sur les animaux sont liées à la chirurgie pratiquée pour l’infestation. L’infestation est réalisée par une incision extrêmement réduite (3 mm), un seul point de suture est réalisé pour refermer l’incision. De plus, la gestion de la douleur post-opératoire est assurée par une injection sous-cutanée de Buprénorphine toutes les 12h pendant 24h. Le développement des larves dans la cavité péritonéale ne provoque pas de nuisances sur les tissus des rongeurs. Les larves du parasite sont libres dans la cavité péritonéale et ces larves se nourrissent par osmotrophie trans-tégumentaire sans aucun effet direct sur les tissus de leur hôte. A 70 jours, la charge parasitaire est faible chez les animaux et ces derniers sont euthanasiés avant que le parasite n’induise de potentielles souffrances chez l’animal.
Devenir
Le but du projet est de produire des parasites de l'espèce Taenia crassiceps et de récupéré du sang chez la souris souris, ainsi que d'étudier les comportements des animaux. A la fin du projet, les animaux sont euthanasiés afin de récupérer les parasites et le matériel biologique afin d'assurer l'ensemble des approches pédagogiques envisagées.
Remplacement
IImpossible, on ne peut pas réaliser le cycle du parasite in vitro. Il n'existe pas non plus de culture cellulaire permettant de mener des approche similaires in-vitro. En effet, le parasite a besoin d’un hôte intermédiaire pour être maintenu et la souris est connue pour être l’hôte intermédiaire privilégié pour cette espèce de cestode. La technique d’infestation chirurgicale permet de maintenir en laboratoire le parasite par transfert des parasites de souris à souris et donc en ne manipulant exclusivement que le stade larvaire du parasite, sans ne jamais passer par le stade adulte. Dans la stratégie 3R , le nombre d'animaux utilisé est le plus faible possible car nous veillons à ce que ce soit les mêmes animaux qui soient utilisés pour les tests comportementaux et pour ensuite la récupération des échantillons biologiques utilisés par les étudiants. Pour limiter également l'utilisation des animaux, une partie des analyses et des résultats exploités par les étudiants sont acquis à partir d'une approche pédagogique alternative reposant sur l'analyses bibliographiques de la litérature scientifique existante sur le sujet des modifications physiologiques et comportementales induites par les parasites chez leurs hôtes.
Réduction
Le nombre d’animaux prévu pour ce projet a été pensé pour réduire au maximum les animaux utilisés tout en maintenant un travail statistiquement et scientifiquement robuste de la part des étudiants. Un total de 360 souris sera utilisé dans ce projet et cela permet de travailler avec les étudiants de 3 années de Licence dans 4 matières d’enseignement ce qui représente un contingent total d’environ 200 à 250 étudiants selon les années. La souris permet de produire des parasites et le matériel biologique nécessaire à l’ensemble des approches proposées sans ressentir de souffrance ou mortalité précoce. Le nombre d’animaux est basé sur 6 lots de 6 souris mâles ou femelles saines et parasitées. 6 lots car les étudiants en TP sont répartis en 6 groupes de 3 étudiants (trinômes) qui pourront chacun travailler avec 6 souris par conditions expérimentales afin d’avoir un nombre suffisant de réplicas biologiques pour mener des approches statistiques robustes. Pour les tests comportementaux les mêmes lots de souris sont utilisés. Le sang récupéré chez les souris à 70 jours d’infection est suffisant pour faire travailler l’ensemble des autres groupes d’étudiants de licence 1ère, 2ème et 3ème année toujours dans ce même objectif de réduire le nombre de souris qui sont utilisées. Ainsi le besoin annuel en animaux s’élève à 72 souris par an.
Raffinement
Nous avons fixé le nombre optimal de parasites qui sont utilisés lors de l’infestation afin d'assurer la production optimale de cestodes et d’induire les modifications physiologiques et comportementales sans engendrer de mortalité chez la souris. Le temps de développement au sein de l’animal a également été optimisé pour récolter les parasites et les échantillons biologiques avant que la pathologie induite par le parasite soit dommageable pour la souris hôte. Nous avons donc établi i) la meilleure espèce hôte, ii) la meilleure dose de parasite et iii) le temps de développement optimal pour minimiser le nombre d’animaux à utiliser et éviter la souffrance. Pendant le développement du parasite chez l’animal, une surveillance quotidienne par les zootechniciens est effectuée. Les animaux bénéficient d’enrichissements de milieu. La mortalité ne survient jamais suite à l’infestation. L’infestation par chirurgie pour le transfert des larves du cestode peut être une source d’inconfort pour l’animal, mais des soins post-opératoires sont prévus afin de palier à ces potentielles souffrances, le protocole a été pensé pour éviter tout signe de souffrance. Cependant, durant cette période de développement parasitaire, tout rongeur retrouvé en souffrance, score de 3 dans les points limites (voir annexe 1), est euthanasié par un personnel habilité. L’euthanasie peut également être effectuée par le RBEA. Les points limites sont : la pâleur de l’animal, la perte de contacts sociaux, le dos vouté, le poil hérissé, les yeux mi-clos, diminution ou arrêt de l’alimentation, l’immobilité ou le museau gonflé ; le pointage pour chacun de ces points limites est de 1 ou 2. Chaque animal ayant un score égal ou supérieur à 3 est euthanasié au CO2. Aucune médication n’est donnée car l’infestation par le parasite n’est pas réversible ; aucune médication ne peut être donnée car elle interfère avec le développement du parasite. Le point d’arrêt a été fixé à 70 jours post-infestation. Avant chaque séance de travaux pratiques l'enseignant responsable et le technicien animalier (titulaires du niveau 1 et chirurgie) informent les étudiants sur la réglementation et l'éthique sur l'utilisation des animaux en science. Les bonnes pratiques en terme de manipulation des animaux leur sont présentées afin d'éviter tout stress pour les animaux en particulier dans les tests comportementaux pratiqués par les étudiants.
Choix des espèces
La souris a été choisie car c’est l’hôte intermédiaire le plus souvent retrouvé en milieu naturel pour ce cestode parasite Taenia crassiceps. La souris apparaît donc comme le modèle principal pour maintenir les larves du cestode Taenia crassiceps en laboratoire. La souris permet de produire les parasites et le matériel biologique parfaitement adaptés aux tests envisagés en minimisant la souffrance et en utilisant le moins d’animaux possible. Animaux adultes. Les animaux infestés sont âgés de 8 à 9 semaines.
Travaux pratiques en écologie et évolution des interactions hôte-parasite chez le pigeon urbain (Columbia livia)
- Enseignement supérieur
150 pigeons des villes vont être capturés puis relâchés, utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque oiseau est maintenu deux à trois semaines en volière, pesé, épouillé, soumis à une prise de sang et à une injection sous-cutanée d'un mitogène, dans le cadre de travaux pratiques de master. Le porteur indique que ces gestes n'occasionnent qu'un stress transitoire et que les individus, marqués, sont ensuite suivis pour d'autres programmes de recherche. Il affirme que les objectifs pédagogiques, dont l'apprentissage de la manipulation d'un animal vivant, ne peuvent être atteints avec des vidéos ou des cadavres.
Objectifs
Dans le cadre de la formation en Master, nous avons mis en place une session de travaux pratiques (en automne) sur la découverte des ectoparasites, des parasites intestinaux et des parasites sanguins du pigeon urbain en relation avec le phénotype (poids, sexe, couleur, immunocompétence) et l'environnement (degré d'urbanisation) de celui-ci. L'objectif de ces travaux pratiques est quadruple. Le premier est d'observer la diversité des parasites du pigeon dans différents tissus (plumes, intestin et sang) et leurs cycles de vie. Le deuxième est fondamental et vise à faire comprendre aux étudiants le rôle des facteurs phénotypiques et environnementaux sur les paramètres épidémiologiques (prévalence et intensité). Le troisième vise à leur apprendre à manipuler et à mesurer des vertébrés vivants ainsi que de réaliser une prise de sang sur ce vertébré. Le quatrième est de les sensibiliser à l'éthique en expérimentation animale en leur enseignant les rudiments en éthique animale (les 3R, la douleur, les points limites, la législation etc...). Dans ce contexte, les étudiants seront invités à manipuler un pigeon, le peser, lui mesurer les tarses, l'aile, lui peigner les plumes pour collecter les ectoparasites du plumage, lui prélever une goutte de sang afin d'identifier les parasites sanguins et lui injecter un mitogène en sous-cutané pour mesurer une valeur de l'immunocompétence.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ces travaux pratiques sont, comme décrit précédemment, multiples. Le premier est d'observer la diversité des parasites du pigeons dans différents tissus (plumes, intestin et sang) et leurs cycles de vie. Le deuxième est fondamental et vise à faire comprendre aux étudiants le rôle des facteurs phénotypiques et environnementaux sur les paramètres épidémiologiques (prévalence et intensité). Le troisième vise à leur apprendre à manipuler et à mesurer des vertébrés vivants ainsi que de réaliser une prise de sang sur ce vertébré. Le quatrième est de les sensibiliser à l'éthique en expérimentation animale en leur enseignant les rudiments en éthique animale (les 3R, la douleur, les points limites, la législation etc...).
Procédures
Les pigeons seront capturés en condition naturelle avec une épuisette raquette, placés en volière 2 semaines avant la procédure et seront soumis à 3 interventions sur animaux vigiles: la première constitue des mesures morphométriques et un épouillage par une contention spécifique (20 minutes), la deuxième est une prise de sang unique par individu (5 minutes) et la troisième est une injection unique en sous-cutané d'un mitogène (5 minutes). Ces interventions seront effectuées les unes après les autres et dureront moins de 30 minutes par individu. A l'issue de cette procédure (2 jours de TP) et donc après moins de 3 semaines en volières, les pigeons seront relâchés à l'endroit où ils ont été capturés.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues concernent principalement le stress de la capture de la manipulation, du brossage, de la prise de sang et de l'injection et d'un environnement non adapté lors du transport. Ces nuisances ne durent que le temps de la manipulation ou du transport et n'engendrent aucun effet indésirable. En effet, dans nos précédentes études, les pigeons se remettent rapidement de telles interventions et reprennent des comportements normaux (alimentation, lissage des plumes, reproduction et interactions sociales).
Devenir
A la fin de la procédure, les pigeons seront replacés dans les volières avant d'être relâchés dans leur milieu de capture. En effet, l'ensemble des procédures étant légères, elles n'impactent pas la survie et la reproduction des individus en conditions naturelles. De plus les individus sont marqués, cela nous permet de suivre ces individus dans le temps afin d'estimer leurs survies pour nos programmes de recherche sans avoir à en recapturer. Nous mutualisons donc ces animaux à des fins de recherche.
Remplacement
Afin d'atteindre les objectifs pédagogiques qui se focalisent sur une population de vertébré en conditions naturelles, le recours à des animaux est nécessaire et il n'y a pas moyen de le remplacer. En effet, il est impossible d'estimer la variabilité entre individus en prévalence et abondance de parasites et en immunocompétence à l'aide de vidéos, de mannequins ou de cadavres. De plus, l'objectif pédagogique vise également l'apprentissage de la manipulation d'un animal vivant. Ces objectifs ne sont atteignables qu'en utilisant des animaux vivants. Dans ce contexte, le pigeon biset Columba livia apparaît comme étant un modèle animal idéal pour étudier les mécanismes écologiques et évolutifs en milieu urbain. En effet, c’est un oiseau issu d’élevage domestique relâché par l’homme par le passé qui s’est installé dans les zones urbaines et qui est, a priori, soumis à de fortes pressions évolutives. De par ses grandes facilités d’adaptation, il constitue le modèle vertébré « sauvage » le plus répandu en zone urbaine. Son étude permet d’une part de dégager des principes généraux et fondamentaux en écologie urbaine et en évolution en milieu urbain et d'autre part d'étudier les différents parasites qu'il héberge. La variabilité individuelle des pigeons peut être caractérisée facilement par des étudiants (coloration, comportement, immunocompétence, mesure morphométrique) grâce à des protocoles mis au point dans notre laboratoire et l'identification de nombreux parasites est accessible. Toutes ces caractéristiques en font un modèle idéal pour enseigner de manière pratique toutes les approches évolutive, écologique et éco-épidémiologique. De plus, cette espèce est très répandue et ne constitue pas une espèce menacée d’extinction.
Réduction
Nous échantillonnerons 30 pigeons par an (30 par TP sur 5 ans donc 150 au total) que nous maintiendrons en captivité dans les volières. Les promotions d'étudiants sont autour de 20 pour les TPs. Cet effectif nous permettra d'avoir au moins un pigeon par étudiant. En mutualisant les données, il sera également possible de tester des relations entre les variables individuelles et les variables épidémiologiques avec une bonne puissance statistique. En nous basant sur les TPs précédents, les tests de puissance révèlent par exemple qu'un effectif de 30 permet de détecter une corrélation significative entre la couleur mélanique et l'immunocompétence. Ceci correspond donc à un effectif minimum permettant à la fois d'avoir une puissance statistique pour détecter les relations et de faire manipuler l'ensemble des étudiants.
Raffinement
Pendant ces 3 semaines, les pigeons seront hébergés en volière extérieure en grillage galvanisé, divisée en 16 compartiments et couverte en partie par un toit en tôle. Les compartiments sont plus longs que larges, ce qui permet aux individus d’effectuer de brefs vols. Chaque compartiment est enrichi de 6 nichoirs, de 4 perchoirs en bambou, une mangeoire, un abreuvoir d’eau et une baignoire. Tous ces enrichissements permettent de réduire le stress de la captivité. Aucune médication n'est prévue dans le cadre de cette procédure (pas d'acte invasif) mais une surveillance attentive permet de suivre les animaux de manière ciblée. De plus, cette procédure repose sur une équipe technique et pédagogique ayant une expérience sur le pigeon de plus de 15 ans. Lors du déroulement du projet, nous avons également identifié des points limites. En effet, dans le cas où nous détectons un comportement anormal, des signes d'infection, une perte de masse de plus de 30 pourcent, ou une blessure conséquente à la procédure (ces informations sont donc les points limites), les individus seront alors exclus des procédures et isolés en quarantaine. Le vétérinaire sera alors contacté pour soigner ou euthanasier l'individu.
Choix des espèces
Le pigeon biset Columba livia apparaît comme étant un modèle animal idéal pour étudier les mécanismes écologiques et évolutifs en milieu urbain. En effet, c’est un oiseau issu d’élevage domestique relâché par l’homme par le passé qui s’est installé dans les zones urbaines et qui est, a priori, soumis à de fortes pressions évolutives. De par ses grandes facilités d’adaptation, il constitue le modèle vertébré « sauvage » le plus répandu en zone urbaine. La variabilité individuelle des pigeons peut être caractérisée facilement par des étudiants (coloration, comportement, immunocompétence, mesure morphométrique) grâce à des protocoles mis au point dans notre laboratoire et l'identification de nombreux parasite est accessible. Toutes ces caractéristiques en font un modèle idéal pour enseigner de manière pratique toutes les approches évolutive, écologique et éco-épidémiologique. De plus, cette espèce est très répandue et ne constitue pas une espèce menacée d’extinction. Les pigeons échantillonnés seront tous adultes (jeunes adultes entre 4 et 8 mois ou adultes de plus de 8 mois). Les adultes sont, d'une part, moins sensibles au stress de la procédure que les juvéniles et, d'autre part, présentent une variabilité en parasites plus importantes que les juvéniles. Ils sont donc plus adaptés à l'objectif scientifique du TP qui vise à expliquer la variabilité de la prévalence et l'abondance des parasites par différentes variables individuelles.
Clearence du potassium par des astrocytes dans le cerveau de souris normale et épileptique.
- Enseignement supérieur
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
176 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance léger à sévère. Une partie subit un état de mal épileptique provoqué par injection, maintenu trente minutes, que le porteur reconnaît douloureux et impossible à réaliser sous anesthésie, avant que le cerveau ne soit prélevé pour des analyses ex vivo. Les souris qui ne se réalimentent pas ou perdent plus de 15 % de leur poids sont exclues et tuées. Le porteur présente la modélisation informatique comme une piste future tout en concluant que seul l'animal permet aujourd'hui d'étudier l'"organisme entier".
Objectifs
Ce projet de recherche découle d'un projet plus vaste que notre équipe mène depuis cinq ans, visant à comprendre comment les rythmes naturels du corps influent sur le fonctionnement normal et anormal du cerveau. Cette question revêt une importance particulière pour la santé humaine, car toutes les fonctions de notre organisme suivent un rythme quotidien, et ces rythmes sont perturbés en cas de maladies telles que l'épilepsie, la deuxième maladie neurologique la plus répandue après la migraine. Environ 30% des patients épileptiques ne répondent pas aux traitements médicamenteux actuels. Les recherches sur l'épilepsie ont traditionnellement ciblé les neurones, mais notre projet se concentre sur les cellules gliales, en particulier les astrocytes, qui jouent un rôle crucial dans le soutien métabolique du cerveau. Les études ont montré des fluctuations importantes dans les concentrations d'ions essentiels (sodium, potassium, chlorure) chez les sujets épileptiques, en particulier une augmentation du potassium. Notre objectif est de comprendre pourquoi cette régulation est perturbée, si elle est liée au dysfonctionnement des astrocytes, et quels mécanismes astrocytaires de la clairance du potassium sont affectés. Nous cherchons à répondre à ces questions pour développer de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Lors des crises épileptiques, on observe une augmentation temporaire du potassium à l'extérieur des cellules du cerveau, aussi bien chez les patients que dans des modèles animaux (rats, souris) et des préparations du cerveau de rongeurs en laboratoire. Cette élévation de potassium est ainsi un marqueur universel de la crise épileptique. Bien que les mécanismes précis de cette perturbation puissent varier entre différentes espèces, son origine commune semble être les astrocytes, des cellules gliales du cerveau. En étudiant comment les astrocytes éliminent le potassium dans les tranches du cerveau de souris, nous cherchons à comprendre comment cette fonction est normalement assurée dans le cerveau humain et comment elle est altérée lors de l'épilepsie. Actuellement, aucun traitement antiépileptique ne cible spécifiquement les astrocytes. Les résultats de notre projet ouvriront des perspectives pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques. Notre collaboration avec l'équipe des Neurosciences Théoriques est essentielle. Ces chercheurs modélisent l'activité des réseaux neuronaux dans différentes parties du cerveau, tant dans des états normaux que pathologiques. La régulation du potassium extracellulaire est une variable clé dans leurs modèles. Pour que leurs simulations reflètent la réalité, elles doivent s'appuyer sur des données expérimentales. Les expériences que nous prévoyons dans le cadre du projet fourniront ces données, permettant d'améliorer la précision des modèles. Ces modèles améliorés offriront ensuite la possibilité de prédire le comportement du réseau neuronal dans différentes conditions, y compris en réponse à des médicaments, sans recourir à des expérimentations sur des animaux de laboratoire. Ainsi, notre projet contribuera à développer et exploiter une approche informatique (in silico) pour mieux comprendre et traiter l'épilepsie.
Procédures
Les souris seront soumises à plusieurs injections intrapéritonéales : 1 à 3 injections d'une molécule pro-convulsante ou de sérum physiologique dans le cas des souris témoins, et une injection d'une molécule anti-convulsive.
Impact sur les animaux
Le projet s'appuit sur l'utilisation du modèle animal d'épilepsie généralisée qui reproduit les caractéristiques principales de l'épilepsie du lobe temporal (ELT) chez les humains, y compris les crises épileptiques et les problèmes de mémoire. Malheureusement, pour induire cette épilepsie, nous devons provoquer un état convulsif initial chez les souris non affectées, appelé "status epilepticus". Cet état est douloureux, mais nous ne le laissons durer que 30 minutes, puis nous l'arrêtons en administrant un médicament anti-convulsivant. Il n'est pas possible d'anesthésier les animaux pendant cette induction, car le status epilepticus est défini par des mouvements et des comportements spécifiques qui seraient complètement supprimés par une anesthésie. La classification de la gravité de cet état de mal est cruciale, car elle nous permet de déterminer précisément quand il commence, nous donnant ainsi un contrôle sur sa durée. L'induction de l'épilepsie en déclenchant cet état de mal est la seule méthode disponible pour créer un modèle animal de l'épilepsie du lobe temporal.
Devenir
Après le déclenchement du "status epilepticus" les souris deviennent épileptiques et elles seront utilisées pour les expérimentations ex vivo qui cible à étudier la clairance du potassium dans les tranches de cerveaux épileptiques et sains.
Remplacement
Les dernières décennies ont été marquées par d'importants progrès dans le domaine de la modélisation des fonctions cérébrales. Des projets internationaux tels que The Virtual Brain et le Human Brain Project ont considérablement enrichi nos connaissances sur les mécanismes de la mémoire et du traitement de l'information dans le cerveau humain. Les nouvelles procédures informatiques permettent aux médecins neurologues d'extraire davantage d'informations de l'EEG et de l'imagerie cérébrale. Les modèles mathématiques récents peuvent décrire certains aspects du fonctionnement d'une cellule nerveuse ou d'un réseau neuronal. Cependant, aucun outil informatique ne permet de modéliser l'ensemble du répertoire de l'activité cérébrale, qu'elle soit physiologique ou pathologique, car les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents ne sont pas encore connus. La seule voie pour les découvrir passe par l'exploration du modèle animal. Le foyer de la crise épileptique est localisé dans une région du cerveau, mais une fois déclenchée, la crise peut se propager et envahir plusieurs régions, voire l'ensemble du cerveau. Étant donné que le cerveau contrôle toutes les fonctions de l'organisme, son dysfonctionnement peut affecter d'autres organes vitaux tels que le cœur ou l'estomac, qui à leur tour influent sur le fonctionnement du cerveau. Ainsi, l'épilepsie dépasse le cadre d'une pathologie purement neurologique, c'est pourquoi son exploration requiert l'accès à l'organisme entier, une possibilité que aucune autre approche ne nous offre pour l'instant.
Réduction
Un cerveau (une souris) sera utilisé pour la préparation de plusieurs tranches (4-6) qui seront ensuite utilisées simultanément sur deux postes expérimentaux ce qui permettra soit d'obtenir lors de la même session les données de deux types (deux protocoles expérimentaux différents, un par poste), soit de cumuler plus de données d'un type (le même protocole appliqué sur deux postes expérimentaux).
Raffinement
Ce projet présente des approches pertinentes visant à réduire la douleur, la souffrance, le stress et l'inconfort chez les animaux de laboratoire, en particulier les souris. Une procédure d'induction du statut épileptique individualisée a été mise en place. Après la première injection d'une substance épileptogène, ne représentant qu'un tiers de la quantité totale, le comportement de chaque souris est surveillé. La décision d'administrer les injections suivantes est basée sur la réaction individuelle de la souris à la première injection, réduisant ainsi le temps de souffrance et accélérant le rétablissement post-induction. Le suivi quotidien des animaux est également adapté à chaque individu. Les souris qui ne parviennent pas à se nourrir se voient fournir de la nourriture par l'expérimentateur jusqu'à ce qu'elles puissent le faire elles-mêmes. Si une souris n'est pas capable de se nourrir seule dans les deux jours suivant l'induction du statut épileptique, elle est exclue du projet et euthanasiée par inhalation de CO2. Le bien-être des animaux est privilégié en ce qui concerne leurs conditions d'hébergement. Ils sont regroupés par 3 à 5 selon la taille de la cage, avec un accès libre à l'eau et à la nourriture. L'environnement est enrichi de maisonnettes et d'objets divers. Des observations indiquent que les animaux épileptiques présentent des crises moins sévères lorsqu'ils sont hébergés en groupe (DOI: 10.1523/ENEURO.0179-18.2019). Pour minimiser le stress, les animaux sont manipulés et pesés 3-4 fois par semaine avant la procédure d'induction de l'épilepsie et pendant la phase latente. Cependant, une fois devenus épileptiques, toute manipulation non nécessaire est évitée, car elle peut augmenter leur niveau de stress et déclencher des crises épileptiques. Les animaux sont observés quotidiennement, leur état étant évalué à l'aide de la grille d'expression faciale (DOI: 10.1038/nmeth.1455). Une souris présentant des signes de souffrance de niveau 1 ou 2 est pesée. Si son poids a diminué de plus de 15 % par rapport à celui observé pendant la phase latente, elle est exclue du projet et euthanasiée. Si le poids reste constant mais que la souris montre des signes de souffrance de niveau 2 pendant plus de deux jours consécutifs, elle est également exclue du projet et euthanasiée.
Choix des espèces
Le caractère méconnu du fonctionnement cérébral implique que ce projet ne peut pas se passer de l'utilisation d'animaux afin d'en déterminer les mécanismes. Il n’existe pas de méthode alternative à l’expérimentation animale pour réaliser ce travail. Ce projet utilise les souris comme modèle animal, qui, avec le rat, sont l'espèce le plus pertinentes car des nombreuses études montrent que les régions cérébrales impliquées dans l'épilepsie sont conservées entre les rongeurs et l’Homme. Parce que ce modèle reproduit les caractéristiques principales de l’épilepsie, les résultats de notre étude permettront de mieux extrapoler les mécanismes cette pathologie chez l’Homme. Les modèles d'épilepsie chez les souris sont déjà validés par les travaux antérieurs de notre équipe (doi: 10.1126/sciadv.aat5979, doi: 10.1073/pnas.2013972118) Nous utiliserons les animaux adultes, à partir de 5 semaines. Nous allons étudier l'épilepsie de l’adulte, donc il nous faut utiliser les animaux qui ont passé la phase de croissance rapide qui dure, selon la documentation technique de Charles River les cinq premières semaines de vie (www.criver.com/products-services/find-model/fvb-mouse?region=29www.criver.com /products-services/findmodel/fvb-mouse?region=29). Donc nous allons utiliser les souris âgées de plus de 5 semaines.
ECLOTA- 2 : Enseignement à la chirurgie laparoscopique et ouverte transversale sur l’animal
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Cochons : 50
Moutons : 50
50 cochons, 50 moutons et 20 lapins vont être utilisés, opérés sous anesthésie puis tués avant tout réveil. Chaque animal subit une à deux chirurgies de l'abdomen ou du thorax de moins de quatre heures, non pour produire des connaissances mais pour entraîner des internes en chirurgie. Le porteur affirme que les simulateurs et les cadavres "ne peuvent se substituer à l'être vivant" malgré leur qualité. Le projet réutilise aussi des animaux d'autres protocoles déjà destinés à la mort, en prolongeant leur anesthésie de fin de procédure.
Objectifs
Depuis plusieurs années, l’enseignement de la chirurgie aux internes/apprenants est en pleine mutation. Cela s’explique brièvement par la pression médico-légale de plus en plus lourde, la lutte contre la perte de temps au bloc opératoire et le temps effectif de présence des apprenants qui a évolué ces dernières années. Ainsi, nous sommes passés du compagnonnage (longue période d’observation qui dure le temps de l’externat et de l’internat) à la formation par simulation. Cependant les méthodes de simulations synthétiques ou virtuelles ou sur cadavre ne répondent pas entièrement au cahier des charges de l’apprentissage technique des chirurgiens. En effet, bien que ces moyens technologiques soient très performants et de qualité remarquable, ils ne peuvent se substituer a l’être vivant. L’objectif de ce projet est de permettre aux internes/apprenants de s’exercer et de se former sur le modèle de simulation le plus proche de l’humain qu’est le modèle animal, dernière étape avant le passage sur l’humain. L’apprentissage dans un contexte de simulation, approprié et réaliste, augmente le niveau d’acquisition des compétences des internes et réduit le stress et l’anxiété lors de la réalisation de procédures réelles, et notamment en cas de complications lors d’une procédure.
Bénéfices attendus
Ces sessions de formation sur l’animal permettront une amélioration de l’apprentissage des internes en chirurgie ouverte mais également en cœlioscopie (abdominale et thoracique) concernant les gestes de bases et puis secondairement plus complexes sur le vivant. Cet enseignement sur l’animal vivant mime une intervention chirurgicale chez l’être humain, avec les mêmes conditions. Ainsi, ces formations seront formatrices sur l’aptitude des internes à éviter les situations critiques per opératoires comme une plaie vasculaire ou digestive, voire sur le décès per-procédure. Cette formation aux gestes de bases de chirurgie générale en laparotomie et en cœlioscopie apportera aux internes de chirurgie les connaissances pratiques et théoriques pour gérer en sécurité des situations auxquelles ils seront exposés en tant que praticien. Cela permettra à l’apprenant de prévenir ou gérer les situations d’urgence secondaires a une erreur de dissection et in fine à gérer en sécurité les complications peropératoires. Les enseignants seront présents pour parfaire les gestes des apprenants, discuter et faire un « debriefing » à chaque fin de séance. Ces sessions viendront compléter les formations reçues au préalable par l’apprenant et ce dernier pourra mettre en pratique toutes ses connaissances acquises au cours de son internat via le compagnonnage, formations théoriques et de simulation.
Procédures
Les animaux seront soumis à une à deux procédures chirurgicales complémentaires, sous anesthésie générale avant euthanasie, d'une durée inférieure à 4 heures (validation des procédures possibles en cellule chargée du bien être animal).
Impact sur les animaux
L'ensemble des procédures seront sans réveil et sur animaux anesthésiés. Les animaux, déjà sous anesthésies générales, auront des procédures chirurgicales complémentaires augmentant la durée de la période d'anesthésie. Afin d'éviter toute douleur, des morphiniques pourront être utilisés. Les procédures seront interrompues et l'euthanasie effectuée en cas de mauvaise tolérance anesthésique ou hémodynamique.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de la formation ('ils devaient l'être dans le cadre du projet intial).
Remplacement
La formation de médecins en chirurgie viscérale comprend majoritairement le travail sur cadavre humain. De nouvelles techniques de simulation apparaissent permettant la perfusion et la ventilation améliorant le réalisme de ces modèles, tout en restant peu accessibles. Ces techniques permettent de se former sans utilisation d’animaux. Cependant leur manque de réalisme aujourd’hui oblige à se tourner vers l’utilisation de modèles animaux pour la réalisation de plusieurs gestes chirurgicaux transversaux
Réduction
Suite aux remarques du comité d'éthique, les animaux utilisés dans le cadre d'autres projets réalisés sur la plateforme pourront être utilisés dans le cadre de ce projet de formation, en prolongeant l'anesthésie générale de fin de procédure, juste avant euthanasie. Dans le cadre de la stratégie de réduction du nombre d'animaux utilisés, nous avons adopté les mesures suivantes: 1) utilisation d'animaux devant être euthanasiés dans le cadre d'aurtes projets expérimentaux 2) réalisation de plusieurs procédures chirurgicales sur le même animal et 3) formation de plusieurs internes sur le même animal.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans une structure agréée pour l’expérimentation animale, dans des conditions maîtrisées (température, ventilation, éclairage). Ils sont suivis quotidiennement. Leur environnement est enrichi par la présence de ballons et d’autres objets permettant de maintenir des comportements normaux (mâchonnement, fouissage). Au cours des procédures, les animaux sont anesthésiés et l’anesthésie est suivie et ajustée par un personnel qualifié. En cas de signes de souffrance, une analgésie supplémentaire pourra être mise en place. Si une souffrance venait à survenir sans qu’il soit possible de la soulager ou si une procédure venait à présenter des complications trop importantes pour être gérées, l’animal sera mis à mort pour éviter toute douleur inutile.
Choix des espèces
Le porc, la brebis et le lapin permettent tous trois une formation utilisant le même matériel que chez l'humain. Le porc est le modèle de référence en chirurgie expérimentale de par sa proximité de l’humain en termes d’anatomie. Les brebis sont le modèle de référence notamment pour les procédures gynécologiques. Les lapins sont utilisés pour les travaux vasculaires notamment. Le modèle ayant l’anatomie la plus proche de l’humain en laparotomie et en thoracotomie est le porc de 20 à 35 kg Les lapins d'un poids supérieur à 3.5 kg sont utilisés (utilisation du matériel clinique + taille des vaisseaux) Des brebis adultes sont utilisées (du fait des procédures gynécologiques en particulier).
Travaux pratiques de formation aux gestes techniques de base chez la souris et le rat dans le cadre de la formation règlementaire à l’expérimentation animale
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 360
360 souris et 360 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque animal subit une injection sous-cutanée sur animal vigile, puis des prélèvements de sang sous anesthésie générale sans réveil, avant mise à mort, pour entraîner des stagiaires aux gestes de base de l'expérimentation animale. Le porteur indique que les gestes sont pratiqués par des novices sous supervision, après entraînement sur animaux factices. Il justifie ces travaux pratiques par l'obligation réglementaire de formation "indispensable" à la certification des stagiaires.
Objectifs
Les réglementations française et européenne imposent l’obligation légale de formation de tout applicateur de procédures sur animaux vivants utilisés à des fins scientifiques. L’objectif général de ce projet est de répondre à la nécessité de formation en campus universitaire et de recherche. Cette formation concerne : (i) les étudiants en formation initiale notamment pour leur stage en laboratoire (première et deuxième années de master dans le domaine biomédical) ; (ii) les personnels universitaires et des établissements publics de recherche, en formation continue. Plus précisément, les procédures prévues dans le projet visent à répondre à la demande des autorités nationales de certification de la formation d’inclure dans la partie pratique de la formation la réalisation par les stagiaires de protocoles de base (injections, anesthésie, mise à mort) sur animal vivant.
Bénéfices attendus
À l’issue de leur formation validée, les stagiaires obtiendront une attestation de formation à l’expérimentation animale niveau applicateur, indispensable à leur formation de master et/ou leur projet professionnel. Ils auront eu une expérience concrète de la manipulation et de la contention des Rongeurs (souris et rats) ainsi que de gestes de bases à pratiquer sur animaux vigiles ou anesthésiés, dans le respect des normes éthiques et réglementaires de l'expérimentation animale.
Procédures
Chaque animal sera soumis à 2 interventions, l’une sur animal vigile, l’autre sur animal anesthésié sans réveil. La première intervention, sur animal vigile, est limitée à l’injection sous-cutanée (20 secondes), donc à une douleur légère, et à la manipulation, la contention et l’observation de l’animal associées à l’injection, d’une durée totale de 20 minutes. La seconde intervention consiste en la réalisation des prélèvements sanguins pratiqués sous anesthésie générale profonde, d’une durée maximale de 20 minutes, suivie de la mise à mort sans réveil, donc sans effet douloureux.
Impact sur les animaux
La manipulation par des novices peut être une source additionnelle de stress ou de douleur légère pour les animaux. Cet effet possible est limité par un entrainement préalable des stagiaires sur animaux factices (rat et souris) et par une démonstration faite par un enseignant immédiatement avant la réalisation des gestes sur animal vivant par les stagiaires. De plus, chaque geste pratiqué par un stagiaire est effectué sous la surveillance directe et continue d’un encadrant. Les autres interventions sur les animaux sont menées intégralement sous anesthésie générale sans réveil avant la mise à mort terminale, également sous surveillance d’un encadrant. L’absence de douleur est assurée par le monitorage de la profondeur de l’anesthésie.
Devenir
A l’issue de chaque procédure les animaux sont mis à mort. La formation approuvée par les autorités nationales de certification de la formation à l’expérimentation animale inclut, durant la session pratique, l’apprentissage des méthodes de mise à mort et la vérification d’absence de signes vitaux, sachant que ces gestes feront sûrement partie des missions de nos stagiaires dans leur futur laboratoire/animalerie
Remplacement
La formation à l'expérimentation animale sur rongeurs et lagomorphes, approuvée par les autorités nationales de certification de la formation à l’expérimentation animale, prévoit 7,5h d’enseignements pratiques, conformément à la réglementation. Sur ces 7,5 h, seules 4 h concernent la manipulation d’animaux vivants. Les stagiaires sont préparés aux séances avec des animaux vivants grâce à des mises en situation sans animaux et des séances sur animaux factices. Il reste néanmoins nécessaire, en fin de formation, de placer les stagiaires en situation réelle et de les former à l’abord de l’animal vivant. Il s'agit d'une exigence ministérielle pour agréer la formation. Cela permet ainsi de garantir la qualité des gestes qui seront appliqués ultérieurement par les stagiaires dans le cadre de leurs activités scientifiques impliquant des animaux. La manipulation d’un rat et d’une souris étant différente, il est nécessaire de former les stagiaires aux particularités de chacune de ces deux espèces.
Réduction
Nous réduisons le nombre d’animaux par séances de travaux pratiques à 1 animal pour 3 stagiaires en veillant à limiter les contraintes et le stress sur les animaux et donc limiter l’atteinte à leur bien-être. Nous réduisons aussi le nombre d’animaux en nous procurant dans la mesure du possible des animaux de réforme (non utilisables pour de la recherche) auprès des fournisseurs.
Raffinement
En amont des procédures proprement dites, le bien-être des animaux et l’absence de stress ou douleur sont assurés lors de l’accueil et de l’hébergement des animaux par : – un hébergement en groupes sociaux stables dans un environnement calme avec un enrichissement adapté à l’espèce. – une période d’acclimatation de 6-8 jours dans la zone de stabulation avant les TP. – une durée des TP limitée à 2h. Durant la procédure proprement dite, la limitation de la douleur, de la souffrance et du mal-être est assurée par : – un entrainement préalable des stagiaires sur animaux factices. – un taux d’encadrement des stagiaires important (1 formateur pour 5 stagiaires et 2 animaux) : chaque manipulation par un stagiaire est supervisée par une personne compétente. – une démonstration par l’encadrant compétent avant toute manipulation par le stagiaire. – des consignes de calme systématique (niveau sonore faible) garantissant un déroulement optimal du TP et de l’anesthésie des animaux. – un seul acte réalisé sur animal vigile : injection sous-cutanée de liquide physiologique au niveau de la nuque (peu douloureux et sans conséquence délétère). – la réalisation des autres actes sous anesthésie analgésique générale sans réveil avec monitorage consciencieux. – le maintien de la température corporelle des animaux à 37°C (valeur physiologique) durant l’anesthésie grâce à un coussin chauffant adapté. – des volumes injectés faibles avec un matériel adapté (taille des aiguilles). – un volume de sang prélevé faible (
Choix des espèces
En France, la souris et le rat sont les animaux les plus fréquemment utilisés à des fins scientifiques (respectivement près de 61 % et 8,7 % des utilisations) (Direction générale de la recherche et de l’innovation - Statistiques nationales, 2021), c’est pourquoi la formation pratique s’appuie sur ces deux espèces. Les stagiaires travailleront sur des animaux adultes (stade le plus couramment utilisé, posologie adaptée, prélèvement de sang plus "facile")