Formation professionnelle
Enseignements expérimentaux de l’imagerie ultrasonore du cœur ou du cerveau chez le rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système nerveux
Rats : 320
Des chirurgies de quarante-cinq minutes à quatre heures, puis des séances d'imagerie sur animal éveillé pouvant atteindre deux heures par jour pendant une à deux semaines : 865 souris et rats vont être utilisés dans des travaux pratiques, 415 opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, 450 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'objectif déclaré est pédagogique, enseigner l'imagerie ultrasonore du cœur et du cerveau du rongeur. Le porteur annonce une formation menée "dans le strict respect du bien-être animal" et revendique une contribution à la réduction du nombre d'animaux non-humains utilisés plus tard, tout en indiquant que l'effectif tient compte du développement de prototypes avec des partenaires industriels. Tous les animaux sont tués à la fin de la formation, y compris ceux qui se sont réveillés, que le porteur choisit de ne pas réutiliser pour éviter "toute souffrance résiduelle".
Objectifs
Le projet, à visée pédagogique, a pour objectif d’enseigner aux méthodes d’imagerie ultrasonore appliquées à l’étude du cœur et du cerveau chez le rongeur, dans le cadre de travaux pratiques réalisés dans le strict respect du bien-être animal. La formation portera sur l’anesthésie et l’analgésie adaptées, l’application de techniques chirurgicales avec suivi post-opératoire, la surveillance physiologique, l’habituation progressive des animaux avant les séances d’imagerie, les manipulations douces, la détection précoce de la détresse animale, ainsi que l’enrichissement du milieu de vie. Elle permettra de diffuser des pratiques respectueuses du bien-être animal, d’améliorer la qualité et la reproductibilité des données, et de réduire le nombre d’animaux utilisés dans les recherches futures.
Bénéfices attendus
Diffusion de bonnes pratiques en imagerie ultrasonore et méthodes fiables et reproductibles. Contribution à des avancées dans l’étude du cœur et du cerveau, avec un impact potentiel en cardiologie, neurosciences et oncologie. Raffinement des pratiques expérimentales, réduction de la douleur et du stress, et promotion durable de la culture du bien-être animal.
Procédures
Une imagerie cérébrale (825 animaux) ou cardiaque (40 animaux) sera réalisée sous anesthésie pour une durée d’environ 90 minutes, ou en état vigile (300 animaux) pour des sessions pouvant aller jusqu’à 2 heures par jour, sur une période d’une semaine à deux semaines maximums. Certaines procédures nécessiteront des interventions chirurgicales réalisées sous anesthésie, d’une durée comprise entre 45 minutes et 4 heures. Sept jours après la chirurgie, les animaux débuteront des séances d’habituation à l’imagerie en état d’éveil, dont la durée sera progressivement augmentée, par paliers de 15 minutes, jusqu’à atteindre 2 heures.
Impact sur les animaux
Stress transitoire lié à la manipulation, à la contention et aux injections anesthésiques. Altérations physiologiques possibles lors d’anesthésies prolongées (modifications des constantes vitales), surveillées en continu. Douleur légère ou inconfort lors de la fixation dans le cadre stéréotaxique. Gêne locomotrice transitoire post-opératoire (< 24 h). Risque de douleur post-opératoire légère à modérée malgré le protocole d’analgésie suite aux interventions chirurgicales. Infection possible de la plaie malgré les mesures aseptiques et l’administration d’antibiotiques préventifs. Stress modéré associé aux séances d’habituation avant imagerie.
Devenir
À l’issue de chaque procédure, les animaux seront euthanasiés. Certains protocoles incluant un réveil, les animaux ne seront pas réutilisés afin de prévenir toute souffrance résiduelle. L’euthanasie interviendra à la fin de la formation.
Remplacement
Pour apprendre et optimiser certaines techniques, la formation est d’abord réalisée sur des animaux décédés issus d’autres projets, avant d’être appliquée sur des animaux vivants. Les approches alternatives (modélisations numériques, fantômes d’imagerie, enregistrements préexistants) sont utilisées dès que possible pour limiter le recours aux animaux. Toutefois, elles ne permettent pas de reproduire la complexité physiologiques et fonctionnelles du cœur et du cerveau. Pour atteindre les objectifs pédagogiques du projet, l’étude de ces mécanismes intégrés nécessite l’utilisation d’animaux vivants.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans le projet est réduit au strict minimum nécessaire pour atteindre les objectifs de formation. Il est défini de manière rigoureuse, en tenant compte des projets précédents et de l’évolution des besoins expérimentaux, notamment pour le développement de prototypes en collaboration avec des partenaires industriels.
Raffinement
Les animaux seront hébergés en petits groupes sociaux, dans un environnement enrichi, avec une observation quotidienne de l’état de santé et un suivi spécifique de la douleur. Une habituation progressive aux manipulations et des séances dédiées permettra la réalisation des imageries en état d’éveil dans des conditions réduisant le stress. Toutes les chirurgies seront effectuées sous anesthésie générale avec analgésie appropriée, associées à des soins post-opératoires incluant protection oculaire et prévention des infections. Les dispositifs implantés ont été allégés et optimisés afin de limiter la gêne et d’améliorer le bien-être des animaux sur le long terme. Des points limites ont été mis en place et seront appliqués dès qu'ils seront observés.
Choix des espèces
Le rongeur est un modèle de référence en neurosciences et en imagerie cardiaque. Les projets du laboratoire utilisent principalement des souris et des rats adultes (6–9 semaines), âge auquel le cœur et le cerveau sont pleinement développés, ce qui permet d’obtenir une imagerie plus robuste et reproductible. Afin d’assurer la pertinence scientifique et pédagogique de la formation, celle-ci doit être réalisée sur les deux espèces et au même stade de développement que celui utilisé dans les projets expérimentaux.
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU2/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
812 rongeurs, 592 souris et 220 rats, vont être utilisés dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance léger, les adultes tués à la fin de chaque mise au point et 212 animaux réutilisés. Des femelles gestantes subissent jusqu'à dix anesthésies gazeuses quotidiennes de trente minutes sur les vingt et un jours de gestation, et leurs nouveau-nés sont séparés d'elles jusqu'à quinze minutes pour être échographiés, au risque d'un rejet ou d'une agression au retour dans la cage. Le porteur présente l'échographie comme un raffinement qui remplacerait des dissections chez d'autres équipes, tout en visant un "catalogue de prestations techniques" et la formation d'utilisateurs. L'effectif, lui, n'est adossé à aucun calcul de puissance et correspond au "nombre moyen nécessaire et suffisant" pour évaluer la reproductibilité des mesures.
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Formation des vétérinaires à la chirurgie
- Formation professionnelle
400 cochons juvéniles de 20 à 50 kilos vont être opérés sous anesthésie générale et tués avant tout réveil, sans qu'aucune connaissance en sorte. Chaque animal supporte jusqu'à huit heures d'intervention sous les mains de deux à trois chirurgiens successifs, sur des gestes d'ovario-hystérectomie, d'anastomose intestinale ou de cœlioscopie, après seize heures de jeûne la veille. Les risques décrits vont de l'hyperthermie maligne liée aux anesthésiques à l'hémorragie sévère non traitable et à la défaillance cardiorespiratoire. Ces formations sont vendues à des vétérinaires en exercice par un "leader mondial des technologies, solutions et matériels médicaux", et le porteur affirme qu'après plusieurs interventions les animaux ne peuvent pas être gardés en vie "de manière éthique".
Objectifs
Ce projet vise à former les vétérinaires aux techniques chirurgicales avancées en mettant l’accent sur la chirurgie mini-invasive, digestive, urologique et thoracique. Les formations encadrées par des experts, permettent aux praticiens d’acquérir et de maîtriser des gestes opératoires essentiels, afin qu’ils puissent les reproduire en toute sécurité dans leur pratique quotidienne. Ces formations sont proposées par un leader mondial des technologies, solutions et matériels médicaux, qui accompagne les professionnels de la santé en proposant des formations adaptées à leurs besoins spécifiques qui intègrent une variété d'apprentissages, dont certains destinés aux vétérinaires. Les vétérinaires intéressés sont majoritairement ceux exerçant sur les carnivores domestiques et en médecine équine. L’approche pédagogique repose sur une progression graduelle, avec 60% du temps consacré à des modèles alternatifs (simulateurs, tissus non vivants) avant d’appliquer les techniques sur des modèles in vivo lorsque cela est nécessaire. Chaque formation est conçue pour optimiser l’apprentissage des vétérinaires tout en garantissant le respect des principes éthiques et scientifiques en expérimentation animale. Pour opérer les animaux, les vétérinaires utilisent les mêmes instruments que ceux utilisés en chirurgie humaine, et qui sont donc proposés pendant le cours.
Bénéfices attendus
Ce projet de formation vétérinaire apporte des bénéfices significatifs à court et à long terme, tant pour les vétérinaires que pour les animaux opérés en pratique vétérinaire libérale. Pendant la durée du projet, il permet une amélioration immédiate des compétences chirurgicales des praticiens grâce à une approche pédagogique combinant théorie, entraînement sur modèles alternatifs et interventions sur modèles vivants sous anesthésie. De plus la formation permet une meilleure gestion des complications peropératoires et améliore la qualité de soins vétérinaires, réduisant ainsi les risques de complications et de mortalité post-opératoire. A long terme, l’impact sera durable puisque les vétérinaires formés appliqueront ces techniques dans leur pratique quotidienne, diffusant ces nouvelles compétences auprès de leurs confrères et contribuant à une standardisation des pratiques chirurgicales. Ce projet favorise également l’innovation scientifique en permettant l’optimisation et l’adoption de techniques chirurgicales avancées adaptées à la médecine vétérinaire. Enfin, en promouvant une approche plus éthique de la formation et en intégrant largement l’usage de modèles alternatifs, il participe activement à la réduction de l’utilisation des animaux dans les apprentissages tout en garantissant un haut niveau d’expertise pour les vétérinaires.
Procédures
La plupart des actes se dérouleront sous anesthésie générale. Ainsi, les cochons vont recevoir un sédatif (durée dinjectin d'une minute environ). Ensuite, pour l’intervention sous anesthésie générale, sous sédation, un cathéter sera posé, l’animal étant profondément sédaté, il n’y a que peu de réaction à cet acte qui dure environ une minute. La suite de l’intervention se déroule sous anesthésie générale maintenue par un respirateur permettant de nous assurer de l’absence de toute réaction ou souffrance pendant la durée de l'intervention pouvant aller jusqu'à 8h maximum. Ponctuellement, des prélèvements de sang à but éducatif ou de recherche pourront être réalisés sous anesthésie générale dans la limite des valeurs physiologiques recommandées.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pour les animaux sont liés aux actes suivants : - Anesthésie : injection d'un sédatif (douleur transitoire au site d'injection), pose de cathéter (douleur locale au site d'insertion du cathéter, risque d'hématome), risque d’hyperthermie maligne liée aux anesthésiques, risque de défaillance cardiorespiratoire - Chirurgie : inflammation au site chirurgical, risque d’hémorragie sévère non traitable chirurgicalement. - mise à jeun la veille de l'anesthésie de 16h pourvant entrainer des sensations de faim.
Devenir
L’ensemble des animaux sera mis à mort en fin de formation car les chirurgiens auront été formés à plusieurs interventions chirurgicales ne permettant pas de garder en vie des animaux de manière éthique
Remplacement
L'utilisation d'animaux est indispensable car l'utilisation de pièces anatomiques d'origine animale ou de vidéos ne permettent pas d’offrir un degré de formation suffisamment poussé : la plupart des vétérinaires effectuant les cours de bases vont dès leur sortie de formation reproduire ces enseignements seuls dans leur clinique : ils ont donc besoin de pouvoir pratiquer une chirurgie en condition réelle. Cependant, d'autres modèles sont tout de même intégrés dans ces formations. En effet, 60% du temps est consacré à l’utilisation de modèles alternatifs, intégrant le remplacement par des tissus non vivants tels que des mannequins, des simulateurs et des prélèvements d’abattoir. Cette approche vise à réduire autant que possible le recours aux animaux vivants. Cependant, certaines parties pratiques ne disposent pas encore de méthodes de substitution capables de reproduire avec précision les réactions physiologiques des animaux opérés (respiration, paramètres cardio-vasculaires, réanimation, etc.) ou la manipulation des tissus vivants (perfusion, ischémie, hémorragie…).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ces formations a été réduit à son minimum sans compromettre les objectifs de formation. Un même animal est utilisé pour réaliser plusieurs procédures et former plusieurs vétérinaires (2 à 3 chirurgiens par animal selon les formations). Cela permet à chacun de pouvoir s’exercer à l’ensemble des techniques chirurgicales enseignées, tout en utilisant le moins d’animaux possible.
Raffinement
Avant l’expérimentation, les porcs sont maintenus en groupe social pendant une période d’acclimatation d’environ une semaine en environnement contrôlé. L’enrichissement apporté pour favoriser leurs comportements naturels comprend une stabulation en groupe social, la mise à disposition de jouets à mâchouiller, à manipuler (balles, jouets, chainettes...), l’accès à des zones de repos distinctes des zones de défécation. L’environnement sonore en animalerie est aussi apaisé par la diffusion de musique. Pendant la période d'acclimatation, les porcs font également l'objet d'une habituation au contact humain au travers des interactions avec les zootechniciens au quotidien. Toute altération de leur état général sera reportée au vétérinaire qui mettra en œuvre des traitements adaptés. Pour la procédure chirurgicale, ils sont prémédiqués à l’aide de sédatifs avant d’être transférés au bloc opératoire. Un cathéter est posé pour l’induction de l’anesthésie générale. Ils sont intubés et placés sous anesthésie gazeuse avec assistance respiratoire. Une analgésie adaptée est également mise en place. Des points limites éthiques sont prévus, les animaux seront mis à mort en cas de perte sanguine importante faisant suite à une hémorragie sévère non traitable chirurgicalement ou en cas de défaillance cardio-respiratoire majeure. La Structure de bien-être animal et le vétérinaire désigné accompagnent le responsable de la mise en œuvre du projet et proposeront la mise en place de mesures correctives en cas d’atteinte au bien-être animal. A l’issue de la chirurgie, les animaux sont mis à mort sous anesthésie générale profonde.
Choix des espèces
L’anatomie du modèle porcin convient parfaitement aux formations chirurgicales pour les petits animaux, car il s’agit essentiellement de travailler les procédures d’ovario-hystérectomies, les procédures digestives (anastomoses intestinales, gastropexies etc..). Pour ce qui est de la chirurgie équine, nous nous limitons aux bases de la chirurgie coelioscopique (insertion des trocarts, utilisation et maniement des instruments, procédures de base telles que l’ovario-hystérectomie, et par conséquent, selon l’avis des spécialistes du domaine, le modèle porcin convient très bien également. Enfin, la taille du cochon est adaptée aux instruments de chirurgie conçus pour l’homme et également utilisés par les vétérinaires. En effet, les instruments (dont matériel pédiatrique) utilisés par les vétérinaires sont les même que ceux utilisées en santé humaine. Seront utilisés des porcs charcutiers, juvéniles entre 20 et 50 Kg (2-4 mois). La taille des organes des porcs à ce stade de croissance permet de simuler certaines chirurgies sur auxquelles les vétérinaires sont confrontés dans leur pratique courante, ce modèle offre les repères anatomiques recherchés par le praticien et permet d’utiliser les équipements et matériels chirurgicaux disponibles sur le marché. Il s’agit surtout d’acquérir des techniques chirurgicales pouvant être ensuite adaptées à un modèle plus petit (chien ou petit chat) ou plus grand (chevaux). Pour des raisons pédagogiques et logistiques et de bien-être animal, il n’y a pas lieu d’utiliser des porcs plus âgés qui peuvent peser jusqu’à 120kg.
Formation aux gestes techniques spécifiques
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Aucune connaissance ne sort de ce projet : 600 souris sont utilisées pour entraîner du personnel aux gestes d'injection, de prélèvement sanguin et d'administration par voie orale, nasale ou trachéale. 450 d'entre elles subissent des procédures d'un niveau de souffrance léger et 150 un niveau modéré, chacune tuée dès le geste appris. Les prélèvements peuvent provoquer des hématomes, les injections une douleur locale que l'animal signale en se léchant ou en se mordant, et le porteur précise que les actes se font sous anesthésie générale sans analgésie prévue. Il affirme que les rongeurs en plastique existants ne suffisent pas, puisqu'il faut un animal vivant pour un prélèvement rétro-orbital et une souris qui respire pour qu'une instillation intra-nasale soit efficace.
Objectifs
L’objectif du projet est de former les personnes aux gestes techniques des différents types d’injections, de prélèvements et d’administration de substances par différentes voies afin d’assurer le bon déroulement des protocoles expérimentaux en termes scientifique et de bien-être animal. Il s’agit d’un renouvellement de projet. La formation sera dispensée par des personnels 'tuteurs' de l’unité bien formés à ces gestes et sensibilisés au bien-être animal.
Bénéfices attendus
La maîtrise des gestes est un prérequis pour le succès des futures procédures d’expérimentation animale du laboratoire, destinées à faire progresser les connaissances pour identifier des pistes thérapeutiques en santé humaine à moyen terme. La formation permettra aussi de faire en sorte que la manipulation des animaux soit effectuée selon les bonnes pratiques en termes de bien-être animal. Il s’agit du renouvellement d’un projet. Les bénéfices obtenus du précédent projet comprennent la formation de 3 nouveaux personnels sur contrat, 1 doctorant et de 2 personnels permanents.
Procédures
Il est prévu un prélèvement de sang (maximum 5 minutes/souris) ou une administration (maximum 5 minutes/souris) sur animaux anesthésiés ou vigiles selon le cas et les bonnes pratiques vétérinaires.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables attendus concernent principalement les prélèvements sanguins pouvant générer des hématomes. Les injections peuvent occasionner une douleur localisée au point d’injection qui pourra être détectée si l'animal a tendance à se lécher ou se mordre au niveau de la zone douloureuse. Les administrations, intra-nasale ou intratrachéales, réalisées sous anesthésie, et le gavage ne devraient causer qu’une gêne passagère. Si l’animal est en souffrance au cours de la procédure, il sera mis à mort. Il s’agit d’un projet renouvelé, sans nuisances relevées lors du précédent projet, la majorité des actes étant réalisés sous anesthésie et de gravité légère.
Devenir
Dans cette DAP ‘Formation aux gestes techniques spécifiques’ nous limitons le nombre de geste par animal, l’animal est donc mis à mort une fois la formation au geste réalisée.
Remplacement
Ce projet est à visée de formation du personnel aux bons gestes techniques expérimentaux sur la souris afin de réaliser les protocoles de recherche avec compétence. Même si des rongeurs en plastique ont été développés pour permettre certains aspects de la formation à l’expérimentation animale, leur utilisation est limitée pour apprendre la maîtrise des gestes techniques de prélèvements sanguins, d’injections ou d’administration par voie orale, intra-nasale ou intra-trachéale. En effet, l’utilisation de rongeurs en plastique n’est pas possible puisqu’il est nécessaire d’avoir un animal vivant pour réaliser un prélèvement sanguin rétro-orbital ou sub-mandibulaire, il faut que la souris respire pour que l’instillation intra-nasale soit efficace, et il faut ouvrir la bouche de la souris pour effectuer l’administration par gavage ou intra-trachéale. De plus il n’est pas possible de vérifier que le volume injecté est allé directement dans les poumons par coloration avec le bleu Evans sur un rongeur en plastique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire pour acquérir la maîtrise du geste. Ainsi il est estimé qu’une répétition, soit 2 fois 5 animaux par groupe, sera nécessaire. Les animaux utilisés seront issus de l’élevage ne pouvant pas être utilisés pour les projets de recherche.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement afin de respecter leur bien-être et suivis avant et pendant l’expérimentation afin d’éviter au maximum la douleur et le stress au moment de l’expérimentation. Les dommages attendus pour l’animal sont limités, les gestes se faisant sous anesthésie générale, sans analgésie prévue, et les animaux étant mis à mort juste après le geste technique ou dès l’atteinte des points limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
La souris permettra l’apprentissage des gestes techniques - Les souris (consanguines ou génétiquement modifiées) âgées de 2 à 10 mois seront utilisées dans ces études. - L’établissement utilisateur où se situe notre laboratoire, utilise principalement des souris, ce qui nous donne de nombreux avantages en termes d’élevage, d’animaleries, d’expertise en techniques d’expérimentation animale ainsi que le suivi microbiologique et vétérinaire des animaux. - La souris est l’animal de laboratoire le plus couramment utilisé par la communauté scientifique internationale et pour les études précliniques, selon les références bibliographiques. La méthodologie envisagée est d’une mise en place relativement aisée sur ce type d’animal et nous avons acquis une pratique expérimentale sur cette espèce. Les animaux sont utilisés à l’âge adulte (entre 2 mois et 10 mois) qui correspond à l’âge des animaux étudiés dans les protocoles de recherche.
Entrainement et mise au point de procédures expérimentales d’échographie (EU1/2)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système cardiaque
Rats : 220
592 souris et 220 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, 212 d'entre eux réutilisés ensuite, les autres tués. Les anesthésies gazeuses se répètent jusqu'à trois fois à un jour d'intervalle, durent jusqu'à une heure quand un cathéter veineux est posé, et atteignent dix séances quotidiennes de trente minutes chez les femelles gestantes suivies pendant les vingt et un jours de gestation. Les nouveau-nés sont séparés de leur mère jusqu'à quinze minutes, ce qui peut provoquer son rejet ou son agressivité à la réintroduction dans la cage. Le porteur annonce un "catalogue de prestations techniques" destiné à former d'autres équipes, et conclut que malgré des fantômes d'agarose utilisables pour les mises au point préliminaires, le recours aux animaux reste "indispensable".
Objectifs
L’objectif de notre projet vise à prendre en charge la mise au point expérimentale de l’exploration de différents organes et phénomènes biologiques, physiologiques ou pathologiques, par échographie sur le rongeur. Une large partie de cette mise au point sera consacrée à l’exploration cardiaque où la reproductibilité des mesures est primordiale pour étudier les dysfonctions ou le vieillissement cardiaque. L’échographie sera également mise en œuvre pour la détection et le suivi du cancer (foie, pancréas, colon, sein, etc..), l’exploration du muscle (orientation, longueur de fibres, volume), l’étude de la perfusion cérébrale ou encore suivi du développement embryonnaire et du nouveau-né. Nous souhaitons également mettre au point des interventions guidées par échographie (administration et/ou prélèvement de substances dans des organes profonds) susceptibles de remplacer certaines interventions chirurgicales. La mise au point pourra aussi porter sur l’utilisation d’agents de contraste pour l’échographie (microbulles) pour mieux visualiser certaines structures ou étudier la perfusion sanguine dans de nombreuses situations. L’un des systèmes dont nous disposons permet de mesurer des différences de dureté tissulaire à l’intérieur d’un même organe et ainsi mettre en évidence de façon ultra précoce l’apparition de certaines lésions. Si cette application a été bien prise en main par les spécialistes du cancer du pancréas utilisant quotidiennement l’échographie dans le cadre de leurs recherches, nous devons la déployer sur d’autres thématiques pour la rendre accessible à des équipes non spécialistes en échographie. Notre ambition est de mettre en place un catalogue de prestations techniques aussi complet que possible et évolutif pour, in fine, pouvoir former les utilisateurs ou prendre en charge leur projet en tant qu’experts. Nous nous attacherons également à diffuser les méthodologies validées pour en faire un référentiel pour la recherche préclinique. Le projet sera mené sur deux établissements utilisateurs.
Bénéfices attendus
Cette mise au point de procédures expérimentales robustes et reproductibles d’imagerie non invasive par échographie ou échocardiographie à destination de la communauté scientifique vise à faciliter l’accès au plus grand nombre à une modalité d’imagerie non invasive, peu stressante, ne nécessitant pas d’intervention lourde sur l’animal et permettant leur suivi longitudinal. Nous espérons que cette expertise apportée aux chercheurs permettra d’augmenter le recours à l’échographie en remplacement de méthodes invasives ou terminales (dissections). Ceci aura donc un impact positif sur deux critères de la règle de 3R : 1. Réduction : Suivi d’une même cohorte au cours du temps, détection plus précise (chaque animal étant son propre contrôle) afin de réduire la taille des lots d’animaux 2. Raffinement : Modalité atraumatique, générant un stress limité puisque l’animal est sous anesthésie, détection plus précoce des pathologies pour réduire la dégradation du bien être dans le cadre de modèle chronique. Raffinement de certaines procédures précédemment réalisées par chirurgie (injection de cellules tumorales dans des organes profonds comme le pancréas).
Procédures
Pour la mise au point d’exploration échographie non invasive, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse de 20 minutes maximum et cette anesthésie pourra être répétée 3 fois à 24h d’intervalle minimum. Pour la mise au point de procédures d’échographie avec injection d’agents de contraste, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum avec pose de cathéter veineux (5 minutes) avant début des acquisitions échographiques. Pour la mise au point d’interventions sous contrôle échographique, les souris subiront une anesthésie générale gazeuse qui pourra durer 1 heure maximum et, durant cette anesthésie, des injections ou des prélèvements seront réalisés (30 minutes). Pour l’optimisation du suivi du développement embryonnaire par échographie, les souris femelles non anesthésiées subiront deux injections d'hormones. Après fécondation, elles subiront une anesthésie générale gazeuse quotidienne de 30 minutes maximum, soit 10 anesthésies maximum sur les 21 jours de gestation. Toutes ces interventions pourront être réalisées alternativement ou successivement (à minimum 24h d'intervalle) dans les établissements utilisateurs (EU) 1 et 2. Les femelles gestantes pourront être transférées d'une EU à l'autre, par voie routière, sauf durant le dernier tiers de la gestation (à partir de 14 jours). Une échographie pourra être réalisée sans anesthésie sur les nouveaux nés (souris et rats) durant leurs premières heures de vie (moins de 48h) mais les nouveaux nés ne seront pas séparés de leur mère plus de 15 minutes. Le suivi pourra se poursuivre jusqu’au sevrage à raison d’une échographie par semaine maximum (soit 2 à 3 échographies par animal de 48 h à 21 jours de vie). Les explorations pourront se faire dans l'EU1 ou l'EU 2 mais aucun transfert ne sera autorisé avant sevrage.
Impact sur les animaux
L’exploration échographique du rongeur dans le cadre de mises au point techniques nécessite une anesthésie générale d’une durée relativement longue (20 minutes à 1h selon la procédure). La phase d’induction s’accompagne d’une phase d’excitation qui est un stress de faible niveau. La phase de réveil est également un moment critique. Selon la durée de l’anesthésie, l’animal peut voir sa température corporelle chuter. Il peut se déshydrater et perdre un peu de poids. Selon les modèles qui seront mis en œuvre, nous serons amenés à travailler sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) susceptibles d’entrainer stress, gêne respiratoire, difficulté de locomotion et / ou douleur. Les injections intraveineuses d’agents de contraste échographique (microbulles) pourront induire douleur locale et inflammation au niveau du site d’injection. Dans le cadre de suivis gestationnels, l’administration d’hormones (synchronisation de l’œstrus, facilitation de la mise bas) pourra se faire sur animal non anesthésié, sous contention, susceptible d’induire un stress. L’échographie néonatale, impose de séparer le nouveau-né de sa mère et du reste de la portée pour la durée de l’exploration échographique ce qui peut induire des comportements de rejet et / ou d’agressivité de la part de la mère à la réintroduction du nouveau-né dans la cage. L’anesthésie néonatale peut entrainer une dégradation des fonctions respiratoires et cardiaques, de l'hypothermie et une hypoglycémie.
Devenir
Tous les animaux adultes impliqués dans ce projet seront mis à mort à la fin de chaque projet de mise au point expérimentale échographique. Les animaux nés au cours des projets de suivi du développement embryonnaire et/ou mise au point d'injections et/ou prélèvements sous controle échographique et dont l'état général (santé et bien-être) le permettra seront proposés pour réutilisation aux chercheurs propriétaires des lignées en question et titulaires d'une autorisation de projet en cours de validité.
Remplacement
Pour certaines applications, mesure de dureté des tissus en particulier, nous pourrions avoir recours, pour les mises au point très préliminaires, à des objets mimant les tissus vivants (fantômes d’agarose) mais l’échographie est une modalité d’imagerie clinique et préclinique reposant sur les différences d’échogénicités entre les différents organes, fluides et tissus, in vivo, le recours aux animaux reste indispensable y compris dans notre démarche de mise au point expérimentale.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre moyen nécessaire et suffisant pour être en mesure d’évaluer la reproductibilité de nos mesures. Ce nombre sera ré-évalué pour chaque nouvelle fonction étudiée, en fonction des spécificités de chaque projet et sur la base de recherches bibliographiques. Afin de réduire le nombre global d’animaux mis en œuvre, les animaux dont l’état de santé et de bien-être général le permet seront, autant que possible, réutilisés lorsque la procédure pratiquée ne remet pas en cause le bien-être et / ou la survie des animaux. Ce sont par ailleurs les mêmes animaux qui seront suivis au cours du temps pour mise au point d’un protocole expérimental donné. Tous les résultats obtenus seront mis à disposition des équipes de recherche pour servir d’études pilotes aux projets de recherches qui s’appuiront sur ces nouvelles méthodes. Ils leur permettront de déterminer la taille de leurs lots d’essais par une approche statistique.
Raffinement
L'imagerie échographique permet d’explorer et mesurer les organes, la circulation et la perfusion sanguine sans douleur avec un stress minimal lié à l’induction de l’anesthésie (isolement et perte de connaissance). Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (à l'aide de grilles d’évaluation et de points limites adaptés à chaque modèle) sera strictement respecté et effectué quotidiennement en concertation avec les équipes de zootechnie. Pour ceux qui devront être transférés d’un établissement utilisateur à un autre, le transfert se fera par voie routière (15 à 30 minutes) dans le respect de la charte de transport établie par notre structure. Pour limiter le stress dû au transport les animaux seront transportés dans leur cage d’origine afin qu’ils conservent leurs repères olfactifs. Lors des explorations échographiques, les animaux seront maintenus sur un support d’imagerie chauffant pendant toute la durée de l’anesthésie générale. Dans le cas des nouveaux-nés, une attention particulière sera portée au maintien de l’environnement olfactif : 1/ pendant la procédure pour réduire le stress du nouveau-né et 2/ pendant la phase de réveil pour qu’il ne soit pas rejeté par sa mère après réintroduction dans la cage. Nous travaillerons sur des animaux ayant développé certaines pathologies (insuffisance cardiaque, infarctus, cancer etc.) mais dans le cadre de ce projet la phase la plus critique des mises au point expérimentales se situera dans les phases les plus précoces et ne devrait donc pas induire de nuisance particulière pour les animaux autres que celles en lien direct avec la méthode expérimentale. Si malgré tout nous devions voir apparaitre des signes de souffrances non soulagés par des traitements vétérinaires classiques (réhydratation parentérale, administration d’antidouleur de type morphiniques ou anti-inflammatoires non stéroïdiens), les animaux seraient mis à mort rapidement. Nous veillerons à limiter autant que possible le stress subi par les animaux en employant des méthodes de manipulation les plus adaptées (préhension sans contention, maintien de l'environnement olfactif pour les nouveaux nés). Tout stress causé aux animaux serait par ailleurs rédhibitoire pour prétendre mesurer des paramètres physiologiques tels que ceux caractérisant la fonction cardiaque. Certaines injections pourront se faire sur animal non anesthésié (injection d'hormones) mais la plupart seront faites sous anesthésie générale, durant la procédure d'échographie.
Choix des espèces
L'objectif de ce projet est de mettre au point et standardiser différentes procédures expérimentales d’échographie, d’échocardiographie et d’écho-élastographie ce qui ne peut se faire que chez l’animal vivant en l’absence de modèles in vitro appropriés. L'utilisation de rongeurs tels que la souris et le rat permet de reproduire les pathologies humaines telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers ou les maladies métaboliques ou encore le suivi du vieillissement. Le rat est plus particulièrement utilisé dans des applications de neurobiologie ou l’étude de la nécrose osseuse induite lors de radiothérapie du cerveau en particulier. Les rongeurs (souris et rats), grâce à leur courte durée de gestation (21 jours) sont également des modèles particulièrement adaptés pour mener des études de suivi de développement embryonnaire. L’échographie permet de détecter l’apparition de malformations éventuellement associées à certains génotypes et/ou observer le phénomène de résorption embryonnaire pouvant expliquer l’absence de certains génotypes à la mise bas (mortalité embryonnaire). Les animaux adultes seront âgés de 7 semaines minimum à réception dans nos zootechnies. Ils ne seront utilisés qu’après 5 à 7 jours de quarantaine. Les expériences seront majoritairement conduites chez de jeunes adultes de 8 à 12 semaines mais cet âge pourra varier en fonction de l’objet de l’étude (a minima après sevrage et jusqu’à 1 an). Une des procédures, qui nécessite la mise en œuvre de femelles gestantes. Ces femelles (souris et rates) seront mises en accouplement à partir de l’âge de 8 semaines. Les embryons pourront être objets de prélèvements et / ou injections guidées par échographie à tous les stades de développement donc y compris durant le dernier tiers de gestation. Les souriceaux et ratons issus de ces gestations pourront être imagés par échographie avant sevrage (de 1 à 21 jours).
Formation en échographie abdominale du rongeur
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Rats : 40
Jusqu'à huit anesthésies gazeuses d'une heure et demie par animal, des injections de cellules tumorales et une chirurgie : 920 souris et 40 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 580 d'entre eux et modéré pour 50, les 330 restants étant tués sans réveil. Rien de tout cela ne produit de connaissance, il s'agit d'apprendre à des personnels de recherche à manier l'échographe. Le porteur présente l'imagerie comme un moyen de réduire à terme le nombre d'animaux utilisés, et indique récupérer en priorité des souris d'élevage "de réforme" qui auraient été tuées de toute façon. La chirurgie infligée n'est décrite nulle part, ni sa nature ni son objet, et le résumé ne dit pas davantage ce qui est injecté lors des cinq injections annoncées.
Objectifs
L’imagerie est une méthode non douloureuse qui permet de détecter et caractériser les pahtologies. Elle permet de réduire le nombre d’animaux utilisés pour la recherche car elle permet un suivi non invasif de chaque animal en évitant les mises à mort à différents temps. C’est également une méthode qui parfois peut remplacer des méthodes invasives et douloureuses. L’échographie est une méthode d’imagerie in vivo non invasive et non irradiante qui nécessite une formation pratique pour pouvoir réaliser des acquisition et interpréter les images. Ce projet vise à former les personnels de recherche à l’utilisation de l’échographie du petit animal de manière autonome. Ceci permet d’augmenter le nombre de personnes capables de réaliser ces examens non-invasifs et de réduire à teme le nombre d'animaux utilisés dans les projets de recherche et de réduire la douleur pour certains actes.
Bénéfices attendus
Les personnes qui suivent cette formation sauront utiliser en pratique des échographes pour les projets de recherche utilisant les souris et les rats et les utiliser au mieux. A l'issue de la formation, elles auront appris à réaliser les gestes, prêter attention aux conditions expérimentales et exploiter au maximum les images acquises pour leurs projets de recherche. Ceci permet de contribuer à Réduire le nombre d’animaux grâce à l’imagerie dans les futurs projets et à améliorer les conditions d’expérimentation en évitant certains gestes invasifs grace à l'échographie.
Procédures
- les animaux pourront subir jusqu'à 8 anesthésie gazeuse d'une heure et demie. réparties sur 4 sessions. - pour la procédure 2, elles pourront subir en outre jusqu'à 5 injections de moins de 30 secondes, réparties sur 2 à 3 sessions. - pour la procédure 3, elles, pourront subir jusqu'à 3 injections de moins de 30 secondes et une chirurgie de moins de 40 minutes. 1 fois.
Impact sur les animaux
Tous les animaux subiront un stress léger de 10 minutes lié aux anesthésies gazeuses. Les animaux subiront un stress léger de 2 minutes lié à l’injection d’agent d’imagerie ou de médicament. Certains animaux subiront une douleur légère et de 2 minutes liée l’injection de cellules tumorales. Enfin des animaux subiront une douleur modérée de 30 minutes durant la chirurgie prévue.
Devenir
les animaux utilisés ne pourront pas être réhabilités et seront mis à mort.
Remplacement
La compréhension des images et l’explication du positionnement des objets dans l’image se fera d’abord sur des objets placés dans du gel échographique, avant de passer à l’animal. Il n’existe pas de fantôme de souris pour l’échographie, reproduisant les contrastes les textures, les mouvements (respiratoires et cardiaques) ou les flux permettant de se passer des animaux.
Réduction
Nous utilisons autant que possible les mêmes animaux plusieurs fois lors d'une session de formation Nous utiliserons autant que possible, des souris se portant bien mais qui auraient dû être mises à mort car issues d'élevage et non utilisées ou arrivées en fin de projet (souris témoins par exemple). Des souris seront commandées chez l'éleveur que s'il n'y a pas du tout ou pas suffisamment de souris de réforme.
Raffinement
Les échographies seront réalisées sous anesthésie gazeuse, les animaux placés sur une platine chauffante. Un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux des souris pendant l'anesthésie pour éviter toute lésion liée à un potentiel dessèchement de la cornée. La fréquence cardiaque et respiratoire et la température corporelle seront mesurées en permanence sur l’échographe. Un réchauffage additionnel est prévu par lampe infrarouge en cas de besoin. A la fin de l’examen, les animaux sont replacés dans leur cage d’origine elle-même placée sur un tapis chauffant. Pour les procédures douloureuses une analgésie adaptée sera employée. Une grille de score adaptée est utilisée et une analgésie est prévue en cas de douleurs modérées non-persistantes. En cas de douleurs persistantes l’animal sera mis à mort. Les animaux seront hébergés en groupe sociaux et disposeront d’un enrichissement adapté.
Choix des espèces
Cette formation est destinée aux personnes réalisant des examens sur les petits animaux, les deux modèles les plus répandus en échographie pré-clinique sont la souris et le Rat. Nous utiliserons des souris adultes de plus de 8 semaines, représentatives de l’anatomie des souris adultes observées en échographie Nous étudierons également des souris gestantes pour à des stades compris précoces (auxquels les embryons sont détectables sans ambiguïté) et tardifs (auxquels l’imagerie et la micro-injection guidées restent possibles). Nous utiliserons des Rats Adultes (12 semaines)
Évaluation de la sécurité préclinique des candidats médicaments chez les rongeurs et les non rongeurs
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
Rats : 3600
Chiens : 400
Cochons : 320
Macaques à longue queue : 960
4 320 souris, 3 600 rats, 960 macaques à longue queue, 400 chiens et 320 cochons vont être utilisés dans des études de toxicité de candidats médicaments, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. 9 240 d'entre eux sont tués pour l'examen anatomo-pathologique de leurs organes, environ 300 non-rongeurs réutilisés après avis vétérinaire et 60 proposés à l'adoption. Chaque animal reçoit le composé une fois ou de façon répétée pendant deux mois au plus, avec par exemple quinze prélèvements sanguins en un mois, des ponctions de moelle osseuse ou de liquide cérébrospinal sous anesthésie, et parfois la pose chirurgicale d'un implant vasculaire ou de télémétrie sous deux heures d'anesthésie générale. Le porteur écrit réaliser une cinquantaine d'études par an pour identifier tôt les candidats les plus prometteurs et concentrer les investissements, et affirme que les études sur animal vivant demeurent "indispensables" car aucun modèle alternatif ne reproduit la complexité d'un "organisme entier".
Objectifs
Objectifs du projet Le développement d'un médicament nécessite plusieurs années de Recherche et Développement avant sa mise sur le marché. Les études précliniques de sécurité, réalisées en amont des essais cliniques, sont indispensables pour évaluer l'innocuité des candidats médicaments conformément à la réglementation exigeant une évaluation sur deux espèces mammifères : un rongeur et un non-rongeur (hormis cas particulier où une seule espèce est pertinente, par exemple pour certains anticorps). GLOBALEMENT, TOUTES ESPECES CONFONDUES, UN TOTAL D'ENVIRON 50 ETUDES EST REALISE CHAQUE ANNEE. Objectif principal : Réaliser des études de sécurité préclinique exploratoires pour évaluer les potentiels effets indésirables des candidats médicaments en amont des études réglementaires. Finalités : -Définir les effets toxiques potentiels des candidats médicaments -Identifier précocement les candidat médicament les plus prometteurs -Caractériser la toxicocinétique du candidat médicament -Soutenir la prise de décision en optimisant le design des études réglementaires (ex : choix d'espèces, doses, organes cibles, profil de risque) Méthodologie : Suivi clinique et biologique des animaux après administration unique ou répétée du candidat par voies d'administration cliniquement pertinentes, incluant : -des prélèvements de fluides biologiques (par exemple, sang, urines, liquide cérébro-spinal), -des évaluations fonctionnelles optionnelles (par exemple, cardiovasculaire, neurologique, immunitaire), -une approche intégrée permettant la réduction du nombre d'études.
Bénéfices attendus
L'un des bénéfices de ce projet est d'améliorer la protection des volontaires sains et patients et d'optimiser le développement pharmaceutique grâce à l'identification précoce des risques et la compréhension du profil toxicologique avant les études réglementaires et essais cliniques. Cette approche permet de concentrer les investissements sur les candidats les plus prometteurs, conduisant à une réduction significative des échecs dans les phases ultérieures de développement et une amélioration globale de l'efficacité du processus. Le second bénéfice est de fournir des informations critiques pour optimiser le protocole, la qualité et la pertinence des études réglementaires, permettant une sélection éclairée des espèces, des doses et des paramètres à surveiller. Cela se traduit par une estimation préliminaire des marges de sécurité, offrant une première évaluation du rapport entre doses efficaces et doses toxiques. L'identification précoce des organes cibles permet la détection des systèmes biologiques potentiellement sensibles, tandis que la définition de biomarqueurs permet d'identifier des indicateurs biologiques clés pour le suivi ultérieur. Ce projet apporte une valeur ajoutée scientifique et stratégique en permettant l'exploration des mécanismes de toxicité et la compréhension précoce des effets indésirables. Il facilite la prise de décision grâce à des données préliminaires qui orientent les choix de développement. L'approche éthique est renforcée par l'optimisation du nombre d'animaux utilisés dans les phases ultérieures. La flexibilité inhérente au projet permet d'ajuster rapidement les stratégies de développement, améliorant l'efficacité globale du processus et la réactivité face aux nouvelles données. Le projet intègre systématiquement plusieurs méthodes alternatives en amont dans notre stratégie d'évaluation, comme la modélisation informatique et les cultures cellulaires, permettant l'élaboration de protocoles complets pour déterminer le mode d'action des candidats médicaments, tout en réduisant le nombre d'animaux utilisés. Le développement de nouvelles technologies comme l'analyse vidéo automatique et l'utilisation d'implants pour un monitoring continu ouvre de nouvelles perspectives (exemple : enregistrement et analyse en continu de paramètres cardiologiques sur animal vigile). Ces innovations permettront l'acquisition de nouveaux paramètres dans les études, alimentant des bases de données de référence comme celle des groupes contrôles.
Procédures
Les animaux vigiles seront concernés par l’administration unique ou répétée (quotidienne ou hebdomadaire) du candidat médicament, possibles par différentes voies (le plus souvent intra-veineuse ou orale), au cours de l’étude sur une durée maximale de 2 mois. Dans la majorité des études, les prélèvements réalisées sont des prélèvements de sang (ex : 15 prélèvements sur une durée d’un mois). Ils peuvent être complétés par des prélèvements d’autres fluides biologiques, associés à une contrainte légère de quelques minutes, qui seront nécessaires pour évaluer différents paramètres en début et fin d’étude ; leur fréquence et leur volume sont conformes aux recommandations éthiques en vigueur et sont réalisés sous anesthésie/analgésie (entre 15 et 30 minutes) quand ils sont invasifs (par exemple moëlle osseuse, liquide cérébrospinal). Des mesures comme par exemple, la température corporelle (avec puce électronique), le poids (2 fois par semaine) sont réalisées en fonction de l’objectif de l’étude. Plus rarement, une procédure chirurgicale pourra être pratiquée chez les non-rongeurs afin de mettre en place un implant vasculaire ou de télémétrie pour mesurer par exemple les ECG et la pression artérielle (durée d’intervention sous anesthésie générale-analgésie d’environ 2 heures).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables seront limités à une contrainte modérée. L’administration du composé lui-même peut provoquer une altération de l’état général se traduisant par exemple par une baisse d’activité, une perte de poids, des modifications de la température corporelle et du comportement. Les nuisances liées à la procédure (contention, administration, prélèvements de fluides ou tissus biologiques, etc.) se traduisent par un stress, une douleur de courte durée. Dans les rares cas où une chirurgie sera pratiquée, elle est susceptible d’entrainer dans les 48 heures post-opératoires une douleur légère, une baisse d’appétit et une légère baisse d’activité.
Devenir
Ce type d’étude nécessite le plus souvent une analyse anatomo-pathologique terminale pour évaluer les atteintes sur les organes et tissus, la quantification de l’exposition tissulaire du candidat médicament et/ou l’analyse de l’impact sur la cible. C’est seulement lorsque les objectifs de l’étude ne nécessitent pas cette analyse que certains animaux non-rongeurs pourront être ré-utilisés après approbation du vétérinaire. L’estimation de ce nombre d’animaux est d’environ 10-15%. Certains de ces animaux pourront être proposés à l’adoption via des associations et des structures d’accueil spécifiques et en accord avec les autorités compétentes.
Remplacement
Les études sur animal vivant demeurent indispensables car aucun modèle alternatif ne reproduit actuellement la complexité d'un organisme entier. Seul l'animal permet d'observer les interactions entre systèmes physiologiques (cardiovasculaire, nerveux, immunitaire, etc.) et les effets systémiques des candidats médicaments. Cette approche est essentielle pour détecter des toxicités résultant d'interactions complexes entre organes, de métabolisations successives ou d'effets cumulatifs impossibles à modéliser intégralement in vitro. Plusieurs méthodes alternatives sont systématiquement intégrées en amont dans notre stratégie d'évaluation : Modélisation in silico : algorithmes prédictifs anticipant les propriétés toxicologiques des molécules basées sur leur structure chimique et caractéristiques physico-chimiques. Cultures cellulaires avancées : cultures primaires ou lignées cellulaires spécifiques pour évaluer la cytotoxicité et les mécanismes d'action moléculaires. Organes sur puce (organ-on-chip) : dispositifs microfluidiques reproduisant partiellement la structure et fonction d'organes spécifiques (foie, cœur, rein, barrière hémato-encéphalique) pour étudier les effets organotypiques. Organoïdes : cultures tridimensionnelles mimant l'architecture tissulaire et certaines fonctions d'organes pour évaluer des toxicités spécifiques. Modèles ex vivo : tissus isolés pour étudier des effets localisés. Pour les produits biologiques (anticorps monoclonaux, protéines thérapeutiques, thérapies cellulaires et géniques), des défis supplémentaires existent : Spécificité d'espèce : nombreux produits biologiques présentant une spécificité d'espèce limitant le choix des modèles animaux pertinents. Tests de réactivité croisée : évaluation in vitro de la liaison croisée sur tissus humains et animaux pour sélectionner les espèces appropriées. Immunogénicité : réponses immunitaires indésirables difficilement modélisables in vitro. Modèles humanisés : animaux génétiquement modifiés exprimant les cibles humaines pour améliorer la prédictivité. Les approches alternatives sont systématiquement utilisées en amont pour : réaliser un premier criblage des candidats médicaments, éliminer précocement les composés présentant des signaux de toxicité évidents, orienter la conception des études in vivo en identifiant les organes potentiellement cibles, caractériser plus finement les mécanismes de toxicité observés in vivo.
Réduction
Le nombre d'animaux par groupe et le nombre de groupes sont définis sur des bases scientifiques (données bibliographiques et historiques, lignes directrices internationales et internes), et/ou avec l’apport des biostatistiques afin d'avoir un effectif minimum mais statistiquement exploitable pour pouvoir interpréter les éventuels effets adverses. Les tests statistiques utilisables sont dépendants des paramètres étudiés, et peuvent être par exemple, une analyse de variance ou un test de tendance. La mise en place d’études combinant l’acquisition et l’analyse de paramètres de sécurité, pharmacodynamie et pharmacocinétique permet de réduire le nombre d’animaux utilisés. De plus, l'utilisation d'animaux témoins n'est pas systématique et fait l'objet d'une réflexion approfondie en fonction des objectifs spécifiques de chaque étude. Par ailleurs, le recours à des bases de données contenant des données historiques d'animaux témoins se développe de plus en plus. Ces données constituent ce que l'on appelle des "groupes témoins virtuels" et permettent des comparaisons pertinentes sans nécessiter de nouveaux animaux témoins. Enfin, lorsque les objectifs d’étude le permettent et en accord avec le Vétérinaire clinicien, certains animaux peuvent être réutilisés, ce qui participe à diminuer le nombre total d’animaux utilisés. La réduction est aussi renforcée par l’absence d’utilisation d’animaux contrôle, palliée avec les données virtuelles de groupe contrôle.
Raffinement
Pour certains gestes techniques ou l'utilisation de dispositifs de contention, une phase de désensibilisation/d'habituation est systématiquement mise en place en amont de l'étude. Cette approche vise à réduire significativement le stress de l'animal. Chaque manipulation est associée à un renforcement positif sous forme de récompenses physiques (caresses, encouragements vocaux) et/ou alimentaires, en fonction de la compatibilité avec le protocole d'étude. Les interventions chirurgicales sont réalisées en condition maximale d’asepsie avec la mise en place d'une analgésie multimodale pour assurer le confort de l'animal. Un suivi clinique quotidien permet une détection précoce de tout signe de douleur, d'inconfort ou de détresse. Des critères d'arrêt anticipés, su pervisés conjointement par le Directeur d'étude et le Vétérinaire clinicien, sont établis pour garantir que les animaux ne subissent pas de contrainte supérieure à un niveau modéré. Pour l’ensemble des espèces, l'environnement des animaux est enrichi par la diffusion d'un fond sonore adapté dans les zones d'hébergement et les aires de jeux (si applicable). Pour améliorer la surveillance, des systèmes de vidéosurveillance dédiés sont utilisés pour les chiens, les miniporcs ou les rongeurs (cages digitales). En complément de leur alimentation quotidienne, les primates non humains reçoivent des enrichissements alimentaires distribués individuellement à la main, dès leur arrivée afin de favoriser l'établissement d'une relation de confiance entre l'animal et l'expérimentateur. Pour certaines études, la surveillance des rongeurs est renforcée par l’utilisation de cages équipées de caméras. Afin de minimiser le stress lors des manipulations et à améliorer leur bien-être, les souris sont délicatement prises en coupe dans les mains. Pour les rats en particulier, des séances de « chatouilles » mimant le jeu social naturel des rongeurs sont régulièrement pratiquées avant et pendant l'étude.
Choix des espèces
Le choix de l’espèce est défini par : -Les lignes directrices internationales définissant que les études de Toxicologie Générale doivent être conduites à la fois chez le rongeur (rat, souris, génétiquement modifiés ou non) et chez le non rongeur (chien, mini-porc ou primate non humain) -Les données scientifiques telles que la cible thérapeutique visée, le véhicule envisagé et les données disponibles (pharmacocinétique, métabolisme et de toxicologie). L’espèce utilisée doit être pertinente et est essentiellement fonction de la similitude du profil métabolique et des effets biologiques attendus chez l’Homme, afin de permettre l’extrapolation des données acquises à l’espèce humaine. Le choix de l’espèce non rongeur peut dépendre également de la modalité thérapeutique. Dans certain cas particulier (par exemple pour les anticorps), une seule espèce peut être pertinente. Les animaux utilisés sont des animaux sevrés, juvéniles ou adultes, pour répondre aux exigences de la réglementation internationale et aux spécificités découlant des différents programmes de recherche.
Formation niveau personnels assurant les soins aux animaux
- Formation professionnelle
Rats : 100
Réformés parce que trop âgés et déjà destinés à la mise à mort, 100 souris et 100 rats vont être utilisés pour apprendre à des stagiaires les gestes de contention, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chaque animal est saisi par des opérateurs en apprentissage, une à deux minutes par geste, cinq fois au maximum. Le porteur affirme qu'aucun modèle inerte ne reproduit l'apprentissage de la contention sur animal vigile, et qu'il utilise en amont des vidéos pédagogiques pour remplacer une partie des manipulations. Les mêmes individus sont ensuite tués et disséqués pour les travaux pratiques d'anatomie, une double utilisation que le porteur compte au titre de la réduction du nombre d'animaux.
Objectifs
L’objectif du projet est de permettre l’acquisition des compétences pratiques nécessaires au personnel travaillant avec des animaux de laboratoire, conformément aux exigences réglementaires en matière de bien-être animal et de formation des personnels. Le projet vise à former les personnes à la manipulation des rongeurs de laboratoire dans des conditions garantissant la sécurité et le respect du bien-être animal, et leur permettra de maîtriser des gestes techniques de base. De plus, les stagiaires développeront des compétences en anatomie des rongeurs des laboratoires, leur permettant d’adopter des gestes sûrs sur l'animal.
Bénéfices attendus
Les apprenants pourront reconnaître les signes comportementaux de stress et assurer une contention efficace sans induire de douleur ni de peur pour l'animal. Ceci permettra de réduire les incidents lors des manipulations, et assurera une meilleure conformité aux exigences réglementaires et éthiques relatives à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. La dissection réalisée permettra aux stagiaires de développer une vision globale de l’animal en tant qu’être vivant, et d'avoir des repères anatomiques claires lors des contentions, ce qui renforce la sensibilité au bien-être animal.
Procédures
Les animaux ne subiront qu'une contention légère. Le geste de contention par animal sera de 1 à 2 minutes. L'animal ne subira pas plus de 5 contentions.
Impact sur les animaux
Les nuisances consistent en un stress léger et transitoire lié à la contention et à la manipulation par des opérateurs en apprentissage.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort après les manipulations de contention, parce que ces mêmes animaux serviront pour les travaux pratiques d'anatomie.
Remplacement
Aucun modèle inerte ne permet à ce jour de reproduire de manière réaliste l'apprentissage de la contention sur animal vigile ainsi que de l'anatomie. Des supports alternatifs (vidéos pédagogiques, démonstrations filmées) sont toutefois utilisés en amont pour familiariser les stagiaires avec les gestes et remplacer ainsi certaines manipulations sur animaux vivants. Le recours à l’animal n’intervient qu’en dernière étape du cursus, lorsque la maîtrise théorique et la préparation technique sont acquises.
Réduction
Le nombre d’animaux est minimisé en travaillant par binôme et en permettant à chaque animal d’être manipulé par plusieurs stagiaires. Par an, 8 lots de 5 animaux (1 lot par formation de 10 personnes). Au total, sur 5 ans, 200 animaux seront utilisés : 50 rats femelles, 50 rats mâles, 50 souris femelles et 50 souris mâles. De plus, les animaux seront des animaux de réforme, ce qui évite l’élevage spécifique d’animaux à des fins de formation. Enfin, ce sont les mêmes animaux qui sont utilisés dans l'apprentissage des gestes de contention qui seront utilisés pour les travaux pratiques d'anatomie.
Raffinement
Les stagiaires sont encadrés en permanence par des formateurs expérimentés, ce qui garantit la qualité et la douceur des gestes de contention. Les animaux sont manipulés dans un environnement calme, et ceci afin de réduire les réactions de stress. Chaque contention sera de courte durée (1 à 2 minutes), La méthode de contention sera modulée selon la réactivité et le niveau de docilité de l’animal. Des périodes de repos de 15 à 20 minutes seront respectées entre deux manipulations d'un même animal.
Choix des espèces
Les espèces choisies correspondent aux espèces manipulées et utilisées dans l'établissement. Les animaux utilisés sont des adultes destinés à la mise à mort due à leur âge.
Diplôme Universitaire de microchirurgie (approche expérimentale chez le rat)
- Enseignement supérieur
- Formation professionnelle
Former une centaine de chirurgiens à la microchirurgie en cinq années suppose ici un rat par participant et par séance. 990 rats vont être utilisés, opérés sous anesthésie générale et tués avant tout réveil. Chaque animal subit environ trois heures d'interventions successives selon la dextérité des apprenants, sutures des deux carotides, de l'aorte et des vaisseaux fémoraux, greffe rénale, greffon jugulaire. Le porteur affirme qu'il est "indispensable" de travailler sur des vaisseaux au sang circulant, la première séance se déroulant sur des nouilles de shirataki avant le passage aux rats, et rattache l'ensemble à un diplôme universitaire délivré à des internes et des vétérinaires.
Objectifs
La microchirurgie est une discipline chirurgicale qui permet de réparer, de remplacer, de greffer des nerfs ou des vaisseaux et qui permet de disséquer des tumeurs cérébrales sans hémorragie dans un cerveau ou une moelle épinière. Son exercice n’est accessible qu’à un chirurgien rompu aux différentes techniques microchirurgicales, et dont la pratique est quotidienne. Tous les chirurgiens des centres SOS mains notamment en France exercent cette spécialité. Tous les Neurochirurgiens sont formés à la microchirurgie, comme la plupart des chirurgiens qualifiés en chirurgie plastique et reconstructrice. Cette compétence s’acquiert par ce Diplôme Universitaire de microchirurgie dans le cadre de la formation initiale du chirurgien. Le Diplôme Universitaire de microchirugie s'adresse à des chirurgiens en formation (vétérinaires ou internes des service de chirurgie) et permet à ceux-ci d'acquérir la technique , les compétences et le diplôme nécessaire pour pratiquer la chirurgie réparatrice des microvaisseaux. Pour acquérir ces gestes, il est indispensable de travailler sur des vaisseaux avec du sang circulant pour pouvoir apprendre à réparer ces veines et artères de manière à ce que celles ci soient à nouveau opérationnelles sans hémorragie et sans thrombose, une 1ère approche validée chez l'animal est donc indispensable avant l'application de ces techniques sur des patients. Une centaine de chirurgiens pourront ainsi être formés durant ces 5 années.
Bénéfices attendus
Le Diplôme Universitaire de microchirugie s'adresse à des chirurgiens en formation (vétérinaires ou internes des service de chirugie) et permet à ceux-ci d'acquérir la technique , les compétences et le diplôme nécessaire pour pratiquer la chirurgie réparatrice des microvaisseaux chez l'Homme. Une centaine de chirurgiens pourront ainsi être formés durant ces 5 années.
Procédures
Les animaux subiront une procédure chirugicale sans réveil sous anesthésie générale et analgésie. Les rats seront préanesthésiés par un anesthésique volatile dans une cage d'endormissement puis anesthésiés par injection. Une injection d'un analgésique sera réalisée simultanément. Le niveau d'anesthésie sera évalué tout au long du protocole par surveillance visuelle du rythme respiratoire et par stimuli mécaniques. En cas, de signe de réveil, l'animal se verra injecter une 1/2 dose d'anesthésiant. A la fin des procédures, les rats seront mis à mort par injection. Les interventions seron t: Dissection et exposition des différents vaissaux, Suture des 2 carotides, Suture carotide et aorte, Suture veine et artère fémorales et aorte, Greffe rénale, Suture carotide et greffe rénale, Suture carotide et greffon jugulaire sous rénale, Suture carotide, aorte, artère et veine rénale. L'ensemble des interventions aura une durée d'environ 3h selon la dextérité des apprenants.
Impact sur les animaux
Les animaux subiront le stress de leur manipulation jusqu'à la chambre d'induction d'anesthésie gazeuse. Une fois endormis, l'ensemble des procédures seront sans réveil et effectuées sous anesthésie générale et analgésie adaptée.
Devenir
L'ensemble des animaux utilisés seront mis à mort, les procédures chirurgicale lourdes ne permettent pas le reveil des animaux.
Remplacement
Pour acquérir ces gestes, il est indispensable de travailler sur des vaisseaux avec du sang circulant pour pouvoir apprendre à réparer ces veines et artères de manière à ce que celles ci soient à nouveau opérationnelles (pas d'hémorragie et sang circulant) . L'utilisation d'animaux vivants est donc indispensable.
Réduction
Le nombre d'animaux est réduit à son minimum (1 rat par séance par participant). Plusieurs vaisseaux seront utilisés sur le même animal permettant également d'en réduire le nombre.
Raffinement
La formation concerne des chirurgiens (vétérinaires ou internes des services de chirurgie) et débutera par 5 séances théoriques portant sur la microchirurgie (matériel, méthodes), l'anatomie du rat et sur l'expérimentation animale en insistant sur les parties réglementation, bien être animal et règle des 3 R. La première séance pratique se déroulera entièrement sur du matériel inerte (nouilles chinoises "shirataki") afin d'assimiler puis de valider les gestes techniques avant d'appliquer ceux-ci sur les animaux. L'ensemble des séances suivantes débutera par du travail sur matériel inerte sur lequel le geste technique devra systématiquement être validé par le responsable de séance avant de passer sur l'animal. Les rats seront préanesthésiés par un anesthésique volatile dans une cage d'endormissement puis anesthésiés par injection. Une injection d'un analgésique sera réalisée simultanément. Le niveau d'anesthésie sera évalué tout au long du protocole par surveillance visuelle du rythme respiratoire et par stimuli mécaniques. En cas, de signe de réveil, l'animal se verra injecter une 1/2 dose d'anesthésiant.
Choix des espèces
L'espèce choisie possède des vaisseaux d'un diamètre correspondant à ceux rencontrés en microchirurgie humaine ou vétérinaire. Le rat est donc parfaitement adapté à l'apprentissage de ces techniques. Les rats utilisés seront des jeunes adultes (environ 250/300g), de taille suffisante pour que leur vaisseaux soient comparables à ceux rencontrés lors d'activités de microchirurgie humaine ou vétérinaire.
Evaluation de l’activité de traitements antitumoraux sur des xénogreffes de tumeurs humaines implantées chez la souris
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Cancers
25 000 souris immunodéficientes vont être utilisées dans 125 études, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit sous la peau un fragment de tumeur humaine, une puce électronique ou un marquage aux oreilles, des administrations de médicament jusqu'à deux fois par jour et jusqu'à seize prélèvements sanguins. Le porteur annonce des pertes de poids, des diarrhées, des douleurs postopératoires et des risques d'infection, et précise que les souris chez lesquelles la greffe n'a pas pris sont tuées elles aussi, au motif des nuisances déjà subies. Ces essais alimentent des dossiers d'autorisation de mise sur le marché, le projet étant par ailleurs déclaré au titre de la formation professionnelle.
Objectifs
Le but de ce projet est de tester l’efficacité de nouveaux traitements contre le cancer sur des modèles de tumeurs humaines implantées chez la souris. Ces modèles, appelés xénogreffes dérivées de patients (PDX), permettent de reproduire au mieux les caractéristiques des tumeurs humaines, comme leur morphologie, leurs mutations et leur comportement biologique. Grâce à cela, ils offrent un moyen fiable d’évaluer l’action de nouveaux médicaments avant qu’ils ne soient testés chez l’Homme. Notre collection de modèles PDX couvre la majorité des cancers solides (par exemple : sein, poumon, côlon, foie, rein, peau, pancréas, ovaire, vessie, cerveau ou prostate) et reflète la diversité des patients. Chaque modèle est soigneusement étudié afin de mieux comprendre ses particularités et de relier ces informations à la réponse observée aux différents traitements anticancéreux. Les 125 études prévues dans ce projet sont réalisées à un stade avancé du développement des médicaments, elles permettent d’obtenir des résultats fiables sur les traitements les plus prometteurs pour un type de tumeur ou mutation donnée. Elles peuvent également permettre d’étudier les mécanismes d’action des médicaments dans l’organisme. Elles sont nécessaires pour constituer un dossier d’Autorisation de Mise sur le Marché (AMM) des médicaments.
Bénéfices attendus
Chaque année, dans le monde, près de 20 millions de personnes sont diagnostiquées atteintes d’un cancer (tous types confondus) dont plus de 400 000 en France, et on recense plus de 10 millions de décès (1/6) dont plus de 150 000 en France. Le nombre de personnes atteintes d’un cancer est en constante évolution, mais les progrès en terme de développement de traitements depuis 25 ans ont permis d’observer une diminution de la mortalité. La recherche de nouvelles solutions thérapeutiques est essentielle pour espérer diminuer la mortalité due au cancer, ainsi que limiter les effets indésirables pour les cancers avec des taux de guérison les plus élevés. Dans ce contexte, ce projet vise à identifier de nouveaux traitements efficaces contre différents types de cancers, à partir de modèles de tumeurs humaines implantées chez la souris (modèles de PDX). En testant des médicaments présélectionnés lors d’analyses préalables (modélisations informatiques, in vitro), nous pourrons définir les médicaments qui ont un effet anticancéreux prometteur, ainsi que définir les doses et les associations thérapeutiques les plus adaptées. Grâce à la diversité et à la caractérisation approfondie de notre collection de modèles PDX, nous pourrons également mieux comprendre pourquoi certains traitements fonctionnent mieux sur certaines tumeurs ou chez certains patients. À terme, ces travaux devraient permettre de proposer de nouvelles options thérapeutiques aux patients pour lesquels les traitements actuels sont inefficaces ou inexistants, améliorer l’efficacité des traitements disponibles et réduire les effets secondaires associés aux thérapies anticancéreuses actuelles. Ainsi, ce projet participera à réduire la mortalité due aux cancers.
Procédures
Greffe : implantation d’un fragment tumoral sous la peau. Le temps de chirurgie n’excèdera pas 10 minutes. Identification : des puces électroniques sont implantées en sous cutané au moment de la chirurgie ou un marquage aux oreilles est réalisé. Surveillance des animaux : observation quotidienne du comportement par déplacement et/ou ouverture des cages d’hébergement. Administration de médicament : préhension des animaux à une fréquence dépendant du schéma de traitement : biquotidienne ou moins. La durée de préhension n’excèdera pas 1 minute. Prélèvement de sang : préhension des animaux à une fréquence dépendant des besoins en prélèvements, 16 prélèvements seront effectués maximum par animal. La durée de préhension n’excèdera pas 2 minutes.
Impact sur les animaux
Stress dû à l‘administration de molécules: nuisance transitoire de classe légère ; Douleurs post-opératoires: nuisance transitoire de classe modérée ; Risque d’infection: nuisance transitoire de classe modérée ; Perte de poids (cachexie, anorexie ou perte d’appétit): nuisance transitoire de classe modérée ; Diarrhées: nuisance transitoire de classe modérée.
Devenir
Les animaux pour lesquels les tumeurs se seront développées seront euthanasiés pour réaliser les analyses associées (biologiques, histologiques). Les animaux n’ayant pas développé de tumeur malgré la greffe d’un fragment tumoral seront euthanasiés compte tenu des nuisances occasionnées.
Remplacement
Le développement de nouveaux traitements permettant de lutter contre le cancer nécessite la réalisation de tests précliniques afin de valider leur efficacité sur la croissance tumorale, avant une application chez l’Homme. Il existe des méthodes alternatives et préalables à la réalisation de tests sur les animaux (prédictions informatiques, in vitro …), permettant de tester rapidement un grand nombre de molécules, et de sélectionner celles qui semblent le plus efficace. Cependant, ces méthodes réalisées en dehors du cadre d’un organisme vivant n’offrent pas la possibilité de lier les effets des traitements avec la complexité de l’organisme, par exemple elles ne prennent pas en compte l’effet de la circulation sanguine ou le rôle du foie dans la transformation et la distribution des médicaments. Cela limite la possibilité de prévoir comment un traitement agira réellement dans le corps d’un patient. C’est pourquoi, une fois les tests préliminaires terminés, et les molécules les plus prometteuses identifiées, il est nécessaire de poursuivre leur évaluation chez l’animal. Ces études sont réalisées sur un nombre d’animaux permettant d’obtenir des résultats fiables sur l’effet antitumoral des molécules testées. C’est une étape nécessaire pour constituer un dossier d’Autorisation de Mise sur le Marché des médicaments.
Réduction
Ce projet utilise le nombre d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats fiables lors des étapes avancées d’évaluation des traitements. Les expériences sont réalisées sur des groupes de souris suffisants pour réaliser les tests statistiques adéquats et valider l’effet des médicaments testés avant des essais cliniques chez l’Homme. La croissance des tumeurs est mesurée de manière standardisée pour savoir si le traitement fonctionne : s’il stabilise ou diminue le volume de la tumeur. De plus, les animaux dont les tumeurs ne se développent pas sont utilisés pour la formation en vue de l’acquisition, de l’entretien et de l’amélioration des compétences professionnelles du personnel, ce qui permet de limiter encore l’usage d’animaux supplémentaires. La phase de formation est intégrée dans ce projet.
Raffinement
Pour prévenir l’hypothermie durant l’acte chirurgical, les animaux seront placés sur un tapis chauffant. Pour la prévention de la douleur et la souffrance lors de l’acte chirurgical et lors de prélèvements invasifs, les animaux recevront une anesthésie générale. Les produits d’anesthésie générale proposés sont suffisants pour obtenir un effet anti-douleur en plus de l’effet anesthésique profond pour le temps et le type d’intervention réalisée. Un point de compression sera réalisé sur le site de prélèvement pour éviter l’hémorragie. Si une perte de poids est observée, un supplément nutritionnel sera proposé à l’animal. Pour les soins, si une lésion ou une sécheresse sont observées au niveau de la sphère oculaire, une solution nettoyante et/ou protectrice sera appliquée. Si une lésion cutanée est observée, une solution antiseptique sera appliquée. En cas d’infection, des analyses bactériologiques et/ou virologiques pourront être effectuées pour instaurer une thérapie adéquate et l’animal pourra être isolé pour lui permettre de se rétablir sans la présence de ses congénères. Dans ce cas, divers matériaux ajoutés pour atténuer l’effet d’isolement et permettre la création d’un cocon. Après l’administration de molécules, l’animal sera observé pour détecter tout comportement inattendu. Aussi, un point de compression sera réalisé au site d’administration si nécessaire. Si ces points de raffinement ne sont pas suffisants, les mesures associées aux points limites de ce projet seront appliquées.
Choix des espèces
Nous utilisons des souches murines immunodéficientes qui sont classiquement utilisées pour des greffes de fragments tumoraux issus de tumeurs humaines et dans le cadre d'évaluations pharmacologiques. Les souris présentant un système immunitaire résiduel qui se développe avec l'âge et qui peut réduire le taux de prise de greffe, nous utiliserons des animaux en fin de période d'acclimatation, âgés entre 5 et 13 semaines afin d'homogénéiser les conditions de croissance entre les différentes études.
Induction d’un syndrome métabolique (obésité, diabète, stéatose hépatique non alcoolique, …) par un régime riche en graisse et/ou en sucre chez des rongeurs (souris, rats, hamsters)
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Rats : 2000
Hamsters dorés : 2050
18 000 souris, 2 000 rats et 2 050 hamsters dorés vont recevoir pendant jusqu'à soixante semaines une nourriture riche en graisses et en sucres, et une eau sucrée, afin de développer obésité, diabète, dyslipidémie et stéatose hépatique. Les procédures relèvent d'un niveau de souffrance modéré, avec jusqu'à 240 piqûres de la veine caudale par animal pour mesurer la glycémie, et le porteur reconnaît que la maladie induite peut aller jusqu'à la fibrose, la cirrhose ou un cancer du foie. La majorité de ces 22 050 rongeurs part ensuite vers le laboratoire d'un client qui les utilisera dans son propre projet, les cinquante hamsters servant à entraîner le personnel au prélèvement sanguin étant, eux, tués. Rendre malades des rongeurs par lots pour les livrer comme modèles d'évaluation de médicaments : le porteur compte ce travail parmi les bénéfices pour l'animal, au titre de "l'amélioration des connaissances scientifiques pour l'espèce utilisée".
Objectifs
A l’échelle mondiale, les maladies liées au surpoids représentent une part non négligeable des décès estimé à plus de 1,2 million par an. En 2016, 650 millions d’adultes étaient obèses, soit 3 fois plus qu’en 1975. En 2021, le diabète affecte plus de 537 millions de personnes. La dyslipidémie et la NASH (stéatose hépatique non- alcoolique) sont provoqués par le diabète et l’obésité. La dyslipidémie touche quelques milliers de patients chaque année en France et la société nationale française de gastro-entérologie considère qu’un quart de la population française est touché par la NASH. Par l'alimentation de rongeurs avec un régime riche en lipides et glucides, il est possible d'induire ces phénotypes spécifiques : obésité, dyslipidémie, diabète et NASH. Ces rongeurs avec syndromes métaboliques seront utilisés chez nos clients pour évaluer les effets de médicaments.
Bénéfices attendus
Ce projet aura des bénéfices pour l’homme. Ce projet pourra amener à long terme des solutions thérapeutiques pour traiter les syndromes métaboliques du surpoids et du diabète. Ce projet permettra de générer des données scientifiques robustes chez l'animal pour pouvoir passer ultérieurement aux premières administrations chez l'homme, étape indispensable dans le processus de développement et de mise sur le marché de nouvelles molécules. Pour l’animal, les bénéfices attendus sont principalement une amélioration des connaissances scientifiques pour l’espèce utilisée grâce au développement de méthodes de raffinement de plus en plus adaptées et à la sélection de l’espèce la plus adéquate pour répondre aux objectifs scientifiques attendus.
Procédures
Les animaux auront à disposition un aliment standard et/ou un aliment riche en gras et/ou en sucre et une eau standard et/ou une eau additionnée de sucre, pendant 60 semaines maximum. Des prélèvements sanguins pour mesurer la glycémie pourront être faits, et consisteront en un prélèvement d'une goutte de sang au niveau de la veine caudale, avec ou sans mise à jeun (mise à jeun de 4 à 6 heures maximum), sur les animaux en aigue (maximum 2 mesures par jour par animal, avec 3 jours de récupération entre 2 séries de mesures, ce qui fait 240 prélèvements sur toute la durée du protocole) ou en chronique (une mesure par animal par semaine, ce qui fait 60 prélèvements sur toute la durée du protocole). La durée du prélèvement ne dépassera pas 1 minute.
Impact sur les animaux
Au fil de la prise alimentaire riche en gras et/ou sucres et d’un abreuvement standard ou riche en sucre, les animaux pourront exprimés des signes cliniques plus ou moins modérés. Les animaux vont développer une obésité et des syndromes métaboliques tels diabète, dyslipidémie, insulino-résistance, NASH pouvant aller jusqu’à une fibrose, une cirrhose ou un cancer du foie à long terme (après la phase préparatoire). Le prélèvement sanguin peut induire un léger stress transitoire et une légère douleur.
Devenir
La majorité des animaux sont expédiés à un laboratoire de recherche pour une utilisation dans son projet de recherche. Les animaux qui auront servi à l’entrainement au prélèvement sanguin seront mis à mort, ne pouvant être utilisés dans une autre procédure.
Remplacement
L’induction de modification métabolique chez l’animal fait intervenir plusieurs types cellulaires produisant des facteurs tendant à moduler ou amplifier la réponse. Toute cette cascade d’événement faisant intervenir des facteurs autocrines, paracrines ou exocrines aussi variés que complexes ne permet pas une étude significative et déterminante in vitro. Par ailleurs, l'objet de cette étude est d'évaluer l'impact sur une fonction vitale de l'organisme, ce qui ne peut être fait que sur un organisme vivant.
Réduction
Nous réalisons ce protocole alimentaire pour proposer un modèle animal pertinent avec un nombre minimal et suffisant d’animaux pour atteindre l'objectif scientifique. Le nombre d’animaux pour chaque espèce est estimé selon un prévisionnel de demandes basé sur les années précédentes. Les animaux dédiés à l’entraînement ne concernent que les hamsters, car la maîtrise du prélèvement sur la veine saphène nécessite une phase d’apprentissage préalable avant toute manipulation sur les animaux du protocole.Un nombre de 5 hamsters pourra être utilisé pour l’entrainement des personnes au prélèvement à la veine saphène avant chaque lot. Avec 2 lots par an, il sera utilisé 50 hamsters sur les 5 ans.
Raffinement
Une surveillance des animaux est faite quotidiennement pour déceler tout signe clinique anormal et atteinte des points limites tout au long de cette phase préparatoire. En cas d'anomalie clinique observée sur un animal, une grille de scoring général sera utilisée afin de déterminer l'atteinte de points limites et de décider du devenir de l'animal. Enfin, les contentions et prélèvements seront réalisés par un personnel formé et expérimenté.
Choix des espèces
Les souris, rats et hamsters sont des espèces animales les plus pertinentes et les plus couramment utilisées pour évaluer les effets bénéfiques d'un produit sur les maladies métaboliques liés au surpoids car elles développent naturellement ce type de pathologie ayant une affinité à la nourriture grasse et sucrée similaire à l’Homme. Pour les hamsters syriens dorés, ils ont un métabolisme des lipoprotéines imitant la dyslipidémie humaine car il exprime la protéine de transfert des esters de cholestérol (CETP). Les animaux pourront commencer le régime alimentaire à partir de l’âge de 4 semaines (âge minimum). À cet âge, le métabolisme est encore en développement, ce qui permet une meilleure induction de l’obésité par le régime enrichi en graisses et/ou en sucre. De plus, une mise en place précoce du régime permet une meilleure standardisation entre les individus et augmente la robustesse du modèle.
Protection des lésions d’ischémie-reperfusion hépatiques par modulation du métabolisme lipidique chez la souris
- Formation professionnelle
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Nourries pendant quatre mois d'un régime riche en sucres et en graisses jusqu'à devenir obèses, une partie des 664 souris de ce projet passe ensuite sur la table d'opération pour un arrêt puis une reprise de la circulation sanguine dans le foie, sous anesthésie, pendant quatre-vingt-dix minutes. Toutes subissent trois à quatre prélèvements sanguins, certaines reçoivent deux administrations de molécules agissant sur les lipides, et les procédures relèvent d'un niveau de souffrance modéré. L'enjeu déclaré est de rendre greffables des foies stéatosiques aujourd'hui écartés, et le projet sert aussi à la formation professionnelle. Toutes les souris sont tuées, le porteur précisant que les prélèvements d'organes prévus sont "incompatibles avec le maintien en vie des animaux".
Objectifs
La transplantation est aujourd’hui une solution reconnue pour soigner des patients lorsqu'un organe ne fonctionne plus. Mais il y a un manque d'organes de qualité à greffer. Les médecins doivent donc parfois utiliser des organes dits "marginaux", provenant de personnes âgées ou ayant eu certains problèmes de santé comme l’obésité ou le diabète. Ces organes sont plus fragiles et réagissent mal à un phénomène appelé ischémie-reperfusion, inévitable en transplantation. Il correspond à l’arrêt temporaire de la circulation du sang dans l’organe, puis à son retour. Cela provoque des lésions qui abîment fortement l’organe et peuvent compromettre la réussite de la greffe. Les organes dits marginaux, comme les foies avec stéatose, sont encore plus sensibles à ces lésions d’ischémie reperfusion, d’où la nécessité d’évaluer des molécules pour les protéger et pouvoir les utiliser en transplantation. Des recherches récentes ont montré une altération précoce du métabolisme des lipides après une ischémie dans le foie avec apparition de lipides toxiques. Le but de notre projet est de déterminer si l'ischémie du foie sain ou avec stéatose conduit aussi à l'apparition de lipides dits toxiques et s'il est possible de limiter les lésions du foie après ischémie reperfusion en utilisant des molécules qui agissent sur les lipides toxiques.
Bénéfices attendus
A court terme, cette étude permettra de mieux comprendre les modulations précoces du métabolisme lipidique après ischémie sur foies sains et stéatosiques et leurs implications dans la genèse des lésions hépatiques. A long terme, ce projet vise à réhabiliter des greffons stéatosiques aujourd’hui récusés pour la transplantation en mettant au point des stratégies thérapeutiques limitant la production d’espèces lipotoxiques, dont le nombre va croitre massivement dans les années à venir en raison de la pandémie d’obésité, et ainsi répondre à la pénurie de greffons que subit aujourd’hui la France.
Procédures
Certains animaux suivront un régime riche en sucres et graisses pendant 4 mois pour provoquer une stéatose hépatique. Tous les animaux subiront 3 à 4 prélèvements de sang (durée de moins de 5 minutes) faits sous anesthésie pour mesurer différents paramètres biologiques et une chirurgie pour réaliser l'ischémie-reperfusion du foie (durée de 90 minutes) sous anesthésie également. Les prélèvements de sang seront espacés d'un minimum de 20 heures. Parmi la totalité des souris, une partie n’aura aucune administration de molécules et d’autres souris auront 2 administrations de molécules agissant sur le métabolisme lipidique (durée de moins de 5 minutes). Les 2 administrations seront espacées au moins de 90 minutes.
Impact sur les animaux
Les animaux suivront un régime riche en sucres et graisses pendant 4 mois. Ce régime conduira à la prise de poids progressive des animaux tout au long du régime jusqu’à atteindre une obésité. Les prélèvements sanguin (acte
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort. Des prélèvements d’organes, incompatibles avec le maintien en vie des animaux, seront réalisés afin d’effectuer des analyses biochimiques, moléculaires et histologiques.
Remplacement
A ce jour, il existe des modèles de foie in silico ou in vitro, cependant ces modèles sont très limités et ne permettent pas de reproduire la complexité cellulaire du foie, le métabolisme des lipides et les lésions d’ischémie reperfusion. De plus, les modèles de perfusion de foies ex vivo ne nous permettent pas non plus d’étudier le remodelage du lipidome hépatique et plasmatique.
Réduction
Le nombre d'animaux requis par condition expérimentale pour obtenir des résultats fiables malgré la variabilité du vivant a été calculé à l'aide d'un outil statistique. Le projet sera fait en plusieurs étapes ; le résultat de certaines étapes conditionnera la réalisation d'étapes ultérieures, ainsi le nombre d'animaux indiqué est un maximum. Les organes prélevés seront placés dans une banque d'organes pour être mutualisés avec d'autres projets.
Raffinement
Les animaux feront l’objet d’un suivi quotidien de leur état de santé (grille de suivi individuel), les conditions d’élevage et d’hébergement seront optimisées (enrichissement du milieu, hébergement en groupe). La répartition sera de 3 à 5 souris par cage. Des points limites gradés avec un arbre décisionnel et des critères d’arrêt de la souffrance seront mis en place à chaque étape de la procédure en pré-, per- et post- opératoire. Les prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie générale. Toutes les procédures chirurgicales seront réalisées en asepsie, sous anesthésie générale, avec un maintien de la température corporelle.
Choix des espèces
Le choix porté sur la souris repose sur les critères principaux suivants : 1) Le modèle d’ischémie-reperfusion chez la souris reflète les lésions physiopathologiques observées chez l’homme. Ce modèle est utilisé dans la littérature pour répondre à des questions pathologiques humaines. 2) Le modèle de régime obésogène chez la souris, qui mime une obésité environnementale chez l’homme, est validé et adapté pour répondre aux objectifs du projet. 3) La disponibilité chez cette espèce de l’ensemble des outils d’études biologiques déjà présents au laboratoire. 4) La souche de souris sélectionnée offre moins de variabilité dans la réponse au régime occidental que d'autres souches de souris et développe moins de shunt porto-systémique comme mis en évidence dans notre précédente saisine